Name: Modelo rato de rejeição vascular induzida por Aloimune e Transplante Arteriosclerose (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Aprenda o enxerto de interposição aórtica em camundongos para estudar rejeição vascular e arteriosclerose de transplante. Este método permite analisar o espessamento intimal e o estreitamento luminal em enxertos.

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Este trabalho foi financiado por doações dos Institutos Canadenses de Pesquisa em Saúde e Heart and Stroke Foundation of BC &amp; Yukon (JCC).

Todos os protocolos deste estudo foram revisados ​​e aprovados pelo comitê de ética de cuidados de animais Simon Fraser University. Use Balb / CYJ (H2 d) camundongos doadores e camundongos C57BL / 6 (H2 b) beneficiários para analisar reações alogênicos. Os ratos são utilizados em experiências, com idades entre 8 a 12 semanas. Use camundongos ou femininos ou masculinos. Controlos singeneicos consistem de segmentos de aorta de ratinhos C57BL / 6 dadores em receptores C57BL / 6. 1. doador e receptor Preparação Nota: Tanto o dador eo receptor são anestesiados e preparados antes da cirurgia para minimizar a isquemia do enxerto. Anestésicos injectáveis ​​são usados ​​no protocolo para evitar a obstrução do animal por equipamentos necessários para a entrega de anestésicos inalados. No entanto, se desejado, anestésico inalatório é uma alternativa adequada. A partir da injecção inicial de os anestésicos, todo o procedimento leva cerca de 90 minutos a completar. Tempo de isquemia do enxerto é menos than 30 min. <ol><li> Anestesiar o rato com injecções intraperitoneais de cetamina (100 mg / kg; 10 mg / ml) e xilazina (10 mg / kg; 1 mg / mL). O rato vai ser sedado dentro de 10 a 15 min. Avaliar a profundidade da anestesia por beliscar a parte gorda da almofada do pé animal. Administrar 1/3 da dose original do cocktail de anestésico, conforme necessário, até que o animal não apresentam reflexo de retirada. Monitorar a freqüência respiratória de perto depois de cada cocktail é administrada. Durante a cirurgia, avaliar o nível de anestesia a cada 15 min, apertando a parede abdominal anterior com um par de pinças. Os ratos devem permanecem profundamente anestesiados por 60 a 90 min. </li><li> Lubrifique os olhos do rato com uma pomada oftálmica para evitar a secura sob anestesia. </li><li> Raspar o cabelo tão perto da pele quanto possível sobre a região ventral abdominal do meio-tórax ao púbis. Tenha especial cuidado para não nick qualquer pele. Não utilizar creme depilatório, pois pode ser absorvida into da pele e pode ser inflamatória. </li><li> Colocar o animal em decúbito dorsal sobre uma toalha sobre a mesa de aquecimento ou pad. </li><li> Limpe o local da cirurgia com uma esfoliação preliminar com 2% de cloro. Prepare uma grande área de trabalho para maximizar o campo cirúrgico. Iniciar a esfregar no centro do local cirúrgico e mover-se para o exterior de uma forma linear ou circular. Descarte a gaze. Repita este procedimento pelo menos cinco vezes mais. Aplique uma compressa embebida em álcool prep para a mesma área. Uma vez que o álcool é seco, prepare a área limpa com solução Betadine e cortina com gaze estéril. </li></ol> 2. End-to-end Anastomosis Procedimento <ol><li> Doador de Operação <ol><li> Manter uma técnica asséptica durante toda a operação. Limpe todas as superfícies da bancada e mesa cirúrgica com solução de 0,5% de peróxido de hidrogênio acelerado antes da utilização. Enrole e autoclave todos os instrumentos, gazes cirúrgicas, cortinas e roupas antes de usar. Verifique a esterilidade dos instrumentos com um vaportira indicadora esterilizador colocados em cada pacote. Luvas cirúrgicas estéreis são utilizados e eliminados entre as cirurgias. Por várias cirurgias, esterilizar os instrumentos cirúrgicos entre os usos com o esterilizador talão de vidro quente. </li><li> Posicione o mouse doador em decúbito dorsal em uma placa de Plexiglas fina limpa envolvida com cortina estéril sob o microscópio cirúrgico na ampliação 8-30X. </li><li> Depois de garantir anestesia cirúrgica adequada, conforme descrito no ponto 1.1, proceder com a cirurgia. </li><li> Com uma tesoura estéril, fazer uma única linha média inferior incisão abdominal longitudinal, a partir do púbis ao processo xifóide. </li><li> Usando um pequeno afastador, abra a parede abdominal para expor a cavidade. </li><li> Usando algodão estéril derrubado aplicadores, retrair delicadamente os intestinos superiormente para o animal de esquerda e cobrir com gaze umedecida com solução salina. Mova os órgãos reprodutivos inferiormente e localize a aorta infra-renal e veia cava inferior (VCI). Moisdez os tecidos expostos periodicamente com solução salina. </li><li> Usando os No. médico 5 fórceps, separar a aorta a partir da VCI, a partir do nível da artéria renal esquerda para a bifurcação. Use 10-0 suturas monofilamento de poliamida para ligar as filiais pequenas perto da aorta. </li><li> Uma vez que a aorta do dador foi separada da veia cava inferior, saturar o recipiente com solução salina, cobrir a cavidade exposta com gaze humedecida e definir o doador de lado para uma área estéril. Verifique o status do doador (a função respiratória e cardiovascular, e profundidade da anestesia) a cada 15 minutos. Começar a operar no destinatário, isolando a aorta como descrito abaixo (Passos 2.2.1 a 2.2.7). </li><li> Uma vez que a aorta do receptor foi separado do IVC e anular, devolver o dador sob o microscópio. Braçadeira transversal (proximal e distal ao segmento de interesse) a aorta do doador, aproximadamente 5 mm, com dois grampos microvasculares 4 milímetros. </li><li> Usando a microtesoura Vannas-Tübingen,transecção um segmento de enxerto pequeno (3-4 mm de comprimento) da aorta abdominal. </li><li> Usando uma agulha de 25 G 5/8 ligado a uma seringa, lave a aorta excisado com solução heparinizada (U / ml 100) solução salina. Assegurar a ponta da agulha não entra em contacto com o vaso. </li><li> Aorta lugar em heparina (100 U / ml) de solução salina no gelo e reserve. Embora ainda sob anestesia profunda, solte os grampos microvasculares. Euthanize o doador por sangria. </li><li> Implantar o navio dador dentro de 30 min de excisão. Embora seja possível utilizar um recipiente dador para vários receptores através da excisão de um comprimento maior da aorta, manter o tempo de isquemia para menos de 30 min. </li></ol></li><li> Operação Destinatário <ol><li> Manter uma técnica asséptica durante toda a operação, como na operação dador. </li><li> Posicione o mouse destinatário em decúbito dorsal em uma placa de Plexiglas fina envolvido com cortina estéril sob o microscópio cirúrgico na ampliação 8-30X. </li><li> After garantia de anestesia adequada, prosseguir com a cirurgia quando o animal não apresenta reflexo de retirada. </li><li> Com uma tesoura estéril, fazer uma única linha média inferior incisão abdominal longitudinal, a partir do púbis ao processo xifóide. </li><li> Usando um pequeno afastador, abra a parede abdominal para expor a cavidade. </li><li> Usando algodão estéril derrubado aplicadores, retrair delicadamente os intestinos superiormente para o animal de esquerda e cobrir com gaze umedecida com solução salina. Mova os órgãos reprodutivos inferiormente e localize a aorta infra-renal e da VCI. Humedecer os tecidos expostos periodicamente com solução salina. </li><li> Separa-se a aorta a partir da veia cava inferior, a partir do nível da artéria renal esquerda para a bifurcação. Se necessário, use 10-0 suturas monofilamento poliamida para ligar as filiais pequenas perto da aorta. </li><li> Braçadeira transversal (proximal e distal ao segmento de interesse) na aorta, cerca de 5 mm entre si, com dois grampos microvasculares 4 milímetros. </li><li> Usando os microtesouras Vannas-Tubingen, fazer uma única aortotomy horizontal e ressecção de um pequeno segmento (não mais do que 0,5 mm) da aorta abdominal para acomodar o doador do enxerto aórtico. </li><li> Lave a aorta retirado com solução heparinizada (U / ml 100) salina. O doador do enxerto aórtico deve ser de comprimento apropriado para ligar as extremidades da aorta seccionados do receptor. </li><li> Coloque a prótese aórtica doador na posição ortotópica e anastomose extremidade do enxerto do doador para a extremidade do receptor, correspondentes a respectiva orientação anatómica do enxerto com o do receptor. </li><li> Gentilmente segure a túnica externa do navio e everter-lo um pouco usando a pinça No.5 médicos. Usando fórceps, conduzir a agulha acoplada ao monofilamento de sutura 10-0 poliamida através de toda a espessura da parede do vaso, a fim de garantir o doador do enxerto aórtico para o vaso ressecado do destinatário. Tome cuidado para garantir que a abertura navio não está fechada devido tO costura inadvertida da parede do fundo do recipiente. </li><li> Para pontos contínuos, colocar suturas de ancoragem em 9:00 em ambas as suas extremidades superior e inferior do enxerto. Começando na extremidade superior do enxerto a partir de 03:00, anastomose nas extremidades ressecados com duas suturas de funcionamento e proteger o fio de sutura à sutura estadia. <ol><li> Virar o enxerto mais e continuar a sutura corrida para dorsal parte da embarcação, atendendo a sutura origem estadia. Fixe sem aplicar muita pressão sobre o navio. Repita a sutura para a anastomose inferior. Nota: As suturas interrompidas começar da mesma maneira que o fio de sutura contínua com a excepção de que o recipiente é anastomosado com três pontos separados entre as suturas de ancoragem. Tempo de anastomose é geralmente 20 min. </li></ol></li><li> Uma vez que a anastomose é completa, solte o grampo microvascular distal para permitir que o sangue flua retrógrada e verificar se há vazamento dos locais anastomosada. Se houver uma fuga, immediately coloque um ponto para fechar o site com defeito. Se não houver hemorragia nos locais, em seguida, solte a braçadeira proximal. </li><li> Examinar o transplante e verificar que não existe obstrução arterial no enxerto, e a porção proximal e distal do vaso do destinatário. Padrão de impulso vigoroso no vaso tanto do doador e do receptor é uma indicação preliminar que o sangue está fluindo livremente. Utilizando o par de fórceps, agarre cuidadosamente uma das extremidades das suturas de ancoragem e ligeiramente everter do navio para inspeccionar a parede traseira do recipiente. Nota: Não deve haver nenhum enrugamento da parede do vaso em ambas as extremidades dos sítios anastomosados. Má circulação sanguínea após a remoção das pinças é um sinal de trombose. </li><li> Usando algodão derrubou aplicadores, devolva o intestino para a cavidade abdominal. </li><li> Com o suporte de agulha Castroviejo e fórceps Graefe, feche a parede abdominal com 5-0 suturas de polipropileno usando costura contínua. Fechar a camada de pele com a mesmasuturas usando encerramento subcuticular. </li><li> Administrar Torbugesic (1 mg / kg) im imediatamente após a conclusão do transplante. </li><li> Dê imediatamente, na ordem, atipamezol (1 mg / kg), cetoprofeno (5 mg / kg) e aqueceu-se por via subcutânea solução de Ringer com lactato. </li><li> Imediatamente após a cirurgia, os ratos colocar em uma gaiola aquecida sob um cobertor de água durante a noite (12 h). Durante o período anestésico-recuperação, colocar os animais em paz em uma área desobstruída limpo e seco. Linha a gaiola (autoclavada), com toalhas de papel limpas e ajustar a temperatura do cobertor de água para aproximadamente 20 a 22 ° C. Fornecer croquetes secos e molhados ad libitum no chão da gaiola. Nota: Um componente importante dos cuidados pós-cirúrgico é a observação do animal e de intervenção apropriada, se necessário, durante a recuperação da anestesia e cirurgia. A intensidade necessária de monitorização variará com o animal e pode ser maior durante o período de recuperação anestésico imediato como compared para mais tarde na recuperação pós-operatória. </li><li> Continuamente monitorar animais que têm sofrido anestesia monitorados até que eles se recuperar completamente. O animal deve ser capaz de manter decúbito esternal sem ajuda e tem de aparecer calmo e livre de dor antes que possa ser deixado sem vigilância. </li><li> Submeter buprenorfina (0,1 mg / kg bid) e cetoprofeno (5 mg / kg SID) para um período de três dias, tanto por via subcutânea. </li><li> Monitorar cardiovascular e função respiratória, temperatura do corpo, e dor pós-operatória ou desconforto durante a recuperação da anestesia durante um mínimo de três dias. Cuidados adicionais podem ser necessárias, como a administração de analgésicos e outros medicamentos, e fluidos parenterais para minimizar a desidratação e perda de eletrólitos. </li><li> Avaliar o sucesso da cirurgia de transplante através da observação da função motora dos membros posteriores. Completo sucesso do transplante envolve o fluxo sanguíneo livre para o membro posterior e cauda, ​​que deve ser imediata após a recuperação do animai, e a recuperação completa sem paralisia dos membros traseiros, no segundo dia </li></ol></li></ol> Coleção 3. Tissue Nota: Os pontos finais pré-determinado intervalo 3-60 dias, dependendo do tipo de análise desejado e da natureza do antigénio de incompatibilidade. Geralmente, espessamento da íntima é robusta no dia 30 após o transplante através de MHC estirpes completas rato incompatíveis. <ol><li> Anestesiar o rato com injecções intraperitoneais de cetamina (100 mg / kg; 10 mg / ml) e xilazina (10 mg / kg; 1 mg / mL). Avaliar a profundidade da anestesia por beliscar a parte gorda da almofada do pé animal. Prosseguir com a cirurgia quando o animal não apresenta reflexo de retirada. </li><li> Limpar o local cirúrgico com água e terminando com 70% de álcool. </li><li> Colocar o animal em decúbito dorsal em uma bandeja forrada com almofada absorvente. </li><li> Abra a cavidade abdominal através de uma incisão longitudinal grande linha média. Coloque um afastador de auto-retenção para expor a cavidade, a uma VCId aorta abdominal. </li><li> Delicadamente separar o segmento da aorta transplantado doador do IVC vizinha usando um par de fórceps 5 No. médica. Tenha especial cuidado para não retirar o adventícia do vaso transplantado. </li><li> Expor a cavidade torácica, cortando através das nervuras ao longo de ambos os lados da coluna vertebral torácica todo o caminho até à entrada torácica. Reflectem a parede anterior do tórax superiormente para expor o pericárdio e garantir a caixa torácica com um par de pinça hemostática. </li><li> Uma vez que o coração é exposto, inserir uma agulha 25 G 5/8 (ligada a uma seringa) para o ventrículo esquerdo e nivelada com 0,1 ml de solução salina heparinizada (100 U / mL). </li><li> Utilizando um par de tesouras, remover a aurícula direita para permitir que o sangue, soro fisiológico heparinizado, e o fixador para deixar o corpo durante a perfusão. Perfundir o animal com 5 ml de paraformaldeído a 4% ou até que o fluido corre claro. Remover do coração para assegurar a eutanásia. </li><li> Excise transplantado segmento de vaso e mergulhar no parágrafo 4%formaldeído para não mais do que uma hora. Defina o navio transplantadas em outubro (temperatura de corte óptima) da matriz e congelamento flash. Seção do navio sob um criostato fixado em 8 hum espessura. Seções mancha com Hematoxilina e Eosina e / ou Verhoeff-van Gieson (van Gieson) mancha elástica. </li></ol> 4. Análise morfológica de enxertos Nota: TA é caracterizada por espessamento da camada íntima 13. Neste modelo, o espessamento da íntima e uma consequente redução no tamanho do lúmen são um reflexo da gravidade da lesão vascular mediada imunologicamente. Syngraft controlos são utilizados para determinar as características basais dos vasos na ausência de respostas imunitárias alogénicas. Esses controles também possibilitar a avaliação de danos arterial que ocorre como resultado do procedimento cirúrgico. Não deve haver espessamento da íntima em syngrafts. <ol><li> Para examinar o espessamento da íntima e oclusão luminal, medir a área dentro da célula endotelialcamada, lâmina interna elástica (IEL) e lâmina elástica externa (EEL) em segmentos de artérias elásticas coradas van Gieson com um software de análise de imagem. Os parâmetros a seguir podem ser utilizados para determinar as alterações arteriais reflectoras de TA. <ol><li> Medir a área da íntima absoluta: a área da lâmina elástica interna - a área dentro da camada de células endoteliais. Isso fornece uma medida absoluta de expansão da íntima, que é a marca do TA. </li><li> Medir a absoluta área medial: área dentro da lâmina elástica externa - área dentro da lâmina elástica interna. Isto fornece uma medida absoluta da degradação medial ou o crescimento, que pode ocorrer ocasionalmente, como resultado de alterações mediadas pelo sistema imunológico para esta região da parede do vaso. </li><li> Medir a área total do vaso, como a área da lâmina elástica externa. Isso proporciona uma medição de remodelagem vascular que envolve a expansão ou constrição da artéria, como resultado de dano imunológico. </li><li> Medidada íntima / Média: (a área da lâmina elástica interna - área dentro da camada de células endoteliais) / (área da lâmina elástica externa - área da lâmina elástica interna). Isto proporciona uma medida relativa da expansão da íntima e normaliza as diferenças no tamanho do vaso. </li><li> Meça o estreitamento% Luminal: [(área dentro da lâmina elástica interna - área dentro da camada de células endoteliais) / área com a lâmina elástica interna)] * 100. Isto proporciona uma medida do grau de oclusão luminal, que resulta de uma combinação de expansão e remodelação da íntima (para dentro ou para fora) da parede do vaso. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Billingham, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+coronary+disease%3A+the+lesions+and+the+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Graft coronary disease: the lesions and the patients.</a> Transplant Proc. 21, 3665-3666 (1989).</li>
<li>Foegh, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection--graft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection--graft arteriosclerosis.</a> Transplant Proc. 22, 119-122 (1990).</li>
<li>Libby, P., Pober, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection.</a> Immunity. 14, 387-397 (2001).</li>
<li>Tellides, G., Pober, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-gamma+axis+in+graft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+research%22%5BJournal%5D)">Interferon-gamma axis in graft arteriosclerosis.</a> Circulation research. 100, 622-632 (2007).</li>
<li>Johnson, D. E., Gao, S. Z., Schroeder, J. S., DeCampli, W. M., Billingham, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spectrum+of+coronary+artery+pathologic+findings+in+human+cardiac+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+heart+transplantation%22%5BJournal%5D)">The spectrum of coronary artery pathologic findings in human cardiac allografts.</a> The Journal of heart transplantation. 8, 349-359 (1989).</li>
<li>Gao, S. Z., Alderman, E. L., Schroeder, J. S., Silverman, J. F., Hunt, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+coronary+vascular+disease+in+the+heart+transplant+patient%3A+coronary+arteriographic+findings%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Accelerated coronary vascular disease in the heart transplant patient: coronary arteriographic findings.</a> Journal of the American College of Cardiology. 12, 334-340 (1988).</li>
<li>Mennander, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection+in+rat+aortic+allografts.+An+experimental+model+for+transplant+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection in rat aortic allografts. An experimental model for transplant arteriosclerosis.</a> Arterioscler Thromb. 11, 671-680 (1991).</li>
<li>Choy, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Granzymes+and+perforin+in+solid+organ+transplant+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+Differ%22%5BJournal%5D)">Granzymes and perforin in solid organ transplant rejection.</a> Cell Death Differ. 17, 567-576 (2010).</li>
<li>Johnson, P., Carpenter, M., Hirsch, G., Lee, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recipient+cells+form+the+intimal+proliferative+lesion+in+the+rat+aortic+model+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Recipient cells form the intimal proliferative lesion in the rat aortic model of allograft arteriosclerosis.</a> Am J Transplant. 2, 207-214 (2002).</li>
<li>Minami, E., Laflamme, M. A., Saffitz, J. E., Murry, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracardiac+progenitor+cells+repopulate+most+major+cell+types+in+the+transplanted+human+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Extracardiac progenitor cells repopulate most major cell types in the transplanted human heart.</a> Circulation. 112, 2951-2958 (2005).</li>
<li>Yu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AIP1+prevents+graft+arteriosclerosis+by+inhibiting+interferon-gamma-dependent+smooth+muscle+cell+proliferation+and+intimal+expansion%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">AIP1 prevents graft arteriosclerosis by inhibiting interferon-gamma-dependent smooth muscle cell proliferation and intimal expansion.</a> Circ Res. 109, 418-427 (2011).</li>
<li>Miller, C., DeWitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+and+humoral+responses+to+major+and+minor+histocompatibility+antigens%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Cellular and humoral responses to major and minor histocompatibility antigens.</a> Transplant Proc. 5, 303-305 (1973).</li>
<li>Tsutsui, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lumen+loss+in+transplant+coronary+artery+disease+is+a+biphasic+process+involving+early+intimal+thickening+and+late+constrictive+remodeling%3A+results+from+a+5-year+serial+intravascular+ultrasound+study%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Lumen loss in transplant coronary artery disease is a biphasic process involving early intimal thickening and late constrictive remodeling: results from a 5-year serial intravascular ultrasound study.</a> Circulation. 104, 653-657 (2001).</li>
<li>Rossum, A., Enns, W., Shi, P., MacEwan, G. E., Choy, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bim+regulates+allogeneic+immune+responses+and+transplant+arteriosclerosis+through+effects+on+T+cell+activation+and+death%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Bim regulates allogeneic immune responses and transplant arteriosclerosis through effects on T cell activation and death.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 1290-1297 (2014).</li>
<li>Ho, M. K., Springer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+distribution%2C+structural+characterization%2C+and+biosynthesis+of+Mac-3%2C+a+macrophage+surface+glycoprotein+exhibiting+molecular+weight+heterogeneity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Tissue distribution, structural characterization, and biosynthesis of Mac-3, a macrophage surface glycoprotein exhibiting molecular weight heterogeneity.</a> J Biol Chem. 258, 636-642 (1983).</li>
<li>Inoue, T., Plieth, D., Venkov, C. D., Xu, C., Neilson, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibodies+against+macrophages+that+overlap+in+specificity+with+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+international%22%5BJournal%5D)">Antibodies against macrophages that overlap in specificity with fibroblasts.</a> Kidney international. 67, 2488-2493 (2005).</li>
<li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunologic+basis+of+transplant-associated+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Immunologic basis of transplant-associated arteriosclerosis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 4051-4056 (1996).</li>
<li>Skaro, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD8%2B+T+cells+mediate+aortic+allograft+vasculopathy+by+direct+killing+and+an+interferon-gamma-dependent+indirect+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">CD8+ T cells mediate aortic allograft vasculopathy by direct killing and an interferon-gamma-dependent indirect pathway.</a> Cardiovasc Res. 65, 283-291 (2005).</li>
<li>Tellides, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-gamma+elicits+arteriosclerosis+in+the+absence+of+leukocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Interferon-gamma elicits arteriosclerosis in the absence of leukocytes.</a> Nature. 403, 207-211 (2000).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-gamma+induces+human+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+intimal+expansion+by+phosphatidylinositol+3-kinase+dependent+mammalian+target+of+rapamycin+raptor+complex+1+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Interferon-gamma induces human vascular smooth muscle cell proliferation and intimal expansion by phosphatidylinositol 3-kinase dependent mammalian target of rapamycin raptor complex 1 activation.</a> Circ Res. 101, 560-569 (2007).</li>
<li>Soulez, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+perlecan+fragment+LG3+is+a+novel+regulator+of+obliterative+remodeling+associated+with+allograft+vascular+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">The perlecan fragment LG3 is a novel regulator of obliterative remodeling associated with allograft vascular rejection.</a> Circ Res. 110, 94-104 (2012).</li>
<li>Choy, J. C., Kerjner, A., Wong, B. W., McManus, B. M., Granville, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforin+mediates+endothelial+cell+death+and+resultant+transplant+vascular+disease+in+cardiac+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Perforin mediates endothelial cell death and resultant transplant vascular disease in cardiac allografts.</a> Am J Pathol. 165, 127-133 (2004).</li>
<li>Choy, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Granzyme+B+induces+endothelial+cell+apoptosis+and+contributes+to+the+development+of+transplant+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Granzyme B induces endothelial cell apoptosis and contributes to the development of transplant vascular disease.</a> Am J Transplant. 5, 494-499 (2005).</li>
<li>Reis, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dramatic+remodeling+of+advanced+atherosclerotic+plaques+of+the+apolipoprotein+E-deficient+mouse+in+a+novel+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Dramatic remodeling of advanced atherosclerotic plaques of the apolipoprotein E-deficient mouse in a novel transplantation model.</a> Journal of vascular surgery. 34, 541-547 (2001).</li>
<li>Potteaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppressed+monocyte+recruitment+drives+macrophage+removal+from+atherosclerotic+plaques+of+Apoe-%2F-+mice+during+disease+regression%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Suppressed monocyte recruitment drives macrophage removal from atherosclerotic plaques of Apoe-/- mice during disease regression.</a> J Clin Invest. 121, 2025-2036 (2011).</li>
</ol>

Nós descrevemos um protocolo para a interposição aórtica miocárdio em ratos que é útil para estudar rejeição vascular imunomediada e TA. Este modelo pode ser usado para investigar as causas de AT, bem como o desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas. Tem sido usado no passado para estabelecer um papel essencial da imunidade adaptativa, respostas de células T citotóxicas, as respostas efectoras de células T CD4 mediada por citoquinas, e danos do enxerto mediada por anticorpos em TA 14,17-21. Artéria tr...

Nos últimos 30 anos, os avanços em drogas imunossupressoras têm diminuído a rejeição do enxerto por rejeição aguda, mas a rejeição crônica permanece um desafio principal. A principal manifestação da rejeição do transplante cardíaca crônica é a arteriosclerose de transplante (TA) 1,2. Esta condição é caracterizada por hiperplasia intimai e disfunção vasomotora das artérias aloenxerto e se desenvolve como um resultado de direccionamento imunológico de células endoteliais e do músculo liso pelo sistema imune receptor. O direcionamento específico da vasculatura do enxerto devido ao reconhecimento do complexo de histocompatibilidade estrangeira peptídeo-major (MHC) é realçada pelo desenvolvimento de TA exclusivamente nas artérias do enxerto, poupando os navios de acolhimento 3. De acordo com isto é a observação de que não ocorre TA experimentalmente quando o receptor é geneticamente idêntico ao doador ou quando o receptor não tem células T e B 4. Lesão vascular mediada imunologicamente e dysfunction faz com que o desenvolvimento de espessamento da íntima e fibrose, assim como a acumulação anormal de lípidos e proteínas da MEC, em TA 5. Espessamento da íntima tende a ser concêntrica ao longo de toda a 4-6 árvore arterial. Perda do enxerto e morte geralmente ocorrem como resultado de isquemia progressiva resultante da oclusão luminal de artérias allograft 4. Em 1991, Mennander et al. 7 pioneira um modelo de interposição aórtica em ratos para modelar TA. Diversos grupos têm subsequentemente adaptado este procedimento para utilização em ratos. Neste modelo, os segmentos da aorta de aloenxerto desenvolver lesões que apresentam características comparáveis ​​às TA observada em transplantes clínicos. Isso inclui espessamento da íntima caracterizada pelo acúmulo de células musculares lisas-like e leucócitos beneficiários 7. Nos últimos 2 décadas este modelo tem sido usado para gerar importantes insights sobre os mecanismos de lesão vascular, rejeição e TA. Pode ser-nosed para analisar as questões relacionadas com as respostas imunes e vasculares durante patologia arterial. A escolha dos impactos antígeno de incompatibilidade a capacidade de abordar adequadamente essas questões. Transplante através das barreiras de MHC completos permite uma avaliação abrangente das respostas imunes que são conhecidos por serem envolvidos na rejeição de transplante de órgãos. Isso inclui o reconhecimento direto de células CD4 e CD8 T e direcionamento da política externa peptídeo-MHC apresentado por células derivadas do enxerto, CD4 indireta (e, possivelmente, CD8) reconhecimento de células T e segmentação de aloantígenos derivados do enxerto apresentados por antigénio destinatário que apresentam células e por anticorpos reconhecimento mediado de aloantigénios na superfície das células vasculares 8. No entanto, a resposta vascular à lesão em experiências de MHC desemparelhado completos pode ser diferente do que a observada clinicamente. Johnson et al., 9 revelaram que, em enxertos transplantados interposição da aorta através de uma barreira completa de MHC incompatibilidade, a maioria deas células são de origem neointimais receptor e não de origem do doador. Isto é diferente do que a observada em transplantes humanos, onde a maioria das células do músculo liso da íntima são de origem do doador 9,10. Para ter em conta esta limitação, modelos experimentais alternativos que envolvem enxerto através menores descasamentos dos antígenos de histocompatibilidade têm sido desenvolvidos que desencadeiam respostas vasculares que mais se assemelham aos observados no transplante clínico 11. Embora estes modelos alternativos permitem conclusões importantes a serem feitas sobre as respostas vasculares que impulsionam o desenvolvimento de TA, os processos imunológicos que causam rejeição vascular em antígeno de histocompatibilidade menor enxertos incompatíveis não completamente re-capitular aquelas que ocorrem no ambiente clínico. Por exemplo, antígenos de histocompatibilidade menores são reconhecidos mal por enxerto anticorpos reativos 12. Dadas as considerações acima, é importante considerar o questi patológicono a ser examinado quando se escolhe o tipo de antigénio incompatibilidade utilizado num modelo interposição aórtica. Aqui nós descrevemos um protocolo detalhado para murino enxertia interposição aórtica. Nós descrevemos enxerto de interposição entre camundongos MHC-incompatíveis completos, mas o mesmo protocolo é usado para enxerto através de outras linhagens de camundongos incompatíveis antígeno.

<table><tbody><tr><td>C57BL / 6J (H-2b)</td> <td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td><td>Cepa # 000664</td><td></td></tr><tr><td>Balb / cBYJ</td><td>Jackson Laboratories, Bar Harbour ME</td><td>Cepa # 001026</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de cloridrato de cetamina USP 100 mg / ml</td><td>Ketalean</td><td>DIN 00612316</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Injeção de xilazina 20 mg / ml</td><td>Rompum</td><td>DIN 02169592</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de Cetoprofeno 100 mg/ml</td><td>Anafen</td><td>DIN 01938126</td><td></td></tr><tr><td>Tartarato de Butorfanol&nbsp; injeção 10 mg / ml</td><td>Torbugesic</td><td>DIN 008450000</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de buprenorfina 0,3 mg / ml</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>BN 5241</td><td></td></tr><tr><td>Solução injetável estéril de cloridrato de atipamezol</td><td>Antisedan</td><td>DIN 02237744</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de heparina sódica, USP, 1.000 unidades / ml</td><td>Distribuição McKesson</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>Lágrimas pomada oftálmica natural</td><td>Estereomicroscópio Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>0,9% Cloreto de Sódio, estéril</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lactato Ringer' s solução, estéril</td><td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% Cloreto de Sódio para Injeção, estéril, 10 ml</td> Almofadas de Preparação de Álcool <td>Baxter Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Loris</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidona</td><td>Iodo Betadine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gluconato de Clorohexidina 4% w/v</td><td>Germi-Stat</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monofilamento de Poliamida Preta</td><td>AROSurgical Instrumentos</td><td>T4A10Q07</td><td></td></tr><tr><td>Sutura, sutura 10-0, 70 mícrons</td><td>Sutura</td><td></td><td></td></tr><tr><td>monofilamentar Corporation Blue 5-0, agulha P3</td><td>Seringa Ethicon</td><td>8698G</td><td></td></tr> 1 <tr><td>ml BD</td><td></td><td>REF 309659</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 10 ml</td><td>BD</td><td>REF 309604</td> seringa de insulina TB de <td></td></tr><tr><td>1cc com 28 G 1/2</td><td>BD</td><td>REF 309309</td><td></td></tr><tr><td>25 G 7/8, agulha hipodérmica</td><td>BD</td><td>REF 305124</td><td></td></tr><tr><td>27 G 1/2, agulha hipodérmica</td><td>BD</td><td>REF 305109</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retractor- 1,5 cm de extensão 4 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>S& T CAF-4 Clipe de aplicação de fórceps, sem trava</td><td>Fine Science Tools</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Supergrip, S & T</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Medical No.5 fórceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer Baby Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Adson fórceps serrilhado</td><td>Fine Science Tools</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-Tubingen microscissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Micro grampos, b-1; 3,5 mm x 1 mm; 7mm de comprimento</td><td>Fine Science Tools</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Graefe-fórceps, 10cm 1x2 dentes</td><td>Fine Science Tools</td><td>11054-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo com trava e mandíbulas de tungstênio</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador de esferas de vidro quente</td><td>Inotech 250</td><td>IS-250 - Steri-250</td><td></td></tr><tr><td>Gazes não tecidas</td><td>Progene</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tipped Aplicadores</td><td>Puritano</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aparador de Barba</td><td>Wahl</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Almofada de Aquecimento</td><td>Sunbeam</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modelo rato de rejeição vascular induzida por aloimune e transplante arteriosclerose

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

A rejeição vascular que leva à arteriosclerose do transplante (AT) é a principal representação da insuficiência crônica do transplante cardíaco. Na AT, o sistema imunológico do receptor causa danos à parede arterial e disfunção das células endoteliais e das células musculares lisas. Isso desencadeia uma resposta de reparo patológico que é caracterizada por espessamento intimal e oclusão luminal. Compreender os mecanismos pelos quais o sistema imunológico causa rejeição da vasculatura e AT pode informar o desenvolvimento de novas maneiras de gerenciar a falha do enxerto. Aqui, descrevemos um modelo de interposição aórtica de camundongo que pode ser usado para estudar os mecanismos patogênicos de rejeição vascular e AT. O modelo envolve o enxerto de um segmento aórtico de um animal doador em um receptor alogênico. A rejeição do segmento arterial envolve reações aloimunes e resulta em alterações arteriais que se assemelham à rejeição vascular. A abordagem técnica básica que descrevemos pode ser usada com diferentes cepas de camundongos e intervenções direcionadas para responder a perguntas específicas relacionadas à rejeição vascular e AT.

Neste modelo, a aorta abdominal de um rato Balb / CYJ é interposta na aorta infra-renal de um C57BL / 6 destinatário. Isto permite uma avaliação abrangente de aloimunes respostas que visam artérias aloenxerto. Lesão vascular mediada imunologicamente neste modelo inicia respostas reparadoras vasculares que culminam em espessamento da íntima, estreitamento luminal e recrutamento de células imunitárias (Figuras 1 e 2). Estes critérios, em seguida, servir como um ler-out para a gravidade da...

Descrevemos um protocolo para enxerto de interposição aórtica em camundongos. O objetivo do protocolo é fornecer um modelo para estudar processos patológicos e estratégias terapêuticas relevantes para reações aloimunes nas artérias e as alterações arteriais resultantes que contribuem para a falha do transplante de órgãos.

Modelo rato de rejeição vascular induzida por Aloimune e Transplante Arteriosclerose

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

O objetivo geral deste procedimento é realizar um enxerto de interposição aórtica completo em camundongos para estudar a rejeição vascular e a arteriosclerose do transplante. Isso é conseguido primeiramente colhendo um segmento da aorta abdominal do camundongo doador. Em seguida, o segmento é enxertado ortotopicamente na aorta infrarrenal de um receptor alogênico geneticamente distinto do doador.No passo final, o segmento vascular transplantado é ressecado e analisado quanto ao desenvolvimento da arteriosclerose do transplante. Por fim, o grau de arteriosclerose do transplante e da rejeição vascular mediada por resposta imune pode ser avaliado por meio da mensuração do espessamento íntimo e do estreitamento luminal, bem como pela análise imunohistoquímica do tecido para detecção do acúmulo de células imunológicas.De modo geral, indivíduos novos neste procedimento precisam de tempo para se familiarizarem com a técnica microcirúrgica, pois é exigido um alto nível de destreza e prática para dominá-la. No entanto, o método deve ser acessível à maioria dos pesquisadores com prática e diligência em pacientes. Assim, demonstraremos o procedimento com a Dra. Winnie End, neurocirurgiã talentosa, e Adam Roso, um estudante de doutorado talentoso do meu laboratório. Comece posicionando o camundongo doador em posição supina sobre uma placa fina e limpa de plexiglass, coberta com um campo estéril, sob o microscópio cirúrgico com ampliação de 30x.Após confirmar anestesia cirúrgica adequada por meio da compressão do dedo do pé, use tesoura estéril para fazer uma única incisão mediana do púbis até o processo ZipID. Em seguida, use um pequeno retrator para abrir as paredes abdominais, expondo a cavidade abdominal. Então, use aplicadores estéreis com ponta de algodão para retrair suavemente os intestinos superiormente para o lado esquerdo do animal.Cubra o tecido com gaze umedecida com solução salina e mova os órgãos reprodutivos inferiormente para localizar a aorta infrarrenal e a veia cava inferior ou VCI. Agora, use pinças cirúrgicas número cinco para separar a aorta da VCI na artéria renal esquerda, próxima à bifurcação. Em seguida, utilize suturas de poliamida monofilamento 10-0 para ligar os pequenos ramos próximos à aorta.Quando a aorta doadora e a VCI tiverem sido separadas, sature o vaso com soro fisiológico, cubra a cavidade exposta com gaze umedecida e coloque o doador de lado em uma área estéril. Agora, posicione o camundongo receptor sob o microscópio e separe a aorta receptora da VCI, conforme acabou de ser demonstrado. Em seguida, coloque dois clipes microvasculares de quatro milímetros, proximal e distal ao segmento de interesse, aproximadamente cinco milímetros um do outro.Em seguida, utilizando microtesouras cirúrgicas para tubos horizontais, faça uma única incisão aórtica horizontal e ressecione não mais do que 0,5 milímetros da aorta abdominal para acomodar o enxerto aórtico doador. Retorne ao microscópio com o doador e seccione um segmento do enxerto de três a quatro milímetros, conforme acabou de ser demonstrado. Em seguida, utilize uma agulha 25×5/8 para lavar a aorta ressecada com solução salina heparinizada.Tendo o cuidado de que a ponta da agulha não entre em contato com o vaso, coloque o vaso em um recipiente com solução salina heparinizada sobre gelo. Dentro de 30 minutos após a excisão, posicione o enxerto aórtico do doador na posição ortotópica no receptor, alinhando a orientação anatômica respectiva do enxerto com a do receptor. Em seguida, segure suavemente a túnica externa do vaso e use a pinça número cinco para afastá-la levemente.Agora, use a pinça para introduzir uma agulha acoplada a um fio de sutura monofilamento de poliamida 10-0 através da espessura total da parede do vaso, a fim de fixar o enxerto aórtico do doador ao vaso ressecado do receptor para a colocação de pontos contínuos. Posicione pontos de fixação às nove horas em ambas as extremidades, superior e inferior, do enxerto. Em seguida, iniciando na extremidade superior do enxerto, realize a anastomose a partir das três horas.Os extremos ressecados com dois pontos contínuos e fixe o fio ao ponto de sustentação. Em seguida, vire o enxerto e continue o ponto contínuo até a parte dorsal do vaso. Encontrando a origem.Ponto de sustentação. Fixe o fio sem aplicar muita pressão sobre o vaso e repita a sutura para a anastomose inferior. Uma vez que a anastomose esteja completa.Solte o grampeador microvascular distal para permitir o fluxo sanguíneo retrógrado através do vaso. Se não for observado sangramento, solte o grampeador proximal. Se não forem observadas obstruções sanguíneas, use um par de pin&ccedil;as para segurar suavemente uma extremidade dos pontos de fixa&ccedil;&atilde;o e desviar levemente o vaso para inspecionar a parede posterior do vaso.Nenhuma ondulação deve ser observada se um padrão de pulso vigoroso for observado em ambos os vasos doador e receptor; use aplicadores com ponta de algodão para retornar os intestinos à cavidade abdominal. Finalmente, use uma pinça para agulha e pinças grof para fechar a parede abdominal com suturas contínuas de polipropileno cinco zero. Feche a camada da pele com o mesmo tipo de sutura, utilizando fechamento subcuticular.A função motora dos membros posteriores pode ser observada para avaliar o sucesso da cirurgia. A quantidade de dano vascular alogrênico mediado pelo sistema imunológico é examinada, quantificando o espessamento íntimo e o estreitamento luminal em segmentos aórticos enxertados no dia 30 pós-transplante.De fato, conforme observado, os segmentos arteriais alogênicos desenvolvem espessamento íntimo significativo e oclusão luminal, enquanto nenhuma alteração é observada nos segmentos arteriais controle de enxerto ISO. Além disso, o recrutamento de leucócitos para a artéria alogênica pode ser avaliado mediante a análise do acúmulo de linfócitos T positivos para CD quatro e CD oito e macrófagos por imunohistoquímica. Conforme esperado, os três tipos de células imunes foram detectados na íntima dos tecidos arteriais doadores após o desenvolvimento.Essa técnica abriu caminho para pesquisadores na área de transporte explorarem a redução vascular mediada por aloimunidade e a esclerose arterial de transplante.

mouse-model-alloimmune-induced-vascular-rejection-transplant

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este vídeo demonstra o modelo de transplante ortotópico aórtica como um modelo simples para estudar o desenvolvimento de vasculopatia do transplante (TVP) em ratos.

Transplante ortotópico de aorta: um modelo de rato para estudar o desenvolvimento de vasculopatia crônica

Descrevemos uma técnica em que uma secção da aorta abdominal de um rato é transplantado ortotopicamente para um pouco abaixo das artérias renais de um receptor alogénico ou singeneicos. Esta técnica pode ser útil em estudos em que o transplante de grandes artérias de tamanho uniforme é considerada vantajosa.

Transplante ortotópico de aorta em camundongos para o Estudo da Doença Vascular

Este vídeo demonstra um método para gerar um modelo de interposição aórtica de camundongo para estudar a rejeição vascular induzida por aloimunidade. Depois de colocar um camundongo doador anestesiado em decúbito dorsal, a aorta abdominal infrarrenal (AIA) é cuidadosamente isolada das estruturas circundantes. Os vasos ramificados são ligados e ambas as extremidades do AIA são pinçadas para evitar o fluxo sanguíneo antes da ressecção. Posteriormente, o IAA do doador é implantado em um camundongo...

Um modelo de interposição aórtica de camundongo para estudar a rejeição vascular induzida por aloimunidade

Descrevemos os protocolos para nossos arteriosclerois enxerto do mouse (GA) modelos que envolvem a interposição de um segmento de vaso do mouse em um receptor da mesma linhagem consanguínea. Por recruzá alterações genéticas adicionais no recipiente dador, o modelo pode determinar o efeito de genes específicos em GA.

Os modelos de mouse para Arteriosclerose Graft

Aqui, apresentamos um protocolo para estudar a imunologia da rejeição. O modelo cirúrgico apresentado relata um curto tempo operatório e uma técnica concisa. Dependendo da combinação de cepas doador-receptor, o rim transplantado pode desenvolver rejeição celular aguda ou dano crônico ao aloenxerto, definido por fibrose intersticial e atrofia tubular.

Rato Transplante Renal: Modelos de rejeição de enxertos

Para estudar o alotransplante combinado de órgãos sólidos e compostos vascularizados, descrevemos um novo modelo heterotópico de transplante de parede torácica, timo e coração em camundongos usando uma técnica de manguito cervical sem sutura.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

Este novo modelo de transplante de membro posterior ortotópico em ratos, aplicando uma técnica manguito não sutura para a anastomose super-microvascular, fornece uma ferramenta poderosa para in vivo pesquisa imunológica mecanicista relacionadas com alotransplante composta vascularizado (VCA).

Ortotópico Hind Limb Transplantation no mouse

Aqui, apresentamos um protocolo de transplante heterotópico da aorta em camundongos usando a técnica de manguito não sutura em um modelo de urina cervical. Este modelo pode ser usado para estudar a patologia subjacente da vasculopatia aloenxerto crônica (CAV) e pode ajudar a avaliar novos agentes terapêuticos, a fim de evitar a sua formação.

Murine Modelo de Transplante de Aorta Cervical usando uma técnica de manguito não sutura modificada

Este estudo estabelece dois modelos padronizados de xenotransplante murino para replicar especificamente a rejeição celular aguda e a rejeição aguda mediada por anticorpos. Esses modelos servem como uma plataforma confiável para investigar mecanismos de rejeição imune de xenoenxertos, avaliar estratégias imunossupressoras e avançar na pesquisa pré-clínica em xenotransplante.

Um modelo murino padronizado com um fluxo de trabalho de três pessoas para estudar rejeição celular aguda e mediada por anticorpos em xenotransplante

O rato modelo estase completa de veia cava inferior trombose produz quantidades mensuráveis ​​de tecido veia parede e trombo. Ele tem se mostrado útil para avaliar as interações entre a parede da veia eo trombo oclusivo e na avaliação da progressão de aguda a inflamação crônica.

Modelo do mouse completa de Stasis Inferior Trombose da veia cava

Aprenda o enxerto de interposição aórtica em camundongos para estudar rejeição vascular e arteriosclerose de transplante. Este método permite analisar o espessamento intimal e o estreitamento luminal em enxertos.

Modelo rato de rejeição vascular induzida por Aloimune e Transplante Arteriosclerose

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