Name: Detecção precoce de Induzida por Medicamentos Renal hemodinâmica Disfunção Usando ultrassonografia Tecnologia em Ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 38 s
Description: Aprenda a detectar disfunção renal induzida por medicamentos usando ultrassonografia de alta resolução em ratos. Este método permite monitorar alterações hemodinâmicas após lesão renal aguda por Cisplatina.

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Agradecemos a Fred Roberts pelo suporte técnico exemplar. Agradecemos ao Núcleo de Fisiologia Cardiovascular do Brigham Women's Hospital por fornecer a instrumentação e os fundos para este trabalho. Este trabalho foi apoiado em parte por subsídios do NHLBI HL093148, HL086967 e Fundos Departamentais de (SUNDRY).

Efectuar todos os procedimentos em ratos Sprague Dawley adquiridos de Charles River Laboratories, de acordo com a American Veterinary Medical Association (AVMA) orientações e usando aprovados protocolos Use Committee (IACUC) Animal Care Institucional e. 1. Preparação Animal e Procedimentos Cirúrgicos <ol><li> Aclimatar todos os animais durante uma semana antes de qualquer procedimento experimental. </li><li> Anestesiar animais utilizando isoflurano (2-3% para induzir, e 1,0% para manter) e aplicar pomada para ambos os olhos para evitar a dessecação, irritação ou ulceração. </li><li> Remover os pêlos do peito do animal utilizando nº 40 da lâmina e creme depilatório, se necessário. Ele pode ter que remover os pêlos forma dorso do animal, se não podemos ter bons dados de imagem obtidos a partir de imagens do lado ventral. </li></ol> 2. Modelo de Rato A nefrotoxicidade <ol><li> Para o modelo nefrotoxicidade induzida pela cisplatina, administrar Cisplatina, usando o protocolo des descritos anteriormente 15. </li><li> Realizar sonografia na linha de base, 24 horas antes da administração de Cisplatina (Dia 0). (Consulte a etapa 3, Imagiologia Protocol) </li><li> Randomizar ratos (n = 6) em dois grupos. No Dia 1, administrar A cisplatina (10 mg / ml) (10 mg / kg de peso corporal, em dose única indução nefrotoxicidade), volume de injecção (1 ml / kg de peso corporal), calculada por peso do corpo do animal), por via intraperitoneal no grupo de estudo e solução salina normal ( NS) no grupo controle. </li><li> Anestesiar animal, tal como a etapa 1.2 em 24, 48, 72, 96, 120, 144 horas após a administração de cisplatina. </li><li> Tome imagem usando o sistema de ultra-som de alta resolução (ver Materiais e Tabela Equipment) em fase de anestesia estável do animal. Continue a monitorar as funções fisiológicas básicas do animal durante o exame da indução da anestesia através de recuperação completa. </li><li> Monitorar os sinais vitais do animal durante procedimentos de imagem: rat-temperatura: 35,9-37,5, frequência respiratória: 66-144 / min, freqüência cardíaca: 250-600 / min.O sinal vital óptima leitura em nosso estudo proposto é: Temperatura: 36,5-37,0, frequência respiratória: 80-100 / min, freqüência cardíaca: 450-550 / min. NOTA: infusão de fluidos por via intravenosa e lâmpada de aquecimento para manter a condição fisiológica normal do animal para minimizar os efeitos da cirurgia e anestesia. Auxiliar a respiração com ventilador mecânico durante o procedimento, se necessário. No entanto, a ventilação mecânica raramente é necessária neste experimento. </li></ol> 3. Protocolo de imagem Nota: O fornecedor de máquina de ultra-som fornece a plataforma aquecida durante procedimento de imagem tempo. No entanto, nós não utilizar a plataforma aquecida em nosso experimento demonstrou porque só leva de 5 a 15 min. Sua controlada por temperatura do corpo que é monitorado com um termômetro retal ligado ao interruptor de controle de fisiologia. <ol><li> imagem transversal do rim (Modo B): <ol><li> Usando MS 250 ultra-som com frequência central de 21 MHz conectared ao ativo-port, defina o preset aplicativo para &quot;General Imaging&quot;. </li><li> Com a supina animal na plataforma, posicionar a sonda de ultra-sons 21 MHz utilizando o sistema ferroviário, na linha média dos animais e isolar a aorta. Nesta posição, o ângulo da sonda é de 90 graus em relação à linha-esternal esquerdo (eixo transversal) (Figura 1A, B). </li><li> A partir desta posição da plataforma de deslize com o animal de tal modo que a sonda é agora ao nível da artéria renal (para a esquerda ou para a direita, pode imagem um de cada vez). </li><li> Ao utilizar os micromanipuladores, ver a direita ou da artéria renal esquerda. </li><li> Ajustar o ângulo da sonda pela inclinação ligeiramente ao longo do eixo y da sonda para se obter uma vista de rim completa no centro da tela. </li><li> Uma vez que os pontos de referência próprios (pelve renal, da artéria renal) são identificados como ilustrado na Figura 1C e D, loja de cine a imagem utilizando a mais alta taxa de quadros permitida com a sonda utilizada. </li&gt; </ol></li><li> imagem transversal (vista Cor-Doppler) Rim: <ol><li> Usando a chave Cor-Doppler no teclado, ligue janela acústica Cor Doppler. Isto ajuda a isolar artéria renal e veia renal (Figura 1D). (Cor azul indica o fluxo arterial; e cor vermelha indica o fluxo venoso). </li><li> Certifique-se de que a profundidade de foco (indicado pela seta e amarelo sobre o eixo Y) encontra-se no centro de rim. Grave os dados com armazenamento de cine. </li><li> Certifique-se de gravar os dados ao mais alto taxa de quadros possível possível (&gt; 200 frames / seg). </li></ol></li><li> imagem transversal do rim (Pulsed-ondas ou vista PW): <ol><li> Clique na chave PW, enquanto que no modo Cor-Doppler, para abrir uma linha indicador amarelo (volume de amostra pulsada de onda Doppler) na tela (Figura 1F). </li><li> Coloque a linha amarela na artéria renal, com um ângulo que é paralela a direcção do fluxo através do vaso, utilizando a chave de ângulo PW. </li><li&gt; Na análise de fluxo na artéria renal direita, coloque a linha indicador amarelo PW ao longo da artéria renal na direção do fluxo (isto é mostrado em azul na Figura 1 D e E) garantindo o ângulo Doppler é de 60 graus ou menos. </li><li> Neste modo, a janela acústica divide-se em secções superiores e inferiores. </li><li> Use loja Cine para capturar a imagem das formas de onda que indicam a velocidade do fluxo arterial no pico sístole e a diástole. </li></ol></li></ol> 4. Transporte de Animal Depois de Imagiologia <ol><li> Do dia 0 ao Dia 5, coloque animal para uma área de recuperação limpo (com toalha de papel limpa na cama) em posição de decúbito esternal após imagem. Note-se que cuidamos de todos os animais com cuidado extremo com o método de &quot;Cauda Holding&quot; para os animais agressivos, tais como animais recuperar da anestesia. </li><li> Durante a recuperação anestésica, manter a temperatura corporal do animal com um hea externafonte t e sinal vital do monitor do animal com sondas eletrofisiológicos até animais recupera totalmente da anestesia. </li><li> Retorno recuperado animais para a sala de habitação a facilidade quando estão alerta e ativo. </li><li> Eutanásia todos os ratos de acordo com as diretrizes institucionais no dia 6 e rins colheita (veja o passo 4.7) para a avaliação histológica, bem como passo 4.5. </li><li> Recolher a urina do animal dos tubos de colheita anexados na gaiola metabólica para teste de creatinina para verificar a função renal. </li><li> Execute seção de parafina de rim animal, e realizar HE (Hematoxilina e Eosina) coloração para verificar nefrotoxicidade (veja o passo 4.7 para detalhes). </li><li> Sacrificar os animais e desangrar com solução de NaCl a 0,9%, seguido por 10% de formalina tamponada fixação através do ventrículo esquerdo. Depois de sangria com uma solução de NaCl 0,9%, remover os rins de ratos para avaliação histológica 16. <ol><li> Parafina incorporar seções de 6 mm para observar o morfol renalgia e nefrotoxicidade. Desidratar o tecido renal em sacarose a 30% em solução salina tamponada com fosfato (PBS) durante 48 h a 4 ºC. Em seguida, fixar as secções em formalina a 10% tamponada, durante 24-48 horas a 4 ºC. </li><li> Em seguida, incorporar o tecido renal em parafina, e armazenar os blocos de parafina do tecido à temperatura ambiente até o seccionamento. Além disso secção os blocos de tecido usando uma máquina seção de parafina e colocar as seções em uma lâmina de vidro revestido. </li><li> Deparrafinize a secção e reidratadas e coradas com Hematoxilina durante 10 min, seguido por Eosina durante 3 min. Montar as secções sobre uma lâmina e tê-los avaliada por um patologista roedor. </li></ol></li></ol> 5. Cálculo e Análise de Dados <ol><li> Calcular velocidades de pico arterial renal a partir das imagens a cores Doppler obtidos a partir do passo 3.2. Selecione Velocidade Tempo ferramenta Integral (VTI) para rastrear os picos de velocidade sistólica e diastólica. </li><li> Índice Calcular resistivo (IR) eo Índice pulsátil (PI) usando o equations abaixo. RI = (velocidade sistólica-end velocidade diastólica de pico) / pico de velocidade sistólica PI = (pico de velocidade sistólica-end velocidade diastólica) / velocidade média. </li><li> Realizar a análise estatística dos resultados RI e PI com desvios-padrão da média de três medições de ciclo. Para outros parâmetros padrão, por favor, consulte os manuais do fabricante para executar análise de dados usando o software proprietário (ver Materiais e Tabela Equipment). </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Na última década, muitos avanços ocorreram na tecnologia de ultra-sonografia, incluindo o desenvolvimento de sondas mecânicas de alta frequência, que oferecem dados ultra-sonográficos com alta qualidade, sensibilidade e precisão. Estas sondas podem fornecer aproximadamente 50 uM resolução axial a uma profundidade de penetração de 5 a 12 mm e altas taxas de quadros (maior do que 200 quadros / seg), portanto, podem servir como uma ferramenta robusta para estudar pequenos animais tais como ratos e murganhos 18, 19. Além disso, ele também permite recolher imagens por ultrassom em animais levemente sedados ou consciente, com sinais vitais em níveis fisiológicos. Além disso, esta modalidade não invasiva também proporciona oportunidade de realizar a avaliação longitudinal de alterações estruturais e funcionais durante a progressão da doença, sem sacrificar os animais 19. Em 1959, os Drs. Rusell e escova primeiro descreveu as três regras &quot;R&quot; (substituição, redução e aperfeiçoamento) para levantar awareness de questões éticas na utilização de animais em pesquisa. O protocolo proposto mostra pela primeira vez que não-invasivo pequena sonografia animal pode utiliza número mínimo de animais com menos de menos dor, sofrimento ou angústia em estudo Nephorotoxicity. Portanto, é um potencial modalidade eficaz para satisfazer as três regras &quot;R &#39;para animais experimentais. Muitos estudos ultrassonográficos têm-se centrado em aplicações cardíacas; as avaliações da função renal eram frequentemente derivadas de medidas do estado cardíaco em vez de um estudo direto de rim 20-25. Nós estabelecemos uma metodologia de imagem para visualizar alterações anatômicas e funcionais no rim em tempo real. Foi utilizado um conjunto pré-selecionado de janelas acústicas complementares, de modo / B em escala de cinza e Cor-Doppler, específicos para vista rim. Utilizou-se o RI e os índices PI para avaliar a relação entre estes índices e as alterações da função renal no modelo de toxicidade induzida Cisplatina. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; No entanto, existem alguns desafios e limitações aos métodos de imagem propostas da seguinte forma: 1) escolha adequada de agente anestésico e do grau de anestesia são cruciais para a estabilidade cardíaca e respiratória. fenômeno fisiológico inconsistentes (incluindo flutuações respiratória e cardíaca) afetam o fluxo da artéria renal, avaliação de qualidade de imagem e função renal. Usaremos IACUC aprovado agente anestésico injetável, pentobarbital (50 mg / kg de peso corporal, ip), como nosso agente anestésico de backup para garantir o funcionamento fisiológico normal adequada durante a avaliação de imagem e função renal; 2) Depilação é um passo crítico, como a presença de pêlos no peito afeta a qualidade das imagens por ultrassom; 3) Embora a ultrassonografia dos rins é relativamente simples para um operador treinado; para o operador média, é fundamental para se adaptar a técnica com a anatomia única do animal individual e fazer manipulações menores; 4) Se o tamanho de ratos é bastante grande (superior a 350 gramas), uma sonda de frequência mais baixa (inferior a usada neste estudo 21 MHz) poderá ser necessária para a imagiologia óptima. Pode ser prudente tomar um curso de formação antes da operação projectada do sistema de imagem. A novidade na detecção de nefrotoxicidade induzida por drogas utilizando a metodologia proposta ultra-sonográfico e protocolo derivada é a sua detecção robusta precoce de alterações hemodinâmicas em caso de lesão renal. Os resultados indicam que os intra-renais alterações hemodinâmicas vasculares no fato de preceder o SCR subindo. Esses dados é avaliado contra o padrão-ouro convencional, utilizando análise histológica e demonstrar que as pequenas sonografia animal é uma modalidade não invasiva, sensível e reprodutível, que tem exigência mínima de uso animal. Assim, é uma ferramenta eficaz para a detecção precoce de nefrotoxicidade induzida por drogas utilizando o modelo de rato.

creatinina sérica (SCR) tem sido a métrica padrão ouro para avaliar a função renal por mais de duas décadas. Recentemente, muitos estudos têm relatado que a lesão renal ocorre muito mais cedo do que as mudanças no SCR 1. No entanto, não existem métodos robustos para a detecção de alterações hemodinâmicas que ocorrem precocemente no curso da lesão renal, incluindo a nefrotoxicidade induzida por drogas. Disfunção hemodinâmica renal aguda induzida por drogas leva a danos no tecido renal e progressão para insuficiência renal 2,3. Nas duas últimas décadas, os estudos indicam que as ferramentas de imagem, como tomografia computadorizada (CAT), ressonância magnética funcional (fMRI) e ultra-sonografia desempenhar um papel na avaliação hemodinâmica 4. Nas ferramentas de imagem atuais, ultra-sonografia em escala de cinza, juntamente com técnicas de Cor-Doppler, são os mais comumente utilizados para estabelecer e avaliar o estado anatômico do rim 3,5,6. Sullivan et. ai., e BonniN et. al. relataram recentemente que a ultrassonografia é uma ferramenta eficaz, poderoso e não-invasiva em alterações hemodinâmicas análise em vasoconstrição e estresse hipóxia modelos animais 7,8. Esta técnica também é comumente usado para detectar estenose arterial 9,10. Mais recentes avanços técnicos no campo da ultra-sonografia de alta resolução têm permitido investigadores para abordar toxicidade cardiovascular usando de alta frequência (25-80 MHz) e sondas de alta resolução (&lt;resolução 0,03 mm), in vivo 11. Nossa hipótese é que a utilização deste ultra-sonografia de alta resolução para estudar renal será uma oportunidade sem precedentes para um método não-invasivo e sensível para a detecção precoce de nefrotoxicidade. A cisplatina é utilizado para tratar testículos, dos ovários, bexiga, cabeça, do pulmão, cancros cervicais e em combinação com outras drogas 12-14. A cisplatina tem tinha nefrotoxicidade bem documentada devido a necrose de células de ptúbulos roximal (PT) e dutos coletores resultou no aumento da BUN (BUN) e SCR 15. Aqui, nós fornecemos uma metodologia detalhada passo-a-passo de utilização de ultra-sonografia renal não-invasiva para caracterizar disfunção renal utilizando o modelo de rato de Drogas (cisplatina) induzida por nefrotoxicidade.

<table><tbody><tr><td>Creme depilatório</td><td>Miltex, Inc.</td><td>Surgi-Prep</td><td>Aplicar 24 horas antes da imagem</td></tr><tr><td>de dicloreto de cis-Diamineplatina (II)</td><td>Sigma</td><td>479306</td><td>Para induzir lesão renal aguda em pequenos animais.</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter International Inc.</td><td>NDC 10019-773-40</td><td>2-3% para indução e 1-1,5% para manutenção; os batimentos cardíacos serão mantidos acima de 500 batimentos por minuto</td></tr><tr><td>Ultrassom de alta frequência</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td>Transdutor mecânico de alta frequência <td>Vevo 2100</td><td></td></tr><tr><td></td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td>MS250, MS550D, MS400</td><td></td></tr></tbody></table>

detecção precoce de induzida por medicamentos renal hemodinâmica disfunção usando ultrassonografia tecnologia em ratos

Early Detection of Drug-Induced Renal Hemodynamic Dysfunction Using Sonographic Technology in Rats

O rim normalmente funciona para manter a homeostase hemodinâmica e é um importante local de dano causado por toxicidade de drogas. nefrotoxicidade induzida por drogas é estimado para contribuir para 19- 25% de todos os casos clínicos de lesão renal aguda (LRA) em pacientes criticamente enfermos. detecção de AKI tem historicamente contou com métricas como creatinina sérica (SCR) ou azoto da ureia no sangue (BUN), que são comprovadamente inadequados em avaliação completa de nefrotoxicidade na fase precoce de disfunção renal. Actualmente, não existe nenhum método de diagnóstico para detectar com precisão robusta alteração hemodinâmica na fase precoce de LRA enquanto tais alterações podem, na verdade, preceder o aumento dos níveis séricos de biomarcadores. Tal detecção precoce pode ajudar os médicos a fazer um diagnóstico preciso e ajudar na na tomada de decisão para a estratégia terapêutica. Os ratos foram tratados com cisplatina para induzir AKI. Nefrotoxicidade foi avaliada por seis dias, utilizando ultra-sonografia de alta frequência, medição SCR e sobre histopatologia derim. avaliação hemodinâmica utilizando imagens Cor-Doppler 2D e foram utilizados para estudar em série nefrotoxicidade em ratos, usando o ultra-sonografia. Nossos dados mostraram lesão renal induzida por drogas com sucesso em ratos adultos por exame histológico. Cor-Doppler baseada na avaliação ultra-sonográfico de AKI indicou que resistiva-index (RI) e pulsátil-index (PI) foram aumentados no grupo de tratamento; e a velocidade de pico-sistólica (mm / s), velocidade diastólica final (mm / s) e a velocidade em tempo integral (VTI, mm) foram reduzidos em artérias renais no mesmo grupo. É importante ressaltar que essas alterações hemodinâmicas avaliadas por ultra-sonografia precedeu o aumento dos níveis de SCR. baseada em índices de sonografia, tais como RI ou PI pode, assim, ser marcadores úteis preditivos de declínio da função renal em roedores. De nossas observações à base de ultra-sonografia nos rins de ratos submetidos AKI, mostramos que essas medidas hemodinâmicas não invasivas podem considerar como um método preciso, sensível e robusta na detecção de disfunção renal em estágio precoce. Tseu estudo também ressalta a importância das questões éticas associadas com o uso de animais em pesquisa.

As imagens apresentadas neste estudo foram tomadas por um único operador. Todas as imagens foram coletados por meio de uma máquina de ultra-som de alta frequência (consulte Materiais e Tabela Equipment). Todos os dados de imagem foi analisada por um único investigador. Os resultados mostraram que os animais tratados com cisplatina tinha SCR que varia de 0,5 a 2,1 (intervalo normal &lt;1,1) no dia 6 (Figura 2A). No entanto, os estudos histológicos demonstraram padrões consistentes de túbulo aguda lesões intersticiais quando em comparação com animais normais tratados com solução salina. Utilizando imagiologia de ultra-sons de alta resolução para medir alterações hemodinâmicas de rim, os dados mostraram que não houve alteração da morfologia em animais tratados com solução fisiológica entre o dia 0 e dia 6, enquanto que a morfologia Pulsus parvus foi detectado em animais no sexto dia após o tratamento Cisplain. O limite superior do normal, e PI RI são de 0,7 e 1,15, respectivamente, em ratos 17. Usando os índices acima para avaliar hemodinâmica<html> mudanças de rim, o que demonstra que há um aumento significativo de RI e PI em animais tratados com cisplatina no dia 6. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/52409/52409fig1.jpg" /> Figura 1. Configurações aparelhos de ultra-som para detectar imagens de rim em ratos. Ilustrações gráficas do sistema de imagem com a definição da fase de animais (A) ea posição sonda de imagem (B) durante a operação de sonográfica de rim de rato. As imagens por ultrassom de amostras obtidas a partir de rim de rato utilizando as de alta frequência, sistemas de ultra-som de alta resolução (ver material andand Tabela Equipment). (CF). Os dados demonstram estrutura anatômica clara do rim e do fluxo sanguíneo nos vasos renais com informações suficientes para posterior medição de parâmetros hemodinâmicos e análise.09fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52409/52409fig2.jpg" /> Figura 2. Histologia e Kidney imagens por ultrassom de ratos sob tratamento com cisplatina. A creatinina sérica (SCR) e estudo histológico apresenta tecido renal normal em veículo tratados rato e lesão proximal grave tubular renal (seta amarela) em Cisplatina rato tratado (A, B). SCR aumentou marginalmente após tratamento com cisplatina, mas manteve-se dentro dos valores normais (&lt;1,1). Imagens por ultrassom de rim direito de ratos em Cor-Doppler Modo no dia 0, 3 e 6 no veículo e ratos tratados com cisplatina (c); parâmetros hemodinâmicos, RI e PI, foram significativas aumentou, avaliada por ultra-som Cor-Doppler (D, E). O limite superior do RI normal é de 0,7 e 1,15 para o PI. Importante, tele acima dados mostram essas alterações hemodinâmicas precedeu a subida do SCR. medição da velocidade da onda de pulso mostram um pulso lento e fraco (sinal pulsus parvus, círculo amarelo) após o tratamento com cisplatina, que se correlacionam com os resultados do estudo histológico. Este fenómeno indica estenose da artéria renal, obstrução e mais disfunção renal. Dados histológicos mostrou lesão renal tubular proximal induzida por drogas bem sucedida e avaliação ultra-sonografia mostrou mudanças significativas em RI, PI e velocidade da onda de pulso que utilizam a tecnologia Cor-Doppler. N = 3, *, p &lt;0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52409/52409fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="tabela 1" src="/files/ftp_upload/52409/52409table1.jpg" /> Tabela 1. parâmetros hemodinâmicos renais para LRA induzida por drogas

A disfunção hemodinâmica em estágio inicial é fundamental para o desenvolvimento da doença renal. No entanto, as metodologias de detecção são limitadas. Avanços recentes na ultrassonografia fornecem uma opção não invasiva e precisa para a detecção precoce de lesão renal. Este estudo descreve uma metodologia ultrassonográfica passo a passo para detectar disfunção renal usando um modelo de rato de nefrotoxicidade induzida por drogas.

Detecção precoce de Induzida por Medicamentos Renal hemodinâmica Disfunção Usando ultrassonografia Tecnologia em Ratos

The kidney normally functions to maintain hemodynamic homeostasis and is a major site of damage caused by drug toxicity. Drug-induced nephrotoxicity is ...

O objetivo geral deste procedimento é fornecer uma metodologia ultrassonográfica passo a passo para detectar disfunção renal utilizando um modelo de rato com nefrotoxicidade induzida por fármaco. Isso é realizado primeiramente posicionando a sonda de ultrassom com o sistema de trilhos e isolando a aorta. Em seguida, o ângulo da sonda é ajustado para obter uma visão completa do rim no centro da tela, e a imagem em modo B é armazenada utilizando a maior taxa de quadros possível.Em seguida, a janela acústica Doppler colorida é aberta para isolar a artéria renal e a veia renal. Por fim, a linha indicadora de onda pulsada ou PW amarela é utilizada para avaliar o fluxo na artéria renal direita e o sinistore é usado para coletar os dados na taxa de quadros mais alta possível. Em última análise, a imagem ultrassonográfica de alta resolução é utilizada para mostrar as alterações hemodinâmicas no rim após lesão renal aguda induzida por Cisplatina.Este método pode responder perguntas fundamentais na área de monitoramento da função renal, como alterações hemodinâmicas provocadas por lesão renal. Embora este método possa fornecer informações sobre a hemodinâmica renal, ele também pode ser aplicado a outros sistemas, como modelos de camundongo. No Dia 0, após anestesiar os animais de acordo com o protocolo descrito no texto e aplicar pomada nos olhos, utilize uma lâmina número 40 e creme depilatório para remover os pelos do tórax.Enquanto monitora os sinais vitais do animal, configure um sistema de ultrassom MS250 de alta resolução com frequência central de 21 MHz conectado à porta ativa e o modo de aplicação pré-ajustado para rim. Posicione o animal anestesiado em decúbito dorsal sobre a plataforma e, utilizando o sistema de trilhos, posicione o transdutor de ultrassom na linha média do animal, em um ângulo de 90 graus em relação à linha parasternal esquerda, isolando a aorta. A partir dessa posição, deslize a plataforma com o animal de modo que o transdutor fique alinhado com a artéria renal esquerda ou direita.Usando os micromanipuladores, visualize a artéria renal. Em seguida, ajuste o ângulo da sonda inclinando levemente ao longo do eixo Y da sonda para obter uma visão completa do rim no centro da tela. Após a pelve renal e a artéria renal terem sido imagiadas, armazene as imagens utilizando a maior taxa de quadros permitida com a sonda utilizada.Em seguida, pressione a tecla de doppler colorido no teclado para ativar a janela acústica de doppler colorido. Certifique-se de que a profundidade de foco esteja no centro do rim. Utilize o sinistore para gravar os dados na maior taxa de quadros possível.Para capturar imagens na modalidade de onda pulsada ou PW, clique na tecla PW para exibir uma linha indicadora amarela na tela. Utilizando a tecla de ângulo PW, posicione a linha amarela na artéria renal em um ângulo que seja paralelo à direção do fluxo sanguíneo no vaso, garantindo que o ângulo de Doppler seja inferior a 60 graus. Nesse modo, a janela acústica divide-se em seções superior e inferior.Utilize o sinistore para capturar a imagem das formas de onda que indicam a velocidade do fluxo arterial na sístole e diástole máximas. Após a aquisição de imagens, coloque o animal sob uma lâmpada de aquecimento em uma área limpa de recuperação, em decúbito esternal. Monitore continuamente os sinais vitais do animal até a recuperação completa da anestesia antes de devolvê-lo ao local de alojamento.Vinte e quatro horas após realizar a aquisição de imagens basal, administre uma injeção intraperitoneal de 10 miligramas por quilograma de Cisplatina em dose única aos animais de tratamento. Administre solução salina normal aos animais controle. De acordo com o cronograma mostrado aqui, e enquanto monitora os sinais vitais do animal, realize a aquisição de imagens por ultrassonografia conforme demonstrado anteriormente no vídeo.Realize a análise dos dados de acordo com as orientações no protocolo descrito. As imagens apresentadas neste estudo foram obtidas por um único operador e os dados de imagem foram analisados por um único pesquisador. Os resultados mostraram que os animais tratados com cisplatina apresentaram creatinina sérica variando de 0,5 a 2,1 no Dia 6.O nível normal de creatinina é inferior a 1,1. As imagens de ultrassom oferecem alta sensibilidade em comparação com os dados histológicos apresentados nos estudos a seguir. No dia 6, a histologia demonstrou padrões consistentes de lesões agudas do túbulo intersticial em rins tratados com cisplatina, comparados aos animais tratados com solução salina normal.Utilizando imagem ultrassonográfica de alta resolução para medir alterações hemodinâmicas no rim, não houve mudança na morfologia em animais sem tratamento com Cisplatina entre o Dia 0 e o 6, enquanto morfologia de pulso parvo foi detectada em animais tratados com Cisplatina no Dia 6. RI representa o Índice de Resistividade e PI representa o Índice Pulsátil. Os limites superiores para RI e PI normais são 0,7 e 1,15, respectivamente, em ratos.Medir esses índices para avaliar as alterações hemodinâmicas no rim demonstrou um aumento significativo em ambos os animais tratados com Cisplatina no Dia 6. Ao realizar este procedimento, é importante garantir que o animal apresente sinais vitais normais sob anestesia. Após seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores na área de alterações hemodinâmicas renais por ultrassom após lesão renal aguda.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como obter imagens de um rim utilizando um modelo animal pequeno de lesão renal aguda.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Fonte: Giustetto, P., et. al., Ultrassom não invasivo parenquimatoso, vascular e metabólico de alta frequência e imagens cerebrais profundas de ratos fotoacústicos. J. Vis. Exp. (2015)Neste vídeo, demonstramos o uso de ultrassom de alta frequência e imagens fotoacústicas para estudar a vasculatura e o conteúdo de hemoglobina no cérebro de ratos. Este método fornece informações detalhadas sobre a perfusão cerebral e a oxigenação do sangue, permitindo a análise não invasiva das estruturas...

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