Name: Detecção de Patógenos alimentares bacterianas de Flies Individual Filth (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 54 s
Description: Aprenda um protocolo baseado em PCR para detectar patógenos alimentares bacterianos em moscas silvestres. Este método permite identificar Cronobacter spp., Salmonella enterica e Listeria monocytogenes em amostras ambientais.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Agradecimentos a Ben D. Tall, Yi Chen e Thomas Hammak da Food and Drug Administration (FDA) dos EUA, Centro de Segurança Alimentar e Nutrição Aplicada (CFSAN) pela revisão crítica do manuscrito. Os autores também agradecem a Hannah Lee (programa de estágio de pesquisa, Joint Institute for Food Safety and Applied Nutrition (JIFSAN), University of Maryland) pela assistência laboratorial e David Weingaertner (FDA, CFSAN) por preparar a figura da visão geral esquemática mostrada no vídeo.

1. Recolha de moscas <ol><li> Recolha moscas estéreis individuais usando redes de varredura entomológicos. Coloque as redes em um refrigerador e transferi-los para o laboratório. </li></ol> 2. Dissection of Flies <ol><li> Imobilizar moscas recolhidos assepticamente, colocando-os a -20 ° C durante 5-7 min. </li><li> Utilizando uma pinça estéril lugar uma mosca em um tubo de 2 ml estéril contendo 1 ml de pré-aquecido (37 ° C) de água peptonada tamponada (BPW). Misture o tubo suavemente por inversão durante 2 min. É essencial que todo o corpo da braguilha de estar em contacto com os meios de comunicação de modo que a microbiota presente na superfície do corpo (S) da mosca será transferido para o BPW (BPW-S). Rotular o tubo com um número e parte do corpo da mosca (ou seja, 1 S). NOTA: Por favor, consulte a Tabela de reagentes específicos / Equipamento para uma descrição detalhada dos materiais e reagentes mencionados neste protocolo. </li><li> Utilizando uma pinça estéril remover a voar a partir do media BPW-S e transferência-lo para um tubo vazio e limpo 2 ml para a superfície desinfectar a mosca. Incubar o tubo contendo os meios BPW-S a 37 ° C durante a realização do protocolo de desinfecção e dissecção. <ol><li> Superfície-desinfectar a mosca por imersão em 1 ml de etanol a 70% durante 1 minuto, seguido por uma lavagem com água destilada estéril antes de os mergulhar em 1 ml de preparado de fresco 0,05% (v / v) de solução de lixívia. Lavar 3 vezes com água destilada estéril. Transferência de Água do último enxágüe a um tubo esterilizado 2 ml. NOTA: Retirar o líquido de cada vez utilizando uma micropipeta de 1000 uL ou invertendo o tubo, tornando-se que a mosca permanece no interior do tubo. Misturar suavemente por inversão em cada passo do processo de superfície-a desinfecção. </li><li> Para avaliar a eficácia do processo de desinfecção, transferir 100 ul de água a partir da última lavagem a uma placa de agar de tripticase de soja (TSA) e espalhado utilizando um espalhador estéril descartável em forma de L. Incubar a placa a 37 ° C durante 24 horas. Depois de emcubation, cadastre-se a presença de quaisquer colônias bacterianas. NOTA: A presença de colônias de bactérias nas placas TSA indica um processo de superfície-desinfecção ineficiente. Se isso ocorrer, a presença de patógenos alimentares só devem ser relatados na superfície do corpo da mosca, porque a contaminação cruzada entre a superfície do corpo e do canal alimentar não pode ser descartada. </li></ol></li><li> Após desinfecção da superfície da mosca, transferi-lo para um pedaço de toalha de papel autoclavada para remover o excesso de água e, em seguida, a uma estéril descartável 60 milímetros placa de Petri. </li><li> Coloque a placa de Petri sob um escopo dissecar e identificar a voar para o nível de espécie utilizando chaves dicotômicas para famílias de dípteros 20,21. </li><li> Usando uma pinça de ponta fina autoclavados puxe o ânus e todo o canal alimentar (A) para fora da mosca e assepticamente transferi-lo para outro tubo de 2 ml estéril contendo 1 ml de pré-aquecido (37 ° C) BPW com 0,5 milímetros de zircônia / sílica grânulos (BPW-A). Th rótuloe tubo com o mesmo número seleccionado para a mosca individual e a parte do corpo da mosca (ou seja, 1A). </li><li> Misture o tubo contendo a BPW-A cuidadosamente para 5 - 10 min usando um disruptor de célula. Incubar a 36 ± 1 ° C, enquanto executa o resto do protocolo. </li><li> Para comprovantes e / ou armazenar a amostra para a longo prazo, colocar o restante da mosca num tubo limpo de 2 ml e adicionar 1 - 2 ml de etanol a 95%. </li></ol> 3. Enriquecimento Primário e Secundário <ol><li> Rotular todos os tubos de enriquecimento primário e secundário contendo mídia de acordo com o número da amostra e parte do corpo da mosca. </li><li> Dentro de uma câmara estéril, transferir 300 ul de BPW-S (de superfície) para estéril 2 ml tubos contendo as seguintes mídias: <ol><li> Para Salmonella, use 1 ml de pré-aquecido (42 ° C) BPW. Incubar em um banho de água em recirculação em 42,5 ° C durante 22-24 horas. Para enriquecimento secundário, transferir 100 ml de BPW enriquecido para 400 &amp; #181; l de (37 ° C) de infusão de cérebro e coração pré-aquecido (BHI) anteriormente colocado em tubos estéreis de fragmentação. Incubar a 37 ° C durante 3 h. </li><li> Para Cronobacter, utilizar 1 ml de pré-aquecido (37 ° C) BPW com novobiocina (10 mg / L; Wallace, M., comunicação pessoal). Como alternativa, use 1 ml da R &amp; F Enterobacter caldo de enriquecimento sakazakii com suplemento (vancomicina e cefsulodina) como enriquecimento primário. Incubar a 37 ° C durante 22-26 horas. Para enriquecimento secundário, transferir 100 ul de BPW enriquecido com novobiocina a 400 ul de pré-aquecido (37 ° C) caldo BHI previamente colocados em tubos estéreis de fragmentação. Incubar a 37 ° C durante 3 h. </li><li> Para L. monocytogenes, use 1 ml de recém-preparados RT 24 Listeria caldo de enriquecimento (24 LEB) com suplemento seletivo. Incubar a 37 ° C durante 44 ± 5 ​​h. Nenhuma enriquecimento secundário é necessário para a detecção de L. monocytogenes. </li&gt; <li> Repita os passos 3.2.1 - 3.2.3 utilizando o tubo rotulado como BPW-A. </li></ol></li></ol> 4. Preparação do Sistema de PCR Baseado em amplificação e detecção do alvo Foodborne Hospedeiro Passos 4-8 usar um sistema comercial PCR reciclador / detector, uma estação de trabalho do computador, e kits prontos de usar a tela para Salmonella (Salmonella 2 kit ensaio padrão), espécie Cronobacter (E. kit ensaio padrão sakazakii) e Listeria monocytogenes (L. monocytogenes kit ensaio 24E). Os ensaios padrão usam detecção do ponto final PCR. Cada kit contém comprimidos de PCR-pronto com um corante de intercalação que emite um sinal de fluorescência quando a ligação a DNA de cadeia dupla. O sinal é captado durante a fase de detecção, o programa do sistema de PCR, a geração de uma curva de fusão que é interpretado pelo software como positivo ou negativo. <ol><li> Prepare os reagentes e equipamentos, conforme especificado pela Fábricasprotocolo de rer por cada patógeno de origem alimentar alvo. NOTA: Os protocolos para a detecção de Salmonella e Cronobacter requerem um procedimento de lise de um passo enquanto que o protocolo para a detecção de L. monocytogenes requer um procedimento de lise de duas etapas (ver secções 5 e 6, respectivamente). </li><li> Ligue o bloco de aquecimento automatizado selecionar o programa específico para o patógeno alvo. Alternativamente, se os blocos de aquecimento são manual, defina temperaturas até 37 ° C (por Salmonella, Cronobacter spp, e L. monocytogenes.) Ou a 55 ± 2 ° C (por L. monocytogenes parte 2 de lise - veja o passo 6.2) e 95 ± 3 ° C. </li><li> Certifique-se de que os blocos de refrigeração ter sido refrigerado O / N, caso contrário, chill-los a 2 - 8 ° C por pelo menos 2 horas. </li><li> Utilizando o software de computador do sistema de detecção com base em PCR, criar um ficheiro rack seguindo as instruções do fabricante. </li><li> Rotular e organizar aglomeradotubos contendo o reagente de lise no bastidor, de acordo com o ficheiro de cremalheira. </li><li> Inicializar o instrumento sistema de detecção com base em PCR. </li></ol> 5. Execute Lise para a detecção de Salmonella e Cronobacter <ol><li> Prepare o reagente de lise pela adição de 150 ul de protease para uma garrafa de 12 ml de tampão de lise. </li><li> Transferir 200 uL de reagente de lise a cada um dos tubos de fragmentação, previamente identificados. NOTA: tubos de cluster contendo o reagente de lise pode ser armazenado a 2-8 ° C por até 2 semanas. </li><li> Utilizando pontas longas pipeta, transferir 20 l de amostras enriquecidas secundários (ver passos 3.2.1 e 3.2.2) para tubos de clusters contendo 200 mL de reagente de lise correspondente. Utilize pontas novas para cada amostra. NOTA: Mantenha tubos de enriquecimento primário e secundário na geladeira (Salmonella) ou à temperatura ambiente (Cronobacter) para análise posterior confirmação de amostras de PCR-positivos / negativos. </li&gt; <li> Preparar controlos negativos pela adição de 20 ul de meio BHI estéril para tubos de clusters contendo 200 ul de reagente de lise. </li><li> Preparar controlos positivos, adicionando 20 l de o / n culturas bacterianas (cultivadas em BHI) de qualquer Salmonella conhecido ou Cronobacter tensão para tubos de clusters contendo 200 mL de reagente de lise. </li><li> Tubos de cluster Cap e segura firmemente usando a ferramenta de nivelamento. </li><li> Coloque o rack de tubos de fragmentação do bloco de aquecimento automático depois de selecionar o programa específico para o patógeno alvo. Alternativamente, incubar os tubos de fragmentação a 37 ± 2 ° C durante 20 min, seguido de incubação a 95 ± 3 ° C durante 10 min. Finalmente, os tubos de transferência de fragmentação de blocos de arrefecimento (2 - 8 ° C) durante 5 min. NOTA: tubos Cluster contendo o lisado pode ser armazenado a -20 ° C durante até 2 semanas. </li></ol> 6. Execute Lise para Detecção de L. monocytogenes <ol><li> Execute primeira partelise como se segue: <ol><li> Adicionar 1,8 ml de água desionizada estéril para o frasco de agente de lise totalmente descongelada 1. NOTA: Loja agente lise 1 a 2 - 8 ° C até que esteja pronto para uso. Após a abertura e diluição, loja em RT (20-30 ° C) por até 6 meses. </li><li> Combinar com agentes de lise 1 e 2 numa proporção de 4: 1 (40 ul de agente de lise diluído 1 e 10 ul de agente de 2 por cada amostra de lise). Transferir 50 uL de os agentes de lise combinados para agrupar os tubos. Use a mistura dentro de 4 horas. </li><li> Adicionar 500 ul de amostra enriquecida primário (ver o passo 3.2.3) para o tubo de aglomerado contendo os 50 ul de os agentes de lise combinados. </li><li> Prepara-se uma testemunha negativa por adição de 500 ul de 24 LEB estéril para 50 mL de os agentes de lise combinados. </li><li> Preparar um controlo positivo através da adição de 500 ul de O / N L. monocytogenes cultura crescida em 24 a 50 ul LEB dos agentes de lise combinados. </li><li> Tampe os tubos de fragmentação, misture delicadamente e lugarno bloco de aquecimento a 37 ± 1 ° C durante 30 min. NOTA: Manter tubos de enriquecimento primário na geladeira para posterior análise de confirmação de amostras de PCR-positivos / negativos. </li></ol></li><li> Execute parte 2 de lise da seguinte forma: <ol><li> Prepare o reagente de lise como instruído em passos 5.1 e 5.2. </li><li> Usando pontas longas pipeta 20 l de parte um ligado a tubos de clusters contendo 200 mL de reagente de lise. Utilize pontas novas para cada amostra. </li><li> Tubos de cluster Cap e segura firmemente usando a ferramenta de nivelamento. </li><li> Tubos lugar cluster no bloco de aquecimento automatizado selecionando o programa específico de L. monocytogenes. Alternativamente, incubar os tubos de fragmentação a 55 ± 2 ° C durante 30 min, seguido de incubação a 95 ± 3 ° C durante 10 min. Finalmente, os tubos de transferência de fragmentação de blocos de arrefecimento (2 - 8 ° C) durante 5 min. NOTA: tubos Cluster contendo o lisado pode ser armazenado a -20 ° C durante até 2 semanas. </li></ol></li></ol> Tablets 7. Hidrate PCR-Ready <ol><li> Escolher um (4 ° C) bloco de arrefecimento PCR gelada e colocar um suporte de tubos de PCR através da inserção. </li><li> Coloque tubos de PCR contendo os tablets PCR-ready (incluídos com cada kit) para o patógeno de origem alimentar alvo no suporte correspondente, de acordo com o arquivo de rack. </li><li> Usando a ferramenta decapping, retire cuidadosamente as tampas de PCR-tubos. Descarte as tampas e verificar se cada tubo contém um tablet. </li><li> Transferir 50 uL (para Salmonella e Cronobacter) ou 30 ul (para L. monocytogenes) de lisado para tubos de PCR específicos. Use novas tampas ópticos e segura firmemente para os tubos de PCR utilizando a ferramenta de nivelamento. NOTA: Após a adição do lisado para comprimidos prontos-PCR, as amostras devem permanecer arrefecida a 2 - 8 ° C até serem carregadas para o sistema de detecção com base em PCR. Os tubos de PCR pode ser centrifugado a 2500 xg durante alguns segundos, para assegurar que todo o volume é inferior a no tele tubo. </li><li> Carregar os tubos de PCR no instrumento sistema de reciclador / detecção por PCR através da abertura da gaveta instrumento. </li><li> Coloque o rack de tubos de PCR para os poços na gaveta e verificar que os tubos estão encaixados corretamente. </li><li> Fechar a gaveta e o início do programa, tal como descrito por protocolo do fabricante. NOTA: O instrumento baseado no PCR pré-configurou parâmetros de ciclismo para cada patógeno de origem alimentar. </li><li> Verifique se a barra de status ciclismo PCR apresenta uma barra azul indicando que a parte de amplificação do programa está em execução. NOTA: Para os ensaios de PCR padrão, o tempo de processamento de todo o programa (amplificação e de detecção) demora cerca de 3-3,5 horas a completar. </li></ol> 8. Rever Resultados <ol><li> Após o processamento estiver concluído, siga as instruções na tela do instrumento sistema baseado em PCR para remover amostras e resultados da revisão. </li><li> Se o agente patogénico de origem alimentar alvo está presente na amostra (ou osuperfície ou o canal alimentar da mosca) o bem é vermelho com um sinal de &quot;mais&quot; (positivo). Se o patógeno está ausente, o bem é verde com um sinal de &quot;menos&quot; (negativo). </li><li> Se o bem é amarelo com uma barra vermelha em todo o centro, ele indica um erro de sinal. </li></ol> 9. Isolamento de Bacteriana Pathogens de resultados PCR-positivos <ol><li> Selecione os tubos do primário (para L. monocytogenes) ou secundária (para Salmonella e Cronobacter) enriquecimento dessas amostras PCR-positivo. Além disso, selecione aleatoriamente 3-5% das amostras PCR-negativo e proceda da seguinte forma: </li><li> Para Salmonella: <ol><li> Adicionar 100 ul de meios de comunicação de enriquecimento secundário para 10 ml de Rappaport-Vassiliadis (RV) e a forma de 1 ml de tetrationato (TT) caldo. Incubar os tubos a 42,5 ° C num banho de água com recirculação para 22-24 hr. </li><li> Após a incubação, raia uma ansa de 3 mm (10 ul) de cada um, um RVd TT mídia em sulfito de bismuto (BS) agar, xilose lisina desoxicolato (XLD) agar, e Hektoen entérica (HE) agar. Incubar as placas a 35 ± 1 ° C durante 22-24 horas. </li><li> Após a incubação, examinar as placas para a presença de colónias de Salmonella típicos em cada mídia. Se não há colónias isoladas pode ser obtido após vários passos de sub-cultura, considere a amostra como negativa e comunicar como um falso positivo para o sistema com base em PCR. NOTA: Para colónias de Salmonella típicos em meios específicos ver 22. Selecione cinco colônias de Salmonella típicos presuntivos e subcultura-los em BS, XLD, ou até HE são obtidas culturas puras de isolados / colónias individuais. </li><li> Selecione uma colônia pura e identificar Salmonella presuntivo usando testes comerciais bioquímicos, como o cartão de identificação VITEK 2 ou API sistema de identificação bioquímica, seguindo as instruções do fabricante. </li></ol></li><li> Para Cronobacter: &lt;ol&gt; <li> Streak uma ansa 3 mm (10 l) da mídia enriquecimento secundário em duas placas de meios de cultura cromogénicas como sakazakii R &amp; F Enterobacter (Cronobacter) médio chapeamento cromogênico, e / ou chromID Sakazakii Agar. Incubar as placas a 35 ° C durante 22-24 horas. </li><li> Após a incubação, examinar as placas para a presença de colônias Cronobacter típicas (azul-preto ao azul-cinza). Selecione 5 colônias Cronobacter presuntivos e subcultura-los para sakazakii R &amp; F Enterobacter (Cronobacter) médio chapeamento cromogênico, chromID Sakazakii Agar, ou TSA até culturas puras de isolados / colónias individuais são obtidos. NOTA: Se não há colónias isoladas pode ser obtido após vários passos de sub-cultura, considere a amostra como negativa e comunicar como um falso positivo para o sistema de detecção com base em PCR. </li><li> Selecione uma colônia pura e identificar Cronobacter presuntivo usando commer bioquímicatestes oficiais, como o cartão de identificação VITEK 2 ou API 20E sistema de identificação bioquímica, seguindo as instruções do fabricante. </li></ol></li><li> Para L. monocytogenes: <ol><li> Streak uma ansa 3 mm (10 l) da mídia enriquecimento primário em duas placas de agar Brilliance Listeria (BLA). Incubar as placas a 36 ± 1 ° C durante 22-26 horas. </li><li> Após a incubação, as placas para analisar a presença de L. presuntivo monocytogenes (azul esverdeado) colônias. Selecione 5 presuntivo L. monocytogenes colônias e subcultura-los em BLA até a obtenção de culturas puras de isolados / colónias individuais. Re-incubar as placas negativas a 36 ± 1 ° C para um adicional de 22 - 26 horas. </li><li> Selecione uma colônia pura e identificar presuntivo L. monocytogenes por meio de testes bioquímicos comerciais, como o cartão de identificação VITEK 2 ou API Listeria sistema de identificação bioquímica, seguindo i do fabricantenstructions. </li></ol></li><li> Patogênicas presumíveis isolados de insetos deve ser confirmado e serotipados em um laboratório de referência. </li></ol>

<ol><li>Voeller, J. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZurek%2C+L+%22Wiley+Handbook+of+Science+and+Technology+for+Homeland+Security%22">Wiley Handbook of Science and Technology for Homeland Security</a>. , Wiley Inc. 1-16 (2008).</li>
<li>Olsen, A. R., Gecan, J. S., Ziobro, G. C., Bryce, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+action+criteria+for+filth+and+other+extraneous+materials+V.+Strategy+for+evaluating+hazardous+and+nonhazardous+filth%5BTitle%5D)+AND+%22Regulatory+Toxicology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Regulatory action criteria for filth and other extraneous materials V. Strategy for evaluating hazardous and nonhazardous filth.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 33 (3), 363-392 (2001).</li>
<li>Hald, B., Skovgård, H., Pedersen, K., Bunkenborg, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influxed+insects+as+vectors+for+Campylobacter+jejuni+and+Campylobacter+coli+in+Danish+broiler+houses%5BTitle%5D)+AND+%22Poultry+Science%22%5BJournal%5D)">Influxed insects as vectors for Campylobacter jejuni and Campylobacter coli in Danish broiler houses.</a> Poultry Science. 87 (7), 1428-1434 (2008).</li>
<li>Kobayashi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Houseflies%3A+Not+simple+mechanical+vectors+of+enterohemorrhagic+Escherichia+coli+O157%3AH7%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Houseflies: Not simple mechanical vectors of enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7.</a> American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 61 (4), 625-629 (1999).</li>
<li>Pava-Ripoll, M., Pearson, R. E. G., Miller, A. K., Ziobro, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+and+relative+risk+of+Cronobacter+spp.%2C+Salmonella+spp.%2C+and+Listeria+monocytogenes+associated+with+the+body+surfaces+and+guts+of+individual+filth+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Prevalence and relative risk of Cronobacter spp., Salmonella spp., and Listeria monocytogenes associated with the body surfaces and guts of individual filth flies.</a> Applied and Environmental Microbiology. 78 (22), 7891-7902 (2012).</li>
<li>Hewitt, C. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHewitt%2C+CG+%22Houseflies+and+how+they+spread+disease%22">Houseflies and how they spread disease</a>. , Cambridge University Press. (1912).</li>
<li>Rochon, K., Lysyk, T. J., Selinger, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retention+of+Escherichia+coli+by+house+fly+and+stable+fly+%28Diptera%3AMuscidae%29+during+pupal+metamorphosis+and+eclosion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Retention of Escherichia coli by house fly and stable fly (Diptera:Muscidae) during pupal metamorphosis and eclosion.</a> Journal of Medical Entomology. 42 (3), 397-403 (2005).</li>
<li>Greenberg, B., Kowalski, J. A., Klowden, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+the+transmission+of+Salmonella+by+flies%3A+natural+resistance+to+colonization+and+bacterial+interference%5BTitle%5D)+AND+%22Infection+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Factors affecting the transmission of Salmonella by flies: natural resistance to colonization and bacterial interference.</a> Infection and Immunity. 2 (6), 800-809 (1970).</li>
<li>Mramba, F., Broce, A. B., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vector+competence+of+stable+flies%2C+Stomoxys+calcitrans+L.+%28Diptera%3AMuscidae%29%2C+for+Enterobacter+sakazakii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vector+Ecology%22%5BJournal%5D)">Vector competence of stable flies, Stomoxys calcitrans L. (Diptera:Muscidae), for Enterobacter sakazakii.</a> Journal of Vector Ecology. 32 (1), 134-139 (2007).</li>
<li>Ekdahl, K., Normann, B., Andersson, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Could+flies+explain+the+elusive+epidemiology+of+campylobacteriosis%5BTitle%5D)+AND+%22Bmc+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Could flies explain the elusive epidemiology of campylobacteriosis.</a> Bmc Infectious Diseases. 5 (11), 11(2005).</li>
<li>Nayduch, D., Noblet, G. P., Stutzenberger, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vector+potential+of+houseflies+for+the+bacterium+Aeromonas+caviae%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+and+Veterinary+Entomology%22%5BJournal%5D)">Vector potential of houseflies for the bacterium Aeromonas caviae.</a> Medical and Veterinary Entomology. 16 (2), 193-198 (2002).</li>
<li>Multistate and Nationwide Foodborne Outbreak Investigations: A Step-by-Step Guide. , CDC. Atlanta, GA. Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.cdc.gov/foodsafety/outbreaks/investigating-outbreaks/investigations/index.html">http://www.cdc.gov/foodsafety/outbreaks/investigating-outbreaks/investigations/index.html</a> (2013).</li>
<li>Sievert, K., Messler, S., Klimpel, S., Feffer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+study+on+the+occurrence+and+distribution+of+pathogenic+microorganisms+carried+by+synanthropic+flies+caught+at+different+rural+locations+in+Germany%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Comprehensive study on the occurrence and distribution of pathogenic microorganisms carried by synanthropic flies caught at different rural locations in Germany.</a> Journal of Medical Entomology. 46 (5), 1164-1166 (2009).</li>
<li>Hernández-Escareño, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presence+of+Enterobacteriaceae%2C+Listeria+spp.%2C+Vibrio+spp.+and+Staphylococcus+spp.+in+house+fly+%28Musca+domestica+L.%29%2C+collected+and+macerated+from+different+sites+in+contact+with+a+few+animals+species%5BTitle%5D)+AND+%22Revista+Cientifica-Facultad+De+Ciencias+Veterinarias%22%5BJournal%5D)">Presence of Enterobacteriaceae, Listeria spp., Vibrio spp. and Staphylococcus spp. in house fly (Musca domestica L.), collected and macerated from different sites in contact with a few animals species.</a> Revista Cientifica-Facultad De Ciencias Veterinarias. 22 (2), 128-134 (2012).</li>
<li>Mian, L. S., Maag, H., Tacal, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+from+muscoid+flies+at+commercial+animal+establishments+in+San+Bernardino+county%2C+California%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vector+Ecology%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella from muscoid flies at commercial animal establishments in San Bernardino county, California.</a> Journal of Vector Ecology. 27 (1), 82-85 (2002).</li>
<li>Olsen, A. R., Hammack, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+spp.+from+the+housefly%2C+Musca+domestica+L.%2C+and+the+dump+fly%2C+Hydrotaea+aenescens+%28Wiedemann%29+%28Diptera%3AMuscidae%29%2C+at+caged-layer+houses%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Food+Protection%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella spp. from the housefly, Musca domestica L., and the dump fly, Hydrotaea aenescens (Wiedemann) (Diptera:Muscidae), at caged-layer houses.</a> Journal of Food Protection. 63 (7), 958-960 (2000).</li>
<li>Holt, P. S., Geden, C. J., Moore, R. W., Gast, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+enterica+serovar+Enteritidis+from+houseflies+%28Musca+domestica%29+found+in+rooms+containing+Salmonella+serovar+Enteritidis-challenged+hens%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella enterica serovar Enteritidis from houseflies (Musca domestica) found in rooms containing Salmonella serovar Enteritidis-challenged hens.</a> Applied and Environmental Microbiology. 73 (19), 6030-6035 (2007).</li>
<li>Mramba, F., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Enterobacter+sakazakii+from+stable+flies%2C+Stomoxys+calcitrans+L.+%28Diptera%3AMuscidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Food+Protection%22%5BJournal%5D)">Isolation of Enterobacter sakazakii from stable flies, Stomoxys calcitrans L. (Diptera:Muscidae).</a> Journal of Food Protection. 69 (3), 671-673 (2006).</li>
<li>Koyuncu, S., Andersson, M. G., Haggblom, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+and+Sensitivity+of+Commercial+PCR-Based+Methods+for+Detection+of+Salmonella+enterica+in+Feed%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+and+Environmental+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Accuracy and Sensitivity of Commercial PCR-Based Methods for Detection of Salmonella enterica in Feed.</a> Applied and Environmental Microbiology. 76 (9), 2815-2822 (2010).</li>
<li>Gagné, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+and+mite+pests+in+food%2C+an+illustrated%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Insect and mite pests in food, an illustrated.</a> 1, U.S. Department of Agriculture and U.S. Department of Health and Human Service. 269-296 (1991).</li>
<li>Greenberg, B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreenberg%2C+B+%22Flies+and+disease%2C+Vol+I.+Ecology%2C+classification+and+biotic+associations%22">Flies and disease, Vol I. Ecology, classification and biotic associations</a>. , Princeton University Press. (1971).</li>
<li>Wallace, H. A., Jacobson, A., Hammack, T. S. Chapter 5 Salmonella. Bacteriological Analytical Manual. , 
 Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.fda.gov/downloads/Food/FoodScienceResearch/UCM244774.pdf">http://www.fda.gov/downloads/Food/FoodScienceResearch/UCM244774.pdf</a> (2007).</li>
<li>Barro, N., Aly, S., Tidiane, O. C. A., Sababenedjo, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carriage+of+bacteria+by+proboscises%2C+legs%2C+and+feces+of+two+species+of+flies+in+street+food+vending+sites+in+Ouagadougou%2C+Burkina+Faso%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Food+Protection%22%5BJournal%5D)">Carriage of bacteria by proboscises, legs, and feces of two species of flies in street food vending sites in Ouagadougou, Burkina Faso.</a> Journal of Food Protection. 69 (8), 2007-2010 (2006).</li>
<li>Ugbogu, O. C., Nwachukwu, N. C., Ogbuagu, U. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+Salmonella+and+Shigella+species+from+house+flies+%28Musca+domestica+L.%29+in+Uturu%2C+Nigeria%5BTitle%5D)+AND+%22African+Journal+of+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Isolation of Salmonella and Shigella species from house flies (Musca domestica L.) in Uturu, Nigeria.</a> African Journal of Biotechnology. 5 (11), 1090-1091 (2006).</li>
<li>Brownlie, J. C., Johnson, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Symbiont-mediated+protection+in+insect+hosts%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Symbiont-mediated protection in insect hosts.</a> Trends in Microbiology. 17 (8), 348-354 (2009).</li>
<li>Feldhaar, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+symbionts+as+mediators+of+ecologically+important+traits+of+insect+hosts%5BTitle%5D)+AND+%22Ecological+Entomology%22%5BJournal%5D)">Bacterial symbionts as mediators of ecologically important traits of insect hosts.</a> Ecological Entomology. 36 (5), 533-543 (2011).</li>
<li>Foodborne disease outbreaks: Guidelines for investigation and control. , World Health Organization. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.who.int/foodsafety/publications/foodborne_disease/outbreak_guidelines.pdf">http://www.who.int/foodsafety/publications/foodborne_disease/outbreak_guidelines.pdf</a> (2008).</li>
<li>Wright, A. P., Gould, L. H., Mahon, B., Sotir, M. J., Tauxe, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+the+Impact+of+Epidemic-Assistance+Investigations+of+Foodborne+and+Other+Enteric+Disease+Outbreaks%2C+1946-2005%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Epidemiology%22%5BJournal%5D)">Overview of the Impact of Epidemic-Assistance Investigations of Foodborne and Other Enteric Disease Outbreaks, 1946-2005.</a> American Journal of Epidemiology. 174, S23-S35 (2011).</li>
</ol>

O uso de instrumentação especificada não é um endosso da Food and Drug Administration dos EUA. Os autores certificam que não há conflito de interesses com nenhuma organização financeira em relação ao material discutido neste artigo.

Estudos anteriores que detectados patogênicas de insetos selvagens têm utilizado uma grande variedade de protocolos que podem não incluir as informações necessárias para avaliar com precisão o risco alimentar da presença de uma única mosca em alimentos ou em ambientes relacionados com os alimentos 13,15, 23,24. Aqui, demonstramos que a utilização deste protocolo padronizado, é possível detectar e isolar Cronobacter spp., S. enterica, e L. monocytogenes a partir da superfície do corpo e do canal alimentar de moscas individuais capturados na natureza. Dado que os insectos podem levar baixos números de origem alimentar o patógeno alvo e um número elevado de outro microbiota 25,26, este protocolo exige que o enriquecimento principal (e, por vezes, secundário) das amostras em meios de cultura específicos para aumentar a sensibilidade de detecção do agente patogénico alvo de origem alimentar . Os resultados do sistema de detecção à base de PCR foram obtidos dentro de aproximadamente 30 horas (para a detecção de Cronobacter spp. e S. enterica) e 48 horas (para a detecção de Listeria monocytogenes) depois de inicialmente processamento das amostras. Assim, este protocolo é confiável, bem como rápido e sensível o suficiente para rastrear uma única mosca para a presença de agentes patogénicos de origem alimentar. A confirmação dos resultados de PCR-positivas e isolamento de bactérias viáveis ​​é parte do procedimento de operação padrão de muitos laboratórios. Além disso, para fins epidemiológicos, culturas bacterianas puras de amostras de PCR-positivos são necessários para confirmar ainda mais e sorotipo do patógeno de origem alimentar usando bioquímicas, imunológicas, ou métodos genéticos. Embora não foram observados falsos positivos quando detectar S. entérica e L. monocytogenes de partes do corpo de solteiro moscas silvestres capturados, utilizando este protocolo, encontramos até uma taxa de 50% de falsos positivos para Cronobacter spp. Isto sugere que o sistema de detecção com base em PCR para a Cronobact géneroer podem apresentar reações cruzadas com outros Enterobacteriaceae presente entre a microbiota altamente complexa realizada por moscas. Assim, o isolamento e purificação de colónias puras do Cronobacter género de amostras positivas para a PCR requer chapeamento mais selectivo do que os outros agentes patogénicos avaliadas. Este protocolo foi essencialmente normalizado para rastrear moscas selvagens apanhados-individuais quanto à presença de Cronobacter spp., S. enterica, e L. monocytogenes, utilizando um sistema de detecção baseado em PCR comercial. No entanto, este protocolo foi também facilmente adaptado para rastrear partes do corpo de moscas individuais quanto à presença de outros agentes patogénicos de origem alimentar, tais como E. coli entero-O157: H7 (usando a E. coli O157: H7 MP kit de ensaio padrão ou a E. coli O157: H7 kit de ensaio em tempo real) e o shiga-toxigénica E. coli (STEC) grupo (usando o tempo real STEC suite), sensibilidades obtenção de&gt; 80% (despublicardados ed). Além disso, este protocolo pode, potencialmente, ser adaptado para detectar agentes patogénicos alimentares de outros insetos que são vetores de doenças (baratas e formigas) conhecidas, mas mais pesquisas nesta área é necessário. Investigações doença foco de origem alimentar são muito dinâmicas e compreendem um processo de várias etapas que podem variar de acordo com a situação específica eo ambiente local sendo investigada 12,27. Estas investigações são importantes porque fornecem proteção imediatos para a saúde pública, evitando doenças futuras. Além disso, estas investigações podem elucidar novos mecanismos pelos quais os microrganismos de origem alimentar são distribuídos, e levantar questões importantes que levam a novas áreas de investigação 28. Técnicas de investigação, bem como protocolos padronizados, rápidos e sensíveis são necessários para a detecção de patógenos alimentares dos insetos individuais. Este protocolo padronizado abre a oportunidade de coletar assepticamente insetos como moscas, which pode vetor da bactéria patogénica de origem alimentar, como parte de um programa de amostragem ambiental. A informação epidemiológica que pode ser adquirida a partir desta seriam de uso na construção de uma imagem precisa dos mecanismos de transmissão de agentes patogénicos de origem alimentar por insetos (ou seja, a duração do tempo de exposição: uma mosca pousando contra moscas desembarque, defecar, e regurgitando). Finalmente, embora o sistema de detecção com base em PCR comercial descrito aqui é prático usar e simplifica a amplificação por PCR e a visualização de um amplicão de nível género, não é de modo algum o único sistema adequado. O lisado proveniente de amostras enriquecidas poderiam ser utilizadas em alternativa para rastrear a presença de agentes patogénicos de origem alimentar, utilizando pares de iniciadores específicos de espécie publicamente disponíveis. No entanto, a sensibilidade de detecção deve ser demonstrado antes da sua utilização.

Insetos desempenhar um papel importante na transmissão de doenças relacionadas com a alimentação, porque eles podem se espalhar patógenos em superfícies e utensílios um alimento ou contato com alimentos. Entre os insetos, moscas, baratas, formigas e exibem comportamentos que favorecem a propagação de agentes patogénicos de origem alimentar. Estes comportamentos incluem uma associação com a matéria em decomposição, lixo e fezes, (edifícios) que entram endófila e sinantropia (coabitar com os humanos) 2. .. Patogênicas, como Salmonella spp, Listeria monocytogenes, Campylobacter spp, Escherichia coli O157: H7, e membros do gênero Cronobacter (anteriormente Enterobacter sakazakii) foram relatados para ser transmitida por insetos 3-5. Filth sinantrópicos moscas espalhar mecanicamente bactérias de origem alimentar através da transferência de patógenos de suas superfícies corporais contaminados. No entanto, a presença de agentes patogénicos de origem alimentar no canal alimentar de moscas pode ser até três vezesmaior do que a observada em suas superfícies do corpo (corpo, cabeça, pernas e asas) 5. Patogênicas também pode permanecer no canal alimentar da mosca de um maior período de tempo do que na superfície do corpo 6,7 e, em alguns casos, eles são capazes de se multiplicar, colonizando 4,8,9 tracto digestivo da mosca. Isso aumenta o potencial vetor de moscas, porque eles podem se espalhar ainda mais patogênicas através de defecação e regurgitação 10,11. Hoje em dia, não são melhorados os sistemas de vigilância que são capazes de detectar surtos de doenças transmitidas por alimentos mais rapidamente. Durante a execução de investigações de surtos de origem alimentar, autoridades de saúde pública olhar para a comida que pode ser a fonte (s) ou veículo (s) de infecção. Os investigadores também podem realizar uma avaliação ambiental da instalação (ou instalações) envolvidos para descobrir como o alimento estava contaminado e pode coletar amostras como parte da investigação 12. Despite a grande quantidade de literatura científica sobre os insetos como portadores de agentes patogénicos de origem alimentar, ligando insetos como vetores do patógeno causando um surto de doença de origem alimentar em particular tem sido um desafio. Isto é principalmente porque insetos não estão sendo assepticamente coletadas como parte de programas de amostragem ambiental durante a investigação de surtos de origem alimentar. Para incluir insetos, particularmente aqueles que exibem comportamentos que favorecem a propagação de agentes patogénicos de origem alimentar, como parte de um processo de amostragem ambiental, um protocolo padronizado, rápido, sensível e confiável para detectar agentes patogénicos de origem alimentar a partir de um único inseto precisa estar no lugar. Chapeamento técnicas tradicionais para a detecção de agentes patogénicos de origem alimentar de insectos são trabalhosos e dependem do crescimento competitivo das bactérias alvo em diferentes meios de cultura para superar o rápido crescimento da microflora comensal inata do insecto. A maioria dos estudos que têm associados insetos com bapatógenos cterial ter aumentado a sensibilidade do método, que congregam vários insetos em vez de identificar a presença de patógenos em uma base por indivíduo. Assim, esses estudos não diferenciar a parte do corpo do inseto, onde os patógenos foram encontrados 13-18. A capacidade de identificar se patogênicas estão localizados na superfície do corpo ou no tubo digestivo de um inseto indivíduo é importante, pois isso pode ter implicações epidemiológicas e podem levar a diferentes estratégias de mitigação. Como vectores mecânicos, que opera em terra alimentar por um curto período de tempo só pode transferir os baixos níveis de bactérias da sua superfície corporal, ao passo que aquelas moscas que regurgitar e defecar sobre os alimentos aumentam a probabilidade de transferência de agentes patogénicos a níveis potencialmente elevados de infecção. Por conseguinte, é importante para estimar a prevalência de um agente patogénico de origem alimentar por um insecto indivíduo e para diferenciar a parte do corpo do referido insecto, onde o p bacteriana<html> athogen está localizado. Mesmo que o uso de métodos independentes de cultivo para detectar agentes patogénicos de origem alimentar são cada vez mais sendo implementadas, elas não foram comercialmente usado para detectar agentes patogénicos de origem alimentar a partir de um único inseto. Atualmente, existem protocolos validados moleculares que estão comercialmente disponíveis para a rápida detecção de patógenos alimentares de alimentos que estão sendo usadas pela indústria e agências reguladoras. Estes métodos incluem sistemas baseados no ADN para a detecção de agentes patogénicos em uma variedade de amostras de alimentos. Embora os protocolos moleculares são mais rápidos do que os métodos tradicionais de chapeamento, o enriquecimento da amostra continua a ser necessária para obter o nível de sensibilidade de 10 2 unidades formadoras de colónias (UFC) do agente patogénico bacteriano necessário na reacção em cadeia da polimerase (PCR) de métodos baseados em 19. Além disso, o isolamento de colônias de bactérias puras de amostras positivas para a PCR é necessária para confirmar o patógeno através de métodos apropriados. conteúdo &quot;&gt; O objectivo deste protocolo é de padronizar um sistema baseado em PCR comercialmente disponíveis utilizados para detectar agentes patogénicos em amostras alimentares e ambientais para a detecção de bactérias de origem alimentar a partir da superfície do corpo e do tubo digestivo de uma única mosca e para isolar ainda mais aqueles patogéneos da sensibilidade samples.The do protocolo descrito aqui foi calibrado primeiro criados em laboratório com casa adulto moscas (Musca domestica) que foram experimentalmente alimentados com diluições em série de cada agente patogénico bacteriano. O protocolo padronizado foi subsequentemente utilizada para levantamento 100 selvagens capturados voa para a presença de agentes patogénicos alimentares de suas superfícies corporais e / ou canais alimentares. Este protocolo padronizado permitirá que os laboratórios de saúde pública para detectar ameaças à saúde apresentados por insetos, permitindo a possibilidade de coletá-los como parte do programa de amostragem ambiental durante a execução de origem alimentar investigações de surtos.

<table><tbody><tr><td>Ágar sulfito de bismuto (BS)</td><td>Fisher Scientific</td><td>R452402</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Caldo de infusão cérebro-coração (BHI)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>299070</td><td>*Pré-aquecido a 37ºC. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Ágar Brilliance Listeria (BLA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>CM1080B</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Água peptonada tamponada (BPW)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>212367</td><td>*Pré-aquecida a 37&deg; C ou 42&deg; C. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Ágar Cronobacter Brilliance (formulação Druggan-Forsythe-Iversen / DFI)</td> <td>Fisher Scientific</td><td>CM1055B</td> <td>* Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>chromID Sakazakii Agar</td><td>bioM&eacute; rieux</td><td>43741</td><td>*Ligue para informações: 800.682.2666</td></tr><tr><td>R & F Enterobacter sakazakii (Cronobacter) Meio de Plaqueamento Cromogênico</td><td>R & F Laboratórios</td><td>Vários</td><td>*Ligue para informações: +1.630.969.530</td></tr><tr><td>R & F Enterobacter sakazakiii Caldo de enriquecimento e suplemento</td><td>R & F Laboratories</td><td>Vários</td><td>*Chamada para informações: +1.630.969.530</td></tr><tr><td>Ágar Hektoen entérico (HE)</td><td>Fisher Scientific</td><td>OXCM0419B</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>24 Caldo de enriquecimento de Listeria (24LEB)</td><td>Oxóide</td><td>CM1107</td><td>*Preparado na hora à temperatura ambiente. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Suplemento de enriquecimento seletivo de Listeria</td><td>Oxoid</td><td>SR0243</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Novobiocina</td><td>Fisher Scientific</td><td>OXSR0181E</td><td>*Vários fornecedores. Armazene a 2-8 > C</td></tr><tr><td>Cloridrato de vancomicina</td><td>hidrato Sigma Aldrich</td><td>861987</td><td>Armazenar em 2-8 &deg; C</td></tr><tr><td>Cefsulodin sodium salt hydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C8145</td><td>Store at 2-8 & C</td></tr><tr><td>Rappaport-Vassiliadis (RV) médio</td><td>Fisher Scientific</td><td>CM0669B</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Caldo de tetrationato (TT)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>249120</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Ágar soja tripticase (TSA)</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>236930</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Xilose lisina desoxicolato (XLD) ágar</td><td>Becton, Dickson and Company</td><td>221284</td><td>*Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>API Sistema de identificação bioquímica</td><td>bioM&eacute; rieux</td><td>Vários</td><td>*Ligue para informações: +1.800.682.2666</td></tr><tr><td>VITEK 2: Product Safety</td><td>bioM&eacute; rieux</td><td>Vários</td><td>*Ligue para informações: +1.800.682.2667</td></tr><tr><td>BAX System Q7</td><td>DuPont</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BAX E. sakazakii Kit de ensaio padrão</td><td>DuPont</td><td>D11801836</td><td></td></tr><tr><td>BAX L. monocytogenes 24E kit de ensaio</td><td>DuPont</td><td>D13608125</td><td></td></tr><tr><td>BAX Salmonella 2 Kit de ensaio padrão</td><td>DuPont</td><td>D14368501</td><td></td></tr><tr><td>Ferramenta de nivelamento</td><td>DuPont</td><td></td><td></td>D11677028</tr><tr><td>Ferramenta de decapagem</td><td>DuPont</td><td>D11134095</td><td></td></tr><tr><td>Suporte para tubos de PCR Pinça</td><td>DuPont</td><td>D12701663</td><td></td></tr><tr><td>Featherweight, ponta larga</td><td>BioQuip</td><td>4750</td><td>Esterilize antes de usar. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Pinça de ponta fina e ponta reta</td><td>BioQuip</td><td>4731</td><td>Esterilize antes de usar. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Zircônia/esferas de sílica, 0,5 mm</td><td>Bio Spec Products, Inc.</td><td>11079105z</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Placas de Petri - 60X15mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772B</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Alças de inoculação descartáveis, 10&micro; L</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-363-606</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Espalhadores de células em forma de L</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-665-230</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga, 2 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>Various</td><td>Esterilize antes de usar quando necessário. Tampa segura é preferida. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Tubos de cluster</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-500-13</td><td></td></tr><tr><td>Tampas de tubos de cluster</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-500-23</td><td></td></tr><tr><td>Hipoclorito de sódio (alvejante à base de cloro líquido)</td><td></td><td></td><td>*Diluir a 0,05% com água. Vários fornecedores.</td></tr><tr>Água <td></td><td></td><td>deionizada estéril</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr>Água <td></td><td></td><td>destilada estéril</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Álcool etílico 190 proof</td><td></td><td></td><td>*Diluir a 70% com água quando necessário. Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Disruptor de células geniais, 120V - para microtubos de 1,5 ml e 2,0 ml</td><td>Scientific Industries, Inc.</td><td>SI-D238</td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Bloco</td><td></td><td></td> de aquecimento <td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Bloco</td><td></td><td></td> de resfriamento <td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Banho-maria</td><td></td><td></td> de recirculação <td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Microscópio</td><td></td><td></td> estéreo <td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Centrífuga</td><td></td><td></td><td>Vários fornecedores.</td></tr><tr><td>Incubadora</td><td></td><td></td><td>Vários fornecedores.</td></tr></tbody></table>

detecção de patógenos alimentares bacterianas de flies individual filth

Detection of Foodborne Bacterial Pathogens from Individual Filth Flies

Há um consenso unânime de que os insetos são vetores importantes de patógenos transmitidos por alimentos. No entanto, vincular insetos como vetores do patógeno que causa um surto específico de doença transmitida por alimentos tem sido um desafio. Isso ocorre porque os insetos não estão sendo coletados assepticamente como parte de um programa de amostragem ambiental durante as investigações de surtos transmitidos por alimentos e porque não existe um método padronizado para detectar bactérias transmitidas por alimentos de insetos individuais. Para dar um passo em direção à solução desse problema, adaptamos um protocolo de um sistema baseado em PCR disponível comercialmente que detecta patógenos transmitidos por alimentos em amostras alimentares e ambientais, para detectar patógenos transmitidos por alimentos em moscas individuais. Usando este protocolo padronizado, pesquisamos 100 moscas capturadas na natureza quanto à presença de Cronobacter spp., Salmonella enterica e Listeria monocytogenes e demonstramos que era possível detectar e isolar ainda mais esses patógenos da superfície corporal e do canal alimentar de uma única mosca. Vinte e dois por cento dos canais alimentares e 8% das superfícies corporais de moscas selvagens coletadas foram positivos para pelo menos um dos três patógenos transmitidos por alimentos. A prevalência de Cronobacter spp. em ambas as partes do corpo das moscas foi estatisticamente maior (19%) do que a prevalência de S. enterica (7%) e L. monocytogenes (4%). Não foram observados falsos positivos ao detectar S. enterica e L. monocytogenes usando este sistema baseado em PCR porque as culturas bacterianas puras foram obtidas de todos os resultados positivos para PCR. No entanto, colônias puras de Cronobacter não foram obtidas de cerca de 50% das amostras positivas para PCR, sugerindo que o sistema de detecção baseado em PCR para esse patógeno reage de forma cruzada com outras Enterobacteriaceae presentes entre a microbiota altamente complexa transportada por moscas selvagens. O protocolo padronizado apresentado aqui permitirá que os laboratórios detectem patógenos bacterianos transmitidos por alimentos a partir de insetos coletados assepticamente, dando às autoridades de saúde pública outra linha de evidência para descobrir como o alimento foi contaminado ao realizar investigações de surtos transmitidos por alimentos.

Este protocolo foi calibrado sobre um primeiro conjunto de criadas em laboratório de moscas domésticas que foram experimentalmente alimentados durante 24 h com alimento líquido mosca (2% de leite em pó) contendo diluições em série (10 fevereiro - 10 agosto CFU / ml) de C. sakazakii, S. enterica, L. monocytogenes, ou C. jejuni (n = 21 para cada agente patogénico bacteriano). Meios de enriquecimento, assim como tempos de incubação e as temperaturas foram ajustados para cada fungo de origem alimentar até que o sistema baseado em PCR foi capaz de detectar os níveis mais baixos de bactérias (2 10 CFU / ml) a partir da superfície do corpo e o tubo digestivo de um único experimentalmente alimentados voar. Usando os meios de comunicação de enriquecimento e condições descritas na seção de protocolo, o sistema baseia-PCR detectou C. sakazakii, S. enterica, e L. monocytogenes a partir da superfície do corpo de 100% de moscas alimentadas com inóculos bacterianos&gt; 10 3 CFU / mL (Figura 1A). Quando as moscas foram alimentados com 102 UFC / ml, a percentagem de detecção de C. sakazakii, S. enterica, e L. monocytogenes a partir da sua superfície corporal foi de 100%, 66%, e 33%, respectivamente (Figura 1A). O sistema baseado em PCR também detectada nestas três patogênicas do canal alimentar de moscas alimentadas com todas as concentrações bacterianas em percentagens ≥33% (Figura 1B). No entanto, a detecção de C. jejuni só foi alcançado quando as moscas foram criadas em laboratório experimental alimentado com alimentos contendo o líquido mais elevado inoculo bacteriano (10 8 UFC / ml). Assim, C. jejuni foi excluído do grupo de agentes patogénicos de origem alimentar que pode ser testado devido à sujidade moscas sinantrópicas indivíduo usando este sistema de detecção com base em PCR. Com este protocolo padronizado, fomos capazes de determinar a prevalência de Cronobacter spp., S. enterica, e L. monocytogenes da superfície e / ou th corpoe canal alimentar de 100 moscas silvestres que estavam individualmente e de forma asséptica capturados na área de lixo de dez restaurantes urbanos localizados na área metropolitana de Washington, DC 5 Acumulados moscas filth eram representativas de pelo menos seis espécies, incluindo M. domestica (47%), Lucilia cuprina (33%), L. sericata (14%), Cochliomyia macellaria (2%), Sarcophaga haemorrhoidalis (2%), e Ophyra leucostoma (1%). Uma mosca foi identificado apenas a nível de família (Anthomyiidae; 1%). O protocolo de superfície-a desinfecção era eficaz em evitar a contaminação cruzada entre as partes do corpo da mosca porque nenhum crescimento bacteriano foi observado em placas de TSA para a água do último enxaguamento de desinfecção de cada mosca indivíduo. Assim, poderia ser feita uma distinção entre bactérias de origem alimentar presentes nas partes do corpo de cada mosca. Sem falsos positivos foram detectados a partir de amostras da superfície do corpo e o canal alimentar demoscas individuais quando se utiliza este sistema comercial com base em PCR para a detecção de S. entérica e L. monocytogenes, ea confirmação de patógenos viáveis ​​em placas de agar estava de acordo com os resultados PCR-positivos. No entanto, não foi possível isolar culturas puras de Cronobacter spp. a partir de todas as amostras positivas para a PCR. Assim, a detecção da bactéria por PCR baseada em sistema mostrou falsos positivos a partir da superfície do corpo (50%; 18/09) e do canal alimentar (48%; 16/33) de solteiro moscas selvagens capturados. Amostras de PCR-negativo aleatoriamente selecionados que foram semeadas em meios específicos, confirmou a ausência de agentes patogénicos de origem alimentar. Portanto, não há falsos negativos foram detectados a partir de qualquer das amostras quando se utiliza este sistema baseado em PCR para detectar comercial Cronobacter spp., S. enterica, ou L. monocytogenes. Apenas as amostras positivas para a PCR, onde o patógeno foi isolado e confirmado foram considerados positivose incluídas para análise estatística. A presença global de agentes patogénicos de origem alimentar no canal alimentar de selvagens capturados moscas filth foi significativamente maior do que na superfície corporal (χ 2 = 6,8772, df = 1, p = 0,0087). 22% dos canais alimentares e 8% das superfícies corporais de moscas selvagens recolhidos foram positivos para pelo menos um dos três agentes patogénicos de origem alimentar (Figura 2). Em geral, a prevalência de Cronobacter spp. em ambos as superfícies do corpo ou canais alimentares de moscas coletadas foi estatisticamente superior (19%; teste exato de Fisher, p = 0,0165) do que a prevalência de S. entérica (7%) e L. monocytogenes (4%). No entanto, não foram observadas diferenças estatísticas ao realizar comparações de pares entre as partes do corpo das moscas para cada patógeno bacteriano (Figura 3; teste exato de Fisher p = 0,1464, p = 0,1184 e p = 0,6212 para Cronobacterspp., S. enterica, e L. monocytogenes, respectivamente). Nenhuma das moscas foram positivos para todos os três agentes patogénicos avaliadas. No entanto, três das moscas (dois L. cuprina e um L. sericata) realizada Salmonella spp. e L. monocytogenes na superfície ou no canal alimentar. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52372/52372fig1.jpg" /> Figura 1. Níveis de detecção de sakazakii Cronobacter, Salmonella enterica, Listeria monocytogenes e Campylobacter jejuni de (A) a superfície do corpo e (B) o canal alimentar de individuais criados em laboratório moscas alimentados com ração contendo líquidos diferentes inóculos bacteriana (n = 21 para cada agente patogénico bacteriano, n = 3 por cada concentração bacteriana). <img alt="Figura 2"src = &quot;/ files / ftp_upload / 52372 / 52372fig2.jpg&quot; /&gt; Figura 2. Percentagem de superfícies do corpo e canais alimentares de moscas individuais positivos para qualquer um dos agentes patogénicos alimentares alvo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52372/52372fig3.jpg" /> Figura 3. A prevalência de Cronobacter spp., Salmonella enterica, Listeria monocytogenes e da superfície do corpo e o canal alimentar de moscas sinantrópicas selvagens capturados. Os valores de p relatados são a partir de comparações de pares entre a superfície do corpo e do canal alimentar para cada patógeno bacteriano (teste exato de Fisher, p &lt;0,05 indica significância estatística). Copyright © Sociedade Americana de Microbiologia, Journal of Applied and Environmental Microbiology 78 (22): 7891-902, 2012. doi: 10,1128 / AEM.02195-12.

Um protocolo baseado em PCR foi adaptado para detectar Cronobacter spp., Salmonella enterica e Listeria monocytogenes de superfícies corporais e canais alimentares de moscas capturadas na natureza. O objetivo deste protocolo é detectar e isolar patógenos bacterianos de insetos individuais coletados como parte de um programa de amostragem ambiental durante investigações de surtos de origem alimentar.

Detecção de Patógenos alimentares bacterianas de Flies Individual Filth

There is unanimous consensus that insects are important vectors of foodborne pathogens. However, linking insects as vectors of the pathogen causing a ...

O objetivo geral deste procedimento é detectar a presença de patógenos bacterianos transmitidos por alimentos na superfície corporal e no canal intestinal de moscas individuais, utilizando um sistema de detecção baseado em PCR comercialmente disponível. Isso é realizado primeiramente coletando moscas silvestres na área de lixo de restaurantes. Moscas individuais são imersas em caldo nutriente para coletar a microbiota da superfície corporal.Em seguida, o canal elementar é extraído, colocado em outro tubo contendo caldo nutritivo e disruptado para liberar as bactérias presentes no tecido. O próximo passo é transferir as amostras para caldo específico para patógenos e caldo de enriquecimento para o crescimento bacteriano, o que aumentará a concentração das bactérias acima dos limites de detecção do ensaio. A seguir, as amostras enriquecidas são lisadas e adicionadas a tubos de PCR contendo comprimidos prontos para uso para a detecção por PCR dos patógenos-alvo.O passo final consiste em isolar colônias bacterianas puras das amostras que foram positivas por PCR, platinando o caldo de enriquecimento em meios seletivos e diferenciais. Em última análise, a combinação da detecção baseada em PCR e do isolamento de colônias puras é utilizada para avaliar a prevalência de *Kob b&acker*, *Salmonella* e *Listeria monocytogenes* nos canais entéricos e nas superfícies corporais de moscas silvestres individuais. A principal vantagem dessa técnica em relação a métodos existentes, como o platinamento tradicional, é que ela é rápida, confiável e suficientemente sensível para triar a superfície corporal e o canal entérico de uma única mosca quanto à presença de patógenos bacterianos.Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na investigação de surtos de doenças transmitidas por alimentos, como os mecanismos de transmissão por insetos e as fontes dos patógenos. As implicações dessa técnica vão além do diagnóstico de patógenos transmitidos por alimentos em amostras de alimentos e ambientais, incluindo agora a capacidade de detectar esses patógenos bacterianos em insetos individuais, como moscas. Para começar, coloque moscas coletadas assépticamente em um congelador a menos 20 graus Celsius por cinco a sete minutos para imobilizá-las.Em seguida, coloque uma mosca em um tubo estéril de dois mililitros contendo um mililitro de água peptonada tamponada pré-aquecida, conhecida como BPW. Usando pinças estéreis, misture suavemente o conteúdo do tubo por inversão durante dois minutos para garantir que todo o corpo da mosca entre em contato com o meio. Isso transfere a microbiota da superfície da mosca para o BPW.Em seguida, transfira a mosca para um novo tubo de dois mililitros utilizando pin&ccedil;as est&eacute;reis. Desinfete a mosca imergindo-a em &aacute;lcool 70% e misture suavemente por um minuto, depois remova o &aacute;lcool. Enx&aacute;gue a mosca com &aacute;gua destilada est&eacute;ril; ap&oacute;s a lavagem, adicione &agrave; tubo uma solu&ccedil;&atilde;o de &aacute;gua sanit&aacute;ria 0,05% rec&eacute;m-preparada.Agite suavemente por um minuto e, em seguida, remova o hipoclorito. Enxágue a mosca três vezes com água destilada estéril para confirmar a esterilização. Transfira a água do último enxágue para um tubo estéril de dois mililitros e teste a presença de bactérias contaminantes conforme descrito no protocolo no texto.Em seguida, coloque a mosca sobre uma toalha de papel para autoclave para remover qualquer excesso de água. Após secar, transfira a mosca para uma placa de Petri descartável estéril de 60 milímetros e posicione a placa sob um microscópio estereoscópico. Com pinça fina estéril, puxe cuidadosamente o ânus e todo o canal intestinal para fora da mosca.Em seguida, de forma asséptica, transfira o canal elementar para outro tubo de dois mililitros contendo um mililitro de BPW pré-aquecido e esferas de zircônia-sílica de 0,5 milímetro. Utilize um disruptor celular para agitar o tubo contendo o canal elementar por cinco a dez minutos, a fim de liberar as bactérias presentes no interior do tecido.Coloque o restante da mosca em um tubo limpo de dois mililitros contendo etanol a 95% para armazenamento a longo prazo a menos 20 graus Celsius. Para enriquecimento bacteriano primário, distribua o BPW contendo a microbiota da superfície ou do canal intestinal em três tubos de dois mililitros com o meio pré-aquecido apropriado, e incube os tubos à temperatura e tempo indicados, necessários para cada patógeno, para enriquecimento secundário de salmonela e kob backer. Transfira 100 microlitros da cultura enriquecida para tubos estéreis em fileira contendo 400 microlitros de caldo de infusão cerebral-cardíaca pré-aquecido.Incube os tubos em um bloco de aquecimento a 37 graus Celsius por três horas. Para preparar a lise celular, adicione 150 microlitros da protease fornecida no kit a um frasco de 12 mililitros de tampão de lise e misture. Transfira 200 microlitros do reagente de lise para cada um dos tubos de cluster rotulados. Em seguida, transfira 20 microlitros das amostras secundariamente enriquecidas para os tubos de cluster correspondentes, utilizando ponteiras longas para os controles negativos.Adicione 20 microlitros de meio estéril para os controles positivos. Adicione 20 microlitros de culturas bacterianas de cepas de salmonela ou kob backer conhecidas, obtidas da noite anterior. Após a adição de todas as amostras, fixe as tampas nos tubos do grupo com a ferramenta de fechamento.Em seguida, lise as células colocando o suporte com os tubos em blocos no bloco de aquecimento automatizado e execute o programa específico para o patógeno-alvo para iniciar a detecção baseada em PCR. Primeiro, resfrie um suporte para tubos de PCR em um bloco de refrigeração. Em seguida, coloque os tubos de PCR correspondentes contendo comprimidos prontos para PCR para o patógeno alimentar-alvo no suporte.Remova cuidadosamente as tampas dos tubos de PCR usando a ferramenta de desselamento e descarte-as. Verifique se cada tubo contém um comprimido. Em seguida, transfira 50 microlitros do lisado para os tubos de PCR apropriados.Fixe novas tampas ópticas nos tubos de PCR utilizando a ferramenta de vedação. Após montar as reações, carregue os tubos de PCR no sistema de detecção do ciclador de PCR. Em seguida, execute o programa e visualize os resultados conforme descrito no protocolo do fabricante.Para isolar colônias bacterianas puras, selecione os tubos de enriquecimento primário das amostras que foram positivas na PCR. Para salmonela, adicione 100 microlitros da cultura de enriquecimento a 10 mililitros de meio Rappaport Vasilis e a um mililitro de caldo tetra anate. Incube os tubos a 42,5 graus Celsius por 22 a 24 horas; após a incubação, faça o esgotamento com uma alça de três milímetros cheia de cada meio em ágar bissulfite de bismuto, ágar XLD, ágar hec e ágar entérico.Em seguida, coloque as placas em uma estufa a 35 graus Celsius. Após 22 a 24 horas de crescimento, examine as placas quanto a colônias típicas de salmonela em cada meio, risque uma colônia positiva em meio seletivo e isole colônias isoladas. Após a incubação.Utilize uma colônia pura para confirmar a identidade de salmonela presumível utilizando um teste bioquímico comercial, como o teste API 20 E para estria de KOB backer. Inocule com alça cheia do tubo de enriquecimento primário em duas placas de meio de cultura cromogênico, como o meio de placa cromogênico RNF enterobacter Sakaki eye. Incube as placas a 35 graus Celsius por 22 a 24 horas e, em seguida, examine-as em busca de colônias azuis, pretas ou azul-acinzentadas para estria de listeria monocytogenes.Um alça cheia do tubo de enriquecimento em duas placas de ágar Brilhância. Incubar as placas de ágar Listeria a 35 graus Celsius por 22 a 26 horas e, em seguida, examiná-las em busca de colônias azul-esverdeadas. Este protocolo padronizado foi testado em 100 moscas silvestres coletadas na área de lixo de 10 restaurantes urbanos.Mostra-se aqui a porcentagem de moscas que foram confirmadas positivas para os patógenos-alvo. 22% dos canais elementares e 8% das superfícies corporais foram positivos para pelo menos um dos três patógenos transmitidos por alimentos avaliados.A presença geral de bactérias transmitidas por alimentos no canal intestinal das moscas foi significativamente maior do que na superfície corporal. A prevalência de espécies de Kob Bacillus nas superfícies corporais e canais intestinais das moscas foi estatisticamente maior do que a prevalência de Salmonella, Tarica e Listeria monocytogenes. No entanto, nenhuma diferença estatística foi observada ao realizar comparações pareadas entre as superfícies corporais e os canais intestinais das moscas para cada patógeno bacteriano após seu desenvolvimento.Essa técnica abriu caminho para que outros profissionais na área de investigações de surtos de doenças transmitidas por alimentos pudessem triar moscas individuais quanto à presença de patógenos bacterianos e coletar mais informações sobre os mecanismos pelos quais microrganismos transmitidos por alimentos se disseminam. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar que a confirmação de resultados positivos na PCR faz parte do procedimento operacional padrão de muitos laboratórios e, para fins regulatórios, recomenda-se isolar a cultura para confirmação após este procedimento. Outros métodos, como yp, tipagem de DNA ou sequenciamento completo do genoma, podem ser realizados para responder perguntas adicionais, como a cepa do patógeno bacteriano transmitido por alimentos carregado pela mosca.

detection-of-foodborne-bacterial-pathogens-from-individual-filth-flies

Research

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Fonte: Dodge, R., et al. Contagem rápida de unidades formadoras de colônias em formato de placa de 96 poços aplicada ao microbioma de Drosophila . J. Vis. Exp. (2023)Este vídeo demonstra a quantificação de unidades formadoras de colônias (UFCs) de bactérias associadas ao intestino em moscas Drosophila usando uma abordagem de diluição e plaqueamento em série. Amostras homogeneizadas de moscas contendo bactérias intestinais são diluídas em série, plaqueadas em ágar e incubadas para permitir o...

Quantificação de unidades formadoras de colônias de bactérias associadas ao intestino em moscas Drosophila

Fonte: Siva-Jothy, J. A., et al. Infecção Bacteriana Oral e Eliminação em Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2018)O vídeo demonstra a infecção oral de Drosophila melanogaster com bactérias patogênicas. Inclui a preparação de frascos de infecção e a transferência de moscas famintas para possibilitar a ingestão bacteriana. O procedimento captura a colonização intestinal, seguida pela esterilização superficial e homogeneização das moscas. Por fim, mostra a quantificação da carga bacteriana...

Infecção Oral de Drosophila melanogaster com Bactérias Patogênicas

Fonte: Pava-Ripoll, et al. Detecção de patógenos bacterianos transmitidos por alimentos em moscas individuais da sujeira. J. Vis. Exp. (2015)Este vídeo demonstra um método baseado em PCR que amplifica o DNA bacteriano alvo de amostras de moscas enriquecidas usando comprimidos específicos para patógenos, permitindo a detecção de fluorescência em tempo real e a análise da curva de fusão para confirmar a presença de patógenos transmitidos por alimentos em insetos individuais.

Detecção por PCR de patógenos transmitidos por alimentos a partir de amostras enriquecidas de moscas

Este vídeo demonstra uma técnica para infectar Drosophila introduzindo uma bactéria patogênica diretamente em sua cavidade corporal. Este método contorna as barreiras epiteliais e outros mecanismos de defesa passiva, permitindo a indução de infecção sistêmica. Após a infecção, a resposta imune resultante é avaliada monitorando a mortalidade por moscas e realizando ensaios a jusante.

Uma técnica de picada séptica para introduzir infecção bacteriana sistêmica em moscas

Neste artigo de vídeo, descrevemos um método automatizado para medir o efeito de fome ou saciedade em olfativo comportamento de busca de alimentos dependente na fruta Drosophila melanogaster mosca adulta.

A Single-fly Ensaio para comportamento de forrageamento em Drosophila

O objetivo geral deste estudo foi demonstrar o mecanismo de contaminação cruzada potencial de patógenos de origem alimentar Listeria monocytogenes em um ambiente deli varejo. Esta metodologia pode ser aplicada a uma variedade de ambientes diferentes para controlar a contaminação do patógeno.

Rastreamento contaminação microbiana em ambientes de varejo com fontes fluorescentes Powder - Um ambiente de exemplo Retail Delicatessen

O objetivo geral do presente protocolo é para sintetizar nanosensors funcional para o portátil, econômica, e rápida detecção de direcionado especificamente bactérias patogênicas através de uma combinação de relaxação magnética e as modalidades de emissão de fluorescência.

Patógeno de origem alimentar rastreio usando Nanosensor Magneto-fluorescente: Rápida detecção de Escherichia Coli O157: H7

Um protocolo para o desenvolvimento de um biosensor eletroquímico de DNA composta por um eletrodo de carbono ácido-estável, ouro de nanopartículas-modificado, serigrafado polilático para detectar o Vibrio parahaemolyticus é apresentado.

Desenvolvimento de um Biosensor eletroquímico do DNA para detectar um patógeno de origem alimentar

Este protocolo descreve métodos para oralmente expor e infectar a mosca de fruta Drosophila melanogaster com patógenos bacterianos e para medir o número de bactérias infecciosas galpão após infecção do intestino. Ainda mais, descrevemos o efeito de mutantes imunes na mosca sobrevivência após infecção bacteriana oral.

Infecção bacteriana e oral Shedding em Drosophila melanogaster.

Este método quantifica a abundância microbiana usando um formato de placa de 96 poços para unidades formadoras de colônias de placas (UFCs) e é aplicado ao microbioma Drosophila em amostras inteiras de homogeneização de moscas. As CFUs são contadas com um software automatizado de análise de imagens fornecido aqui.

Contagem rápida de unidades formadoras de colônias em formato de placa de 96 poços aplicada ao microbioma de Drosophila

Aumentar a detecção de moscas-das-frutas tefritídeos imaturas no campo pode desencadear esforços oportunos para eliminar populações dessas pragas destrutivas. A detecção de larvas de ínstar tardio é mais rápida e precisa ao acumular frutos hospedeiros em um saco e passar a polpa por uma série de peneiras do que o corte manual e a inspeção visual.

Peneiramento de polpa de frutas para detecção de moscas tefritídeos imaturas no campo

Aprenda um protocolo baseado em PCR para detectar patógenos alimentares bacterianos em moscas silvestres. Este método permite identificar Cronobacter spp., Salmonella enterica e Listeria monocytogenes em amostras ambientais.

Detecção de Patógenos alimentares bacterianas de Flies Individual Filth

Explorar mais vídeos