Name: Uma perspectiva técnica em Modern Tree-anel Research - Como superar dendroecologia e Madeira anatômicas Desafios (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 33 s
Description: Aprenda técnicas de amostragem de madeira para análise anatômica em alta resolução usando fluidos não-newtonianos e microtomia. Este método melhora a qualidade das amostras para estudos de dendroecologia.

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Os autores gostariam de reconhecer o esforço de Sandro Lucchinetti (Schenkung Dapples, Zurique) para construir os dispositivos necessários para garantir o progresso na preparação da amostra.

1. técnicas de amostragem <ol><li> Amostragem Núcleo <ol><li> Para árvore amostragem caules, extrair pelo menos dois núcleos usando um corer incremento de cada haste para analisar o seu desenvolvimento crescimento. Varie a posição de amostragem sobre a tarefa de investigação, por exemplo, para as reconstruções climáticas comuns tomar a núcleos paralela à inclinação. Ao trabalhar com espécies tropicais, tome pelo menos três ou mais núcleos. </li><li> Usar uma sonda incremento afiada (5, 10 ou 12 mm de diâmetro) e colocar a sonda perpendicular ao eixo de crescimento do caule. NOTA: Para ter uma posição controlada e estável do corer, use um empurrador para evitar movimentos da corer diferente da sua rotação ao perfurar-lo na árvore. Perfuram a haste todo o caminho para dentro e através da medula. Para núcleo de madeira muito densa (ou seja, espécies tropicais), usam corpos especiais de motosserra reconfigurado com um adaptador de núcleos de incremento que permitem até mesmo núcleo denso bosque como Diospyrus ebenum (Ebony). &lt;/ Li&gt; <li> Usar um extractor e remover o núcleo resultante da árvore. Desenforme a corer e removê-lo a partir do tronco. </li><li> Adicionar uma identificação específica para o núcleo extraído usando um lápis macio por escrito numa fita, o qual é então colocado directamente sobre o núcleo. Repetir o procedimento no lado oposto da haste. </li><li> Guarde as duas amostras da árvore em tubos de plástico ou de papel ou caixas especiais para evitar qualquer dano. NOTA: canudos de papel são benéfico, especialmente em ambientes tropicais, pois evitam que os núcleos de moldagem. </li><li> Finalmente, montar os núcleos (direção das fibras verticais) sobre vigas de suporte de madeira. Use cola de madeira resistente à água fria e deixe-os secar. NOTA: Nunca montar os núcleos em suportes de madeira, se o objetivo do estudo inclui análise de densidade mais química, ou isótopo. Para estes fins, corrigir os núcleos em condutas abertas ou um único cartão canelado faced. </li></ol></li><li> Amostragem Micro-core <ol><li> Use um dispositivo de perfuração especialou agulha com uma abertura de 2 mm. Dependendo da espessura da casca utilizar um cinzel para remover uma parte necessária da casca. </li><li> Inserir o dispositivo perpendicular ao eixo crescente na haste, como descrito acima, e usar um martelo para penetrar no xilema da haste de cerca de 2 cm de profundidade. </li><li> Virar a quebra da agulha do núcleo micro resultante no interior da ferramenta e removê-la da haste. Armazene as micro núcleos em frascos de microcentrífuga e rotulá-los. </li></ol></li><li> Amostragem Disc <ol><li> Em casos especiais (e especialmente nos trópicos), por exemplo, quando a amostragem tocos e árvores caídas ou sempre que possível, levar discos (seções transversais perpendiculares ao eixo de crescimento) com uma serra elétrica. Simplesmente rotular os discos e armazená-los até uma análise mais aprofundada. NOTA: Este procedimento de amostragem é mais comumente aplicado para todo o material dry-morto, histórico, arqueológico e sub-fósseis, bem como madeiras muito densas que não permitem o uso de corers incremento. </li></ol&gt; </li></ol> 2. Preparação de Amostra <ol><li> Lixar discos <ol><li> Coloque os discos em uma máquina de lixamento e moer a superfície usando uma seqüência de abrasivos cada vez mais finas, começando com uma lixa de 80 grit, seguido de 120, 220, 300-grit. Um polimento final com 400 grit é suficiente para a maioria das coníferas. Para madeiras e espécies tropicais, especialmente o uso de lixa grits até 1200 para distinguir os limites dos anéis de crescimento. </li></ol></li><li> Cortar superfícies planas em núcleos <ol><li> Corrigir os núcleos de incremento no suporte núcleo de um micrótomo núcleo recém-desenvolvido que permite cortar superfícies planas em núcleos em toda a sua extensão. NOTA: corrigir a orientação do núcleo dentro do portador para que o sentido das fibras da amostra na vertical, o qual está em ângulo recto com a faca de micrótomo. </li><li> Levante o núcleo até ligeiramente toca a lâmina. Puxar a lâmina, que está fixado na orientação rolamento de esferas ao longo da extensão do núcleo de cuT fora a primeira parte do topo. </li><li> Empurrar para trás a faca atrás do núcleo, levantar o suporte de amostra com o núcleo de cerca de 10 um e repetir o procedimento de corte. Fazer isso até cerca de um terço do diâmetro do núcleo é cortado para baixo, resultando em uma superfície contínua plana. </li></ol></li><li> De se prepararem secções micro por adição de solução de amido de milho. <ol><li> Para a análise de imagem detalhada da estrutura anatômica, corrigir núcleos ou outras amostras separou discos do titular de um micrótomo. Posicionar a lâmina micrótomo, guiado por um rolamento de esferas orientação de um micrótomo trenó recentemente desenvolvida na extremidade superior da amostra e puxar sobre ele. </li><li> Empurrar para trás da lâmina para levantar a amostra em cerca de 20 a 30 um e puxar a lâmina ao longo da amostra novamente. Repetir este procedimento até que uma superfície contínua no topo da amostra é criado. </li><li> Cobrir a superfície resultante com uma solução de amido de milho (10 g de amido de milho, 8 ml de água, e 7 g de 100% glicerol) com uma escova comum. NOTA: Os grãos de amido encher as células abertas da amostra para estabilizar a estrutura para o corte subsequente das secções finas. </li><li> Levantar a amostra por 15 fim, colocar um pincel sobre a superfície da amostra e puxar a lâmina lentamente para a amostra de partida para cortar uma secção fina (inferior a escova). Durante o corte, a secção resultante desliza sobre a lâmina guiada pela escova. </li><li> Quando a seção inteira é cortada, remova a seção micro da lâmina com uma escova e água (para reduzir o atrito) e coloque a seção sobre uma lâmina de vidro para uma maior preparação. Para impedir que a secagem, cobri-los usando uma pequena quantidade de glicerol (33% = uma parte de glicerol a 100% e duas partes de água). </li></ol></li></ol> 3. Preparação MicroSlide <ol><li> Para a seguinte preparação de lâminas permanentes, primeiro lavar o glicerol para longe da secção de micro, com uma pipeta e água. </li><li> Cubra o wet secção com algumas gotas de safranina (1 g de pó de safranina + 100 ml de água) e azul de astra (0,5 g de pó de azul Astra + 2 ml de ácido acético a 100% + 100 ml de água) para distinguir entre lignificado e não lignificado estruturas, mas também para melhorar o contraste para a análise de imagem subsequente. </li><li> Deixe o resto seção por 5 min abrangidos pelo corante e depois lave-a com uma pipeta e água novamente. </li><li> Assim que o corante em excesso é removido, desidratar a secção com pipetas, lavando-as com uma sequência de 75% diluído, 96% e, finalmente, 100% de etanol. </li><li> Utilização pipetas para lavar as amostras sobre a placa de vidro em vez de colocar as amostras num banho de reduzir o tempo de processamento de cerca de dois a três minutos para todo o processo de desidratação. NOTA: A desidratação com etanol impede amostras frágeis de quebrar. </li><li> Em seguida lave a seção com 100% xilol. NOTA: O xileno é cancerígeno e ventilação é obrigatória no laboratório quando usá-lo. Outroprodutos existem substituindo xilol, mas se houver a intenção de armazenar as amostras ao longo de períodos mais longos de tempo (anos, décadas) para uma reanálise potencial, bálsamo do Canadá (passo 3.5.2), é a forma única incorporação que permanece claro, sem mudar de cor ao longo do tempo. Infelizmente bálsamo do Canadá tem de ser utilizado em combinação com xilol. </li><li> Enquanto o xilol transforma leitoso (esbranquiçada), repetir o processo de desidratação, uma vez que não é suficientemente desidratado. </li><li> Assim como o xilol permanece claro, cobrir a secção com uma gota de 100% bálsamo do Canadá e cobri-lo com uma tampa de vidro de, pelo menos, o tamanho da secção. NOTA: Lembre-se de retirar as bolhas de ar, pressionando suavemente o vidro da tampa para baixo. </li><li> Coloque o micro slides resultante entre duas tiras de plástico resistentes ao calor e colocá-lo em uma placa de metal. Coloque um peso (por exemplo, um íman) em cima do slide para pressioná-lo para baixo para manter a parte plana durante o seguinte processo de secagem. </li><li> Colocar as lâminas em um forno a60 ° C durante cerca de 12 horas. Depois de 12 horas, tome as lâminas de sair do forno e coloque-os em uma prateleira para deixá-los esfriar a RT (cerca de 20 ° C). Quando esfriar, retire o peso e a tira de plástico e limpe a lâmina utilizando lâminas de barbear para remover o excesso de bálsamo do Canadá. </li></ol> 4. A visualização de conteúdo da célula <ol><li> Preparar a solução Nawashin 25. <ol><li> Prepara-se uma solução de (A) com 5 g de ácido crómico, 50 ml de ácido acético a 96%, e 320 ml de água desionizada. Prepare uma outra solução (B) com 200 ml de formalina, com 175 ml de água desionizada. </li><li> Misturar a solução A e solução B, em uma proporção de 1: 1 para criar a solução Nawashin. </li></ol></li><li> Para visualizar o conteúdo da célula, fixar a amostra com solução Nawashin por 10 min para parar todos os processos de degradação no interior da célula. NOTA: A fixação preserva o núcleo das células, permitindo uma estimativa de longevidade celular (a longevidade das células = núcleos presentes / núcleos ausente; a presença or ausência do núcleo indica se a célula viva ou morta). </li><li> Após a fixação, lavar as seções com água para remover totalmente a solução Nawashin antes manchando-os com safranina-azul de Astra e antes, adicionalmente, manchando-as com azul picric-anilina (1 parte saturada anilin solúvel em água azul + 4 partes de ácido pícrico 10%) . </li><li> Aquecer cuidadosamente a amostra a cerca de 80 ° C (em qualquer caso abaixo do ponto de ebulição), para acelerar o processo de coloração. Para a desidratação e incorporação das amostras de seguir o protocolo passos 3,4-3,8. </li></ol> 5. Preparação de Imagens Digitais de características anatômicas <ol><li> Criar imagens digitais de superfícies do núcleo para análise navio. <ol><li> Corte o plano da superfície do núcleo usando o microtome núcleo e manchar o preto superfície resultante simplesmente usando um marcador de feltro. </li><li> Assim que o corante é seco, esfregar a superfície do núcleo com giz branco. Pressione a giz nas células, simplesmente esfregando a giz sobre osuperfície utilizando um dedo. Também remova o excesso de giz por este procedimento. NOTA: Como resultado, as paredes celulares são pretos e as partes luz dos vasos são brancos. Esse contraste é uma pré-condição para uma análise automática de imagem. </li><li> Coloque o núcleo preparada abaixo de um microscópio binocular equipado com uma câmera digital. Tomar uma sequência de sobrepondo ligeiramente (aprox. 10%) de imagens a partir de um lado do núcleo até que toda a superfície é capturado. Costurar as imagens individuais para criar uma imagem completa da superfície do núcleo. </li></ol></li><li> Criar imagens digitais de micro lâminas <ol><li> Coloque as micro lâminas limpas sob um microscópio e tomar sobrepor imagens de toda a seção. </li><li> Definir uma ampliação específica dependendo das estruturas a serem analisadas, variando entre 40X e ampliação 1000X. </li><li> Costure as imagens individuais para criar uma imagem completa da seção. Para evitar possíveis distorções durante o processo de costura, use &quot;; Plano &quot;-tipo lentes objetivas com o microscópio. </li></ol></li></ol> 6. Características Quantificação anatômicas <ol><li> Para detectar células borda do anel e utilizando a ferramenta de análise de imagem ROXAS18 ou similar, carregar uma imagem completa de uma secção de micro e a calibração espacial associado para obter resultados quantitativos em unidades métricas. Calcula-se a calibração espacial através da medição do número de pixels entre as escalas de imagens de um micrómetro de estágio tomadas com a mesma ampliação e dividindo o valor obtido pelo espaçamento escala em unidades métricas (por exemplo 1,000 mm). </li><li> Selecione na lista fornecida (fornecido no software) uma configuração adequada antes de iniciar a parte automática da análise. Observação: Uma configuração é um conjunto previamente optimizado de configurações do programa que, por exemplo, leva em conta a coloração cor da amostra e o tamanho e forma do intervalo de células a ser detectado. Configurações personalizadas, assim,permitem produzir resultados de reconhecimento ideais para diferentes espécies e qualidades de imagem. <ol><li> Selecione outras opções, tais como o uso de regiões na imagem que devem ser incluídos ou excluídos para evitar, por exemplo, as margens de imagem em branco ou fissuras na amostra, se for necessário. </li></ol></li><li> Iniciar a análise, pressionando o botão Analisar. Se optou, definir regiões da imagem que devem ser incluídas ou excluídas usando a ferramenta polígono, retângulo ou círculo. A análise automática seguinte utiliza algoritmos flexíveis para corrigir algumas deficiências de imagem (por exemplo, sem contraste) e melhorar o contraste com base na qualidade da imagem. </li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Os desafios de uma integração bem sucedida e sustentável da anatomia da madeira em pesquisa dendroecologia são, além de problemas analíticos múltiplas, principalmente devido a aspectos técnicos. Estes desafios vão desde princípio de amostragem abordagens para a criação de micro seções de alta qualidade e sua posterior análise 19. À primeira vista, a amostragem de núcleos ou até mesmo discos é um procedimento simples que tem sido conhecido por muitos anos agora. Há muitas coisas que podem ser feitas errado e uma pequena imprecisão na amostragem pode resultar em problemas graves durante as fases de preparação e posterior análise. As pequenas imprecisões como descaroçamento que não é exactamente perpendicular ao eixo da haste, ou usando uma sonda imperfeitamente aguçada não são um problema se o objectivo do estudo é restrito ao anel de largura de medições. No entanto, quando se aponta para a análise microscópica das amostras, uma direco de amostragem incorrecta pode resultar em distorções ópticas deparedes das células, enquanto que o uso de rombos corers resultados em micro fissuras dentro do núcleo. Como resultado, ao tentar cortar micro seções destes núcleos, as seções finas apenas desmoronar e uma preparação eficiente não é mais garantida. O mesmo é verdade para a amostragem de micro-núcleo. A ponta romba irá resultar em pressão alta quando o perfurador é martelado em madeira do tronco. Por conseguinte, a camada cambial será comprimido. As células do câmbio (Figura 5) são, consequentemente, espremida e não pode ser analisado. Disco de amostragem é de fato a melhor estratégia quando se analisa as variações de crescimento para relacioná-los às mudanças ambientais. Infelizmente, é simplesmente impossível tomar discos de todas as árvores destinadas a serem amostrados para análises posteriores. No entanto, especialmente no caso de dendrochronology tropical, uma certa quantidade de discos tronco é necessário em combinação com núcleos de incremento. Os discos são usados ​​como base para definir os limites de anel e, por esta para apoiar o boundaries definido com base na análise de núcleos de incremento 12,27,28. Os prós e contras de lixar contra corte são frequentemente discutidos 1,11,21. Como mencionado acima, o melhor procedimento depende sempre da questão de pesquisa e os parâmetros a serem analisados ​​(macroscópica ou microscópica). Se as análises isotópicas ou químicos são projetadas em um passo de trabalho adicional, é de extrema importância que o pó abrasivo criado por lixar que podem preencher em Lumina celular ao longo de toda a amostra, é cuidadosamente removido por aspiração ou ar pressão. Cortar seções micro é para todos microscópica analisa a forma mais adequada de preparação de amostras para análises posteriores. Em primeiro lugar, a secção é cortada da amostra, que então pode ser mantido sem qualquer contaminação potencial para análises posteriores. Segundo essas seções permitem medições de alta resolução de parâmetros de célula única. Além disso, evitar a incorporação demoradotécnica, utilizando uma solução de amido de milho 26 para estabilizar as células é uma grande vantagem em micro corte. A desvantagem de micro corte ainda é o tamanho da amostra limitada, resultando em longos tempos de preparação. Para as análises de séries temporais reais voltar no tempo ao longo de séculos ou mesmo milênios, há uma necessidade de desenvolver dispositivos existentes corte 17,19, mas também análise e processamento de imagem 18. Um primeiro passo neste sentido é o desenvolvimento de micrótomo do núcleo 21, inicialmente fabricado para cortar superfícies planas sobre os núcleos (Figura 1). Testes recentes revelaram a capacidade de corte de micro-secções de núcleos inteiros com este dispositivo (Figura 1). Seções micro alta qualidade fornecem o princípio básico para uma análise de imagem eficaz. Tomando as imagens sob um microscópio é um procedimento comum de 19, mas a sua análise eficaz ainda é uma tarefa que precisacontinuar a ser desenvolvidos 17. Todos os sistemas de análise de imagem existentes são semi-automática, ou seja, eles precisam ser mais ou menos intensamente controlado pelo técnico. Em muitos casos, as imagens precisam ser corrigidos ou mesmo novas imagens têm de ser feitas para melhorar o contraste para um melhor registro das estruturas por parte do software sem alterar espessura da parede celular dentro da imagem. Ferramentas de análise de imagem especializadas, como Roxas 18, WinCell ou os scripts específicos para ImageJ 29 são capazes de fornecer dados anatômicos básicos, tais como o número de células, a dimensão da célula, espessura da parede celular e posição da célula dentro do anel anual. Muitas métricas adicionais anatómicas que são relevantes em um contexto dendroecologia pode ser calculada a partir destas medições básicas, tais como o tamanho das maiores condutas, condutas de distribuição de tamanho, o tamanho de lenho inicial ou a primeira fila de condutas, (óptico) a densidade da madeira, intra-anual perfis de tamanho conduta e da parede celularespessura, e os padrões de agrupamento de condutas (solitária, múltiplos, etc.). Usando o software Roxas 18, os contornos de Lumina conduta (ou seja, a água celular condução) e fronteiras anuais anel são automaticamente reconhecidos e visualmente representadas como sobreposições sobre a imagem original. Algoritmos de detecção de condutas são baseadas em cor, tamanho e informação da forma, os algoritmos de detecção de borda do anel sobre o contexto local de cada conduta. Uma caixa de ferramentas permite-nos melhorar manualmente estes resultados editando diretamente os recursos de sobreposição, ou seja, suprimir, acrescentar e modificar as fronteiras anel e conduta descreve. Após a edição, a saída de dados final, incluindo a espessura da parede celular (coníferas), é gerado e salvo em uma planilha automaticamente. Totalmente sistemas automatizados não estão disponíveis, nem mesmo para as coníferas que mostram uma estrutura relativamente simples, mas este é um objetivo para futuros desenvolvimentos. Isso iria apoiar fortemente o fuintegração ll de parâmetros anatômicos da madeira em análises de séries temporais.

Árvores, bem como arbustos, arbustos anões, e até mesmo ervas, mostram padrões de respostas múltiplas relacionadas a mudanças em seu ambiente. Esses padrões têm sido objecto de botânica e fisiologia das plantas desde meados do século 19. Naquela época, a pesquisa sobre plantas lenhosas focada principalmente em árvores e em uma análise descritiva da estrutura e variabilidade dos anéis anuais em um contexto ecológico 1. Quando Andrew Ellicott Douglass inventou a técnica de cruzamento de namoro para a pesquisa de anéis de árvores 2, neste contexto ecológico foi mais ou menos suprimida pela nova capacidade de datar com precisão achados de madeira em arqueologia. -Dating Cruz pela primeira vez permitiu a datação precisa de anéis de árvores para o ano civil e é até hoje considerada a espinha dorsal da pesquisa de anéis de árvores em todos os campos da sua aplicação 1. Em paralelo, desde o final do século 19, anatomia da madeira evoluiu para uma disciplina de pesquisa importante relacionard a muitos outros campos das ciências naturais e aplicadas 3. Dois domínios principais são estabelecidos: a anatomia sistemática de madeira, que é a base para a identificação de madeira em arqueologia 4, ea anatomia da madeira aplicada, relacionada à tecnologia da madeira, fisiologia, patologia e ecologia 3,5. Na pesquisa de anéis de árvores, dendroecologia hoje em dia é definido como um tema que abrange estudos de anéis de árvores relacionadas com foco em estudos ambientais, tais como processos geomorfológicos (dendrogeomorphology), temperatura e precipitação reconstruções (dendroclimatologia), alterações do nível da água (dendrohydrology) ou mesmo flutuações Glacier ( dendroglaciology) 6. Como esta definição indica, análises de anéis de árvores tornaram-se cada vez mais importante no campo do namoro e reconstruir processos ambientais, tais como (i) condições climáticas do passado, analisando as variações anuais no anel de largura 7,8, densidade da madeira 9 ou isótopos 10, ou (ii) tele recorrência intervalos de processos geomorfológicos 11. Estes estudos muito detalhados sobre variações anel de largura e seu conteúdo isotópico demonstrar a necessidade de analisar os anéis com mais detalhes, ou seja, para estudar a estrutura anatômica dos anéis. No entanto, estudos detalhados de características anatômicas da madeira dentro dos anéis anuais relacionadas às mudanças ambientais são raros 12,13. Embora essas características microscópicas são conhecidas 14, eles raramente têm sido aplicadas em um nível microscópico para pesquisa dendroecologia. Além disso, o momento exato dessas reações de crescimento em árvores cultivados naturalmente, essenciais para fins de datação exata, tem sido raramente documentado recentemente 15. Com relação aos efeitos do aquecimento global 16, a melhoria das existentes e desenvolvimento de novas técnicas para registrar e quantificar os processos ambientais passados ​​e em curso é necessária, especialmente em termos de clima de investigação impacto 11.Ao expandir a investigação anatômica de madeira tradicional para uma anatomia da madeira ecologicamente baseado 17, dendrologicos cientistas podem analisar novos parâmetros e desenvolver novas metodologias para compreender a curto e longo prazo efeitos de fatores ambientais específicos sobre a anatomia de plantas lenhosas 18. O conhecimento detalhado sobre as variações nos parâmetros de células diferentes dentro de anéis individuais relacionados com drivers específicos (por exemplo, forças mecânicas, variações climáticas) é o requisito básico para a compreensão da variabilidade na formação dos anéis de árvore. Em comparação com as medições do anel de largura comuns, identificando variações anatômicas da madeira requer técnicas de preparação mais complexas e amplas que requerem uma grande quantidade de mão de obra e tempo. Os procedimentos detalhados de corte da amostra, a coloração, e incorporação são múltiplas e estão sempre dependentes do objetivo do estudo 19. Para a análise macroscópica da largura do anel de coníferas ou mesmo estruturas para o número, tamanho ou distribution de navios em madeiras de lei, a superfície de uma amostra é comumente polidas com lixa fina ou máquinas especiais de moagem de 20. Uma desvantagem deste procedimento é o enchimento das células individuais com a poeira que impede ainda mais a análise microscópica semi-automática 21. Os melhores resultados para a preparação da amostra macroscópica são alcançados quando a superfície da amostra são cortados com uma lâmina de barbear ou de outra faca afiada. Enquanto para pequenas amostras, lâminas de barbear são uma ferramenta perfeita; amostras maiores como núcleos requerem o corte de superfícies planas ao longo de toda a extensão de núcleos. Em contraste com o lixar, as células não são preenchidos com pó, o qual permite que as operações de preparação para a análise de imagens sucessivas. Além disso, o lúmen de células abertas, as paredes celulares adequadamente cortados, e a superfície do plano da amostra inteira permitir a aplicação de alta frequência densitometria 22 a toda a extensão do núcleo. Para análise de imagem, a superfície das amostras (célulaparedes) pode ser corada com tinta escura e o lúmen de células abertas podem ser utilizados posteriormente com giz branco para melhorar o contraste entre a parede da célula e a área do lúmen 19,23. Esta técnica bastante simples permite uma avaliação macroscópica de base das estruturas celulares maiores, para medições do tamanho do vaso. Estas técnicas para cortar superfícies planas são suficientes para a análise macroscópica. Para uma detalhada análise anatômica de madeira (ou seja, microscópica), microscopia de luz transmitida é o método mais comum aplicado nas ciências dendrologicos. Diferenciar células do xilema por meio de processos complexos que abrangem tipo celular determinação, divisão celular, diferenciação celular, a morte celular programada e 24. Desde o momento eo ritmo a que esses processos ocorrem determinar as características anatômicas de células, as condições ambientais que afetam esses processos podem gerar desvios anatômicos na estrutura do anel. Como uma condição importante para estes analisars, seções micro precisa estar preparado com um micrótomo 19. Quando a preparação de amostras para uma secção transversal, a visibilidade da direcção traqueídeos ou fibra é crucial. É recomendado o uso de normas ditadas micrótomos deslizamento mão para cortar seções micro porque esta técnica facilita seções de alta qualidade, conforme necessário para análise de imagem 19. Dependendo do objectivo específico de um determinado estudo, as lâminas microscópicas são cortadas perpendicularmente ou paralelamente à extensão longitudinal das células. Essas seções são então fotografadas abaixo de um microscópio e dimensões celulares medidos usando imagem especializado analisa software. Até recentemente, a capacidade de preparar as lâminas microscópicas foi restringido para amostras de pequenas dimensões apenas (aproximado 1 cm x 1 cm). Isto é aceitável para analisar eventos únicos como distúrbios em anos específicos, mas esta técnica não permite a análise de séries temporais necessário alargado para reconstruções ambientais. Este esforço só pode ser perceberd através do desenvolvimento de novos, eficientes e econômicas procedimentos de preparação e técnicas de análise. Nos últimos anos, os membros do laboratório de anéis de árvores no Swiss WSL Instituto Federal de Investigação, na Suíça começaram um trabalho intenso sobre este tema. Como resultado, os novos dispositivos e técnicas de análise foram desenvolvidos para suportar a ideia de integrar características anatômicas da madeira para uma ampla gama de temas de investigação ambiental.

<table><tbody><tr><td>Incremento do descaroçador</td><td></td><td></td><td>http://www.haglofinc.com/index.php?option=com_content&view=article & id=57& Itemid=88& lang=pt-br</td></tr><tr><td>Micrótomo</td><td></td><td></td> de <td></td></tr><tr><td>http://www.wsl.ch/dendro/products/microtomes/index_EN micrótomo</td><td></td><td></td> de laboratório <td>http://www.wsl.ch/dendro/products/microtomes/index_EN</td></tr><tr><td>Trephor micro corer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>http://intra.tesaf.unipd.it/Sanvito/trephorEn.asp solução</td><td></td><td></td> de Nawashin <td>Dez partes 1% de ácido crômico, quatro partes 4% formaldeído e uma parte de ácido acético</td></tr><tr>Azul <td></td><td></td><td>de picric-anilina</td><td>Uma parte de azul de anilina saturada e quatro partes de Trinitrofenol dissolvido em etanol a 95%</td></tr><tr>Fórmula empírica<td>de safranina</td><td></td><td></td><td>(notação de Hill) C20H19ClN4&nbsp;</td></tr><tr>Fórmula empírica <td>azul-Astra</td><td></td><td></td><td>(notação de Hill) C47H52CuN14O6S3&nbsp;</td></tr><tr><td>Fórmula</td> Linear do Etanol <td></td><td></td><td>CH3CH2OH&nbsp;</td></tr><tr><td>Fórmula Linear de Xilol (Xileno)</td><td></td><td></td> <td>C6H4(CH3)2&nbsp;</td></tr><tr><td>Brasil Bálsamo</td><td></td><td></td><td>Solução de incorporação para microscopia</td></tr><tr><td>Roxas Software</td><td></td><td></td><td>http://www.wsl.ch/dienstleistungen/produkte/software/roxas/index_EN</td></tr><tr><td>ImageJ Software</td><td></td><td></td><td>http://imagej.nih.gov/ij/</td></tr> <tr><td>WinCell</td><td></td><td></td><td>http://imagej.nih.gov/ij/</td></tr></tbody></table>

uma perspectiva técnica em modern tree-anel research - como superar dendroecologia e madeira anatômicas desafios

A Technical Perspective in Modern Tree-ring Research - How to Overcome Dendroecological and Wood Anatomical Challenges

Pesquisa dendroecologia usa informações armazenadas em anéis de árvores para entender como árvores isoladas e até ecossistemas florestais inteiras respondeu às mudanças ambientais e finalmente reconstruir tais mudanças. Isto é feito através da análise de variações de crescimento de volta no tempo e correlacionando vários parâmetros específicos para cada planta para (por exemplo) os registros de temperatura. Integrando parâmetros anatômicos da madeira nessas análises reforçaria reconstruções, mesmo de resolução intra-anual. Por isso, apresentamos um protocolo sobre a forma de amostra, preparar e analisar amostras de madeira para análises macroscópicas comuns, mas também para análises microscópicas subseqüentes. Além disso, apresentamos uma solução potencial para a análise de imagens digitais geradas a partir de pequenas e grandes espécimes comuns de apoio de séries temporais analisa. O protocolo apresenta os passos básicos, dado que actualmente podem ser usadas. Além disso, há uma necessidade constante para o aprimoramento das técnicas existentes e desenvolvimento de novos techniques, para registrar e quantificar os processos ambientais passados ​​e em curso. Pesquisa de madeira tradicional anatômica precisa ser ampliado para incluir informações ecológica para esse campo de pesquisa. Este apoiaria dendrologicos cientistas que pretendem analisar novos parâmetros e desenvolver novas metodologias para compreender os efeitos de curto e longo prazo dos fatores ambientais específicos sobre a anatomia de plantas lenhosas.

Todas as análises dendroecologia depender de amostras precisas, não importa se discos, núcleos, ou micro núcleos são tomadas. Para isso, os dispositivos precisam estar em perfeita forma (afiadas com precisão) para evitar micro fissuras dentro da amostra de madeira. Ao preparar as superfícies em núcleos de incremento, a utilização de um micrótomo núcleo é essencial. A capacidade de ter células abertas, que podem ser tratados ainda mais para melhorar o contraste para imagem análises e medições do tamanho do reservatório (Figura 1), é um primeiro passo importante para a adaptação das estruturas anatômicas em tempo série analisa. Por vezes, a densidade de uma amostra de madeira evita a utilização de um micrótomo. Nesse caso, um polimento adequado e subsequente remoção do excesso de serragem dos vasos com um compressor ou de vácuo é a melhor opção. Para análises mais detalhadas das estruturas celulares menores como lenho inicial e traqueidas lenho tardio em coníferas, são necessários seções micro de alta qualidade. Aqui, potential artefactos, tais como paredes celulares secundárias serem retirados para fora da parede primária necessidade de ser evitada (Figura 2). Se estes artefactos ocorrer nas imagens digitais, uma análise automática das dimensões da célula já não é possível. Os artefatos em seguida, precisam ser corrigidos manualmente, o que é demorado e na maioria dos casos resulta em medições incorretas de dimensões celulares. A simples aplicação de um fluido não-newtoniano, ou seja, uma solução de amido de milho, para o topo da amostra suporta a estabilidade da estrutura, enquanto a redução da ocorrência de artefactos para um mínimo (Figura 2) 26. Esta aplicação de amido de milho, adequado para todas as amostras de madeira, incluindo espécies tropicais, faz com que a aplicação do processo de incorporação para as amostras antes de cortar redundante. Micro secções permitir uma determinação mais seguro dos anéis anuais. Este é especialmente o caso para as coníferas crescendo em seus limites naturais, ou seja, &lt;/ Em&gt;, na linha de árvore em áreas de alto alpinas. Extremamente anéis estreitos são freqüentes e difíceis de detectar macroscopicamente (Figura 3). Em casos extremos, os anéis consistem em uma ou duas filas de células de lenho inicial e uma linha de células achatadas lenho tardio, que não têm (em contraste com as células lenho tardio comuns) paredes celulares espessas. Para isso, eles são melhores ou até mesmo visível somente ao utilizar lâminas microscópicas. Além disso, as flutuações de densidade podem ser diferenciados a partir das fronteiras do anel de forma mais clara, o que simplifica a detecção dos anéis anuais especialmente no Mediterrâneo e os trópicos (Figura 3). Ao analisar as imagens com uma ampliação de 40X ou mais, células individuais são visíveis e a espessura das suas paredes celulares também é detectável. Software de análise semi-automático permite a medição de parâmetros específicos ao longo de caminhos definidos seguindo a direção de seu desenvolvimento temporal e espacial (Figura 4). Com isso, changes de parâmetros individuais, tais como a luz da célula ou a espessura da parede da célula pode ser determinada ao longo de toda a extensão de um anel anual (Figura 4). Isso pode ser feito para todos os anéis visíveis na imagem e isso apoia plenamente a necessidade de uma análise de séries de tempo prolongado. A análise das imagens podem também ser usadas para determinar as fases de desenvolvimento de anéis anuais no âmbito do período de vegetação (Figura 5). Ao analisar a imagem de uma secção corada com safranina e Astra-azul usando luz polarizada, mesmo as diferentes fases da lenhificação, começando nos cantos exteriores das paredes das células, até o completo lenhificação da parede celular secundária, tornam-se visíveis. Isso ocorre porque as paredes lignificadas (maduro) brilhar em luz polarizada (Figura 5). Informações detalhadas podem ser relacionadas aos dados ambientais documentados para o respectivo período de vegetação para determinar, por exemplo, um clima relati-crescimento mais detalhada<html> onship. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig1.jpg" /> Figura 1. Exemplos de uma seção de micro e uma superfície plana preparada de um carvalho, incluindo anel de largura e medição do tamanho dos vasos esquerda:. Parte mais externa de um núcleo incremento de carvalho. O núcleo de 5 mm de diâmetro foi cortado usando um micrótomo núcleo. A superfície foi depois corado preto utilizando um marcador de células e foram cheios com giz branco após a mancha foi seca. Direita: o gráfico está indicando anel de largura e do tamanho do vaso medições feitas sobre a superfície do núcleo mostrado à esquerda. Não há seções micro eram necessários para fazer estas medições devido à superfície clara criada pelo microtome núcleo (modificado após 21). Resumindo: a seção Micro cortar um núcleo de incremento, manchado, desidratado e fixados em bálsamo do Canadá. Espessura: 20 mm, comprimento: 25 cm.<html> g &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig2.jpg" /> Figura 2. Imagens de seções micro cortar sem estabilização contra um corte de seção usando a solução de amido de milho esquerda:. Seção Micro mostrando corte de artefatos nas traqueidas lenho inicial de uma conífera. A amostra foi cortada sem incorporar e como resultado as paredes secundárias, em vez de as células finas lenho inicial foi dividido a parede principal (setas azuis). Direita: Micro seção sem quaisquer artefatos nas traqueidas lenho inicial de uma conífera. Esta seção (mesma amostra, como mostrado à esquerda) foi cortado depois de aplicar a solução de amido de milho com uma escova em cima da superfície da amostra. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig2large.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> ove_content &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig3.jpg" /> . Figura 3. Exemplos de dificilmente detectáveis ​​limites anuais anelar esquerdo: seção Micro de um núcleo de incremento (aqui: Larix decidua) mostrando um limite de anel (seta preta), indicado por uma única fileira de células achatadas lenho tardio, sem qualquer espessamento das paredes das células. Este anel não seria visível macroscopicamente. Direita: flutuações de densidade intra-anual (seta branca) são comuns em espécies do Mediterrâneo (seção micro: Quercus ilex). A mudança gradual da estrutura celular em direção lenho tardio e de volta à estrutura de lenho inicial (seta branca) permite diferenciar flutuações de densidade de Limites de anéis de reais (seta preta). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig3large.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 4. Ilustração da área de luz, e medidas de espessura de parede dentro de um anel anual de uma conífera Top:. Cut-out imagem que mostra um resultado exemplar de análise Roxas em uma árvore-ring de Pinus sylvestris (pinheiro silvestre). Borda do anel são mostrados em amarelo e contornos de tracheid Lumina em ciano. Para um arquivo radial (azul tracheid Lumina) da espessura da parede da célula medida é representado por círculos vermelhos. Bar escala Preto = 100 mm. Inferior:. As mudanças intra-anuais na área do lúmen tracheid e espessura das células-wall tracheid para todo o anel anual <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig4large.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig5.jpg" /> Figura 5. example de um anel anual de formação. A imagem foi capturada em microscópio de luz com luz polarizada de um micro-seção manchado Safranina e Astra-azul obtido a partir de um micro-core amostrados em 7 de julho de 2007 a ​​partir de uma decídua Larix crescente no Lötschental a 1.300 m acima do nível do mar. Nesta secção, os micro-células do câmbio, as células na fase de alargamento, as células na fase de espessamento da parede e as células maduras são reconhecíveis. A largura tangencial da imagem cobre ~ 1 mm da seção transversal do xilema. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig5large.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Aqui apresentamos um protocolo descrevendo como amostrar amostras de madeira para a avaliação geral de suas estruturas de crescimento. São descritas as técnicas de preparação e visualização macro e microscópicas necessárias para gerar conjuntos de dados anatômicos e dendroecológicos de madeira bem replicados e altamente resolvidos.

Uma perspectiva técnica em Modern Tree-anel Research - Como superar dendroecologia e Madeira anatômicas Desafios

Dendroecological research uses information stored in tree rings to understand how single trees and even entire forest ecosystems responded to ...

O objetivo geral do experimento a seguir é gerar madeira bem replicada e altamente resolvida. Um conjunto de dados anatômicos para estudar os efeitos do tempo e de fatores ambientais sobre o crescimento de árvores e arbustos. Isso é alcançado utilizando um fluido não newtoniano para estabilizar as células vegetais durante o corte no micrótomo, permitindo uma análise microscópica detalhada das amostras como segundo passo.As microseções são coradas duplamente para facilitar a diferenciação entre células lignificadas e não lignificadas, e então são obtidas imagens digitais das amostras. Por fim, podem ser realizadas análises automatizadas baseadas em células do crescimento vegetal e análises de séries temporais relacionadas, permitindo a avaliação dos parâmetros anatômicos da madeira de interesse. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como o envio da pontuação da amostra, é que com a nossa técnica as células não ficam preenchidas com serragem, resultando em amostras de qualidade muito mais clara para análise de imagem.Além disso, adicionar um fluido não newtoniano às células durante o corte permite evitar a técnica demorada de embutir a amostra em parafina. Os novos micrótomos que veremos no vídeo foram desenvolvidos em nosso laboratório, com a incorporação do centro Lu Netti, da Shang Dubs e Zurique. Eles se destacam pela alta estabilidade do guia, o que permite o corte de espécimes grandes e densos.Para amostragem de testemunhos de troncos de árvores. Comece posicionando um testemunho de incremento afiado perpendicularmente ao eixo de crescimento do tronco da árvore. Em seguida, gire o testemunho e use um extrator para remover a amostra de testemunho resultante da árvore.Rotule o testemunho com um ID específico marcado a lápis macio na superfície do testemunho e repita o procedimento no lado oposto do tronco quando todas as amostras tiverem sido coletadas. Armazene os testemunhos rotulados em um recipiente apropriado para protegê-los de danos durante o transporte. Em seguida, de volta ao laboratório, monte as amostras de testemunho na direção da fibra, na posição vertical, sobre vigas de madeira usando cola à prova d'água, e deixe-as secar para a coleta de microtestemunhos.Primeiro, use uma talhadeira para remover uma parte da casca conforme necessário. Em seguida, posicione um dispositivo especial de perfuração perpendicularmente ao eixo de crescimento no caule, conforme acabou de ser demonstrado, e use um martelo para penetrar no xilema do caule até uma profundidade de cerca de dois centímetros. Gire o dispositivo de perfuração para quebrar o microcoletor resultante dentro da ferramenta.Em seguida, remova o cerne do caule e armazene-o em um tubo de microcentrífuga identificado. Para cortar uma superfície plana em uma amostra de cerne, comece fixando o cerne de incremento de interesse no porta-cerme de um micrótomo de cernes recém-desenvolvido, destinado a cortar superfícies planas nos cernes ao longo de toda a sua extensão. Em seguida, levante o cerne até que toque levemente a lâmina, que é fixada sobre um guia de rolamento de esferas ao longo da extensão do cerne, e puxe a lâmina para cortar a primeira parte do topo do cerne.Em seguida, empurre a lâmina para trás do núcleo. Levante o suporte da amostra cerca de 10 micrômetros e repita o procedimento de corte até que aproximadamente um terço do diâmetro do núcleo seja removido, resultando em uma superfície plana contínua.Para uma análise detalhada de imagem da estrutura anatômica das amostras, é necessário preparar microsecções com outro tipo de micrótomo. Primeiro, fixe a amostra em núcleo de interesse no suporte do micrótomo. Em seguida, posicione a lâmina do micrótomo guiada pelo sistema de rolamento e puxe a lâmina sobre o núcleo.Recue a lâmina para levantar a amostra em 20 a 30 mícrons. Em seguida, puxe a lâmina sobre a amostra. Repita novamente este processo até que uma superfície contínua seja criada na parte superior da amostra.Agora, usando um pincel, cubra a superfície resultante com uma solução de amido de milho. Em seguida, levante a amostra em 15 mícrons e coloque o pincel sobre a superfície da amostra. Puxe lentamente as lâminas em direção à amostra, iniciando um corte fino abaixo do pincel e utilizando o pincel para guiar o corte sobre a superfície da lâmina quando toda a seção tiver sido cortada.Use um outro pincel e água para remover o tecido da lâmina e coloque-o sobre uma lâmina de vidro para permitir a distinção entre estruturas lignificadas e não lignificadas. Remova a glicerina com água utilizando uma pipeta. Em seguida, cubra a seção úmida com algumas gotas de uma mistura de safranina e azul de astrócito.Após cinco minutos, lave as tinturas com água e, em seguida, desidrate imediatamente o corte com tratamentos sucessivos de etanol. Após o tratamento com etanol desidratante, enxágue o corte repetidamente em xol a 100%. Assim que o xol permanecer claro.Cubra o tecido com uma gota de bálsamo do Canadá a 100% e uma lamínula, tomando cuidado para evitar bolhas de ar. Em seguida, coloque a lâmina microscópica resultante entre duas tiras de plástico resistente ao calor e posicione-a sobre uma placa de metal. Coloque um peso sobre a lâmina para mantê-la plana e, então, coloque a lâmina em uma estufa a 60 graus Celsius.Após 12 horas, deixe a lâmina esfriar até a temperatura ambiente e, em seguida, remova o peso e a tira de plástico. Por fim, limpe a lâmina usando lâminas de barbear para remover qualquer bálsamo em excesso, seguindo os procedimentos de seccionamento e coloração apresentados anteriormente, antes de preparar todos os tipos de amostras de diferentes tamanhos e formas, inclusive utilizando suportes especiais para obter imagens digitais das superfícies do testemunho para análise de vasos. Primeiro, corte o plano da superfície do testemunho com o micrótomo de testemunhos conforme acabou de ser demonstrado e use uma caneta de feltro para colorir a superfície resultante de preto.Assim que a tinta secar, esfregue a superfície do testemunho com giz branco e, em seguida, pressione o giz nas células com o dedo. Remova qualquer excesso de giz e, então, coloque o testemunho sobre a platina de um microscópio binocular equipado com câmera digital, começando em um dos lados do testemunho. Agora, adquira uma sequência de imagens levemente sobrepostas até que toda a superfície seja capturada.Em seguida, una as imagens individuais para criar uma imagem completa da superfície do testemunho e gerar imagens digitais a partir das microcortes. Coloque o corte na platina do microscópio e escolha a ampliação apropriada para as estruturas a serem analisadas. Por fim, adquira imagens sobrepostas das seções montadas nos microcortes limpos, conforme demonstrado anteriormente para a amostra da superfície do testemunho, e una as imagens para criar uma única imagem completa da seção.A capacidade de apresentar células abertas é um primeiro passo importante rumo à adaptação de estruturas anatômicas dendroecológicas em uma análise de séries temporais. Para uma análise mais detalhada de traqueídeos de madeira inicial ou tardia em coníferas, são necessárias microseções de alta qualidade. Artifícios potenciais, como paredes celulares quebradas, devem ser evitados.A aplicação de um fluido não newtoniano à amostra, como a solução de amido de milho demonstrada anteriormente, sustenta a estabilidade da estrutura celular. As microseções permitem uma determinação mais segura dos anéis anuais. Isso é especialmente verdadeiro para coníferas que crescem em seus limites naturais.Como visto aqui, anéis extremamente estreitos são frequentes, mas difíceis de detectar macroscopicamente. Em casos extremos, os anéis consistem em uma ou duas fileiras de células, que podem ser visíveis apenas ao utilizar seções microscópicas. Ao analisar imagens com altos aumentos, células individuais são visíveis.O software de análise semi-automática permite determinar as alterações em parâmetros individuais, como a espessura da parede celular, para todos os anéis visíveis na imagem, indicando a necessidade de uma análise de séries temporais prolongadas. A dupla coloração das microseções permite a visualização dos diferentes estágios de lignificação. Essas informações podem então ser relacionadas aos dados ambientais do respectivo período de vegetação para determinar uma relação mais detalhada entre clima e crescimento após seu desenvolvimento.Essa técnica abriu caminho para pesquisadores na área da ecologia de DRO explorarem os diversos parâmetros anatômicos de árvores e arbustos. Utilizar este método reduz drasticamente o tempo necessário para produzir grandes seções de alta qualidade. Precauções, como trabalhar sob uma cabine de segurança e usar luvas, devem sempre ser tomadas ao realizar este procedimento.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como gerar conjuntos de dados anatômicos bem replicados e altamente resolvidos para apoiar a análise de séries temporais.

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Research

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Caracterizando a erosão da dendrogeomorphology tem geralmente focada em encontrar com precisão a data inicial da exposição da raiz, através da análise macroscópica ou alterações de nível de célula, causada pela exposição. Aqui, oferecemos uma descrição detalhada das diferentes técnicas de romance para obter taxas de erosão mais precisas de dados altamente precisos microtopographic.

Laboratório e campo protocolo para estimar as taxas de erosão folha de Dendrogeomorphology

Aqui, apresentamos um protocolo sobre como evitar micro fissuras em núcleos de incremento através da aplicação de uma broca sem fio com um multiplicador de torque para minimizar problemas ao perfurar árvores, bem como seu efeito na preparação de microseções longas. Este protocolo também inclui um procedimento para afiar os corers no campo.

Fluxo de trabalho avançado para usar núcleos de incremento de alta qualidade - Novas técnicas e dispositivos

Aqui, mostramos como processar núcleos de árvores com um conjunto de ferramentas de tomografia computadorizada de raios-X. Exceto para extração química para alguns fins, nenhum tratamento físico adicional de laboratório é necessário. O conjunto de ferramentas pode ser usado para estimativas de biomassa, para obter dados MXD/largura dos anéis de árvores, bem como para obter dados quantitativos de anatomia da madeira.

Análise de testemunhos de árvores com tomografia computadorizada de raios X

Apresentamos um protocolo para usar montagens impressas em 3D para fixar núcleos de incremento no campo sem a necessidade de desembalá-los e colá-los em montagens de madeira. O novo suporte GSC permite colocar os núcleos em um micrótomo central para cortar sua superfície e transferi-los diretamente para a captura digital de imagens.

Um novo fluxo de trabalho para amostragem e digitalização de núcleos de incremento 

Este artigo descreve a concepção, construção e funcionamento de uma instalação de 1.000 m 2 contendo 24 parcelas individuais de 33,6 m 2 de campo equipado para medir o volume total de escoamento com o tempo e coleta de sub-amostras de escoamento em intervalos selecionados para a quantificação dos constituintes químicos na água da enxurrada de relvados domésticos simulado.

Projeto e Construção de um Mecanismo de Pesquisa escoamento urbano

O método EPA 1615 usa um filtro eletropositivo para concentrar enterovírus e norovírus em águas ambientais e potáveis. Este manuscrito descreve o procedimento de coleta de amostras para análises do Método 1615.

EPA Método 1615. Medição de Enterovirus e Norovirus Ocorrência na água pela cultura e RT-qPCR. I. Recolha de amostras de vírus

Para facilitar o esforço na busca de formulações mais econômicas e ecológicas de adesivos para madeira à base de produtos naturais, este trabalho demonstra a preparação e o teste de adesivos para madeira à base de sementes de plantas. Este protocolo permite avaliar produtos agrícolas à base de sementes de plantas como candidatos adequados para a substituição de adesivos de madeira de base sintética.

Preparação e Teste de madeira adesivos à base de planta refeição Semente

Aqui apresentamos um procedimento para quantificar enterovírus e norovírus em águas ambientais e potáveis usando PCR quantitativo de transcrição reversa. A recuperação média do vírus das águas subterrâneas com este procedimento padronizado do Método EPA 1615 foi de 20% para o poliovírus e 30% para o norovírus murino.

EPA Método 1615. Medição de Enterovirus e Norovirus Ocorrência na água por cultura e RT-qPCR. Parte III. Detecção de vírus por RT-qPCR

As proteínas são frequentemente usadas para marcar artrópodes para pesquisa de dispersão. Métodos para administrar marcas de proteínas internas e externas em artrópodes são demonstrados. Técnicas de detecção de marcas de proteínas, por meio de ensaios de imunoabsorção enzimática (ELISAs) indiretos ou sanduíche, também são ilustradas.

Administrando e Detecção de Marcas de proteína em artrópodes para a dispersão de Pesquisa

As preferências de comportamento alimentar no gado podem ser modificadas para implementar um plano de manejo de pastejo em culturas lenhosas. Aqui, apresentamos um protocolo para mostrar uma dose de cloreto de lítio após a ingestão de uma nova planta que induz aversão ao sabor condicionado.

Como criar aversão ao sabor condicionado para Grazing forrações em culturas lenhosas com Pequenos Ruminantes

Aprenda técnicas de amostragem de madeira para análise anatômica em alta resolução usando fluidos não-newtonianos e microtomia. Este método melhora a qualidade das amostras para estudos de dendroecologia.

Uma perspectiva técnica em Modern Tree-anel Research - Como superar dendroecologia e Madeira anatômicas Desafios

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