Name: Cultures Organotípicas fatia de Estudos de Pós-natal Neurogênese (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Aprenda a cultivar fatias organotípicas do hipocampo para estudar neurogênese pós-natal in vitro. Este método permite manipular células-tronco neurais e testar agentes farmacológicos no giro denteado.

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Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de pesquisa MOP 119271 ao JMW pelo Instituto Canadense de Pesquisa em Saúde. Os autores gostariam de agradecer à Sra. Yao Fang Tan por sua excelente assistência técnica.

NOTA: Todos os procedimentos com animais conformados com as orientações de saúde e bem-estar animal do Departamento de Medicina Comparativa da Universidade de Toronto. 1. Preparação de fatias do hipocampo <ol><li> Esterilizar os seguintes instrumentos usando o autoclave seco a 125 ° C: cabo de bisturi (# 3) (2), fórceps padrão standard, grande (1), Small dissector tesoura (dobrado para o outro) (1), Micro colher (colher e plana extremidades espátula) (1), Micro-espátulas (arredondados e extremidades arredondadas cônicos) (2), pincel fino (1), Fogo polido Pasteur pipeta (2), praças de gaze, 2 x 2 polegadas (5). </li><li> Quando estéril, colocar os instrumentos em um recipiente estéril e manter coberto até o uso. Imediatamente antes da dissecação, mergulhe os instrumentos em uma solução de etanol a 70%. </li><li> Prepara-se uma placa de cultura de 6 poços com inserção de cultura antes de iniciar o procedimento de dissecção por adição de 1 ml de meio de cultura / poço e armazenando a placa na incubadora a 35 ° C, umand 5% de CO 2. </li></ol> 2. Organizar instrumentos de dissecação em estéril de fluxo laminar <ol><li> Pulveriza-se a câmara de fluxo laminar com etanol a 70% e remover instrumentos esterilizados dissecção a partir de álcool. Permitir que os instrumentos para secar enquanto descansa em uma placa de Petri esterilizada para evitar o contato entre o álcool e o tecido do cérebro dissecado. </li><li> Depósito 5-7 ml de solução de dissecação gelada esterilizados em 2 grandes placas de Petri estéreis. Um prato vai relaxar e limpar a cabeça (sujo), o outro para o resfriamento e enxaguar a esvaziado cérebro (limpo). Coloque um papel de filtro esterilizado numa das tampas de placas de Petri para dissecar o cérebro. </li><li> Colocar uma pequena quantidade de papel de filtro, esterilizado em uma pequena tampa da caixa de Petri para dissecar o hipocampo. Depósito 3-5 ml de solução esterilizada dissecação gelada em 2 pequenos, placas de Petri estéreis. Um prato vai realizar o hipocampo escavado para fora, ninguém vai segurar seções durante a separação das secções do hipocampodissecção sob microscópio. </li><li> Prepare o cortador de tecidos gravando um pedaço de papel de filtro esterilizado para a fase de corte e a montagem de uma lâmina de barbear estéril. Molhar o papel de filtro com solução de dissecação esterilizado. </li><li> Spray de um bio-saco limpo com álcool e coloque-o em fluxo laminar bancada limpa. </li></ol> 3. Hippocampal Dissection <ol><li> Pulverizar o filhote de rato P7 Sprague Dawley com etanol 70% fora do fluxo laminar bancada limpa e rapidamente decapitar o animal usando grandes tesouras cirúrgicas estéreis dentro do banco de fluxo laminar. Deixe a cabeça cair na solução de dissecação gelada em uma das placas de Petri. </li><li> Na placa de Petri, enxaguar o sangue e rapidamente transferir a cabeça para papel de filtro esterilizado, lado ventral para baixo. </li><li> Usando o bisturi, cortar ao longo da superfície dorsal no plano sagital para expor o crânio subjacente. Cortar através da pele, mas não o osso subjacente, que é macio e facilmente penetrável em ratos de tsua idade. Separe este bisturi &quot;sujo&quot; e não usar em tecido cerebral. </li><li> Usando as pequenas tesouras de dissecção (anguladas para o outro) e uma pinça, cortado o crânio ao longo da sutura sagital do crânio para bregma, o ponto na anatomia do crânio onde a sutura coronal é entrecortada perpendicularmente pela sutura sagital. Use uma pinça para puxar abas crânio para cima e longe da linha média do crânio. </li><li> Coloque a colher micro no lado inferior do cérebro, por baixo do tronco cerebral, para levantar suavemente para fora do cérebro do crânio. Levante o cérebro para expor os nervos ópticos e bulbo olfatório na superfície basal do cérebro. Corte essas estruturas com uma tesoura pequena para separar totalmente o cérebro de crânio. Remover e transferir o cérebro intacto para o outro prato de Petri contendo solução grande dissecação gelada. </li><li> Usando o micro colher, transferir o cérebro a uma tampa pequena placa de Petri contendo papel de filtro estéril. Com uma pipeta de Pasteur estéril, lavar o cérebro com algumas gotas de dissecting solução para manter o tecido úmido. </li><li> Usando uma lâmina de bisturi &quot;clean&quot; cortar os dois hemisférios separados. Transfira o hemisfério esquerdo volta a grande placa de Petri com micro colher e coloque o lado pia hemisfério baixo na solução de dissecação gelada para posterior utilização. </li><li> Ver a face medial do hemisfério direito e identificar o fornix borda, uma banda de destaque da matéria branca ao longo da borda medial do hipocampo. Usando um bisturi estéril, faça um corte sagital através do fundo de saco, mas tome cuidado, pois apenas 0,5 cm da ponta do bisturi vai ser suficiente para cortar o fundo de saco. </li><li> Usando 2 micro-espátulas, remova o primeiro hipocampo do hemisfério direito, colocando a mão-espátula direita no tronco cerebral e levantando o córtex sobreposta com a espátula esquerdo. Suavemente levantar o córtex para revelar o ventrículo lateral e medial da superfície do hipocampo. A linha curva branca, a fímbria, agora deve estar visível. </li><li> Alinhe a curvatura da espátula com a curvatura da fímbria e pressione suavemente a espátula sob a fímbria. Deslize a espátula esquerda e passeio ao longo do eixo rostral-caudal e levante espátula na direção dorsal para remover hipocampo. </li><li> Transferir o hipocampo de uma 2ª pequena placa de Petri com solução de dissecção gelado. Repita o mesmo procedimento no hemisfério esquerdo para remover o hipocampo esquerdo. </li><li> Usando uma espátula micro, transferir cuidadosamente o hipocampo para o palco cortador de tecidos. Dispor-los adjacentes e paralelos um ao outro e perpendiculares ao eixo da lâmina de helicóptero. Utilização de um pincel para posicionar o tecido e adição de algumas gotas de solução de dissecção no topo do hipocampos. </li><li> Corte o tecido em 400 mm fatias sem parar para remover fatias individuais (geralmente eles não vão aderir à lâmina). Depois de todo o hipocampo foi cortado, use o pincel para transferir delicadamente as seções para a 2ª pequena placa de Petri com solução de dissecção. </li><li> De acordo com anúncioissecting microscópio, separe cuidadosamente as fatias flutuante usando amicro-espátula e pincel. </li><li> Remova a placa de cultura de pré-preparados com inserção de cultura do incubador e lugar numa câmara de fluxo laminar. </li><li> Usando uma pipeta de Pasteur polida ao fogo, desenhar 4-5 fatias para a pipeta de transferência e fatias à superfície apical de membrana inserção de cultura. Em seguida, ajuste o posicionamento com um pincel e deixe espaço entre as seções individuais e da fronteira da inserção da cultura. </li><li> Usando uma pipeta de Pasteur estéril, remover o excesso de solução de dissecação da superfície apical de membrana. NOTA: Ao remover solução evitar desenhar cortes de tecido para a pipeta. Como alternativa, use uma pipeta regular (P200 ou P1000) com pontas de pipetas esterilizadas para remover lentamente solução. </li><li> Colocar a placa de cultura com meio de cultura contendo soro e as fatias de hipocampo de volta na incubadora a 35 ° C e 5% de CO 2. NOTA: Se as chamadas experiênciapara a geração de culturas de vários animais, limpar completamente o fluxo laminar banco limpo entre dissecções. Retorno instrumentos para solução de álcool e substituir todas as placas de Petri, papéis de filtro e lâminas de barbear estéril, antes da segunda dissecção. </li></ol> 4. alimentação e manutenção de Organotípicas Slices <ol><li> Culturas para alimentação animal em um fluxo laminar estéril bancada limpa. </li><li> Realize a primeira alimentação das seções de cultura dois dias pós-dissecção. Aspirar meio de cultura de idade que usa a pipeta de vidro esterilizado. </li><li> Use estéreis 5 ml pipeta serológica para adicionar 1 ml de, meio contendo soro fresco, estéril aos poços. </li><li> Gentilmente substituir a inserção da cultura e tomar cuidado para remover as bolhas de ar que podem ter se formado debaixo da superfície da membrana. </li><li> Após a primeira alimentação, mudar meio todos os outros dias. </li></ol> 5. Incubar fatias de tecido com timidina Analogues para Label Newborn Neurônios <ol><li> A fim de estudara maturação e integração de células granulares do denteado do hipocampo, incubar as fatias organotípicas com um análogo da timidina, tal como bromodesoxiuridina (BrdU) ou Chlorodeoxyuridine (CldU). Aqui, nós utilizamos CldU devido à sua maior solubilidade em solução salina. </li><li> Após 3DIV, adicionar 1 ml de / ml de solução concentrada CldU 10 mg em solução salina a 1 ml de meio de cultura para uma concentração final de 10 ug / ml. Se BrdU é usado, corrigir a concentração para as diferenças de peso molecular. Adicionar meio com CldU para poços de cultura e incuba-se o tecido com CldU contendo meio durante 2 horas a 35 ° C. </li><li> Após 2 h de incubação a 35 ° C, remover o meio contendo CldU e substitua com meio de alimentação regular para retomar a programação de alimentação normal (descrito acima). </li></ol> 6. Os tecidos Fixation e Armazenamento <ol><li> Estabeleça um cronograma para a aplicação de tratamentos e fixação de amostras de tecido antes de iniciar experimentos de cultura (Figura 2B). </li> &lt;li&gt; A um dia predeterminado pós-dissecação, preparar o seguinte numa hotte de laboratório: uma proveta de 10-50 ml contendo 4% de paraformaldeído (PFA) em tampão fosfato salino (PBS); um copo vazio para o meio de cultura descartados; pequeno fórceps; e uma pipeta de 1000 ml com pontas descartáveis. </li><li> Remova a placa de cultura (s) a partir de câmara de incubação e transferência para uma coifa. Inclinação das inserções individuais de placas bem com fórceps. Em seguida, utilizar uma pipeta para remover o meio de cultura e transferência para uma proveta de eliminação. Inclinar a placa de cultura a um ângulo para ajudar a garantir que todo o meio de cultura é removido. </li><li> Concluir a remoção por meio de uma placa de cultura de cada vez. Ao meio foi removido, adicionar 1 ml de PFA 4% para cada poço de cultura e sele bem placa com parafilm. Repita o procedimento para o maior número de placas de cultura como placas necessárias e transferir para geladeira a 4 ° C, durante 24 horas. </li><li> Após 24 horas, prepare o seguinte em um exaustor: 10-50 taça ml contendo 0,1% de azida de sódio em PBS; um vazioTaça por PFA descartado (siga as precauções de segurança ao descartar substâncias tóxicas); pequeno fórceps; e 1.000 ml pipeta com pontas descartáveis. </li><li> Siga o procedimento descrito no ponto 6.4 para a adição de PFA, mas adicionar 1 ml de PBS com azida de sódio em vez disso. Uma vez terminada a transmissão, placas de poços de vedação para uso futuro por envolvimento bordas em parafilm e armazenar na geladeira a 4 ° C. </li></ol> 7. O corte do tecido por imuno-histoquímica <ol><li> Realizar tecido corte usando um vibratome. A seguinte série de passos ajudar a maximizar o rendimento de secções de tecido utilizáveis ​​a partir de culturas organotípicas. NOTA: Imediatamente após dissecação do hipocampo e plaqueamento das fatias, o tecido tem uma espessura de aproximadamente 400 um. No entanto, depois de 2-3 semanas na câmara de incubação, fatias de tecido começará a achatar, resultando numa espessura de secção final de 150-300 | im. </li><li> Prepare os seguintes itens para a seção de tecido cultivado: a # 11 bisturi blade e manusear, um prato de vidro Petri contendo PBS gelado, um micro-dissecação fórceps, e uma fase de corte vibratome limpa para montar tecido. </li><li> Usar um bisturi para cuidadosamente cortada ao longo do perímetro da membrana inserção circular de modo que ele pode ser separado da carcaça inserção de plástico. Deixar um amplo espaço entre a fatia culta e o bisturi. </li><li> Transferir a membrana inserção individual para uma placa de Petri contendo PBS. Após lavagem em PBS, utilize uma pinça para transferir a membrana para a fase de montagem vibratome. </li><li> Em seguida, usar o bisturi para eliminar o excesso de membrana que envolve fatias cultivadas e cortar o excesso de material para criar bordas limpas. Este passo irá garantir a membrana é plana e pode aderir facilmente à superfície de corte. </li><li> Colocar 1-2 gotas de adesivo sobre a fase de corte vibratome e espalhar em camada uniforme utilizando uma agulha 22 G. Espalhe adesiva em uma forma retangular com a borda longa paralela à lâmina de corte do vibratome. Execute esta etaparapidamente, para evitar que o adesivo de secagem. </li><li> Use uma pinça para transferir a membrana aparadas contendo fatias do hipocampo para o estágio de corte e gentilmente posicionar a membrana na cola e garantir que não haja bolhas de ar. </li><li> Como o superglue seca, transferir o palco vibratome com a membrana colada de volta para a PBS contendo placa de Petri. Prepare a lâmina vibratome e uma azida de sódio contendo 48 poços para armazenar seções do tecido. </li><li> Use vibratome para gerar 30 mm secções do tecido fatia organotípicas e transferência para uma placa de 48 poços contendo azida de sódio para armazenamento e subsequente coloração imuno-histoquímica. </li><li> Consulte os protocolos de imuno-histoquímica 26,29 coloração pré-existentes. </li></ol>

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</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Seguindo CldU (ou BrdU) a administração, o calendário de aplicação de agentes farmacológicos podem ser escolhidas como alvo para PED-nascidos durante janelas específicas do desenvolvimento. Por exemplo, um agente hipotético pode ser aplicada durante a segunda semana pós-injecção CldU, o que é proposto para coincidir com a idade de neurónios imaturos que se encontram numa fase de desenvolvimento em que o GABA é despolarizantes. Estudos futuros utilizando este protocolo poderá adaptar o agente farmacológico e a janela de ...

A neurogênese adulta no hipocampo de mamíferos representa um exemplo notável da capacidade inata do cérebro de adaptabilidade e plasticidade. As células granulares dentadas (DGCs) são geradas a partir de um pool renovável de células progenitoras neurais no giro dentado do hipocampo, que é uma das duas regiões neurogênicas atualmente bem caracterizadas no cérebro dos mamíferos e é considerada particularmente importante para o aprendizado e a memória. O hipocampo faz parte do sistema límbico e tem uma localização profunda dentro do cérebro dos mamíferos, o que o torna um alvo difícil para manipulação farmacológica precisa. Além disso, a neurogênese aberrante tem sido implicada em condições como epilepsia, esquizofrenia e doença de Alzheimer, o que despertou interesse em entender a influência de vários agentes farmacológicos durante a maturação e sobrevivência dos neurônios recém-nascidos. A distinção entre neurogênese pós-natal e adulta é tênue e estudos anteriores mostraram que muitas características do desenvolvimento neuronal in vivo no início do período pós-natal e na idade adulta são semelhantes25. Aqui enfatizamos a neurogênese pós-natal e sugerimos possíveis aplicações para a neurogênese adulta.
As culturas de fatias organotípicas fornecem um método in vitro eficiente para estudar várias propriedades fisiológicas do hipocampo de mamíferos. O valor das culturas de fatias preparadas a partir de cérebros de roedores pode ser resumido em três qualidades principais: 1) o protocolo é direto e requer materiais prontamente disponíveis; 2) as culturas de slice permitem estudos farmacológicos que eliminam variáveis complexas, como a localização anatômica profunda do hipocampo e contornam a barreira hematoencefálica1; e 3) a estrutura bem caracterizada do hipocampo e do circuito tri-sináptico é preservada2. Pesquisadores anteriores usaram a cultura organotípica do hipocampo para estudar o desenvolvimento sináptico e a fisiologia3,4, gliogênese5-7, dano cerebral isquêmico8,9, neuroproteção e neurorreparo10-12, bem como epilepsia13-15. As culturas de fatias também podem fornecer um sistema modelo útil que permite o monitoramento do desenvolvimento celular em conjunto com a marcação de células com proteína fluorescente verde (GFP) ou outros marcadores vitais.
Culturas de fatias também foram empregadas anteriormente para estudar a neurogênesepós-natal do hipocampo 16-19, mas um fator importante na maioria desses estudos é a degeneração bem caracterizada que resulta do explante de tecido de animais adultos após aproximadamente 2 semanas in vitro20,21. Por esse motivo, as culturas de fatias são normalmente preparadas a partir de camundongos ou filhotes de ratos pós-natais precoces (P5-P10), que utilizam a viabilidade aprimorada do tecido cerebral pós-natal precoce para cultura22. Embora estudos anteriores tenham mostrado que o hipocampo pós-natal precoce e adulto diferem em relação à fisiologia sináptica e à expressão de subtipos neuronais específicos23,24, há uma conservação substancial do programa de desenvolvimento coreografado pelo qual as células granulares dentadas recém-nascidas realizam durante a maturação25. Além disso, estudos recentes sugeriram que as características fisiológicas dos DGCs recém-nascidos em cultura são muito semelhantes aos neurônios imaturos na preparação do corte agudo do hipocampo16.

<table><tbody><tr><td>5-cloro-2'-desoxiuridina (CldU)</td><td>MP Biomedicals</td><td>105478</td><td>Perigoso, Carcinogênico</td></tr><tr><td>Inserções de cultura de células, 30 mm de diâmetro, 0,4 &micro; m tamanho do poro</td><td>Thermo scientific&nbsp;</td><td>140660</td><td>O revestimento Nuclon delta nessas inserções proporciona melhor adesão do tecido e melhora a qualidade do corte.</td></tr><tr><td>Tubos de centrífuga cônicos (estéreis)</td>Tesoura de dissecção <td>Fisher Scientific</td><td>14-432-22</td><td></td></tr><tr><td>(inclinada para o lado)</td><td>Ferramentas de Ciência Fina&nbsp;</td><td>14082-09</td><td></td></tr><tr><td>Meio essencial mínimo (MEM)</td> <td>Gibco</td><td>11095; líquido</td><td>Armazenar a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Eclipse Ni-U microscópio fluorescente</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cola para tecido</td><td>Krazy Glue</td><td>KG585</td><td>Use uma quantidade mínima de cola para obter aderência, pois qualquer tecido exposto à cola será inutilizável para IHC.</td></tr><tr><td>Hank' s Solução salina balanceada (HBSS) (500 ml)</td> <td>Gibco</td><td>14025-092</td><td>Armazene a 4 &deg; C</td></tr><tr><td>Soro de Cavalo Inativado por Calor (500 ml)</td> <td>Gibco</td><td>16050-122</td><td>Faça alíquotas de 50 ml e armazene a -20 &deg; C</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clarke</td><td>TW 31KYPBX</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas de vidro modificadas (fundo da pipeta Pasteur removido e borda alisada com chama de Bunsen)</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Placa de Petri (100 mm x 15 mm) e (60 mm x 15 mm)</td> Lâminas de bisturi <td>Fisher Brand</td><td>FB0875712 e FB0875713A</td><td></td></tr><tr><td># 11</td><td>Fine Science Tools</td><td>10011-00</td><td></td></tr><tr><td>Cabo de bisturi # 3</td><td>Fino Ferramentas científicas</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas sorológicas</td><td>Sorfa Medical Plastic Co.</td><td>P8050</td><td></td></tr><tr><td>Padrão Padrão fórceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Filtro de vácuo estéril</td><td>Thermo-Scientific</td><td>565-0020</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura Cirúrgica</td><td>Fine Science Tools</td><td>14054-13</td><td></td></tr><tr><td>Unidade de filtro acionada por seringa</td><td>Millipore-Millex</td><td>SLGP033RS</td><td></td></tr><tr><td>Tissue chopper com estágio móvel</td><td>Stoelting& nbsp;</td><td>51425</td><td></td></tr><tr><td>Pincel</td><td></td><td></td><td></td> de ponta fina</tr></tbody></table>

cultures organotípicas fatia de estudos de pós-natal neurogênese

Organotypic Slice Cultures for Studies of Postnatal Neurogenesis

Aqui nós descrevemos uma técnica para estudar a neurogênese pós-natal do hipocampo no cérebro de roedores utilizando a técnica de cultura fatia organotípica. Este método mantém a morfologia topográfica característica do hipocampo, enquanto que permite a aplicação directa de agentes farmacológicos para o desenvolvimento do giro dentado do hipocampo. Adicionalmente, culturas de fatias pode ser mantido durante até 4 semanas, e assim, permitir uma para estudar o processo de maturação de neurónios granulares-nascidos. Culturas de fatias para permitir a manipulação farmacológica eficaz de fatias de hipocampo, enquanto excluindo variáveis ​​complexas, tais como as incertezas relativas à localização anatómica profunda do hipocampo, bem como a barreira de sangue do cérebro. Por estas razões, buscou-se otimizar culturas fatia organotypic especificamente para pesquisa neurogênese pós-natal.

Determinar se as culturas organotypic seria adequado para a investigação a neurogênese adulta necessário que preencham dois critérios principais: 1) que fatias manter características morfológicas características de fatias do hipocampo após 10-21 dias in vitro (DIV), e 2) que PED-nascidos pode ser quantificada utilizando técnicas de imuno-histoquímica padrão comumente empregados na pesquisa neurogênese adulta. Relativamente ao primeiro critério, a Figura 1A e 1B destacar a morfo...

Aqui nós descrevemos uma técnica para estudar a neurogênese pós-natal do hipocampo utilizando a técnica de cultura fatia organotípica. Este método permite a manipulação in vitro da neurogénese adulto e permite a aplicação directa de agentes farmacológicos para o hipocampo cultivadas.

Cultures Organotípicas fatia de Estudos de Pós-natal Neurogênese

Here we describe a technique for studying hippocampal postnatal neurogenesis in the rodent brain using the organotypic slice culture technique. This ...

O objetivo geral deste procedimento é produzir culturas de fatias com topografia hipocampal nítida e avaliar a neurogênese no giro denteado do hipocampo. Isso é realizado primeiramente cultivando fatias hipocampais em uma placa de cultura equipada com uma membrana especial. Em seguida, as células em divisão são marcadas com um marcador mitótico.O tecido marcado é então cortado em seções. Por fim, as seções são coradas utilizando procedimentos-padrão de imunohistoquímica para identificar neurônios recém-formados. Em última instância, a imunohistoquímica e a contagem celular são utilizadas para medir a densidade celular e as propriedades das células.Em geral, indivíduos novos nesta técnica podem achar difícil, pois exige muita prática. A demonstração visual é fundamental, já que os passos da dissecação e o processo de transferência do tecido da placa de cultura para a platina do vibrosserrote podem ser difíceis de aprender. O procedimento será demonstrado por Adam Moza, um estudante de pós-graduação em nosso laboratório, usando uma lâmina de bisturi limpa, cortando ao meio os dois hemisférios de um cérebro isolado.Transfira o hemisfério esquerdo de volta para a grande placa de Petri

organotypic-slice-cultures-for-studies-of-postnatal-neurogenesis

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Cultura Slice organotípicas de E18 cérebros de ratos

Nós descrevemos um método para preparar organotípicas fatias do hipocampo que pode ser facilmente adaptado a outras regiões do cérebro. Fatias de cérebro são colocadas em membranas porosas e meios de cultura está autorizado a formar uma interface. Este método preserva a arquitetura bruta do hipocampo para até duas semanas em cultura.

Organotípicas Hippocampal Culturas Slice

Este protocolo descreve um ensaio fatia organotípicas otimizado para o cérebro pós-natal e imagens de alta resolução de lapso de tempo de migração neuroblastos no fluxo migratório rostral.

Um Ensaio Slice organotípicas para High-Resolution Imaging Time Lapse de migração neuronal no cérebro pós-natal

Um método para gerar fatias organotípicas da E12.5 mesencéfalo embrionário murino é descrito. As culturas fatia organotípicas pode ser usado para observar o comportamento de neurônios dopaminérgicos ou outros neurônios do mesencéfalo ventral.

Organotípicas culturas de mesencéfalo ventral Slice Embrionárias: Um Sistema para o Estudo de Desenvolvimento Neuronal dopaminérgicos In vitro</em

Para realizar uma avaliação rápida da função de genes no desenvolvimento de córtex cerebral, que descrevem métodos que envolvem...

Métodos de Estudo da morfogênese neuronal:<em&gt; Ex vivo</em&gt; Eletroporação RNAi no Cortex Cerebral Murina embrionárias

Este vídeo demonstra um método para preparar culturas organotípicas de fatias de hipocampo a partir do cérebro de um filhote de rato. Ele descreve as etapas envolvidas na dissecação do hipocampo, fatiamento e condições de cultura necessárias para promover a viabilidade celular e o crescimento nas fatias do hipocampo, gerando culturas de fatias organotípicas.

Preparação de culturas organotípicas de fatias do hipocampo de um filhote de rato

Uma técnica para estudar células NG2 e oligodendrócitos usando um sistema de cultura de fatias do prosencéfalo e cerebelo é descrita.  Este método permite o exame da dinâmica de proliferação e diferenciação de células dentro da linhagem de oligodendrócitos, onde o ambiente extracelular pode ser facilmente manipulado, mantendo a citoarquitetura do tecido.

Culturas Organotípicas fatia para Estudar Oligodendrocyte Dynamics e Myelination

Culturas de fatias hippocampal organotypic (OHSC) representam um modelo in vitro que simula a situação na vivo muito bem. Aqui descrevemos uma vibratome de base melhorada fatiar protocolo para obter fatias de alta qualidade para uso em avaliar o potencial neuroprotetor do romance substâncias ou o comportamento biológico das células tumorais.

Organotypic fatias Hippocampal culturas como um modelo para estudo neuroproteção e invasão de células tumorais

Um protocolo para preparar culturas de fatias flutuantes do cérebro humano adulto é apresentado. O protocolo é uma variação do método de cultura de fatia amplamente utilizado usando inserções de membrana. É simples, rentável, e recomendado para a execução de ensaios de curto prazo destinadas a desvendar mecanismos de neurodegeneração por trás de doenças cerebrais associadas à idade.

Culturas de fatias flutuantes de curto prazo do cérebro humano adulto

Um ensaio ex vivo da fatia permite que o conseqüência do nervo oculomotor seja imaged no tempo real. As fatias são geradas incorporando E 10.5 ISLMN: embriões de GFP no agarose, cortando em um vibratome, e crescendo em uma incubadora do estágio-parte superior. O papel das vias de orientação do AXON é avaliado pela adição de inibidores aos meios de cultura.

Cultura ex vivo oculomotor Slice de camundongos que expressam GFP embrionário para a imagem de lapso temporal do crescimento do nervo oculomotor

As culturas organotípicas da fatia são uma ferramenta poderosa para estudar processos neurodevelopmental ou degenerative/regenerative. Aqui, descrevemos um protocolo que modela a morte do neurodesenvolvimento das células purkinje em culturas de fatias cerebelares do rato. Este método pode beneficiar a pesquisa na descoberta de medicamentos neuroprotetores.

Purkinje Sobrevivência celular em culturas organotípicas cerebelares fatia

Aprenda a cultivar fatias organotípicas do hipocampo para estudar neurogênese pós-natal in vitro. Este método permite manipular células-tronco neurais e testar agentes farmacológicos no giro denteado.

Cultures Organotípicas fatia de Estudos de Pós-natal Neurogênese

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