Name: Acompanhando Rato Medula Óssea monócitos In Vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 8 s
Description: Aprenda a rastrear monócitos na medula óssea craniana de ratos em tempo real usando microscopia de dois fótons. Este método revela mecanismos de mobilização celular em condições normais e após quimioterapia.

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Os autores agradecem a Anne Daron e Pierre Louis Loyher de assistência editorial, o Plateforme Imagerie Pitié-Salpêtrière (PICPS) para a assistência com o microscópio de dois fótons e do Mecanismo de animal &quot;NAC&quot; e Camille Baudesson para ratos reprodutores assistência. A investigação conducente a estes resultados foi financiada pelo Sétimo Programa-Quadro da Comunidade Europeia (FP7 / 2007-2013) ao abrigo do contrato de concessão n ° 304810 - RAIDs, e n ° 241440-Endostem, do Inserm, pela Université Pierre et Marie Curie &quot;Emergence &quot;, de la&quot; Ligue contre le câncer &quot;, de&quot; Association pour la Recherche sur le Cancer &quot;e de&quot; Agence Nationale de la Recherche &quot;Emergence Programa 2012 (ANR-EMMA-050). PH foi apoiada por la &quot;Ligue contre le cancer&quot;.

NOTA: Todos os protocolos experimentais foram aprovados pelo Experimentação Animal e Ética Comitê de francês e validado pelo &quot;Serviço de Proteção ao et Santé Animales, Environnement&quot; com o número de A-75-2065. Os tamanhos das amostras são escolhidos para assegurar a reprodutibilidade dos ensaios, e de acordo com o 3R de regulação ética dos animais. 1. Preparação do Rato <ol><li> Anestesia <ol><li> Para curto período de imagem (menos do que 1 hora), anestesiar o rato com uma injecção intraperitoneal de 200 ul de uma solução salina contendo cetamina (100 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). </li><li> Em alternativa, por um período maior de imagiologia (até 4 horas), anestesiar o rato com uma inalação de isoflurano 2,5% vaporizado numa mistura de O 2 / N 2 O, 70/30 através de uma máscara adaptada. </li><li> NOTA: Este modo fornece para inconsciência mais estável e evita a injeção intraperitoneal de série de drogas. </li&gt; <li> Uma vez que o mouse é anestesiado, verifique se há perda de consciência por meio da estimulação da pata traseira com pinças. </li></ol></li><li> Coloração Vascular / coloração adicional <ol><li> Para a coloração vascular: injectar por via intravenosa na veia da cauda, ​​a 200 ul de rodamina-dextrano (MDA 2, 10 mg / ml em tampão de solução salina). </li><li> Para a coloração dos neutrófilos: injectar 2 ug de Ly6G-PE (clone 1A8) em 100 ul de solução salina por via endovenosa na veia da cauda. </li></ol></li><li> Imobilização <ol><li> Para a imobilização, use um suporte stereotactic custom made adaptada ao microscópio e à inhalator gás anestésico. NOTA: O titular sterotactic é um suporte de metal com dois suportes de placa de metal, sendo uma fixa e outra removível e adaptável, para apertar a cabeça do animal. </li><li> Instale a cabeça do rato entre as placas de retenção para garantir o isolamento dos movimentos respiratórios. Aperte os ouvidos entre as placas de retenção e de cabeça para esticar a sk. Verifique para a estabilidade eo bem-estar do animal respirando. </li></ol></li><li> Remover o couro cabeludo <ol><li> Usar cuidadosamente etanol a 70% para molhar o cabelo do couro cabeludo com um aplicador estéril, evitando o contacto com os olhos. </li><li> Corte a pele com tesouras e pinças estéreis para remover totalmente o couro cabeludo do trás do osso parietal até o osso frontal. Mantenha-se afastado até 3 mm de olhos e ouvidos para prevenir hemorragia extensa. Remover o tecido conjuntivo frouxo que cobre o crânio (periósteo). Lave o cabelo restante com toalha de papel embebido PBS-quente. </li></ol></li><li> O sistema de imersão configurado <ol><li> Cole um anel de borracha de 18 milímetros de diâmetro com cola cirúrgica diretamente no crânio com uma pequena agulha de calibre para controlar a distribuição. Cola de toda a periferia do anel de borracha para evitar fugas (30 mL deve ser suficiente). </li><li> Limpe o crânio debaixo do ringue pela última vez com toalha de papel PBS-encharcado e em seguida, adicione 37 ° C PBS para imersão completa docrânio. Adicionar uma gota de solução de NaCl a 0,9% ou uma pomada oftálmica específica em cada olho do rato para evitar a secura ocular. Arraste o titular estereotáxica no âmbito do objectivo. </li><li> Cerca de posicionar o campo usando o microscópio ocular através da transmissão direta. </li></ol></li></ol> 2. Dois fótons Imaging Acquisition <ol><li> Use um microscópio multiphoton juntamente com um laser de Ti: cristal de safira, que fornece 140fs pulsos de luz NIR, ajustáveis ​​seletivamente de 680 a 1080 nm, e um modulador acústico-ótico para o controle de potência do laser. Usar uma configuração incluindo 3 detectores externos não descanned (NDD) (que permitem a gravação simultânea de três canais fluorescentes) com uma combinação de dois espelhos dicróicos (565 nm e 690 nm), 565/610 e 500/550 filtros passa-banda, e um 485 filtro de passagem curta, com um plano de Apochromat × 20 (NA = 1) objetiva de imersão em água. </li><li> Defina a câmara de aquecimento para permitir uma boa homeothermy dos Anaesrato thetized., NOTA: Temperatura pode ser definido de 1 hora antes de imagem sessão para melhor estabilidade. No nosso caso, de 32 ° C foi escolhida para obter a temperatura ideal do corpo do rato anestesiado (36-37 ° C) e é mantida até 4 horas. Esta temperatura pode ser adaptado para o sistema utilizado (sonda digital pode ser utilizado para verificar este ponto). Além disso, a câmara de aquecimento é utilizada escuro / preto e cobre uma parte do sistema (placa de objectivos e motorizado) para evitar a contaminação de luz externa. </li><li> Ligue o sistema <ol><li> Ligue o laser de Ti: Safira, então todo o sistema de microscópio. Inicie o software de aquisição. Defina o intervalo de comprimento de onda do laser de 870 nm. Selecione NDD apropriado para a gravação. NOTA: No nosso caso, geração de segundo harmônico (SHG) 19 e proteína fluorescente ciano (ECFP) são detectados pelo NDD após o filtro de passagem curta 485. ECFP também é detectado pelo NDD depois do filtro passa-banda e 500/550 rodamina-dextrano é detectado por tele NDD após o filtro passa-banda 565/610. </li></ol></li><li> Ajustar as definições de aquisição <ol><li> Use o comando de imagem &quot;aquisição ao vivo&quot; do software e utilizar o controle direcional microscópio, ajustar o foco em uma região com sinal ECFP e Rhodamine. Definir a potência do laser para o mínimo para se obter a melhor relação sinal-para-ruído com um mínimo de foto-lesão. NOTA: O ajuste de potência utilizada varia de acordo com a profundidade da região de interesse. Normalmente as configurações de OMA estão situados em torno de 20%, o que representa uma potência do laser para além do objetivo em torno de 15 mW. É melhor aumentar o ganho de poder nas PMT para cada NDD para reduzir foto-branqueamento e foto-dano. Configurações de aquisição típicos são a digitalização única, com um tempo de permanência de pixel de 1,58 uS, e uma resolução de 512 x 512 pixels com uma ampliação de 1,5. </li></ol></li><li> Selecione as regiões de interesse <ol><li> Uma vez que os parâmetros de gravação são definidos, use novamente o comando de aquisição &quot;ao vivo&quot;,e examinar o tecido para escolher um (x y z,) campo desejado para ser monitorado em tempo real. NOTA: Normalmente, nós escolhemos um campo incluindo tanto vascular e áreas de parênquima. </li><li> Registre-se o campo com o comando de software &quot;posição&quot;. NOTA: Este comando memoriza x, y, z coordenadas de diferentes áreas distantes. </li><li> Selecione e registrar campos adicionais de interesse (até 3), utilizando o mesmo procedimento. </li><li> Definir um z-pilha 3D com o comando de software &quot;z-stack&quot; na primeira posição memorizado de acordo com o volume necessário com a ampliação escolhida. Memorize posição mais profunda em primeiro lugar, e, em seguida, a posição mais alta. Normalizar poder do laser com a profundidade. NOTA: Para múltiplos imaging campo concomitante, adquirimos 5 fatias separadas por 3 um z-passos para cada campo de adquirir um volume de 12 mm de espessura. Estas configurações podem ser adaptadas ao tipo de célula estudada. </li></ol></li><li> Aquisição de Lançamento <ol><li> Selecione o220; comando série &quot;software e escolher a duração do intervalo de tempo e do número de ciclos de tempo. Comece imagem time-lapse de acordo com o lapso de tempo e duração necessária escolhendo o comando software &quot;iniciar a experiência&quot;. NOTA: No nosso caso, nós adquirimos um volume cada 30 segundos durante 60 ciclos que representam 30 min tempo real. Menor lapso de tempo pode ser executada para controlar rolagem celular rápido no vaso sanguíneo. Neste caso, mais fina z-pilha e não mais do que dois domínios diferentes podem ser gravadas ao mesmo tempo. </li><li> O acompanhamento regular do set up. <ol><li> Sempre monitorar o animal para se certificar de que está inconsciente. NOTA: Agitação de bigodes ou pernas do animal são indicadores de avivamento. Em caso de respiração do animal é irregular, a quantidade de isoflurano pode ser ligeiramente reduzida. Deriva tecido forte durante a aquisição é um indicador do rato avivamento. </li><li> Verifique se o objetivo for devidamente imerso. Renove 37 ° C PBS between duas aquisições (30 min). NOTA: o desaparecimento progressivo de sinal durante a aquisição é indicador de PBS vazamento. </li></ol></li></ol></li><li> Fim do procedimento <ol><li> Uma vez que os vídeos exigidos sejam registrados, sacrificar o animal por deslocamento cervical rapidamente antes de reanimação. NOTA: a cicatrização de feridas, conduz à formação de uma crosta em de 24 a 48 horas o que limita a possibilidade de realizar imagem longitudinal. </li></ol></li></ol> Análise 3. Dados <ol><li> Correção de deriva <ol><li> Use software Imaris Bitplane para rastreamento automático 3D. </li><li> Abra a sequência de imagens 3D em Imaris. Selecione &quot;spot&quot; de comando e gerar rastreamento manual (clique do mouse + shift) para todos os pontos de tempo para um mínimo de quatro pontos de ancoragem diferentes, se possível homogeneamente distribuída no campo. </li><li> Aplique a correção de desvio utilizando o comando &quot;deriva correta&quot; na aba &quot;editar faixa&quot;. </li><li> Verifique a existência de tele qualidade da correcção em x, y e z, em particular para evitar a vacilação artefactual. NOTA: Se a correção não for satisfatória, tentar outros pontos de ancoragem ou excluir o vídeo da análise. </li></ol></li><li> Rastreamento de celular <ol><li> Use &quot;adicionar novos pontos de comando&quot; e selecione &quot;pontos de trilha ao longo do tempo&quot; ajuste algoritmo. Ir para a próxima etapa. </li><li> Aplicar procedimento de rastreamento automático de células, quer por todo o canal de interesse usando o comando &quot;canal de origem&quot;. Conjunto de objectos (isto é, células) de diâmetro e 10 um. Ir para a próxima etapa. NOTA: A escolha dependerá da distinção entre objectos e especificidade do sinal medido. Em suma, o rastreamento automático em todo o canal só é possível se o sinal detectado é específica para o objeto de interesse. Porque tanto SHG e ECFP são detectados pelo NDD após o filtro 485 passe curto, rastreamento será mais específico e eficiente utilizando o sinal ECFP registrado pelo NDD após o 500/550 filtros passa-banda. Agrupado ou objetos embalados densas exigirá seleção manual de objetos individuais semelhantes, para a etapa 3.1.2. </li><li> Selecione &quot;qualidade&quot; tipo de filtro, defina o limite para exclusão de rastreamento de objetos inespecíficos. Ir para a próxima etapa. </li><li> Escolha &quot;browniano Algorithm Motion&quot; com parâmetros precisos de &quot;distância Max&quot; e &quot;tamanho Gap&quot; entre dois pontos. Validar geração pista. </li><li> Uma vez que as faixas são calculadas automaticamente, selecione &quot;duração faixa&quot; tipo de filtro, definir o limite para eliminar faixas mais curto do que 120 segundos (o que representa 4 pontos de tempo). </li><li> Obrigatório: Após rastreamento automático, verificar a qualidade das faixas. <ol><li> Desenrole a barra de tempo para verificar se os objetos de seguir os caminhos de trilha. Se não, use as opções de correção ponto de trilha disponíveis na aba &quot;editar&quot;: Excluir faixas falsas ou inadequadas com &quot;excluir&quot; comando (excluir qualquer faixa point individualmente usando o comando &quot;Desligar&quot;). Se trajeto da trilha é descontínua, adicionar pontos de tempo em falta (clique do mouse + Shift), selecione todos os pontos em uma determinada faixa e usar &quot;conectar&quot; o comando na aba &quot;editar faixa&quot;. </li></ol></li></ol></li><li> Parâmetros de quantificação <ol><li> Selecione a aba &quot;Estatísticas&quot; no comando &quot;Preferências&quot;, escolha os parâmetros dinâmicos de interesse na lista. Selecione &quot;Exportar todas as estatísticas para o arquivo&quot; comando e salvar o arquivo excel gerado. Nota: Vários parâmetros dinâmicos são directamente obtidos a partir do software, tais como comprimentos de pista, velocidade instantânea, velocidade média, e acompanhar retidão. Coeficiente de motilidade 6, 20 pode ser determinada, mas não é directamente fornecida pelo software. </li><li> Para cada célula, calcular a média dos deslocamentos para cada período de tempo (dt) (para um filme de 30 segundos lapso de tempo, dt será de 30, 60, 90 s, etc.).Traça-se a média de deslocamento do quadrado como uma função do intervalo de tempo. Obter coeficiente de motilidade, calculando o declive da parte linear da curva. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Ovchinnikov, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+Gal4-dependent+transgenes+in+cells+of+the+mononuclear+phagocyte+system+labeled+with+enhanced+cyan+fluorescent+protein+using+Csf1r-Gal4VP16%2FUAS-ECFP+double-transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Leukoc+Biol%22%5BJournal%5D)">Expression of Gal4-dependent transgenes in cells of the mononuclear phagocyte system labeled with enhanced cyan fluorescent protein using Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP double-transgenic mice.</a> J Leukoc Biol. 83, 430-433 (2008).</li>
<li>Parihar, A., Eubank, T. D., Doseff, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monocytes+and+macrophages+regulate+immunity+through+dynamic+networks+of+survival+and+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Innate+Immun%22%5BJournal%5D)">Monocytes and macrophages regulate immunity through dynamic networks of survival and cell death.</a> J Innate Immun. 2, 204-215 (2010).</li>
<li>Geissmann, F., Jung, S., Littman, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+monocytes+consist+of+two+principal+subsets+with+distinct+migratory+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Blood monocytes consist of two principal subsets with distinct migratory properties.</a> Immunity. 19, 71-82 (2003).</li>
<li>Robbins, C. S., Swirski, F. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+multiple+roles+of+monocyte+subsets+in+steady+state+and+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">The multiple roles of monocyte subsets in steady state and inflammation.</a> Cell Mol Life Sci. 67, 2685-2693 (2010).</li>
<li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+mesenchymal+stem+and+progenitor+cells+induce+monocyte+emigration+in+response+to+circulating+toll-like+receptor+ligands%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Bone marrow mesenchymal stem and progenitor cells induce monocyte emigration in response to circulating toll-like receptor ligands.</a> Immunity. 34, 590-601 (2011).</li>
<li>Jacquelin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CX3CR1+reduces+Ly6Chigh-monocyte+motility+within+and+release+from+the+bone+marrow+after+chemotherapy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">CX3CR1 reduces Ly6Chigh-monocyte motility within and release from the bone marrow after chemotherapy in mice.</a> Blood. 122, 674-683 (2013).</li>
<li>Swirski, F. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+splenic+reservoir+monocytes+and+their+deployment+to+inflammatory+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Identification of splenic reservoir monocytes and their deployment to inflammatory sites.</a> Science. 325, 612-616 (2009).</li>
<li>Germain, R. N., Miller, M. J., Dustin, M. L., Nussenzweig, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+imaging+of+the+immune+system%3A+progress%2C+pitfalls+and+promise%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Dynamic imaging of the immune system: progress, pitfalls and promise.</a> Nat Rev Immunol. 6, 497-507 (2006).</li>
<li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354, 610-621 (2006).</li>
<li>Milo, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+imaging+reveals+promiscuous+crosspresentation+of+blood-borne+antigens+to+naive+CD8%2B+T+cells+in+the+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Dynamic imaging reveals promiscuous crosspresentation of blood-borne antigens to naive CD8+ T cells in the bone marrow.</a> 122, 193-208 (2013).</li>
<li>Cavanagh, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+bone+marrow-resident+memory+T+cells+by+circulating%2C+antigen-bearing+dendritic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Immunol%22%5BJournal%5D)">Activation of bone marrow-resident memory T cells by circulating, antigen-bearing dendritic cells.</a> Nat Immunol. 6, 1029-1037 (2005).</li>
<li>Mazo, I. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+is+a+major+reservoir+and+site+of+recruitment+for+central+memory+CD8%2B+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Bone marrow is a major reservoir and site of recruitment for central memory CD8+ T cells.</a> Immunity. 22, 259-270 (2005).</li>
<li>Travlos, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+structure%2C+function%2C+and+histology+of+the+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Pathol%22%5BJournal%5D)">Normal structure, function, and histology of the bone marrow.</a> Toxicol Pathol. 34, 548-565 (2006).</li>
<li>Mazo, I. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematopoietic+progenitor+cell+rolling+in+bone+marrow+microvessels%3A+parallel+contributions+by+endothelial+selectins+and+vascular+cell+adhesion+molecule+1%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Hematopoietic progenitor cell rolling in bone marrow microvessels: parallel contributions by endothelial selectins and vascular cell adhesion molecule 1.</a> J Exp Med. 188, 465-474 (1998).</li>
<li>Rashidi, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+time-lapse+imaging+of+mouse+bone+marrow+reveals+differential+niche+engagement+by+quiescent+and+naturally+activated+hematopoietic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">In vivo time-lapse imaging of mouse bone marrow reveals differential niche engagement by quiescent and naturally activated hematopoietic stem cells.</a> Blood. , (2014).</li>
<li>Sipkins, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+specialized+bone+marrow+endothelial+microdomains+for+tumour+engraftment%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of specialized bone marrow endothelial microdomains for tumour engraftment.</a> Nature. 435, 969-973 (2005).</li>
<li>Cariappa, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perisinusoidal+B+cells+in+the+bone+marrow+participate+in+T-independent+responses+to+blood-borne+microbes%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Perisinusoidal B cells in the bone marrow participate in T-independent responses to blood-borne microbes.</a> Immunity. 23, 397-407 (2005).</li>
<li>Junt, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+visualization+of+thrombopoiesis+within+bone+marrow%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dynamic visualization of thrombopoiesis within bone marrow.</a> Science. 317, 1767-1770 (2007).</li>
<li>Zoumi, A., Yeh, A., Tromberg, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+cells+and+extracellular+matrix+in+vivo+by+using+second-harmonic+generation+and+two-photon+excited+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Imaging cells and extracellular matrix in vivo by using second-harmonic generation and two-photon excited fluorescence.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 11014-11019 (2002).</li>
<li>Miller, M. J., Wei, S. H., Parker, I., Cahalan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+of+lymphocyte+motility+and+antigen+response+in+intact+lymph+node%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging of lymphocyte motility and antigen response in intact lymph node.</a> Science. 296, 1869-1873 (2002).</li>
<li>Cahalan, M. D., Parker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choreography+of+cell+motility+and+interaction+dynamics+imaged+by+two-photon+microscopy+in+lymphoid+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Choreography of cell motility and interaction dynamics imaged by two-photon microscopy in lymphoid organs.</a> Annu Rev Immunol. 26, 585-626 (2008).</li>
<li>Yost, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+neutrophil+extracellular+trap+%28NET%29+formation%3A+a+novel+innate+immune+deficiency+of+human+neonates%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Impaired neutrophil extracellular trap (NET) formation: a novel innate immune deficiency of human neonates.</a> Blood. 113, 6419-6427 (2009).</li>
<li>Devi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiphoton+imaging+reveals+a+new+leukocyte+recruitment+paradigm+in+the+glomerulus%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Multiphoton imaging reveals a new leukocyte recruitment paradigm in the glomerulus.</a> Nat Med. 19, 107-112 (2013).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Os pontos críticos da metodologia de imagiologia in vivo, são para assegurar a estabilidade do foco, de modo a maximizar a duração das imagens e para minimizar o risco de contaminação bacteriana e inflamação, que pode ter impacto na dinâmica das células inflamatórias. Imagem da medula óssea do crânio segue estes objectivos como a cirurgia realizada para obter o acesso para a medula óssea é mínima. A utilização de materiais estéreis e anti-sépticos é essencial para limitar o risco de infecção que pode ind...

A medula óssea desempenha um papel central na hematopoiese e representa o principal reservatório de monócitos que recirculam constitutivamente entre o sangue e o parênquima medular, renovam o pool de monócitos circulantes com vida curta 2,3 e participam da reconstituição dos macrófagos teciduais e células dendríticas em estado estacionário 4. Durante a inflamação ou após a aplasia transitória, os monócitos são mobilizados ativamente da medula óssea ou do baço 5, 6, 7 e colonizam os órgãos inflamados. Vários eixos quimioatraentes têm sido envolvidos no processo de mobilização de células mieloides da medula óssea 8, 5, 6,9. Além do compartimento mieloide, a medula óssea também é um importante local de priming de linfócitos T 10 e um nicho de memória imunológica 11,12. Assim, esse tecido é central para inúmeras investigações no campo da hematologia e imunologia. Nosso conhecimento sobre a organização estrutural das células mieloides medulares decorre principalmente da análise da secção histológica dos tecidos fixos 13. Essa visão estática não permite um estudo da dinâmica de troca celular entre os diferentes compartimentos da medula óssea, que é a base de sua atividade funcional.
A imagem intravital constitui um importante insumo biológico no estudo da mobilidade celular, adesão celular e interações célula a célula, que foram descritas anteriormente apenas em sistemas in vitro. Os desafios técnicos para imagens intravitais adequadas incluem a capacidade de alcançar o tecido de interesse do ponto de vista óptico e maximizar seu isolamento de desvios fisiológicos (respiração, músculos ou contrações peristálticas) ou mecânicos (ruptura e extensão do tecido após a cirurgia e exposição à objetiva microscópica, bem como perturbações de temperatura e vascular/oxigenação). Desvios microscópicos podem limitar a capacidade de manter o foco por muito tempo e podem introduzir artefatos na quantificação da motilidade celular. Uma alternativa, validada para vários tecidos para reduzir essas dificuldades técnicas, é trabalhar em tecido explantado incubado em meio termostatizado e oxigenado; no entanto, a interrupção completa da circulação linfática e vascular pode ser problemática. A imagem intravital da medula óssea do crânio tem várias vantagens em relação a essas questões. Em primeiro lugar, requer ação cirúrgica mínima. Em segundo lugar, a espessura do osso nesta região permite a visualização direta dos nichos da medula óssea sem abrasão, reduzindo assim as perturbações fisiológicas. A rede medular pode ser visualizada na região parassagital do osso; no entanto, os sinusóides são mais visíveis na área fronto-parietal, onde a matriz óssea é mais fina12,14. 
A imagem intravital depende da disponibilidade do repórter fluorescente mais preciso marcando a população de interesse. A marcação in vitro da população de células purificadas antes da transferência adotiva levou a uma importante caracterização de nichos de células-tronco hematopoiéticas 15 ou microdomínios endoteliais da medula óssea favorecendo o enxerto tumoral 16 e forneceu várias informações fundamentais sobre conceitos-chave em imunologia 17. No entanto, essa abordagem geralmente requer centenas de milhares de células para ter a chance de detectá-las posteriormente in vivo. Isso pode ser explicado pela alta taxa de mortalidade após a coloração, a diluição em todo o corpo e a mudança no estado de ativação, o que pode levar a um homing tendencioso. A marcação endógena do sistema de camundongos transgênicos supera muito essas limitações e permitiu a imagem do comportamento de osteoblastos endógenos 8, megacariócitos 18 ou subconjuntos de linhagem mielóide 6. No entanto, é preciso ser cauteloso ao considerar a especificidade do repórter fluorescente entre o subconjunto estudado. 
O Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP, chamado MacBlue mouse 1, é um sistema transgênico valioso para estudar monócitos medulares com imagens em tempo real 6. A injeção intravenosa de rodamina-dextrana de alto peso molecular distingue o parênquima medular da rede sinusóide vascular da medula óssea. Usando essa abordagem, é possível rastrear o comportamento dos monócitos nos diferentes compartimentos medulares em um contexto fisiopatológico específico de interesse. Além disso, propomos uma estratégia adicional para comparar a dinâmica dos monócitos com a dos neutrófilos por meio da marcação in vivo usando um anticorpo específico.

<table><tbody><tr><td>Ketamin</td><td>Merial</td><td></td><td>100 mg / ml, anestésico</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Bayer HealthCare</td><td></td><td>10 mg / ml, anestésico</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Baxter</td><td></td><td>2,5%, anestésico</td></tr><tr><td>O2 / NO2</td><td></td><td></td><td>70/30 mistura, anestésico</td></tr><tr><td>Rhodamin-Dextran</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>2 MDa, 10 mg / ml, Coloração vascular</td></tr><tr><td>Ly6G-PE</td><td>Becton-Dickinson</td><td></td><td>clone 1A8, coloração de neutrófilos</td></tr><tr><td>Suporte estereotáxico</td><td>Cirurgia</td><td>caseira</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td></td><td></td> <td>cirurgia</td></tr><tr><td>Tesoura estéril e pinça</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>cirurgia Anel</td><td></td><td></td> de borracha <td>18 mm de diâmetro, cirurgia</td></tr><tr><td>Glubran 2</td><td>Queryo Cola Cirúrgica Médica</td><td></td><td>, fixação de anel de borracha</td></tr><tr><td>Agulhas de pequeno calibre</td><td>Cirurgia</td><td>Terumo</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio multifotônico Zeiss LSM 710 NLO&nbsp;</td><td>Microscópio Carl Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ti:Laser de cristal de safira&nbsp;</td><td>Coherent Chameleon Ultra</td><td></td><td>140 fsec pulsos de luz NIR</td></tr><tr><td>Zen 2010</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>Software de Aquisição</td></tr><tr><td>Imaris Bitplane&nbsp;</td>Software de análise de <td>plano</td><td></td> de bits<td>, rastreamento automático 3D</td></tr><tr><td>PBS 1X</td><td>D. Dutscher</td><td></td><td>cirurgia</td></tr><tr><td>Câmara termostatizada</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>intravital</td></tr></tbody></table>

acompanhando rato medula Óssea monócitos<em&gt; in vivo</em

Tracking Mouse Bone Marrow Monocytes In Vivo

A imagem multifotônica em tempo real oferece uma grande oportunidade para estudar o tráfego celular e as interações célula a célula em seu ambiente fisiológico tridimensional. As atividades biológicas das células imunes dependem principalmente de suas capacidades de motilidade. Os monócitos sanguíneos têm meia-vida curta na corrente sanguínea; eles se originam na medula óssea e são constitutivamente liberados dela. Na condição inflamatória, esse processo é potencializado, levando à monocitose sanguínea e subsequente infiltração dos tecidos inflamatórios periféricos. Identificar os eventos biomecânicos que controlam o tráfego de monócitos da medula óssea para a rede vascular é um passo importante para entender a relevância fisiopatológica dos monócitos. Realizamos imagens de lapso de tempo in vivo por microscopia de dois fótons da medula óssea do crânio do camundongo Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP (MacBlue). O camundongo MacBlue expressa a proteína fluorescente ciano aprimorada (ECFP) sob o controle de um promotor específico mielóide 1, em combinação com a marcação da rede vascular. Descrevemos como essa abordagem permite o rastreamento de monócitos medulares individuais em tempo real para quantificar ainda mais o comportamento migratório dentro do parênquima da medula óssea e da vasculatura, bem como as interações célula a célula. Essa abordagem fornece novos insights sobre a biologia dos subconjuntos de monócitos da medula óssea e permite abordar ainda mais como essas células podem ser influenciadas em condições patológicas específicas.

A estrutura do crânio mouse oferece uma boa oportunidade para estudar a fisiologia da medula óssea por imagem intravital. O osso ser magro em torno da área frontal-parietal, é possível ter acesso a nichos medulares sem abrasão do osso. A Figura 1 representa um campo 2D grande do crânio de um camundongo transgênico MacBlue. A matriz do osso é composta principalmente de colagénio I facilmente detectável por SHG 19. Injecção de rodamina-dextrano mancha da rede vascular da medula óssea e permite ...

Os monócitos são os principais reguladores da imunidade inata e desempenham um papel crítico na renovação do sistema fagocítico mononuclear periférico e em caso de inflamação. Este manuscrito descreve o procedimento de imagem em tempo real da medula óssea da calvária de camundongos para estudar o mecanismo de mobilização de monócitos.

Acompanhando Rato Medula Óssea monócitos<em&gt; In Vivo</em

Real time multiphoton imaging provides a great opportunity to study cell trafficking and cell-to-cell interactions in their physiological 3-dimensionnal ...

O objetivo geral deste procedimento é visualizar o tráfego de monócitos na medula óssea do crânio de um camundongo vivo utilizando imagem de dois fótons. Primeiro, o camundongo é anestesiado e injetado com uma solução de rot, rumine dextran para marcar a vasculatura. Em seguida, o camundongo é colocado em um suporte metálico personalizado, e o couro cabeludo, desde a parte posterior do osso parietal até o osso frontal, é removido.Um anel de borracha é então aplicado diretamente sobre o crânio com cola cirúrgica e os reservatórios são preenchidos com solução salina líquida. Por fim, a microscopia de múltiplos fótons é utilizada para acompanhar a evolução de células fluorescentes ao longo do tempo na medula óssea do crânio. Este método pode ajudar a responder uma questão fundamental na área da imuno-hematologia, como o mecanismo de mobilização de monócitos em estado de equilíbrio ou após quimioterapia.Portanto, este método pode fornecer informações sobre o comportamento de monócitos modulares. Também pode ser aplicado para estudar outros subconjuntos de células da medula óssea, dependendo da especificidade do repórter fluorescente utilizado. O protocolo a seguir utiliza um microscópio multiphoton acoplado a um laser de cristal de safira de titânio e um modulador op para controle da potência do laser.Para permitir a gravação simultânea de três canais fluorescentes, a configuração deve incluir três detectores externos não DS ou NDD com uma combinação de espelhos dicróicos de 565 nanômetros e 690 nanômetros, filtros de passagem de banda de 565, 610 nanômetros e 500-550 nanômetros, e um filtro de passagem curta de 485 nanômetros. Observe que, nesta configuração, a geração de segundo harmônico ou SHG e a proteína fluorescente ciano ou CFP são detectadas pelo NDD após o filtro de passagem curta de 485 nanômetros. A CFP também é detectada pelo NDD.Após o filtro de passagem de banda 500-550, o Rodamina Dextrano é detectado pelo NDD. Após o filtro de passagem de banda 565-610, várias horas antes da aquisição de imagens, ajuste a câmara de aquecimento para 32 graus Celsius. Essa temperatura manterá o camundongo em uma temperatura corporal ideal durante todo o experimento.Observe que a câmara de aquecimento utilizada aqui é escura e cobre os objetivos e a placa motorizada do sistema. Isso ajuda a evitar a contaminação por luz externa. Para ligar o sistema primeiro, ligue o laser de safira de titânio e, em seguida, ligue o restante do sistema do microscópio.Inicie o software de aquisição. Aqui, utiliza-se o software Zeiss Zen. Defina a faixa de comprimento de onda do laser para 870 nanômetros.Em seguida, selecione o NDD apropriado para a gravação. O camundongo utilizado neste experimento é um camundongo transgênico chamado Mac blue, que expressa a proteína fluorescente cianada sob o controle do promotor do receptor de CSF um. O método de anestesia recomendado depende da duração da aquisição de imagens; portanto, é preferível consultar o documento complementar para obter detalhes.Um aspecto difícil deste procedimento é a injeção na veia em T, já que é bastante fácil errar a veia. Se isso acontecer, realize uma injeção retro-orbital em vez disso. Assim que o camundongo estiver anestesiado, use pinças para verificar a inconsciência estimulando a planta do pé. Próximo.Para corar a vasculatura, injete 200 microlitros de dextrano rodamina no interior da veia caudal ou, para marcação de neutrófilos, injete 100 microlitros de solução salina contendo LY seis GPE. Após a injeção, posicione a cabeça do camundongo entre as placas de retenção de um suporte estereotáxico personalizado adaptado ao microscópio e ao inalador de gás anestésico.Isso garante que os movimentos respiratórios não afetarão a aquisição de imagens. Aperte as placas de retenção para esticar a pele entre as orelhas e a cabeça. Verifique a estabilidade.Ao pressionar suavemente a cabeça com pinças, a cabeça não deve se mover. Em seguida, certifique-se de que o animal esteja respirando normalmente. Para preparar o camundongo para a imagem de dois fótons, use um dedo para aplicar etanol 70% nos pelos do couro cabeludo, tomando cuidado para evitar os olhos.Em seguida, coloque um campo cirúrgico com uma abertura para expor o couro cabeludo. A seguir, utilizando tesoura e pinça estéreis, corte a pele e remova completamente o couro cabeludo desde a região posterior do osso parietal até o osso frontal. Mantenha uma distância de três milímetros dos olhos e das orelhas para evitar sangramento extenso.Remova o tecido conjuntivo solto ou o periósteo que recobre o crânio. Em seguida, usando uma toalha de papel embebida em PBS aquecido, lave os pelos remanescentes conforme mostrado aqui. Usando uma agulha de calibre pequeno, aplique cola cirúrgica em toda a periferia de um anel de borracha com diâmetro de 10 milímetros.Em seguida, coloque o anel de borracha diretamente sobre o crânio com outra toalha de papel embebida em PBS. Limpe o interior do anel uma última vez. Adicione PBS morno para imergir completamente o crânio.Em seguida, posicione o suporte estereotáxico sob a objetiva. Uma vez que o camundongo esteja posicionado, utilize a ocular do microscópio com transmissão direta para visualizar o crânio e posicioná-lo aproximadamente no campo de visão do microscópio. No canto superior esquerdo da janela do software de imagem, clique em aquisição ao vivo.Uma varredura em tempo real do tecido aparecerá no centro da janela usando o controle direcional do microscópio no software. Localize uma região com sinal de CFP e domínio de bastonetes para ajustar o foco. Em seguida, defina a potência do laser no mínimo para obter a melhor relação sinal-ruído com dano fotônico mínimo.A seguir, no software, clique na guia do canal e aumente a potência de ganho nos PMTs para cada NDD para reduzir o desbotamento da fluorescência e os danos fotoinduzidos; em seguida, clique na guia apropriada para definir as configurações de aquisição como varredura única com um tempo de permanência por pixel de 1,58 microssegundos e uma resolução de 512 por 512 pixels com uma ampliação de 1,5. Uma vez definidos os parâmetros de gravação, clique no comando de aquisição em tempo real e examine o tecido para escolher um campo x, y, z desejado a ser monitorado em tempo real. Neste caso, escolhe-se um campo que inclua áreas vasculares e parênquimas.A seguir, salve ou registre as coordenadas X, Y, Z do campo exibido na guia posições. Clique em adicionar. Repita este processo com até três campos adicionais para registrar todas as coordenadas de interesse.As coordenadas aparecerão na aba de posições ao lado para instruir o software. Para capturar uma pilha tridimensional de imagens, clique em mover para na aba de posições do software para ir até a primeira posição registrada e selecione Zack na caixa superior esquerda do software. Isso abrirá a aba de pilha Z, mova-se até a posição Z mais alta e ajuste a potência do laser conforme necessário.Clique em definir último, depois mova para a posição mais profunda. Ajuste a potência do laser. Em seguida, clique em definir primeiro.A espessura da pilha a analisar deve ser adaptada rapidamente à célula estudada. Células em movimento sairão do plano de foco rapidamente, portanto será necessário adquirir uma pilha mais espessa. Em seguida, adquira para células de movimento lento.No canto superior esquerdo, selecione o comando de série temporal para abrir a guia de série temporal. Defina o número de ciclos e o intervalo de tempo. Aqui, um volume será adquirido a cada 30 segundos durante 60 ciclos.Isso representa 30 minutos em tempo real. Para iniciar a aquisição de imagens com lapso de tempo na janela principal, selecione iniciar experimento durante todo o procedimento, continuando a monitorar o animal para garantir que ele esteja inconsciente. Certifique-se também de que a objetiva esteja adequadamente imersa.Após a sequência ter sido capturada, use uma pipeta para adicionar PBS aquecido. Em seguida, inicie uma segunda aquisição de 30 minutos. Se for observado desaparecimento progressivo do sinal durante a aquisição, verifique se há vazamento de PBS.Após a gravação de todos os vídeos necessários, realizou-se a análise dos dados conforme descrito no documento complementar para estudar a fisiologia da medula óssea por meio de imagem intravital. Um camundongo transgênico Mac blue foi injetado com dextrana de 2 milhões de Dalton marcada com rodamina e analisado por microscopia de varredura a laser de dois fótons. Como demonstrado neste vídeo, na micrografia resultante, a vasculatura marcada com dextrana de 2 milhões de Dalton conjugada à rodamina é mostrada em vermelho, enquanto o osso, mostrado em azul, é visualizado por meio da geração de segundo harmônico. Monócitos positivos para ECFP, mostrados em ciano, localizam-se dentro de nichos parenquimatosos, visíveis como áreas escuras entre a vasculatura e o osso, bem como dentro dos vasos.Para calcular a trajetória individual das células, realizou-se imagem com intervalo de tempo. Este vídeo mostra o comportamento migratório de monócitos parenquimatosos. O sinal de ECFP é em ciano e os caminhos migratórios de cada ponto vermelho aparecem em verde.Aqui, pode-se observar o comportamento migratório de monócitos vasculares. Esses dados podem ser utilizados para calcular tanto a velocidade média quanto o deslocamento quadrático médio das células. Observe que os monócitos vasculares exibem tanto deslocamento aumentado quanto velocidade aumentada em comparação com os monócitos parenquimatosos.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como rastrear monócitos da medula óssea de camundongos in vivo utilizando duas imagens fotográficas após seu desenvolvimento. Esta técnica abriu caminho para pesquisadores na área de imunologia explorarem a migração e interação celular na medula óssea, que representa um local muito importante de hematopoiese, mas também outras funções fundamentais, como a priming de antígenos e a memória imunológica.

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Este vídeo descreve um protocolo detalhado para isolar a medula óssea inteira fresca dos membros posteriores do camundongo para investigar defeitos de MO total para pacientes com doenças do sangue, como leucemia.

Colheita de medula óssea do membro posterior do camundongo

Este protocolo descreve um procedimento para amostragem seriada da medula óssea (MO) femoral sem exigir o sacrifício de camundongos. Este procedimento facilita estudos longitudinais da composição da MO de camundongos ao longo do tempo e fornece acesso serial às células dentro da MO para estudos ex vivo e de transplante.

Femoral Medula Óssea aspiração Live Ratos

Combinatória 5 proteínas fluorescentes marcação de células-tronco e progenitoras hematopoiéticas permite in vivo de rastreamento via clonal confocal e microscopia de dois fótons, fornecendo insights sobre medula óssea hematopoiética arquitetura durante a regeneração. Este método permite o mapeamento destino não-invasivo de espectro codificados células hspCs derivados em tecidos intactos por longos períodos de tempo após o transplante.

In vivo Clonal Rastreamento de Stem hematopoiéticas e células progenitoras Marcado por cinco proteínas fluorescentes usando confocal e microscopia multifotônica

A natureza das interações entre células tronco e progenitoras hematopoéticas (hspCs) e nichos de medula óssea é pouco compreendido. Modificações de hardware personalizado e um protocolo de aquisição multi-passo permite o uso de dois fótons e microscopia confocal a imagem ex vivo hspCs rotulados hospedados dentro de áreas da medula óssea, as interações de rastreamento e movimento.

In Vivo Rastreamento 4-Dimensional de tronco hematopoéticas e células progenitoras em adultos mouse na calota craniana de Medula Óssea

Detalhamos um protocolo para monitorar o comportamento de neutrófilos e monócitos em veias mesentéricas em estado estacionário e condições inflamatórias usando microscopia confocal intravital em camundongos anestesiados.

Imagiologia neutrófilos e monócitos em Mesenteric Veins por Microscopia intravital em ratos anestesiados em Tempo Real

O protocolo descreve um novo modelo de câmara de janela de fêmur murino que pode ser usado para rastrear o movimento de células na medula óssea femoral in vivo. A microscopia de fluorescência multifotônica intravital é usada para obter imagens de três componentes da medula óssea femoral (vasculatura, matriz de colágeno e neutrófilos) ao longo do tempo.

Modelo Câmara fêmur Janela para<em&gt; In Vivo</em&gt; Acompanhamento de celular na Murino de Medula Óssea

Aqui, apresentamos um protocolo para a determinação na vivo da ativação de células (células T) de T CD4 naïve, proliferação e diferenciação de células Th1 induzida pela medula óssea de GM-CSF (BM)-derivado de células dendríticas (DCs). Além disso, este protocolo descreve isolamento BM e células T, geração de DC e DC e células T transferência adotiva.

Um modelo de rato In Vivo para ativação de células T Naïve CD4 medida, proliferação e diferenciação de células Th1 induzida pelas células dendríticas derivadas de medula óssea

Aqui, nós apresentamos um protocolo para processar a medula fresca (BM) isolada do rato ou do ser humano para a análise de massa High-dimensional da citometria (citometria pela tempo--vôo, cytof) de pilhas da neutrófilos-linhagem.

Preparação de medula óssea inteira para análise de citometria de massa de células de linhagem de neutrófilos

Aqui, apresentamos um protocolo para analisar a ultraestrutura dos megacaiócitos in situ usando microscopia eletrônica de transmissão (TEM). As medulas ósseas murinas são coletadas, fixas, embutidas em resina epóxi e cortadas em seções ultrafinas. Após a coloração de contraste, a medula óssea é observada sob um microscópio TEM a 120 kV.

In situ Exploração de Murine Megacaryopoiesis usando Microscopia eletrônica de transmissão

Este protocolo descreve a injeção intrafemoral de algumas células-tronco hematopoiéticas ou leucêmicas, incluindo células editadas por genes, em modelos de xenoenxerto murino, o que permitirá não apenas o transplante rápido e seguro de células, mas também análises seriadas da medula óssea.

Injeções intrafemorais simplificadas usando camundongos vivos permitem análise contínua da medula óssea

Este protocolo descreve um método não enzimático e direto para isolar células da medula óssea de camundongos neonatais de 7 a 9 dias de idade e gerar macrófagos diferenciados usando um sobrenadante de células L929 como fonte de fator estimulador de colônias de granulócitos (M-CSF). Os macrófagos derivados da medula óssea foram posteriormente analisados quanto aos antígenos de superfície F4/80, CD206, CD11b e competência funcional.

Isolamento da medula óssea de camundongos neonatais e preparação de macrófagos derivados da medula óssea

Aprenda a rastrear monócitos na medula óssea craniana de ratos em tempo real usando microscopia de dois fótons. Este método revela mecanismos de mobilização celular em condições normais e após quimioterapia.

Acompanhando Rato Medula Óssea monócitos

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