Name: Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente In Vivo Monitoring (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 17 s
Description: Aprenda a técnica cirúrgica para implantação de enxertos vasculares de engenharia de tecidos na artéria carótida de ovelhas, incluindo monitoramento hemodinâmico em tempo real. Este protocolo padronizado minimiza variabilidade cirúrgica.

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Este trabalho foi financiado por doações do Instituto Nacional do Coração e Pulmão (R01 HL086582) e do Fundo de Ciência Stem Cell New York (NYSTEM, Contrato # &#160; C024316) para STA e DDS ilustrações utilizadas vídeo JoVE foram preenchidos por John Nyquist; Illustrator Medicina da Universidade Estadual de Nova York em Buffalo.

NOTA: Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso Animal da Universidade Estadual de Nova York em Buffalo. Preparação 1. Pré-cirúrgica <ol><li> Use ovelhas (Dorset cruz, fêmea, cerca de 1-3 anos de idade com um peso de 40-60 kg) para o seguinte estudo. Administrar ciclosporina A (200 mg / dia), aspirina (975 mg / dia), e coumadina (20-30 mg / dia) por via oral, começando 3 dias antes da cirurgia e continuar para a duração de todos os estudos. </li><li> Garantir a ovelha jejuou 12 horas antes da cirurgia (alimentação normal = 1,8 kg de feno e 0,4 kg de grãos). </li><li> Esterilizar todos os materiais cirúrgicos usando um autoclave a vapor a 121 ° C e 15 psi durante 30 min. </li><li> Coloque os seguintes itens em uma hr paraformaldeído secador 48 antes da cirurgia: 4 mm sondas de fluxo Doppler, um milímetro cristais ultra-sônicos, cateteres arteriais residente, extensão de tubos e 42 &quot;Tygon Tubing. NOTA: A tabela de equipamentos médicos relevantes necessárias àcirurgia e para a esterilização está listado na Tabela 1. Pré-colocação de instrumentação dentro da tubagem em Tygon neste passo vai ajudar a poupar tempo durante a cirurgia. <ol><li> Escreva em cada extremidade das sondas, cateteres e cristais como esquerda e direita, se for o caso. </li></ol></li></ol> 2. Operação Cirúrgica <ol><li> Ovelhas para induzir anestesia com diazepam (0,5 mg / kg) e cetamina (4 mg / kg) por via intravenosa (IV). Alternativamente, usar Telazol (4 mg / kg) IV. <ol><li> Realizar intubação orotraqueal com um diâmetro 8,5-10,0 mm interno algemado tubo endotraqueal 7. </li><li> Administrar anestesia por inalação através de um circuito de reciclagem do ar com um ventilador de volume corrente (7-10 ml / kg) ou um ventilador de pressão regulada (15-20 cm de H 2 O). Use um vaporizador de precisão para administrar isoflurano ou sevoflurano em uma quantidade adequada (3% -4% inicialmente) para chegar a uma média a profunda fase anestésico cirúrgico. A concentração mínima para alveolarovinos é de 1,4% ou 1,9%, respectivamente 8. </li><li> Avaliar a profundidade da anestesia por meio da observação da resposta motora aos estímulos, reflexo palpebral, a posição dos olhos, e freqüência cardíaca. Monitor de saturação de oxigênio no sangue (95% -100%) pela oximetria de pulso, concentração de CO 2 (45-55 mmHg) em gases expiratórios usando capnografia e manter a temperatura corporal durante o procedimento (38,5-39,5 ° C), utilizando um auto regulado manta térmica. </li></ol></li><li> Raspar lã de todo o pescoço do ovino, e sobre uma veia cefálica, utilizando uma lâmina de # 40 na tosquiar padrão. Prepare a pele de ambos os sites para cirurgia, utilizando 70% de álcool isopropílico e 7,5% betadine matagal gaze saturada. Comece com álcool gaze para facilitar a remoção da oleosidade da pele. Alternar entre gaze betadine e álcool gaze três vezes. </li><li> Coloque ovelha para a mesa de operação em decúbito dorsal no topo de um cobertor de aquecimento. Passe uma sonda orogástrica de tamanho médio para permitir a expulsão passiva do conteúdo do estômago. Estender apescoço e de ovelha usar amortecimento de apoio conforme necessário para manter a colocação. <ol><li> Realize uma esfoliação asséptica final usando 7,5% betadine gaze embebida e deixe descansar por 5 minutos antes da cirurgia. </li></ol></li><li> Administrar fluidos IV (solução de lactato de Ringer ou soro fisiológico 0,9%) a 10 ml / kg / h através de um angiocath colocado na veia cefálica. Administrar antibióticos intra-operatórios e analgesia: penicilina G procaína 6.600 U / kg por via intramuscular (IM), gentamicina 1,6 mg / kg IM, e buprenorfina 0,005-,01 mg IV ou IM. </li><li> Faça uma incisão ~ 12 cm do comprimento sobre o pescoço ventral com bisturi electro. Isolar as artérias carótidas direita e esquerda (~ 6 cm) por remoção do tecido conjuntivo, utilizando uma técnica de dissecção romba. Empate fora e cauterizar micro-vasos de ramificação das artérias carótidas para minimizar o sangramento. </li><li> Manter a esterilidade, utilizando (a não-estéril) enfermeira cirúrgica para ajudar na construção de galerias toda a fiação e tubulação (sonda de fluxo, fios de cristal ultra-sônicose tubo do cateter) na camada subcutânea da pele. Use a trocar embotada, que sai através da incisão preparado cirurgicamente no pescoço dorsolateral. <ol><li> Alcançar sob o campo estéril e virar a cabeça da ovelha de modo a que a parte lateral do pescoço pode ser visualizada sob a cortina. </li><li> Utilize uma pinça hemostática curva 8 cm a túnel através do espaço subcutâneo entre a incisão na linha média ventral do pescoço e a parte lateral do pescoço. Abra e feche a pinça hemostática para dissecar sem rodeios um espaço para a tubulação de cerca de 1,5 cm de largura. As dicas da pinça hemostática deve residir no meio do caminho entre a cabeça e os ombros, aproximadamente 10 cm caudal para o ouvido direito ou esquerdo. Vire a pinça hemostática para que as pontas estão apontando na direção da pele superficial. </li><li> Alcance sob a cortina estéril e fazer um 1,5 centímetros incisão através da pele, sobre as pontas da pinça hemostática com um estéril # 11 da lâmina. Visualize as pontas da pinça hemostática para confirmar a saída clara através da pele. </li><li> Passe o tubo Tygon contendo umfiação ll e tubos através do túnel subcutâneo. Mantenha os fios e tubos acima do campo estéril. </li><li> Alcance sob a cortina para remover o tubo exterior Tygon do pescoço, expondo a fiação da implantado, uma vez que deixa o pescoço do ovino. Puxe linhas individuais de forma a minimizar qualquer folga no espaço subcutâneo. Deixe uma distância suficiente para unir corretamente a instrumentação para a artéria. </li></ol></li><li> Coloque 4 milímetros sondas de fluxo Doppler em ambas as artérias carótidas e atingir uma leitura inicial (Figura 1). Administrar 100 U / kg de heparina IV 30 min antes do pinçamento da artéria. </li><li> Continue a administração de heparina a 100 U / kg / h até ao final da cirurgia. Prenda a artéria carótida usando non-esmagamento pinças vasculares e extirpar uma porção (cerca de 4 cm de comprimento). A taxa de fluxo da carótida contralateral aumente em 50% -100%, para manter o fluxo sanguíneo para o cérebro. Nota: É possível limitar trecho longitudinal pelo recuo do vaso nativo, removendosegmentos mais curtos do que está sendo substituído e / ou alongamento da artéria nativa com vascular grampos para encurtar lacuna até anastomotic procedimento completo é concluído. Isso vai ajudar a limitar a tensão na sutura exploração individual, tendo o enxerto implantado. </li><li> Suturar a TEV no local usando pontos isolados simples com 7-0 prolina ethalloy dupla sutura de monofilamento armado. Se necessário, aplicar relaxantes musculares lisas vasculares, tais como a papaverina (15 mg / ml) ou nicardipina (1,25 mg / ml) por via tópica à vasculatura nativa, a fim de impedir a vasoconstrição, que iria dificultar a sutura da anastomose. NOTA: Comece colocando suturas com espaçamento de cerca de 1 mm. Isso pode variar muito de caso para caso. A composição e espessura TEV irá afectar a distância efectiva entre as suturas. À medida que a espessura do tecido nativo ou TEV diminui, pode ser necessário para colocar as suturas mais juntos. <ol><li> Primeiro âncora de quatro pontos de TEV à artéria nativa, colocando dois s opostastitches em ambas extremidades proximal e distal (Figura 2 -di). Segure cada âncora ensinou usando hemostats. NOTA: descrições proximal e distal são em referência a direção do fluxo de sangue por todo o papel. </li><li> Adicionar mais 5-6 suturas sobre o lado superficial de ambas as extremidades proximal e distal para iniciar a anastomose. (Figura 2-Pr). Simultaneamente rodar o vascular grampos 180 graus. </li><li> Restabelece-se a tensão sobre as suturas de ancoragem. Adicionar adicional (5 a 6) para suturas interrompidas extremidades proximal e distal do lado girado de TEV. </li></ol></li><li> Uma vez que o TEV está devidamente suturado no lugar, gire-a de volta para a posição original e retire a vascular grampos um de cada vez, braçadeira distal primeiro. Ligeiro sangramento nos locais de anastomose é comum. Isso pode resolver naturalmente após vários minutos de liberação grampo e reclamping ou exigir a colocação de pontos adicionais. Coloque a sonda de fluxo Doppler (Figura 3-Fl) De volta em proximal da artéria nativa ao fluxo de sangue que entra no TEV e vazão monitor. NOTA: O prazo as taxas de fluxo da carótida esquerda e direita para equilibrar após aproximadamente 15 min. Se a taxa de fluxo na artéria carótida com TEV firmemente implantada gotas, é possível que a TEV é coagulação. Outras alterações possíveis em relação ao fluxo pode ser atribuído à constrição da artéria nativo proximal ou distal ao TEV. Se isto ocorrer, o uso de relaxante do músculo liso vascular adicional pode ser aplicada, e o vaso nativo deve retornar a um tónus basal após 30-60 min após o encerramento do tecido sobre o sítio do enxerto. <ol><li> Se desejar, extirpar a artéria carótida contralateral e sutura-lo de volta no lugar, como um controle &quot;Sham&quot;. Isto é mais clinicamente relevante do que deixar a artéria carótida direita e sozinho só prender a sonda de fluxo, os cristais ultra-sons, e o cateter. Se um controle sham é querido, faça isso antes de prosseguir para a etapa 2.11. </li></ol></li><li> Suturar um milímetro cristais ultra-sônicas (Figura 3 CR1 CR2) para lados opostos do TEV usando 7-0 prolina. Fio de sutura através da cabeça de cristal ultra-som e pontos apenas na camada superficial da TEV. </li><li> Cateterize artéria utilizando uma versão modificada 18 G cateter com uma abertura Teflon tecido (Figura 3- Ca &amp; Figura 4A). Coloque a distal do cateter para o TEV em tecido arterial nativo. <ol><li> Sutura do bolso para a parede arterial com 5/0 Ethibond para controlar qualquer hemorragia. Use ciclohexanona a aderir o tubo de orifício micrométrico para o cateter que foi lavada com solução salina. Use a tubulação, como uma linha de extensão. </li><li> Usar um adaptador Luer 20 L curtas com um plug Injection Surflo para vedar a extremidade do tubo exteriorizado (Figura 4B). Para manter a permeabilidade do cateter, se obter o volume de escorvamento da linha e lavá-la com 10 ml de solução salina e, em seguida, 5.000 U / ml de heparina de sódio injecção a cada 2-3 dias. </li></ol></li><li> Grave a distância entre a sonda de fluxo ultra-sons e os cristais, bem como a distância entre a sonda de fluxo e o cateter. Esta velocidade de onda de pulso permitirá a ser calculado em conjunto com o software. Se tais cálculos não são necessários, não implante de um cateter. </li><li> Obter uma leitura intra-operatória, se desejar para garantir todo o hardware implantado é funcional (ver secção 3). </li><li> Fixe linhas implantadas e fios para musculatura próxima usando 2/0 de seda e uma agulha cônica (Figura 3). <ol><li> Posicione o fluxo vascular sonda fio paralelo ao navio, com o caudal da sonda e o fio que se estende no sentido cranial, e, em seguida, fazendo um &quot;U-Turn&quot; em direção a musculatura lateral. Fixar o cabo de musculatura adjacente, utilizando seda 2-0 em uma agulha conicidade em dois locais, de modo que o fio ou sonda de fluxo não é capaz de colocar qualquer pressão sobre o recipiente. Certifique-se suturas são confortável, mas não aperte demasiado e estrangular musculatura (Figura 3). </li><li> Sutura da linha de fios de cristal e cateter arterial para a musculatura lateral, permitindo a ~ 1,5 centímetros de folga, semelhantes aos passos anteriores para fixar sonda de fluxo (Figura 3). </li><li> Grupo todos os fios e linhas juntas e ancorá-las a musculatura pouco antes de sair para fora através de túnel subcutâneo, similar às etapas anteriores. </li></ol></li><li> Feche o local da cirurgia com um 2-0 Vicryl sutura em camadas usando um padrão de sutura em execução no tablier e subdérmico, correndo colchão pontos na pele (tablier, agulha não cortante; pele, agulha cortante). Feche a 1,5 centímetros incisão no pescoço dorsal ao redor dos fios e linhas exteriorizados usando 2/0 Vicryl e uma agulha de corte. </li><li> Coloque fios da sonda de fluxo, linhas e fios, cateteres de ultra-sons de cristal em uma bolsa (10 cm x 10 cm) que está firmemente suturadas na pele das ovelhas (Figura 5 - depois de recuperação). </li><li> Gradualmente desmamar as ovelhas off anestesiaeo ventilador volume corrente, em seguida, extubação as ovelhas quando a respiração espontânea é retomada. Remover o angiocath inserido na veia cefálica e curativo, se necessário. </li><li> Enfaixar o pescoço usando pomada antibiótica tripla sobre as incisões, uma almofada de Telfa, gaze rolo estiramento, e elasticon. </li><li> Administrar analgesia pós-operatória: meglumina flunixin 2,2 mg / kg IM uma vez durante a recuperação, em seguida, 1,1 mg / kg IM, uma vez por dia durante dois dias, a buprenorfina 0,005-,01 mg IV ou IM, duas vezes por dia, durante um dia. </li></ol> 3. Monitorização In Vivo <ol><li> Coloque ovelhas no carrinho móvel para assegurar a contenção adequada. Isso permite que as ovelhas para manter a calma e consciente, sem comprometer o hardware. Pode ser necessário aclimatar ovelhas ao carrinho 2 ou 3 vezes por 30 minutos antes de obter gravações de instrumentação. </li><li> Remova todos os fios e linhas de bolsa e conectar-se aos dispositivos de monitoramento. Conecte-sonda de fluxo a um medidor de vazão, cristais um milímetro de ultra-som ligado a TRB-USB Caixa, e do cateter linhas para transdutores de pressão. Um fluxograma desta instalação é fornecida (Figura 6). </li><li> Calibrar sondas de fluxo e transdutores de pressão antes de aquisição de dados. NOTA: Devido à variabilidade de potencial entre as versões de software e as diferenças de equipamento utilizado, calibrações e ajustes irão variar de caso para caso. </li><li> Utilize um osciloscópio para afinar a medição de cristal Sonometrics, de acordo com o protocolo do fabricante. </li><li> Gravar dados usando o software de computador (Figura 7). Traços na metade superior da Figura 7 em cor branca corresponde ao TEV implantado, enquanto os traços na metade inferior da cor vermelha corresponde ao engodo / nativo. Para tanto a TEV e Sham o caudal (ml / min), a pressão sanguínea arterial (mm Hg) e do diâmetro (mm) são registadas ao vivo. </li><li> Record para, pelo menos, 1 min sem perturbações. Exportar esses dados para uma análise mais detalhada. Depois da gravação, DISCONNect todos os fios e lugar de volta para bolsa suturado no pescoço das ovelhas. </li></ol>

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Não há divulgações a serem relatadas.

O objetivo deste relatório é fornecer um procedimento confiável e reprodutível para TEVs implante de interesse na artéria carótida ovinos. As artérias carótidas nativas dos animais utilizados neste modelo foram 0,5-0,75 mm de espessura e 4,5-5 mm de diâmetro externo. A técnica cirúrgica descrita aqui tem sido bem sucedida para a implantação TEVs de diferentes geometrias de medição 0,25-1 mm de espessura, de 4-5 mm de diâmetro externo e 4 cm de comprimento, com grande sucesso provando eficaz até duração de 3 meses, o pon...

O foco principal para o desenvolvimento de TEVs tem sido fornecer um substituto para a substituição de enxerto autólogo quando os vasos autólogos não estão disponíveis e limitar doador vista morbidade. Por exemplo, o número de cirurgias de revascularização do miocárdio por ano ultrapassou 350 mil nos EUA, e a fonte ideal de enxertos adequados continua a ser a artéria mamária interna esquerda, descendente anterior da artéria coronária e uma veia safena. Uma vez que muitos indivíduos que sofrem de doenças vasculares pode não ter artérias e veias adequadas para a substituição de enxerto autólogo, o desenvolvimento de TEVs tornou-se assim um campo de intensa pesquisa por décadas 1-6. Enquanto a engenharia e otimização de novos TEVs passaram por muitos avanços, informando sobre as técnicas cirúrgicas utilizadas para implantar os TEVs si não tem sido um tema de tal discussão intensa. Em vez disso, os protocolos relativos à implantação de TEVs em modelos animais são em grande parte à esquerdaaté investigadores pesquisar. O seguinte demonstra como manuscrito para implantar TEVs utilizando uma abordagem anastomose extremidade-a-extremidade. Este processo foi optimizado usando um padrão específico de sutura da anastomose, estabilizando técnica de sutura, optimizando a tensão longitudinal e a adição de instrumentação de monitorização in vivo. Este método é contrastado com algumas das muitas variações que têm sido utilizadas anteriormente. Além disso, este procedimento descreve como adquirir parâmetros tais como pressão arterial, TEV diâmetro / compliance e taxa de fluxo através do TEV após cirurgia até explante. Esta recolha de dados proporciona uma análise indispensável do TEV enquanto ele está no processo de remodelação.

<table><tbody><tr><td>Transdutor de Pressão</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Quantidade: 1+ (1 para cada artéria). Usado com cúpulas de diafragma cheias de água.</td></tr><tr><td>Caixa de amplificador e transdutor</td><td>Gould</td><td>5900 Signal Conditioner Cage</td><td>Quantidade: 1. Dois transdutores e amplificadores devem ser incluídos no cage. Embora esta unidade específica possa ser descontinuada, outros transdutores de pressão disponíveis comercialmente com uma saída BNC/analógica se comunicarão com o equipamento Sonometrics.</td></tr><tr><td>Console T403 com módulo de medidor de vazão perivascular TS420 (x2)</td><td>Sistemas Transônicos</td><td>Módulo T403 e TS420 (x2)</td><td>Quantidade: 1. As sondas de fluxo que medem o fluxo através de cada uma das artérias carótidas se conectarão a cada uma das unidades TS420.</td></tr><tr><td>Unidade de medição ultrassônica digital</td><td>Sonometrics</td><td>TR-USB</td><td>Quantidade: 1</td></tr><tr><td>Sonda de Fluxo Precision S-Series 4&nbsp; mm</td><td>Sistemas Transônicos Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Quantidade: 2</td></tr><tr><td>1&nbsp; mm Sonometrics Crystals</td><td>Sonometrics Systems</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Quantidade: 2-4 (2 para cada artéria)</td></tr><tr><td>Cateter para implantação</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&nbsp; 381447</td><td>Quantidade: 1+ (1 para cada artéria). O cateter é cortado e fixado ao tubo microbore, o stylette é utilizado para inserção.</td></tr><tr><td>Tubulação Microbore Tygon</td><td>Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulação S-54-HL</td><td>Corte no comprimento para um conjunto de extensão</td></tr><tr><td>Adaptador Luer Stub</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (20 gauge)</td><td>Quantidade: 1+ (1 para cada cateter arterial)</td></tr><tr><td>Plugue de Injeção Surflo</td><td>Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Quantidade: 1+ (1 para cada cateter arterial)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (Teflon) Felt</td><td>19306</td><td>Corte no tamanho. O feltro de PTFE utilizado em nossos estudos foi descontinuado. No entanto, empresas comparáveis como " Malha cirúrgica" oferecer produtos equivalentes.</td></tr></tbody></table>

técnica cirúrgica para a implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e subsequente<em&gt; in vivo</em&gt; monitoring

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

O desenvolvimento da engenharia de tecidos de vasos (TEVs) é avançada pela capacidade de TEVs habitual e efectivamente implante (4-5 mm de diâmetro) em um modelo animal de grande porte. Um protocolo de passo a passo para colocação inter-posicional da avaliação digital de TEV e em tempo real de TEV e artérias carótidas nativas é descrito aqui. In vivo, a monitorização é tornada possível pela implantação de sondas de fluxo, cateteres de ultra-sons e cristais (capaz de gravar mudanças dinâmicas diâmetro de TEVs implantados e artérias carótidas nativas) no momento da cirurgia. Uma vez implantado, os pesquisadores podem calcular padrões de fluxo sanguíneo arterial, pressão arterial invasiva e diâmetro da artéria rendendo parâmetros como a velocidade da onda de pulso, índice de aumento, pressão de pulso e conformidade. A aquisição de dados é conseguida utilizando um único programa de computador para análise ao longo da duração da experiência. Tais dados inestimável fornece insights sobre TEV remodelação da matriz, a sua resemblanCE para controles nativos / farsa e desempenho geral TEV in vivo.

Mais de 30 ovelhas foram submetidas a técnica cirúrgica descrita neste relatório para a implantação de TEVs (no prelo) 9. Uma tabela que resume as operações mais recentes ovelhas após a otimização de protocolo são apresentados na Tabela 2. Todos os animais recuperaram após a implantação TEV sem complicações fatais. Em alguns animais, fibrose foi observada em artéria nativa perto da ponta do cateter arterial. Não foi observado um aumento significativo de inflamação com a presença de instrument...

Um protocolo de passo-a-passo para a colocação inter-posicional de engenharia de tecidos Vessels (TEVs) na artéria carótida de um carneiro usando anastomose end-to-end e avaliação digital em tempo real, in vivo até o sacrifício animal.

Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente<em&gt; In Vivo</em&gt; Monitoring

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

O objetivo geral deste procedimento é fornecer um protocolo reprodutível para o implante cirúrgico de enxertos vasculares e nova instrumentação na artéria carótida. Isso é feito pela primeira excisão, uma seção da artéria carótida nativa em uma ovelha. O segundo passo é suturar o enxerto vascular referido aqui como vaso de engenharia de tecido ou TEV usando pontos simples interrompidos e estabelecer a anastomose.Em seguida, um cateter de sonda de fluxo. E assim os cristais métricos são fixados na artéria carótida e no enxerto vascular. Em última análise, após a implantação, esse procedimento permite que as mudanças de diâmetro, fluxo sanguíneo e pressão arterial sejam registradas in vivo durante o experimento.A partir dessas medições, a complacência dinâmica, a velocidade da onda de pulso e outros parâmetros hemodinâmicos podem ser monitorados para acompanhar o remodelamento in vivo. A principal vantagem dessa técnica é que ela fornece um protocolo de implantação de enxerto vascular otimizado e detalhado que pode se tornar uma prática padrão, minimizando assim a variabilidade cirúrgica e fornecendo um meio de estudar a remodelação in vivo. Em geral, os indivíduos novos neste método podem ter dificuldades porque podem não estar familiarizados com os detalhes do procedimento de implantação otimizado e a importância de monitorar o enxerto vascular, a adaptação e a remodelação in vivo.Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo do desenvolvimento e biologia do enxerto vascular, como condições ideais de engenharia de tecido vascular e remodelação e doença do enxerto vascular. As implicações dessa técnica se estendem à terapia de substituição vascular, pois fornece um procedimento para melhor estudar o desenvolvimento de enxertos vasculares para aplicações clínicas. Por meio desse método, podemos fornecer informações sobre o estudo da engenharia de tecidos de órgãos inteiros e remodelação vascular e doenças como hipertensão ou mesmo transplante de órgãos inteiros.Tivemos essa ideia pela primeira vez quando usamos um modelo de derivação arteriovenosa ex vivo para avaliar as condições ideais para o desenvolvimento de um enxerto vascular de engenharia de tecido. A demonstração visual desse método é essencial, pois a colocação de suturas e instrumentação é fundamental para a permeabilidade e aquisição bem-sucedida de dados. Para iniciar este procedimento, induza as ovelhas para anestesia e prepare-as para a cirurgia.Conforme descrito no protocolo de texto, faça uma incisão de aproximadamente 12 centímetros longitudinalmente sobre o colo da linha média ventral usando eletrocautério. Em seguida, isole as artérias carótidas esquerda e direita removendo o tecido conjuntivo. Usando uma técnica de dissecação romba, alcance sob a cortina estéril e vire a cabeça da ovelha para que o lado do pescoço possa ser visualizado sob a cortina.Use um hemostático curvo de oito centímetros para fazer um túnel através do espaço subcutâneo entre a incisão ventral da linha média do pescoço e a lateral do pescoço. Abra e feche o hemostático para dissecar sem rodeios um espaço para o tubo com aproximadamente 1,5 centímetros de largura. Alcance sob a cortina estéril e faça uma incisão de 1,5 centímetro através da pele sobre as pontas do hemostático com uma lâmina estéril número 11.Passe o tubo tigon contendo toda a fiação e tubulação pelo túnel subcutâneo. Segure os fios e tubos acima da cortina estéril. Em seguida, coloque a mão sob a cortina para remover o tubo externo do pescoço, expondo a fiação implantada ao sair do pescoço da ovelha.Puxe linhas individuais para minimizar qualquer folga no espaço subcutâneo. Deixe distância suficiente para conectar adequadamente a instrumentação à artéria. Após colocar as sondas de fluxo doppler e administrar heparina conforme descrito no protocolo de texto, pinçar a artéria carótida usando pinças vasculares não esmagadoras e excisar uma porção de aproximadamente quatro centímetros de comprimento.Suturar o vaso de engenharia de tecido ou TEV no lugar usando pontos simples interrompidos com liga 7.0 prolina F. Sutura monofilamentar de braço duplo. Primeiro, ancore quatro pontos do TEV na artéria nativa, colocando dois pontos opostos nas extremidades proximal e distal.Em seguida, adicione mais cinco a seis suturas no lado superficial das extremidades proximal e distal. Para iniciar a anastomose simultaneamente, gire as pinças vasculares em 180 graus, restabeleça a tensão nas suturas de ancoragem e adicione cinco a seis suturas interrompidas adicionais nas extremidades proximal e distal do lado girado do TEV. Uma vez que o TEV esteja firmemente suturado no lugar, gire-o de volta à posição original e remova os grampos vasculares um de cada vez, primeiro o grampo distal.Em seguida, suture cristais ultrassônicos de um milímetro em lados opostos do TEV. Usando 7.0, a prolina cateteriza a artéria usando um cateter de calibre 18 modificado com uma placa tecida de Teflon. Suturar a placa na parede arterial com 5,0 no início para controlar qualquer sangramento.Use ciclone para aderir o tubo de micro furo ao cateter que foi lavado com solução salina. Em seguida, prenda as linhas e fios implantados na musculatura próxima usando seda 2.0 e uma agulha cônica. Para fazer isso, posicione o fio da sonda de fluxo vascular paralelo ao vaso com o nó da sonda e o fio estendendo o cran, fazendo uma inversão de marcha em direção à musculatura lateral.Prenda o fio à musculatura adjacente usando seda 2.0 em uma agulha cônica em dois locais para que o fio ou a sonda de fluxo não seja capaz de sobrecarregar o vaso. Em seguida, suture os fios de cristal e a linha do cateter arterial na musculatura lateral, permitindo aproximadamente 1,5 centímetros de folga, semelhante às etapas anteriores para prender a sonda de fluxo, agrupe todos os fios e linhas e ancore-os à musculatura antes de sair pelo túnel subcutâneo. Semelhante ao S anterior, feche o local da cirurgia com uma sutura Vicryl 2.0 em camadas usando um padrão de sutura contínua na fáscia e subdérmica e um ponto de colchão corrido na pele.Feche a incisão de 1,5 centímetro no colo dorsal ao redor dos fios e linhas exteriorizados usando Vicryl 2.0 e uma agulha cortante. Finalmente, coloque os fios da sonda de fluxo, linhas de cateter e fios de cristal ultrassônico em uma bolsa que seja suturada com segurança à pele da ovelha. Veja o protocolo de texto para os cuidados pós-operatórios de ovelhas Coloque as ovelhas em um carrinho móvel para garantir a contenção adequada.Isso permite que as ovelhas permaneçam calmas e conscientes sem comprometer o hardware. Remova todos os fios e linhas da bolsa e conecte-os aos dispositivos de monitoramento. Conecte o fluxo.Sonda para um medidor de vazão, os cristais ultrassônicos de um milímetro para a caixa A-T-R-B-U-S-B e as linhas de cateter para transdutores de pressão. Calibre as sondas de fluxo e os transdutores de pressão. Antes da aquisição de dados.Utilize um osciloscópio para ajustar a medição do cristal SOE. De acordo com o protocolo do fabricante, registre os dados usando um software de computador aqui. A metade superior na cor branca corresponde ao TEV implantado, enquanto a metade inferior na cor vermelha corresponde à artéria simulada ou nativa para o TEV e a simulação.A taxa de fluxo do diâmetro e a pressão arterial são registradas. Ao vivo após a gravação por pelo menos um minuto sem perturbações. Exporte esses dados para uma análise mais detalhada.Em seguida, desconecte todos os fios e coloque-os de volta na bolsa suturada no pescoço da ovelha. Mostrado. Aqui está a gravação ao vivo in vivo da taxa de fluxo de diâmetro e pressão arterial do TEV, que pode ser registrada durante o experimento. Otimizando a implantação de enxertos vasculares.O uso dessa técnica cirúrgica permite que os pesquisadores descartem o erro cirúrgico como causa da falha do enxerto Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em menos de duas horas e meia a três horas. Se um TEV estiver sendo implantado ou até seis horas e meia. Se uma simulação autóloga e instrumentação TEV também forem implantadas Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de manter um nível adequado de anticoagulação.Use agentes vasodilatadores com precisão otimizada na colocação da sutura anastomótica Após este procedimento. Outros métodos, como a imunocoloração, podem ser realizados para responder a perguntas adicionais, como migração celular e diferenciação celular. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como implantar vasos de engenharia de tecido na artéria carótida de uma ovelha, bem como monitorar o fluxo sanguíneo arterial, a pressão arterial e as alterações no enxerto vascular, diâmetro in vivo.Não se esqueça de que trabalhar com ovelhas e outros animais de grande porte para uso em um ambiente experimental precisa seguir as precauções específicas da espécie. Se você planeja trabalhar com esses animais de grande porte para seus próprios estudos, certifique-se de estar devidamente treinado para lidar com esses animais de maneira segura e ética. Obrigado por assistir ao nosso vídeo.

surgical-technique-for-implantation-tissue-engineered-vascular-grafts

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Nosso grupo desenvolveu um sistema de cultura biorreator que imita as tensões pulsátil fisiológica do sistema cardiovascular para regenerar implantáveis ​​de pequeno diâmetro enxertos vasculares.

Engenharia Biológica Baseado em enxertos vasculares Usando um biorreator pulsátil

Um método para semeadura de titânio de sangue entrar em contato com biomateriais com células autólogas e biocompatibilidade teste é descrito. Este método utiliza células progenitoras endoteliais e tubos de titânio, semeadas em poucos minutos de implante cirúrgico em suínos as cavas. Esta técnica é adaptável a muitas outras implantáveis ​​dispositivos biomédicos.

Autólogas progenitoras endoteliais Cell Technology Semear e Teste de biocompatibilidade para dispositivos Cardiovascular em Modelo Animal Grande

Para melhorar o nosso conhecimento da formação neotissue celular e molecular, um modelo murino da TEVG foi recentemente desenvolvida. Os enxertos foram implantados como infra-enxertos na veia cava de interposição em camundongos C57BL / 6. Este modelo consegue resultados semelhantes aos obtidos em nossa investigação clínica, mas ao longo de um curso de tempo muito reduzido.

Implantação de Veia Cava Inferior interposição de enxerto no Rato Modelo

Aqui, apresentamos um protocolo para gerar engenharia de tecidos enxertos de vasos que são funcionais para enxerto em camundongos por semeadura dupla parcialmente célula-tronco pluripotentes induzidas (PPCPE) - derivados de células musculares lisas e PPCPE - células endoteliais derivadas em um biorreator descelulada navio andaime.

Geração e Alongamento das embarcações da engenharia de tecidos em um modelo de rato

Até o momento, os defeitos de tecido espesso são normalmente reconstruídos com a aplicação de retalhos de tecido autólogo ou tecidos projetados. Neste protocolo, apresentamos um novo método de engenharia de retalho de tecido vascularizado com pedículo autólogo, para servir como substituto dos retalhos autólogos.

Projetado retalho do músculo vascularizada

Esta é uma diretriz para a construção de tecido vascularizado in vivo usando uma alça arteriovenosa microcirúrgica ou uma configuração de pedículo de fluxo dentro de uma câmara de engenharia de tecidos. Os tecidos vascularizados gerados podem ser empregados para regeneração de órgãos e substituição de defeitos teciduais, bem como para testes de drogas e modelagem de doenças.

Engenharia de Tecidos por Intrínseca Vascularização numa<em&gt; In Vivo</em&gt; Câmara Engenharia de Tecidos

Descrevemos uma abordagem microcirúrgico para a geração de um circuito arteriovenoso (AV) como um modelo para analisar a vascularização in vivo num ambiente isolado e bem caracterizado. Este modelo não só é útil para a investigação de angiogênese, mas também é perfeitamente adaptado para a engenharia axial vascularizado e tecidos transplantáveis.

The Loop arteriovenosa (AV) em um modelo animal pequeno para estudar angiogénese e Engenharia de tecido vascularizado

vasos sanguíneos engenharia escaláveis ​​iria melhorar a aplicabilidade clínica. Usando guias impresso-3D facilmente consideráveis, anéis de músculo liso vascular foram criados e empilhados para uma forma tubular, formando um enxerto vascular. Enxertos podem ser dimensionados para atender toda a gama de dimensões das artérias coronárias humanas, simplesmente mudando o tamanho guia impresso-3D.

A escala do Engineered enxertos vasculares Usando 3D Impresso Guides and the Ring método de empilhamento

Aqui, apresentamos um método eletrofiação modificado para fabricar enxertos vasculares PCL com fibras grossas e poros dilatados e descrever um protocolo para avaliar o desempenho na vivo em um modelo do rato de substituição da aorta abdominal.

Implantação de enxertos vasculares Electrospun com estrutura otimizada em um modelo do rato

Aqui, é apresentado um protocolo para o implante de um enxerto vascular de engenharia tecidual na artéria carótida de camundongo usando a técnica do manguito, fornecendo um modelo animal adequado para investigar os mecanismos de regeneração do tecido vascular.

Implante de enxerto vascular de engenharia de tecidos na artéria carótida de camundongo via técnica de manguito

Este estudo apresenta um modelo suíno para avaliação de enxertos de pequeno diâmetro em artérias femorais. O modelo imita a dinâmica vascular humana e avalia de forma abrangente a permeabilidade do enxerto, a hemodinâmica e a remodelação vascular. Ele oferece uma plataforma valiosa para testar enxertos vasculares e monitorá-los com ultrassom Doppler e angiografia.

Implante de enxerto vascular femoral em modelo suíno para teste de enxertos vasculares de pequeno diâmetro

Aprenda a técnica cirúrgica para implantação de enxertos vasculares de engenharia de tecidos na artéria carótida de ovelhas, incluindo monitoramento hemodinâmico em tempo real. Este protocolo padronizado minimiza variabilidade cirúrgica.

Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente

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