Name: Cultura Rato Cardiac Valves no Sistema de Cultura de Tecidos Miniature (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 47 s
Description: Aprenda a cultivar válvulas cardíacas murinas usando o sistema de cultura de tecidos em miniatura. Este método permite estudar biologia valvular ex vivo com análise histológica detalhada.

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Este estudo é apoiado pela Fundação Holandesa do Coração e pelo Instituto Holandês de Medicina Regenerativa.

Este protocolo segue as diretrizes LUMC do animal comitê de ética em pesquisa. 1. Preparação de Instrumentos, Meio de Cultura, e MTCS Nota: Execute todos os preparativos na capela de fluxo laminar. O MTCS câmara de perfusão, borbulhador e suporte são descritos na Lieber et al., 2010 11. <ol><li> Desinfectar os fórceps e micro tesoura com etanol 70%. Prepara-se uma seringa de 5 mL com uma agulha 21G com NaCl estéril de Tyrode Buffer (130 mM, KCl 5,4 mM, HEPES 6,0 mM, 1,2 MgSO 4 mM, 1,2 mM de KH 2 PO 4, glicose 20 mM, 1,5 mM de CaCl 2 .2H 2 O, pH = 7,2). Prepara-se uma seringa de 5 mL com uma agulha de 21G estéril com solução de KCl (100 mM). </li><li> Preparar 65 ml de meio por coração: DMEM suplementados com 10% de Soro Fetal de Vitela, antibiótico / antimicótico (A / A; 100 unidades de penicilina, 100 ug de estreptomicina, e 0,25 ug de anfotericina B / ml), insulina-Transferrin-O selénio (STI; 10 ug / ml de insulina, 5,5 ng / ml de transferrina, 6,7 ng / ml de selenito de sódio) e esterilizar filtro. </li><li> Esterilizar a câmara de perfusão e de retenção de bolhas por pulverização com 70% de etanol e seco com uma toalha de papel. Montar o MTCS (Figura 1D), no entanto, inicialmente sem a câmara de perfusão. Posicione a armadilha de bolhas no stand. Use uma bomba de roletes com cabeças de bomba peristáltica fácil de carga. <ol><li> Usando tubo flexível de silicone fazer ligações entre o reservatório (tubo de 50 ml) e a bomba, a bomba e a armadilha de bolhas, o borbulhador e reservatório (ver Figura 1D). Adicione a tubagem no interior da incubadora o tempo suficiente para permitir que forma a atingir o equilíbrio de gás com o gás na incubadora através da tubagem de gás permeável de silício (1 M) e o tubo exterior da incubadora tão curto quanto possível. </li></ol></li><li> Encha o tubo de 50 ml com etanol 70%, ligar a bomba (velocidade de fluxo de cerca de 1 ml / min para permitir a circulação adequada) e deixar o cir etanolcular por 30 min para esterilizar toda a tubulação. Remover o etanol por esvaziamento do reservatório e bombeando o etanol a partir do sistema. </li><li> Encha o tubo de 50 ml com água destilada estéril, ligar a bomba e deixe a água circule durante 30 minutos para se livrar do restante etanol. Remover a água por esvaziamento do reservatório e a bombear a água para fora do sistema. </li><li> Encha o tubo de 50 ml com 45 ml de meio, coloque o suporte na incubadora. Ligue o (velocidade de fluxo de cerca de 1 ml / min) e a bomba faz circular o meio para preencher toda a tubagem, remover todas as bolhas de ar e permitir que a forma para se adaptar à composição do gás na incubadora durante pelo menos 1 h. Manter a incubadora a condições-padrão de cultura de tecidos (5% CO 2 e 37 ° C). Assegure-se que não há bolhas de ar na tubagem. </li></ol> 2. Isolamento de rato coração <ol><li> Injectar o mouse com 500 unidades de heparina. Isto irá evitar a coagulação do sangue e permite a remoção de bLood a partir do coração. Após 10 min, anestesiar o rato numa câmara de indução com 4% de isoflurano utilizando um vaporizador de precisão. A anestesia é suficiente quando o mouse não responde aos pés pitada. </li><li> Transferir o rato para uma placa de dissecção e manter a anestesia por meio de uma máscara ligada a um circuito coaxial. Desinfectar a pele do rato com 70% de álcool. Com uma tesoura de abrir a cavidade abdominal para expor a veia cava e diafragma. </li><li> Para expor o coração, fazer incisões laterais a partir da última para a primeira costelas e refletem a caixa torácica sobre a cabeça de rato. Pare a anestesia como mouse não está respirando mais. Observe o coração batendo. </li><li> Inserir a agulha 21G ligada a uma seringa de 5 ml estéril contendo tampão de Tyrode para a veia cava inferior do abdominal para dentro da cavidade torácica (através do diafragma). Certifique-se de que o sangue pode sair da veia cava caudal a partir da inserção da agulha. Perfundir thTampão de Tyrode e suavemente e com uma pressão constante para a veia cava até que o coração perde parcialmente a sua cor vermelha. Nota: o coração permanece a bater, permitindo a remoção do sangue a partir do coração. </li><li> Substituir a agulha com a agulha 21G ligada a uma seringa de 5 ml contendo solução de KCl estéril. Suavemente perfundir a solução de KCl para a veia cava até o coração parar de bater e remover a agulha. Nota: A solução de KCl preserva o coração na fase diastólica relaxada, o que vai permitir uma inserção mais fácil das agulhas de perfusão e do sistema de perfusão coronária. </li><li> Levante ligeiramente o coração usando uma pinça curva e usando uma tesoura dissecar o coração livre do tecido circundante, mas deixar artérias e veias proximais ao coração intactos e anexado ao coração. Transferir o coração para um tubo de 15 ml contendo PBS arrefecido em gelo suplementado com antibiótico / antimicótico (A / D). Armazenar o coração em PBS gelado por até 3 horas. </li></ol> 3. Cannulation dos corações mouse na câmara de perfusão <ol><li> Efectuar todos os procedimentos em capela de fluxo laminar. Transferir o coração isolado a partir do tubo de 15 ml a um prato de 10 cm de Petri e adicionar PBS suplementado com A / A. </li><li> Sob um microscópio de dissecação, o uso de tesoura e micro fórceps para remover todo o tecido cardíaco, mas não preservar a aorta ascendente, pelo menos, da bifurcação com a artéria inominada e as veias pulmonares, 2 mm proximal ao coração. Cortar a extremidade da ponta do coração para criar um acesso para o lúmen do ventrículo esquerdo (tipicamente 2 mm). Coloque a câmara de perfusão em câmara de fluxo a sob o microscópio de dissecação. </li><li> Anexar uma seringa de 5 ml com meio à agulha de inserção usando o tubo de silicone. Encher a câmara de perfusão com 20 ml de meio e colocar o coração no estágio de rotação entre as agulhas embotadas 2 na câmara de perfusão (Figura 1). Ajustar a altura da fase de rotação de modo que o coração está posicionada em frente doagulhas. </li></ol> 4. A ligadura para a cultura das valva mitral (ver figura 1) <ol><li> Ligadura da aorta com sutura (seda 7.0). Ligadura do apêndice atrial esquerdo com sutura. Insira a agulha (nr. 1 na Figura 1) através da veia pulmonar para o átrio esquerdo e ligar com sutura proximal à sua entrada no átrio esquerdo. Certifique-se de que a agulha não é muito longe para o átrio esquerdo, pois isso iria danificar a válvula mitral. </li><li> Inserir a agulha (nr.2 na Figura 1) com um movimento linear para o ventrículo esquerdo. Transferir o meio a partir da câmara de perfusão para um tubo de 50 ml. Selar a agulha para o miocárdio com cola biocompatível. </li><li> Depois que a cola secar, injetar cuidadosamente em meio coração, ligando uma seringa cheia de médio a agulha nr.1 e verifique se há algum vazamento. Assegurar que as saídas médias de nr.2 agulha eo último sangue restante é perfundido para fora do coração. </li></ol> 5. Ligação para a cultura das Válvula Aórtica (veja a Figura 1) <ol><li> Inserir a agulha (nr.1 na Figura 1) na aorta e ligar com sutura. Certifique-se de que a agulha não é muito longe para a aorta como isso iria danificar a válvula aórtica. Inserir a agulha (nr.2 na Figura 1) com um movimento linear para o ventrículo esquerdo. Transferir o meio a partir da câmara de perfusão para um tubo de 50 ml. Selar a agulha para o miocárdio com cola biocompatível. </li><li> Depois que a cola secar, injetar cuidadosamente médio para o coração, ligando uma seringa cheia de médio a agulha nr.2 e verifique se há algum vazamento. Assegurar que as saídas médias de nr.1 agulha eo último sangue restante é perfundido para fora do coração. </li></ol> 6. Coloque Perfusão Secção de suporte <ol><li> Encha câmara de perfusão com os 20 ml de meio transferidos. Coloque a junta e tampa na câmara e aperte com lavadora e parafusos. </li><li> Remova os MTCS montados a partir do incubator. Fixe a câmara de perfusão no stand. Conecte o tubo (veja a Figura 1D). Colocar o suporte na incubadora (5% de CO 2 e 37 ° C). Conecte a tubulação à bomba. Ligue a bomba com velocidade de fluxo de cerca de 600 mL / min. </li><li> Certifique-se de que no reservatório e / ou o borbulhador o nível do meio permite que as visualizações da presença do fluxo pela queda das gotas médias de entrada. Após a cultura, o coração é removido do sistema, fixadas e processadas para exame histológico. </li></ol>

<ol><li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics--2014+Update%3A+A+Report+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics--2014 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 129, e28-e292 (2013).</li>
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<li>Kruithof, B. P. T., Duim, S. N., Moerkamp, A. T., Goumans, M. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGF%CE%B2+and+BMP+signaling+in+cardiac+cushion+formation%3A+lessons+from+mice+and+chicken%5BTitle%5D)+AND+%22Differentiation%3B+research+in+biological+diversity%22%5BJournal%5D)">TGFβ and BMP signaling in cardiac cushion formation: lessons from mice and chicken.</a> Differentiation; research in biological diversity. 84 (1), 89-102 (2012).</li>
<li>Lieber, S. C., Kruithof, B. P. T., Aubry, N., Vatner, S. F., Gaussin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+of+a+miniature+tissue+culture+system+to+culture+mouse+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+biomedical+engineering%22%5BJournal%5D)">Design of a miniature tissue culture system to culture mouse heart valves.</a> Annals of biomedical engineering. 38 (3), 674-682 (2010).</li>
</ol>

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

As etapas críticas em cultura das válvulas cardíacas de rato incluem fazer o tempo entre a excisão do coração do rato e a ligação na câmara de perfusão tão curto quanto possível, para assegurar a viabilidade e ligação das agulhas perpendicular às válvulas para assegurar a direcção correcta de fluxo . Além disso, a verificação do fluxo após a ligadura na câmara de perfusão sem forma garante uma inserção correcta e ligadura de agulhas. É essencial para manter uma cultura estéril e evitar bolhas de ar no tubo, o que poderi...

Doença valvar cardíaca é uma das principais causas de morbidade e mortalidade no mundo ocidental; sua prevalência aumenta com a idade e afeta mais de 10% da população de 75 anos ou mais 1. As válvulas da parte sistêmica do coração, as valvas aórtica e mitral, são os mais afetados. Válvula cardíaca doença é caracterizada pela perda da estrutura altamente organizada das válvulas, o que resulta na alteração das propriedades mecânicas 2. A integridade estrutural é, portanto, crucial para a função da válvula. Os folhetos da válvula são constituídos por células intersticiais valvulares (VIC), células endoteliais valvulares (VEC), e matriz extracelular, o que é altamente organizado num padrão em camadas 3,4. Os VICs são responsáveis ​​pela síntese de ECM, degradação e organização. Fatores que emana da corrente sanguínea, ECs ou residentes no ato ECM nas VICs orquestrando sua função. Além,forças mecânicas agir sobre o folheto durante o ciclo cardíaco, resultando em laminar ou tensão de cisalhamento oscilatório, tensões de compressão ou de tracção que influenciam o comportamento de VICs 5. A fim de compreender como a estrutura da válvula é regulado, ele deve primeiro ser compreendida como VICs responder ao conjunto diversificado de estímulos experimentadas durante o ciclo cardíaco. Estudos in vitro têm sido muito informativo sobre as características e capacidades das células valvulares. A resposta destas células, in vitro, no entanto, nem sempre podem mimetizar com exactidão a resposta in vivo 6; Por exemplo, a resposta a estímulos de VIC é dependente da presença de células endoteliais e a composição 5 ECM. Além disso, a resposta das células a estímulos valvulares depende da sua localização específica no folheto 7. Além disso a estímulos bioquímicos, o comportamento das células valvulares é determinada por forças mecânicas que actuam ón a válvula 8. Cada região da válvula é submetida a seu próprio conjunto específico de tensões hemodinâmicas. Embora atuais modelos ex vivo têm mostrado que as forças mecânicas são importantes determinantes da estrutura valvular 5, os mecanismos associados ainda não estão claros. Enquanto os modelos in vivo têm fornecido insights sobre os mecanismos moleculares subjacentes ao desenvolvimento valvular 9,10, insights sobre biologia valvular adulto ainda é indescritível. Por conseguinte, um modelo ex vivo de fluxo foi desenvolvido em que as válvulas cardíacas podem ser cultivadas na sua posição natural no coração por um período prolongado de tempo 11. Isto tem a vantagem de que as válvulas permanecem na sua configuração natural e os VICs experimentar o mesmo ambiente como in vivo, fazendo com que as respostas a estímulos VICs tão natural quanto possível. Além disso, a cultura das válvulas na sua posição natural no coração facilita a sujeição de cada umregião valvular às tensões hemodinâmicas relevantes. Neste modelo ex vivo, isto é, o sistema de cultura de tecidos em miniatura (MTCS), as válvulas podem ser submetidos a diferentes estímulos bioquímicos e hemodinâmicas, permitindo o estudo do seu papel na remodelação da válvula cardíaca.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco' s Modified Eagle Medium</td><td>Life Technologies</td><td>10569-010</td><td></td></tr><tr><td>Soro Fetal Bovino</td><td>Life Technologies</td><td>26140</td><td></td></tr><tr><td>Insulina-Transferrina-Selênio</td><td>Life Technologies</td><td>41400-045</td><td></td></tr><tr><td>Antibiótico-Antimicótico</td><td>Life Technologies</td><td>15240-06</td><td></td></tr><tr><td>Silk 7-0</td><td>Ethicon</td><td>768G</td><td></td></tr><tr><td>Prato</td> <td>de cultura de 100 mmGreiner bio-one</td><td>664160</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de 50 ml</td><td>Seringa Greiner bio-one</td><td>227261</td><td></td></tr><tr><td>5 ml</td><td>BD</td><td>309649</td><td></td></tr><tr><td>agulha de 21 G</td><td>BD</td><td>304432</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>LEO</td><td>012866-08</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-00</td><td></td></tr><tr><td>Micro Tesoura, Economia, Tedpella tipo Vannas</td><td></td><td>1346</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de silício</td><td>Thermo Scientific</td><td>8060-0020</td><td>I.D. x O.D. x Parede: 1,59 x 3,18 x 0,79 mm</td></tr><tr><td>Tubo de silicone para bomba</td><td>Masterflex</td><td>96400-13</td><td>I.D. x O.D. x Parede: 0,8 x1,59 x 0,40 mm</td></tr><tr><td>Cola biocompatível (Histoacryl)</td><td>B. Braun</td><td>1050071</td><td></td></tr><tr><td>vaporizador de precisão</td><td>Dr&auml; ger</td><td>Vapor 200</td><td></td></tr><tr><td>bomba peristáltica de rolos</td><td>Masterflex</td><td>7521-35</td><td></td></tr><tr><td>Cabeça de bomba de carga fácil</td><td>Masterflex</td><td>7518-00</td><td></td></tr><tr><td>Câmara</td><td></td><td></td> de fluxo <td>ver Lieber et al., 2010</td></tr><tr><td>Coletor</td><td></td><td></td> de bolhas <td>ver Lieber et al., 2010</td></tr></tbody></table>

cultura rato cardiac valves no sistema de cultura de tecidos miniature

Culturing Mouse Cardiac Valves in the Miniature Tissue Culture System

A valvopatia cardíaca é um grande fardo no mundo ocidental e nenhum tratamento eficaz está disponível. Isso se deve principalmente à falta de conhecimento dos mecanismos moleculares, celulares e mecânicos subjacentes à manutenção e/ou perda da estrutura valvar. 
Os modelos atuais usados para estudar a biologia valvular incluem culturas in vitro de células endoteliais e intersticiais valvares. Embora os modelos de cultura in vitro forneçam mecanismos celulares e moleculares, os mecanismos envolvidos na organização 3D da válvula permanecem obscuros. Embora os modelos in vivo tenham fornecido informações sobre os mecanismos moleculares subjacentes ao desenvolvimento valvular, a visão da biologia valvular adulta ainda é indescritível. 
Para poder estudar a regulação da organização 3D valvular nos níveis tecidual, celular e molecular, desenvolvemos o Sistema de Cultura de Tecidos em Miniatura. Neste modelo de fluxo ex vivo, a válvula mitral ou aórtica é cultivada em sua posição natural no coração. A configuração e composição naturais do folheto são mantidas, permitindo a resposta mais natural das células valvares aos estímulos. As válvulas permanecem viáveis e respondem às mudanças nas condições ambientais. Este MTCS pode fornecer vantagens no estudo de questões, incluindo, mas não se limitando a, como a organização 3D afeta a biologia valvar, quais fatores afetam a organização 3D da válvula e qual rede de vias de sinalização regula a organização 3D da válvula.

A válvula da aorta (Figura 2) da válvula mitral ou 11 podem ser cultivadas por pelo menos 3 dias. Através da cultura na posição aberta (que representa a posição sistólica para a válvula aórtica diastólica e a posição da válvula mitral para a), as células permanecem viáveis ​​valvulares. Não é observada a morte celular como determinado pela ausência de células de TUNEL positivo (Figura 2H, I) ou clivado expressão da caspase-3 (não mostrado e Lieber et al., 2010 1...

Aqui, apresentamos um modelo de fluxo ex vivo no qual as válvulas cardíacas murinas podem ser cultivadas, permitindo o estudo da biologia da válvula.

Cultura Rato Cardiac Valves no Sistema de Cultura de Tecidos Miniature

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the ...

O objetivo geral deste procedimento é cultivar válvulas cardíacas de camundongo utilizando o sistema miniaturizado de cultura de tecidos, ou MTCS. Isso é realizado primeiramente montando o MTCS sem a câmara de perfusão e circulando o meio para pré-condicionar o sistema. Na segunda etapa, o coração de camundongo é extraído e preparado para a cânulação.Em seguida, o coração é colocado na câmara de perfusão, onde é canulado para um cultivo da valva mitral ou aórtica. A câmara de perfusão é então colocada no sistema de controle de temperatura (MTCS) e a bomba é iniciada. Por fim, a análise histológica é utilizada para avaliar a viabilidade, a morfologia e a distribuição da matriz extracelular da valva.Comece usando pedaços de tubo de silicone para fazer as conexões entre o reservatório e a bomba, entre a bomba e o captador de bolhas, e entre o captador de bolhas e o reservatório. Quando toda a tubulação estiver conectada, encha o reservatório com etanol 70%.Ligue a bomba em uma velocidade de fluxo de um mililitro por minuto e deixe o etanol circular para esterilizar a tubulação. Após 30 minutos, esvazie o reservatório e bombeie o etanol para fora do sistema. Em seguida, encha o reserva

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Neste vídeo, demonstramos o isolamento de células intersticiais da válvula aórtica do coração de um camundongo adulto usando um procedimento de colagenase em duas etapas e sua subsequente cultura em meio de crescimento de baixo volume.

Isolamento de células intersticiais da válvula de camundongo: um método enzimático para isolar e cultivar VICs da válvula aórtica de camundongo

Este vídeo demonstra uma técnica de ensaio para avaliar a calcificação das células intersticiais da válvula aórtica in vitro. O ensaio ajuda a quantificar a concentração de cálcio usando o reagente arsenazo III, um corante sensível ao cálcio que reage com íons de cálcio para formar um complexo cálcio-arsenazo de cor roxa.

Ensaio de calcificação para medir a concentração de cálcio em células intersticiais da válvula aórtica

Aqui, descrevem o isolamento de cardiomyoctyes ratinho adulto usando um sistema de perfusão de Langendorff. As células resultantes são Ca2 +-tolerantes, electricamente quiescente e podem ser cultivadas e transfectadas com lentivírus para manipular a expressão de genes ou vírus adeno-. A sua funcionalidade, também pode ser analisada utilizando o sistema de MMSYS e técnicas de fixação de membranas.

Isolamento, cultura e caracterização funcional de rato adulto Cardiomyoctyes

Estudos de desenvolvimento no rato são dificultados pela inacessibilidade do embrião durante a gestação. Para promover a cultura de longo prazo do coração embrionário em fases tardias da gestação, foi desenvolvido um protocolo no qual o coração excisado é cultivada num Matrigel semi-sólido, diluída.

A Novel<em&gt; Ex vivo</em&gt; Método de Cultura para o Rato coração embrionário

Nós descrevemos um método confiável para isolamento de cardiomiócitos adultos do mouse. Este protocolo produz um resultado consistente para a cultura de cardiomiócitos adultos funcionais a partir de uma variedade de camundongos geneticamente modificados.

Isolamento e Cultura de rato adulto Cardiomyocytes de sinalização celular e<em&gt; In vitro</em&gt; A hipertrofia cardíaca

De modo a compreender os mecanismos celulares e moleculares subjacentes neotissue formação e desenvolvimento de estenose em válvulas cardíacas de engenharia de tecidos, foi desenvolvido um modelo murino de transplante heterotópico de válvula cardíaca. A válvula cardíaca pulmonar foi transplantado para destinatário usando o coração técnica de transplante heterotópico.

O transplante de válvula pulmonar Usando um modelo do rato de Heterotópica Transplante de Coração

A capacidade de isolar células endoteliais da válvula cardíaca (VECs) é fundamental para a compreensão dos mecanismos de desenvolvimento, manutenção e doença da válvula.  Aqui descrevemos o isolamento de VECs de camundongos Tie2-GFP embrionários e adultos usando FACS que permitirá estudos determinando a contribuição de VECs em processos de desenvolvimento e doença.

O isolamento de células endoteliais de Murino Válvula

Este protocolo descreve um método passo a passo para o isolamento reprodutível e cultura de longo prazo de cardiomiócitos de camundongos adultos com alto rendimento, pureza e viabilidade.

Isolamento, cultura e Transdução de rato adulto Cardiomyocytes

Modelos in vitro de angiogênese coronariana podem ser utilizados para a descoberta dos mecanismos celulares e moleculares da angiogênese coronariana. Culturas in vitro explantam tecidos sinus venosos e endocárdios mostram crescimento robusto em resposta ao VEGF-A e apresentam um padrão semelhante de expressão COUP-TFII como in vivo.

Modelo In Vitro de Angiogênese Coronariana

Aqui, apresentamos um protocolo para o isolamento, transfecção e cultura de longo prazo de cardiomiócitos adultos de camundongos e ratos.

Isolamento, Transfecção e Cultura de Longo Prazo de Cardiomiócitos de Ratos Adultos e Ratos

Este artigo descreve o isolamento das células da válvula aórtica do rato por um procedimento de colagem de duas etapas. Células de válvulas isoladas do rato são importantes para a realização de diferentes ensaios, como este ensaio de calcificação in vitro, e para investigar as vias moleculares que levam à mineralização da válvula aórtica.

Isolamento de células válvulas intersticiais do rato para estudar a calcificação da válvula aórtica in vitro

Aprenda a cultivar válvulas cardíacas murinas usando o sistema de cultura de tecidos em miniatura. Este método permite estudar biologia valvular ex vivo com análise histológica detalhada.

Cultura Rato Cardiac Valves no Sistema de Cultura de Tecidos Miniature

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