Name: Passo a passo: método de treinamento Microsurgical combinação de dois modelos animais não vivos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Aprenda microcirurgia com modelos não vivos usando coxas e asas de frango para dissecção de artérias femoral e braquial. Este método acessível prepara cirurgiões para procedimentos em animais vivos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Os autores não têm agradecimentos.

1. Preparação: <ol><li> Obter um microscópio estéreo tabletop, com uma variável de 3,5 x de zoom 45x, a 200 mm de distância de trabalho, 55 a 75 mm de distância inter-pupilar variável e um acessório levou luz anel. Qualquer microscópio semelhante é adequado, ele pode ser configurado em uma mesa pequena e não é extremamente caro. </li><li> Reunir e preparar um conjunto de instrumentos de microcirurgia com dois captadores de microcirurgia, uma tesoura de dissecção e uma agulha-piloto; este é o valor mínimo exigido, deve ser tomado em consideração que estes são instrumentos prática, os instrumentos de qualidade e de ponta não são necessários. </li><li> Use 9/0 monofilamento micro-sutura para todas as práticas. Compre comercialmente disponível coxas de frango ou asas e corante alimentar no supermercado local. </li><li> A 20 G angio-cateter é usado para os testes de permeabilidade nas artérias femorais de frango. Para as artérias braquial é necessário um mais fino cateter 27 G. Estes podem ser adquiridos através da internet em uma farmácia local oucom os instrumentos definidos. Comprar uma seringa disponível comercialmente para injectar o corante alimentar. </li></ol> 2. técnicas de dissecação macroscópica: <ol><li> A abordagem aos vasos femorais é simples. Para coxas de frango, executar uma técnica de dissecção romba apenas medial ao eixo femoral, separar o músculo do osso femoral e expor a artéria femoral, veia e nervo. O nervo pode ser ainda dissecada em dois fascículos separados para diferentes tipos de práticas de reparação do nervo. </li><li> A fim de aceder a artéria braquial frango nas asas de frango, incisar a pele longitudinalmente com uma tesoura, desde o ombro até a ponta da asa. Observe a artéria que corre entre o bíceps e tríceps braquial. </li></ol> 3. Recomendado regime de treinamento: <ol><li> Treinando com a artéria femoral. NOTA: O primeiro passo para o regime de treinamento é praticar com a artéria femoral frango. </li></ol><ol><li> Coloque a peça sob o microscópio e começar a dissecção microcirúrgica. Libertar a artéria femoral a partir dos tecidos subjacentes; e dividi-lo horizontalmente. Executar uma adventicectomy. Use os micro-pickups e micro-tesoura para cortar qualquer adventicia que recobre o lúmen arterial. Lave o lúmen interno com água da torneira regular. Anote o tempo de partida </li><li> Realizar uma extremidade à outra anastomose. <ol><li> Iniciar na parede traseira da artéria sobre o lado oposto para o operador. Coloque o primeiro ponto; começar no lado esquerdo, se trabalhar horizontalmente, no lado inferior se a trabalhar na vertical. Passar a agulha a partir do exterior da artéria para a luz e, em seguida, a partir do lúmen para o exterior da artéria. </li><li> Amarre a ponto, executar um nó duplo em primeiro lugar, e, em seguida, duas de solteiro joga direções alternadas. Completar toda a parede de trás com a técnica acima descrita. </li><li> Começando pelo lado direito, se estiver trabalhando na horizontal ou na parte superior, se você é working verticalmente, coloque um ponto único a partir do exterior para o lúmen e, em seguida, a partir do lúmen para o exterior. O nó como acima descrito. Conclua a parede frontal repetindo o procedimento descrito em 3.1.2.2. </li><li> Anote o tempo final isso vai permitir que você mantenha um registro de tempo, para que você possa controlar a sua progressão. NOTA: Os autores preferem um caminho técnica; mas qualquer tipo de sutura microcirúrgica pode ser ensaiado. É recomendável que o formando conclui cerca de 25 anastomoses microcirúrgicas desta maneira antes que ele pode tentar outros cenários clínicos. Estes incluem enxertos de veia para lacunas arteriais, de ponta a ponta reparações do nervo, e a utilização de condutas de veia para o tratamento de lacunas nervosas. Uma técnica importante na cirurgia microvascular, que pode ser aprendido com este método de treinamento é a sutura contínua ou em execução, para realizar esta técnica os estagiários prossegue como 3.1.2.1, mas a stich não é cortado, continuar a executar como pontos em 3.1.2.1 sem -los cortando until de concluir toda a sutura e amarrá-lo para o original do ponto no final. </li></ol></li></ol><ol start="2"><li> Treinamento com a artéria braquial <ol><li> Coloque a peça sob o microscópio. Completar o procedimento como descrito acima para a artéria femoral. NOTA: A única diferença é o tamanho. A artéria braquial é muito menor do que a artéria femoral e a anastomose é consideravelmente mais difícil. </li></ol></li><li> Testes de permeabilidade <ol><li> Atravessar uma suave 20 ou 27 G angio-cateter através da anastomose, para verificar se há obstruções causadas por pontos sutura ambas as paredes dos vasos juntos. </li><li> Aplicar uma seringa com corante alimentar comercial para o fim da angio-cateter, e perfundir corante para dentro da artéria para testar fugas para jacto </li><li> Abrir a artéria longitudinalmente para visualizar os pontos, o seu paralelismo e a quantidade de parede feita. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

A prática clínica da microcirurgia requer uma prática contínua e um alto nível de especialização; Suas aplicações incluem retalhos livres, procedimentos de reimplante e revascularização, anastomoses intracranianas – extracranianas para procedimentos neurocirúrgicos, cirurgia de nervos periféricos e outros. Apesar da grande variedade de procedimentos que requerem técnicas microcirúrgicas, alguns deles raramente são realizados em muitos centros. Os cirurgiões, portanto, às vezes precisam manter seu nível de habilidade ens...

Uma ampla gama de modelos de treinamento foi descrita para o aprendizado e manutenção de habilidades microcirúrgicas básicas e avançadas. Estes incluem animais vivos1,2, espécimes humanos cadavéricos3, modelos inertes4,5 e modelos animais não vivos6-9. Os modelos animais vivos, especificamente aqueles que usam ratos, têm sido amplamente utilizados no ensino de microcirurgia 1,2; e são considerados o atual padrão-ouro de treinamento. Apesar de seu notável valor instrutivo, quando é necessário um treinamento intensivo ou prolongado; preocupações econômicas e éticas podem dificultar seu uso prático. 
Os modelos cadavéricos3 oferecem a oportunidade de praticar em um ambiente semelhante ao da situação clínica real; infelizmente, eles são restritos a laboratórios de anatomia e instalações semelhantes, um microscópio também deve estar disponível no laboratório; esses modelos, portanto, não estão amplamente disponíveis. Modelos inertes, como tubos de borracha ou luvas4,5 são baratos e de fácil acesso, o equipamento necessário para sua aplicação é mínimo. A semelhança com uma situação clínica é tênue, no entanto; e sua aplicação é geralmente limitada aos estágios introdutórios do treinamento, antes que o estagiário comece a praticar em ratos. Até onde sabemos, Hino6 foi o primeiro a propor o uso de galinhas não vivas para o desenvolvimento e manutenção de habilidades microcirúrgicas clínicas. Seu modelo é baseado na extração e subsequente uso da artéria braquial de frango de asas de frango comerciais. Essa abordagem não precisa da aprovação do conselho de revisão da instituição, anestesia com roedores, técnicos de laboratório ou cuidados pós-operatórios. 
Seguindo a descrição de Hino do modelo de artéria asa de frango, vários outros modelos animais não vivos foram publicados. O uso de coxas de frango comerciais foi sugerido pela primeira vez por Marsh et al.7 que relataram o uso da artéria, veia e nervo femoral para fins didáticos. Este modelo particular expande as possibilidades de treinamento incluindo estruturas diferentes das artérias; Ele permite que o estagiário realize uma variedade de procedimentos complexos, como enxertos de veias, enxertos de nervos ou reparos fasciculares. Jeong et al.8 estudaram ainda mais o modelo de coxa de frango de Marsh e suas aplicações no ensino de médicos residentes. Os autores analisaram amostras de tecido de galinha histologicamente e descobriram que elas apresentavam semelhanças com tecidos humanos. O tempo para realizar uma anastomose pelo estagiário foi significativamente reduzido pela prática em seu estudo. Eles concluíram que "os feixes neurovasculares femorais de frango são um modelo apropriado e eficaz para o ensino e a prática da microcirurgia". Em 2013, meus colegas e eu9 publicamos um regime de treinamento microcirúrgico que combinava os modelos de coxa de frango e asa de frango; Essa abordagem se beneficia da versatilidade das coxas de frango e do tamanho limitado da artéria da asa de frango, que pode representar um desafio maior do que os vasos femorais para os estagiários mais avançados. 
No presente manuscrito, descrevemos passo a passo o processo de criação de uma estação de prática microcirúrgica; os materiais necessários, como dissecar as estruturas neurovasculares de cada modelo e como aplicar efetivamente o regime de treinamento.

<table><tbody><tr>O <td>microscópio</td> <td>do estereomicroscópio</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td></tr><tr><td>conduziu o</td><td>sistema de iluminação</td>claro <td>do Amscope</td><td>LED-80S-YA</td></tr><tr><td>Os instrumentos microcirúrgicos ajustaram-se</td> os <td>instrumentos microcirúrgicos HC da galinha de Chen</td><td>- X803-1</td><td>Instrumentos microcirúrgicos</td></tr><tr><td>Suturas microcirúrgicas</td><td>S/T microsurgical</td><td>9/0</td><td>Suturas da sutura</td></tr></tbody></table>

passo a passo: método de treinamento microsurgical combinação de dois modelos animais não vivos



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

O aprendizado de técnicas microcirúrgicas e a manutenção de habilidades microcirúrgicas têm sido tradicionalmente baseados no uso de animais vivos, principalmente ratos de laboratório. Este método, embora extremamente valioso, pode ser economicamente exigente tanto para o cirurgião quanto para a instituição patrocinadora; Também requer instalações especiais de treinamento que nem sempre estão disponíveis ou acessíveis. Além disso, as preocupações éticas podem limitar o uso de animais vivos para fins de treinamento. Métodos alternativos de treinamento, como tubos inertes e luvas, não ganharam popularidade entre os cirurgiões, pois não oferecem uma experiência semelhante à de uma situação clínica. Modelos animais não vivos incluem o uso de coxas e asas de frango; eles oferecem uma experiência prática que se assemelha consideravelmente a uma situação clínica. Este tipo de treinamento é relativamente barato e facilmente disponível. O microscópio e os instrumentos necessários podem ser adquiridos pela internet, e os pedaços de frango podem ser comprados no supermercado local.
Esta abordagem permite que um estagiário motivado ensaie diferentes tipos de técnicas cirúrgicas várias vezes a um custo razoável, ajudando a desenvolver ou manter sua experiência cirúrgica se instalações mais complexas não estiverem disponíveis. No manuscrito atual, descrevemos como configurar uma pequena estação de prática, como dissecar os espécimes e como praticar tanto com as coxas de frango quanto com as asas de frango de forma progressiva. Essa abordagem aproveita a versatilidade do modelo de coxa de frango e o pequeno tamanho da artéria braquial da asa de frango.

Os autores chronometered seus tempos com o presente método de formação e o vi para reduzir significativamente os tempos de anastomose para uma artéria femoral, no final da terceira semana. O estagiário pode controlar as melhorias em sua técnica, verificando seus tempos, suas percentagens de permeabilidade e ao alinhamento dos seus pontos. O sistema descrito neste manuscrito está representado na Figura 1 inclui um microscópio de mesa e um conjunto de instrumentos de microcirurgia. As dissecções macroscópicas são mostrado...

Aqui descrevemos como montar uma pequena estação de prática microcirúrgica e um método simples e barato para o treinamento de microcirurgia com modelos animais não vivos.

Passo a passo: método de treinamento Microsurgical combinação de dois modelos animais não vivos

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly ...

O objetivo geral do experimento a seguir é desenvolver um método de treinamento microcirúrgico, combinando dois modelos microcirúrgicos animais não vivos. Para um aluno sem experiência prévia em microcirurgia, recomenda-se primeiramente uma dissecação microscópica de uma coxa de frango comercialmente disponível, com o intuito de expor a artéria, veia e nervo femorais. Em seguida, o tecido é colocado sob o microscópio para realizar a técnica microcirúrgica desejada.Por exemplo, uma sutura de ponta a ponta da artéria femoral de frango. Quando o aluno estiver confortável trabalhando com o tecido da coxa, o procedimento pode então ser praticado com uma artéria braquial menor, encontrada em asas de frango disponíveis comercialmente. Em última análise, aperfeiçoar essas técnicas microcirúrgicas com as artérias femoral e braquial de frango pode preparar o neurocirurgião para trabalhar com modelos animais vivos menores e em cenários clínicos.A principal vantagem desta técnica em comparação com outras existentes, como o treinamento com rato Micros Soldier, é que nossa técnica não requer anestesia e também não necessita de instalações dedicadas, minimizando despesas e o sacrifício animal. Os vasos femorais e o nervo ciático da coxa do frango podem ser facilmente expostos passando um dedo logo medial ao eixo femoral. A cabeça do fêmur pode então ser observada próximo ao plano de dissecação, localizado paralelamente ao eixo femoral, para praticar uma anastomose término-terminal com a técnica de sentido único na artéria femoral do frango.Em seguida, coloque o tecido sob o microscópio. Deve-se agora observar a localização da veia femoral, da artéria femoral e do nervo ciático. Libere a artéria dos tecidos subjacentes e divida-a horizontalmente.Em seguida, utilizando pinças microcirúrgicas e tesouras microcirúrgicas, remova qualquer adventícia que recubra a luz arterial, seguido por uma lavagem da luz interna com água da torneira comum. Se estiver cronometrando o tempo, registre o horário de início, então coloque o primeiro ponto começando na parede posterior da artéria femoral no lado oposto do tecido, passando a agulha de fora da artéria em direção à luz, e depois da luz para fora da artéria, para dar o ponto. Faça primeiro um nó duplo, seguido por dois laços simples em direções alternadas.Em seguida, complete toda a parede posterior, passando a agulha para frente e para trás conforme acabou de ser demonstrado. A seguir, coloque um único ponto na parede anterior do vaso, do exterior para a luz, e depois da luz para o exterior. Em seguida, dê o nó conforme acabou de ser demonstrado, completando a parede anterior com pontos únicos conforme descrito anteriormente.E registre o término. Hora de praticar na artéria braquial do frango. Primeiro, use uma tesoura para fazer uma incisão longitudinal na pele, desde o ombro até a ponta da asa.A artéria pode agora ser observada percorrendo entre o bíceps e o tríceps braquial, conforme indicado pelas cabeças de seta. Para testar a perviedade de qualquer procedimento microcirúrgico, passe um cateter angio de calibre 20 ou 27 liso através da anastomose para verificar obstruções. Em seguida, acople uma seringa carregada com corante alimentício comercial à extremidade do cateter e perfunda o corante na artéria para testar vazamentos.Finalmente, abra a artéria longitudinalmente para visualizar os pontos, seu paralelismo e a quantidade de parede capturada neste local. Uma imagem microscópica da sutura extremidade com extremidade da artéria femoral é mostrada, realizada por meio de uma técnica unidirecional ascendente com pontos simples, conforme acabou de ser demonstrado. Enquanto nesta imagem, apresenta-se uma sutura extremidade com extremidade representativa da artéria braquial de frango.A artéria braquial é muito menor do que a artéria femoral, resultando em um procedimento muito mais tecnicamente desafiador. O modelo de coxa de frango é muito versátil, permitindo diferentes tipos de exercícios práticos. De fato, neste experimento representativo, foi realizada uma reparação da artéria femoral com um enxerto de veia obtido da veia femoral.Após assistir a esse vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar uma anastomose arterial de extremo a extremo ou uma artéria femoral ou radial de frango. Também de como avaliar a patência dos seus resultados.

step-step-microsurgical-training-method-combining-two-nonliving

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Descrevemos uma técnica em que uma secção da aorta abdominal de um rato é transplantado ortotopicamente para um pouco abaixo das artérias renais de um receptor alogénico ou singeneicos. Esta técnica pode ser útil em estudos em que o transplante de grandes artérias de tamanho uniforme é considerada vantajosa.

Transplante ortotópico de aorta em camundongos para o Estudo da Doença Vascular

Este vídeo apresenta o procedimento cirúrgico para ressecção tumoral guiada por imagem e implantação de um bio-andaime semeado com células-tronco mesenquimais geneticamente modificadas ou MSCs expressando ligante indutor de apoptose relacionado ao fator de necrose tumoral ou TRAIL. Essas MSCs terapêuticas têm potencial no tratamento de tumores cerebrais.

Ressecção tumoral guiada por fluorescência e implantação de andaime semeado por MSC em modelo murino: um procedimento cirúrgico para entregar células-tronco mesenquimais terapêuticas na cavidade de ressecção de tumor cerebral em modelo de camundongo

Para estudar o alotransplante combinado de órgãos sólidos e compostos vascularizados, descrevemos um novo modelo heterotópico de transplante de parede torácica, timo e coração em camundongos usando uma técnica de manguito cervical sem sutura.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

Nós projetamos um procedimento em que um cadáver humano formaldeído-fixo é usado para ajudar os neurocirurgiões em treinamento para a implantação de matrizes de microeletrodos no córtex do cérebro humano.

Treinamento cirúrgico para implantação de microeletrodos Neocortical matrizes usando um modelo de cadáver humano formaldeído-fixo

Aqui nós apresentamos um protocolo para o uso da aba de perforator porco artéria epigástrica superior como um módulo de aprendizado para reconstrução microvascular, cabeça e pescoço.

Suínos como um módulo de treinamento para reconstrução Microvascular, cabeça e pescoço

O objetivo deste artigo é ilustrar como organizar um laboratório reprodutível para cirurgia laríngea em modelos laríngeos animais acessíveis e similares, a fim de melhorar os conhecimentos e habilidades anatômicas e cirúrgicas.

Aprendendo cirurgia laríngea moderna em um laboratório de dissecção

O presente artigo descreve uma técnica modificada para transplante cardíaco vascularizado heterotópico com técnica asséptica atualizada, analgesia e anestesia.

Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia

O reparo da artéria intracarótida em um modelo de camundongo após a injeção retorna o fluxo sanguíneo para a artéria sem afetar negativamente a distribuição do material injetado. O reparo no local da injeção facilita as injeções subsequentes através da mesma artéria e previne a isquemia cerebral em cepas de camundongos que não possuem um Círculo de Willis completo.

Facilitando injeções intracarotídeas repetidas em modelos de camundongos por uma nova técnica de reparo no local da injeção

Apresentamos uma nova abordagem para microscopia de dois fótons da liberação tumoral de nanopartículas de óxido de ferro marcadas fluorescente para glioblastoma em um modelo de camundongo.

Microscopia Intravital de Dois Fótons de Glioblastoma em Modelo Murino

Este protocolo contém uma descrição detalhada de uma abordagem passo a passo para um modelo de camundongo crônico de janela craniana e embolia microvascular, otimizado para imagens in vivo por microscopia de dois fótons usando microsferas fluorescentes de poliestireno.

Modelo de camundongo com embolia microvascular para microscopia in vivo de dois fótons usando microesferas fluorescentes de poliestireno

Apresentamos um modelo reprodutível de camundongo de alotransplante composto vascularizado de membros posteriores para pescoço, heterotópico. Esse protocolo supermicrocirúrgico, envolvendo anastomoses de vasos de 0,3 a 0,5 mm, integra guiagem com filamento de náilon e algemamento venoso. Ela oferece uma plataforma confiável para estudos translacionais sobre tolerância, lesões por isquemia-reperfusão e mecanismos imunológicos em alotransplante composto vascularizado.

Transplante Heterotópico de Membro Posterior para Pescoço no Camundongo: Um Modelo Supermicrocirúrgico de Alotransplante Composto Vascularizado

Aprenda microcirurgia com modelos não vivos usando coxas e asas de frango para dissecção de artérias femoral e braquial. Este método acessível prepara cirurgiões para procedimentos em animais vivos.

Passo a passo: método de treinamento Microsurgical combinação de dois modelos animais não vivos

Explorar mais vídeos