Name: Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Aprenda a criar um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente e reanimação por compressão torácica. Este método permite estudar a fisiopatologia da parada cardíaca e avaliar novas estratégias de ressuscitação.

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Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Wanchun Tang MD, MCCM, FCCP, FAHA e Jena Cahoon do Weil Institute of Critical Care Medicine em Rancho Mirage, CA. por suas contribuições para o esboço do protocolo de ressuscitação e por terem ajudado a treinar o cirurgião de roedores (LL). A preparação deste artigo foi em parte apoiada por um presente em memória do SKC aposentado da Marinha dos EUA, Robert W. Ply, pela Sra. Monica Ply para pesquisas em doenças cardíacas e doença de Parkinson, e por um fundo discricionário do Departamento de Medicina da Universidade de Medicina e Ciência Rosalind Franklin.

Os autores não têm nada a divulgar.

Passos críticos no protocolo Há passos críticos no protocolo. Quando dominado, a preparação e protocolo proceda como sucintamente descrito abaixo. A preparação cirúrgica é célere, avançando rapidamente cateteres através de pequenas incisões provocando espasmos mínimo ou nenhum navio e posicionando as pontas dos cateteres como pretendido, seguido de intubação traqueal com sucesso após uma única ou poucas tentativa (s); assim, completando a preparação em ≈ 90 min a partir da dose inic...

Perto de 360 mil pessoas nos Estados Unidos 1 e muitos mais em todo o mundo 2 sofrem um episódio de parada cardíaca súbita a cada ano. As tentativas de restaurar a vida não apenas exigem que a atividade cardíaca ser restabelecida, mas que os danos aos órgãos vitais ser prevenida, minimizado ou revertido. Técnicas de ressuscitação cardiopulmonar atuais produzir uma taxa de reanimação inicial de aproximadamente 30%; no entanto, a sobrevivência à alta hospitalar é de apenas 5% 1. A disfunção miocárdica, disfunção neurológica, inflamação sistêmica, doenças intercorrentes, ou uma combinação destes se conta pós-ressuscitação para a grande proporção de pacientes que morrem apesar de retorno inicial de circulação. Assim, uma maior compreensão da fisiopatologia e da novela de reanimação abordagens subjacentes são urgentemente necessárias para aumentar a taxa de ressuscitação inicial e subsequente sobrevivência com a função do órgão intacto. Modo de animalls de parada cardíaca desempenham um papel crítico no desenvolvimento de novas terapias de reanimação, fornecendo conhecimentos sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e ressuscitação e oferecendo meios práticos para conceituar e testar novas intervenções antes que possam ser testada em seres humanos 3. O modelo de rato de peito fechado ressuscitação cardiopulmonar (CPR) descrito aqui tem desempenhado um papel importante. O modelo foi desenvolvido em 1988 por Irene von Planta - um bolseiro de investigação na época - e seus colaboradores 4 no laboratório do falecido professor Max Harry Weil MD, Ph.D. da Universidade de Ciências da Saúde (rebatizada Rosalind Franklin Universidade de Medicina e Ciência em 2004) e tem sido amplamente utilizada no campo da reanimação predominantemente por companheiros de Professor Weil e seus estagiários. O modelo simula um episódio de parada cardíaca súbita com ressuscitação tentada por técnicas de RCP convencional e inclui, assim, indutoion de fibrilação ventricular (FV), fornecendo uma corrente elétrica para o endocárdio do ventrículo direito e prestação de CPR peito fechado por um dispositivo de pistão pneumaticamente enquanto concomitantemente entrega de ventilação com pressão positiva com o gás rico em oxigênio. Rescisão do VF é realizado pela entrega transtorácica de choques elétricos. O modelo de rato estabelece um equilíbrio entre os modelos desenvolvidos em animais de grande porte (por exemplo, suínos) e modelos desenvolvidos em animais menores (por exemplo, os ratos) permitindo a exploração de novos conceitos de investigação de uma forma bem padronizado, reprodutível e eficiente, com acesso a um robusto inventário das medições pertinentes. O modelo é particularmente útil nos estágios iniciais de pesquisa para explorar novos conceitos e examinar os efeitos de fatores de confusão antes de realizar estudos em modelos animais maiores, que são mais caros, mas de maior impacto translacional. A pesquisa Medline para todos os artigos revisados ​​por pares de apresentação, conformemodelo de rato imilar ter VF como o mecanismo de parada cardíaca e alguma forma de reanimação peito fechado revelou um total de 69 estudos originais adicionais utilizando o modelo desde que foi publicado pela primeira vez em 1988 4. As áreas de pesquisa incluem aspectos fisiopatológicos da reanimação 5-17, fatores que influenciam os resultados 18-30, o papel das intervenções farmacológicas que examinam agentes vasoconstritores 31-43, agentes tampão 44, inotrópicos 45, agentes que visam a proteção do miocárdio ou cerebral 46-70, e também os efeitos das células-tronco mesenquimais 71-73. O modelo e protocolo descrito neste artigo está sendo usado atualmente no Instituto de Ressuscitação. No entanto, existem várias oportunidades para &quot;personalizar&quot; o modelo com base nos recursos disponíveis para os investigadores e os objetivos dos estudos.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital de sódio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US</td></tr><tr><td>Termistor retal</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>TSD202A</td><td>http://www.biopac.com/fast-response-thermistor</td></tr><tr><td>Eletrodo de agulha biopolar concêntrico 25 mm TP</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>EL451</td><td>http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm</td></tr><tr><td>Tubo de polietileno PE25&nbsp;</td><td>Adaptador</td> de stub luer fêmea <td>Solomon Scientific BPE-T25</td><td></td></tr><tr><td>http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing 26GA</td><td>Access Technologies</td><td>LSA-26</td><td>http://www.norfolkaccess.com/needles.html</td></tr><tr><td>Torneiras com conexões luer; 3 vias; fechadura macho, não estéril</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-30600-02</td><td>http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _ 10_pack_Non_sterile/EW-30600-23</td></tr><tr><td>Transdutor de pressão descartável TruWave</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX600I&nbsp;</td><td>http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1</td></tr><tr><td>Termopar Tipo-T</td><td>Physitemp Instruments</td><td>IT-18</td><td>http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html</td></tr><tr><td>Cateter venoso central pediátrico&nbsp;</td><td>Cook Medical&nbsp;</td><td>C-PUM-301J</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds</td></tr><tr><td>Cateter intravenoso subclávio Abbocath-T (14 g x 5 1/2")</td><td>Hospira</td><td>453527</td><td></td></tr><tr><td>http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427 Novametrix Medical Systems, monitor infravermelho de CO2</td><td>Soma Technology, Inc.</td><td>7100 CO2SMO&nbsp;</td><td>http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp</td></tr><tr><td>Harvard Modelo 683 ventilador para pequenos animais</td><td>Harvard Apparatus</td><td>555282</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323</td></tr><tr><td>Guias de fio com ponta dupla flexível</td><td>Cook Medical&nbsp;</td><td>C-DOC-15-40-0-2</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds</td></tr><tr><td>Sensor de deslocamento AC LVDT de alta precisão</td><td>Omega Engineering</td><td>LD320-25</td><td>http://www.omega.com/pptst/LD320.html</td></tr><tr><td>HeartStart XL desfibrilador / monitor</td><td>Phillips Medical Systems</td><td>M4735A</td><td>http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/</td></tr> <tr><td>Graefe micro pinça de dissecção 4 polegadas</td><td>Roboz&nbsp;</td>Pinça de micro dissecação <td>RS-5135</td><td></td></tr><tr><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135 Graefe 4 polegadas com dentes</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5157</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157</td></tr><tr><td>Tesoura de micro dissecação extra fina 4 polegadas</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5882</td><td>http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp</td></tr><tr><td>Retrator de Tecidos Heiss</td><td>Ferramentas de Ciência Fina&nbsp;</td><td>17011-10</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&amp; lang=pt-BR</td></tr><tr><td>Hemostáticos de ponta de curva cril</td><td>Ferramentas de Belas Ciências&nbsp;</td><td>13005-14</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372</td></tr><tr><td>Grampeador de pele Visistat&nbsp;</td><td>Teleflex Incorporated</td><td>528135</td><td>http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936</td></tr><tr><td>Sutura de seda trançada, 3-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517706</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936</td></tr><tr><td>Solução Betadine</td><td>Butler Schein</td><td>3660</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Solução salina estéril, sacos de 250 ml</td><td>Fisher</td><td>50-700-069</td><td>http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652</td></tr><tr><td>injeção de heparina sódica, USP</td><td>Fresenius Kabi</td><td>504201</td><td>http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html</td></tr><tr><td>Loxicom (meloxicam)</td><td>Butler Schein</td><td>045-321</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Computador de débito cardíaco de termodiluição para pequenos animais</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desenvolvido sob medida no Resuscitation Institute usando hardware da National Instruments e software LabVIEW</td></tr><tr><td>Sistema de aquisição e análise de dados analógico-digital</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desenvolvido sob medida no Resuscitation Institute usando hardware da National Instruments e software LabVIEW</td></tr><tr><td>Dispositivo de pistão acionado pneumaticamente e controlado eletronicamente para compressão torácica em pequenos animais</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Desenvolvido sob medida no Weil Institute of Critical Care Medicine Gerador</td></tr><tr><td>de corrente alternada de 60 Hz</td><td>N/</td><td>A N/A</td><td>Desenvolvido sob medida no Weil Institute of Critical Care Medicina</td></tr></tbody></table>

um modelo de rato de fibrilação ventricular e reanimação por técnica de tórax fechado convencional

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

Um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente seguida de ressuscitação cardíaca usando uma técnica de tórax fechado que incorpora os componentes básicos da ressuscitação cardiopulmonar em humanos é aqui descrito. O modelo foi desenvolvido em 1988 e tem sido usado em aproximadamente 70 publicações revisadas por pares examinando uma miríade de aspectos de ressuscitação, incluindo sua fisiologia e fisiopatologia, determinantes de ressuscitabilidade, intervenções farmacológicas e até mesmo os efeitos das terapias celulares. O modelo apresentado nesta apresentação inclui: (1) cateterismo vascular para medir as pressões aórtica e atrial direita, medir o débito cardíaco por termodiluição e induzir eletricamente a fibrilação ventricular; e (2) intubação traqueal para ventilação com pressão positiva com gás enriquecido com oxigênio e avaliação do COexpirado 2. Uma sequência típica de intervenção envolve: (1) indução elétrica de fibrilação ventricular, (2) compressão torácica usando um dispositivo mecânico de pistão concomitantemente com ventilação com pressão positiva que fornece gás enriquecido com oxigênio, (3) choques elétricos para encerrar a fibrilação ventricular e restabelecer a atividade cardíaca, (4) avaliação da função hemodinâmica e metabólica pós-ressuscitação e (5) avaliação da sobrevida e recuperação da função do órgão. Está disponível um inventário robusto de medições que inclui – mas não se limita a – medições hemodinâmicas, metabólicas e teciduais. O modelo tem sido altamente eficaz no desenvolvimento de novos conceitos de ressuscitação e no exame de novas intervenções terapêuticas antes de serem testadas em modelos animais maiores e mais relevantes de parada cardíaca e ressuscitação.

O modelo de rato aqui descrito foi recentemente utilizado para comparar os efeitos de dois inibidores do trocador isoform sarcolemal sódio-hidrogênio 1 (NHE-1) sobre a função miocárdica e hemodinâmica durante a compressão torácica e pós-ressuscitação 61. Foi previamente relatado que NHE-1 inibidores de atenuar a lesão de reperfusão do miocárdio, limitando cytosolic induzida por sobrecarga de sódio e de cálcio mitocondrial e, assim, ajudar a preservar a distensibilidade ventricular esquerda durante a compressã...

Este artigo descreve um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente e ressuscitação por compressão torácica, ventilação e aplicação de choques elétricos que simula um episódio de parada cardíaca súbita e ressuscitação cardiopulmonar convencional. O modelo permite reunir insights sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e explorar novas estratégias de ressuscitação.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

O objetivo geral deste procedimento é obter informações sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e explorar novas estratégias de ressuscitação. Isso é feito primeiro instrumentando cirurgicamente o animal para medir vários parâmetros fisiológicos que são coletados em um sistema de aquisição de dados para posterior análise off-line, a parada cardíaca é produzida por fibrilação ventricular ou fv eletricamente induzida. Para esta etapa, um fio G pré-curvado é inserido na veia jugular externa direita e avançado para o ventrículo direito, possibilitando a entrega de uma corrente elétrica para a indução da fv.Após oito minutos de FV, a compressão torácica não tratada é iniciada usando um dispositivo de pistão, aumentando gradualmente a profundidade de compressão enquanto move o animal para uma posição de pistão que produz a pressão diastólica aórtica mais alta. Após oito minutos de compressão torácica, a desfibrilação é tentada aplicando choques elétricos no animal. Os animais que são ressuscitados com sucesso são monitorados para avaliar os efeitos das intervenções de ressuscitação na pós-ressuscitação, na função hemodinâmica e metabólica e na sobrevida.Embora esse método possa fornecer informações sobre novas estratégias de ressuscitação, também pode ser útil para explorar os mecanismos subjacentes pelos quais as terapias funcionam no nível celular por meio da análise de tecidos e avaliação do marcador circulante. O modelo vermelho de parada cardíaca e ressuscitação que você verá hoje foi desenvolvido em 1988 por Irene Bonta e meu mentor, o professor Max Harry Wilde. O modelo tem sido amplamente utilizado em todo o mundo e acreditamos que a representação visual do modelo será útil para os cientistas.Estudantes interessados no campo da ressuscitação cardiopulmonar, Este modelo de rato de ressuscitação torácica fechada com parada cardíaca pode ser útil para aprofundar nossa compreensão da fisiopatologia da parada cardíaca e o desenvolvimento de novas abordagens de ressuscitação Para facilitar o avanço do cateter PE 25 na aorta torácica descendente, comece fazendo uma incisão de dois centímetros na área inguinal direita de um rato adulto anestesiado em um ângulo de 90 graus em relação ao seu sulco. Em seguida, use um par de hemostáticos para embotar, dissecar o tecido conjuntivo circundante, expondo os vasos femorais e o nervo use uma pinça de microdissecção curva para expor a bainha vascular ao redor dos vasos. Em seguida, viaje com pinças de microdissecção sob a veia e o nervo da artéria femoral e apoie-os em um ângulo de 90 graus em relação aos vasos quando os vasos e o nervo estiverem apoiados.Use outro par de pinças de microdissecção curvas para separar a artéria do nervo e da veia com um comprimento de cerca de um centímetro. Uma vez separados, insira uma ligadura distal e uma proximal sob os vasos. Use um nó de cirurgião para apertar firmemente a ligadura distal, seguido por dois nós únicos.Aperte a ligadura proximal com um nó de cirurgião solto. Em seguida, faça uma pequena incisão no vaso próximo à ligadura distal em um ângulo de 60 graus em relação ao vaso com uma tesoura de microdissecção cortando aproximadamente um quarto da área da seção transversal. Em seguida, insira uma agulha de calibre 22 com uma ponta embotada e dobrada em um ângulo de 70 graus na abertura do vaso enquanto puxa suavemente a ligadura distal com os hemostáticos para estabilizar o vaso.Agora levante a agulha introdutora suavemente para expor o lúmen e guie o cateter PE 25 sob o introdutor, removendo a agulha. Uma vez inserida a ponta do cateter, avance o cateter até a marca de oito centímetros para posicionar sua ponta na aorta torácica descendente e, em seguida, aperte a ligadura proximal adicionando dois nós simples adicionais que prendem o cateter ao vaso. Esta foto do pescoço exibe uma veia jugular externa direita previamente canulada para expor a traqueia.Em seguida, use hemostáticos para expandir a incisão em direção à linha média e, em seguida, use os hemostáticos para embotar ainda mais, dissecar as seções hióide esternal, tireóide esternal e mastóide dos músculos cefálicos CTO. Use um espalhador de tecido para manter a exposição da traqueia. Em seguida, puxe a língua para esticar as vias aéreas com um avanço firme.Cânula traqueal de cinco F montada em um estilete com a ponta apontando para cima, buscando entrar nas vias aéreas superiores, cordas vocais e traqueia. A intubação traqueal bem-sucedida pode então ser confirmada pelo reconhecimento da forma de onda capnográfica característica. Antes de iniciar o protocolo de parada cardíaca e ressuscitação, meça o débito cardíaco e as várias pressões para verificar a estabilidade hemodinâmica.Uma vez registrados os valores basais, retirar a torneira de parada de três vias do cateter de poliuretano de três F inserido na veia jugular externa direita do animal e avançar a ponta mais macia do fio G, aproximadamente sete centímetros. Buscando entrar no ventrículo direito enquanto monitora o ECG e a pressão aórtica. Em seguida, ligue o gerador CA de 60 hertz e aumente gradualmente a corrente enquanto monitora a pressão aórtica.Mantenha a corrente por três minutos e a intensidade após dois minutos. Desligue a corrente após três minutos e remova o fio-guia. Volte a tapar o cateter jugular com uma torneira de paragem de três vias e retire a agulha de massa.Depois de permitir que a FV continue espontaneamente pela duração desejada, ligue o ventilador e aumente gradualmente a profundidade de compressão de zero a 10 milímetros. Durante o primeiro minuto de compressão torácica, mova o animal ligeiramente para o lado e sroc. Procurar encontrar uma posição que produza a maior pressão diastólica aórtica para uma determinada profundidade de compressão.Em seguida, continue aumentando a profundidade de compressão durante o segundo minuto até que uma pressão diastólica aórtica alvo seja alcançada. Mantenha as compressões torácicas pela duração desejada antes de tentar a desfibrilação. Imediatamente antes de completar as compressões torácicas, aplique gel condutor em uma pá de desfibrilação personalizada para ratos de um desfibrilador de forma de onda bifásica disponível comercialmente e carregue o desfibrilador.Em seguida, interrompa a compressão torácica e, após verificar se o coração permanece em FV pela leitura do ECG, aplique um choque elétrico de cinco joules na parede torácica. Observe o retorno de um ECG eletricamente organizado com pulsos aórticos e uma pressão aórtica média maior ou igual a 25 milímetros. Mercúrio. Se a pressão aórtica média for inferior a 25 milímetros, o mercúrio retoma as compressões torácicas por mais 30 a 60 segundos, independentemente do ritmo elétrico.Determine o resultado da ressuscitação na conclusão dos ciclos de compressão de desfibrilação de acordo com o fluxograma. Em seguida, aumente a taxa de ventilação de 25 para 60 por minuto após o retorno da circulação espontânea, diminuindo a fração inspirada de oxigênio de 1,0 para 0,5 Após 15 minutos de circulação espontânea, finalmente monitore o animal até que ele esteja completamente recuperado. Usando este protocolo, foi demonstrado que os inibidores da isoforma um do trocador de hidrogênio de sódio IDE e um V 4 4 5 4 B permitiram o desenvolvimento de uma pressão diastólica aórtica predefinida com menor profundidade de compressão torácica, produzindo uma maior relação pressão de perfusão coronariana em relação à profundidade pós-ressuscitação.Ambos os compostos melhoraram a disfunção miocárdica, mas a sobrevida foi maior com Carri ride, conforme ilustrado na figura, sugerindo que o IDE é um inibidor da isoforma um do trocador de hidrogênio de sódio mais eficaz do que um VE para ressuscitação de parada cardíaca. Neste modelo de rato, Uma vez dominado, a instrumentação cirúrgica pode ser concluída em 90 minutos. Após este procedimento, o sangue pode ser coletado para medições de marcadores de órgãos e órgãos Lesão no coração pode ser colhido para análise molecular.Depois de assistir a este vídeo, você terá uma boa compreensão de como induzir quando acionar a fibrilação no vermelho, como realizar efetivamente a ressuscitação torácica próxima, como restabelecer a atividade cardíaca e identificar variáveis a serem monitoradas para garantir o sucesso do experimento.

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