Name: Visual Gravação Potencial Evocado em um modelo de rato de Experimental Nervo Óptico desmielinização (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Aprenda a gravar potencial evocado visual em ratos para monitorar desmielinização focal do nervo óptico usando microinjeção de lisolecitina. Este método permite avaliação longitudinal funcional e correlação com danos histológicos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este estudo foi apoiado pelo Instituto de Pesquisa Oftalmológica da Austrália (ORIA). Agradecemos Prof. Algis Vingrys e Dr. estrondo Bui, da Universidade de Melbourne, inicialmente para ajudar-nos a desenvolver a técnica de gravação VEP.

Declaração de Ética: Todos os procedimentos envolvendo animais foram conduzidos de acordo com o Código de Prática australiano para o Cuidado e Utilização de animais para fins científicos e as diretrizes da Declaração ARVO para o Uso de Animais em Oftalmologia e Vision Research, e foram aprovadas pelo Comitê de Ética Animal da Universidade Macquarie. 1. VEP Eletrodo Implantação <ol><li> Anestesiar o animal com uma injecção intraperitoneal de cetamina (75 mg / kg) e medetomidina (0,5 mg / kg). Nota: Após a indução da anestesia, observar os reflexos de retirada (teste beliscão, reflexos da córnea e da pálpebra, etc.) e sua ausência como uma indicação para começar a cirurgia. Continuamente monitorar animais durante toda a cirurgia e administrar anestésico adicional (10% da dose inicial por cetamina top-up), se os reflexos estão presentes. Ratos adultos (&gt; 12 semanas) são utilizados nas experiências. </li><li> Raspar a pele da área cirúrgica.Colocar o animal numa almofada de aquecimento (37 ° C) para manter a temperatura do corpo durante a cirurgia. Prepare a pele através da aplicação tópica de povidona-iodo. Aplicar drapeados cirúrgico. Aplicar pomada oftálmica tópica para prevenir o ressecamento da córnea sob anestesia geral. Manter assepsia utilizando instrumentos esterilizados. </li><li> Faça uma incisão cutânea longitudinal na linha média da pele cabeça. Limpar o tecido conjuntivo para conseguir uma boa exposição do crânio. </li><li> Cuidadosamente, perfurar pequenos buracos burr manualmente usando uma broca de micro mão em 7 mm para trás do bregma e 3 mm lateral à linha média. </li><li> Eléctrodos de parafuso do implante através do crânio para o córtex (zona 17), que penetram no córtex a uma profundidade de aproximadamente 0,5 mm. Implantar um eletrodo parafuso de referência na linha média 3 mm rostral do bregma. Aplique o cimento dental para envolver e fixar os parafusos (nem sempre necessário). </li><li> Suturar a pele da cabeça, administrar pomada antibiótica na pele e permitir que o animal recover da anestesia em uma almofada de aquecimento. Nota: Em alternativa, os eléctrodos podem ser deixada exposta, de forma que a pele não precisa ser reaberto em cada gravação. Imediatamente após a cessação da cirurgia, mas antes da recuperação da anestesia, administrar uma droga não-esteróide anti-inflamatório (NSAID) (se não for administrado no período pré-operatório), ou um analgésico opióide. Monitorar os animais constantemente até a recuperação completa de anestésico e totalmente ambulatorial. </li><li> Permitir que pelo menos uma semana para os animais para se recuperar da cirurgia antes da gravação VEP. </li></ol> 2. Optic Nerve Injeção <ol><li> Anestesiar o animal, preparar a pele e aplicar drapejar como acima (1.1 e 1.2). </li><li> Adicione um, de 1 a 1,5 cm de incisão na pele acima da órbita de um olho seleccionada aleatoriamente. Abra o tecido subcutâneo para alcançar a cavidade orbital usando íris tesoura fina. Abra a conjuntiva e anterior da cápsula de Tenon sob o microscópio de operação. </li><li> Retrair o extraocularmúsculos e as glândulas lacrimais intraobital para expor aproximadamente 3 mm de comprimento do nervo óptico. Abra as camadas da dura e matéria aracnóide ao redor do nervo óptico longitudinalmente usando uma lâmina oftalmológica. </li><li> Inserir a pipeta de vidro para o nervo óptico a uma distância de 2 mm posterior ao globo. A micropipeta de vidro é ligada a uma seringa Hamilton. </li><li> Injectar 1% lisolecitina (0,4-1,0 mL, com 0,02% de azul de Evan, que não tem efeitos sobre a mielinização) lentamente no nervo aproximadamente ao longo de um período de 30 seg. </li><li> Suturar a incisão na pele. Aplicar pomada antibiótica para prevenir a infecção. Olhos do companheiro pode ser servido como controles internos para gravações de eletrofisiologia. </li><li> Colocar os animais numa almofada de aquecimento para recuperar da anestesia. </li></ol> 3. VEP Recording <ol><li> Anestesiar o animal e preparar a pele como 1.1 e 1.2. Nota: Baixa dose de anestésico pode ser utilizado para reco electrofisiológicording (cetamina 40 mg / kg de medetomidina e 0,25 mg / kg). </li><li> Coloque o rato em um quarto escuro e deixe-a adaptar-se à escuridão por 5-30 min. Em alguns casos os ratos podem respectivamente ser escuro O adaptados / N para scotopic ou luz adequada para gravações photopic VEP 8. </li><li> Manter a temperatura do corpo a 37 ± 0,5 ° C, segundo o sistema de cobertor Homeotérmica com uma sonda do termómetro rectal. </li><li> Dilatar as pupilas com 1,0% tropicamide colírio. Abra a pele sobre o crânio para aceder ao pré-colocada em eléctrodos de parafuso situ. </li><li> Ligar o parafuso ao longo do córtex visual do olho contralateral estimulada e o parafuso de referência para o amplificador. Insira um eletrodo de agulha na cauda como o chão. Medir e manter a impedância do eléctrodo inferior a 5 kW. </li><li> Coloque um estimulador mini-Ganzfeld diretamente sobre a pele ao redor das pálpebras para fornecer isolamento superior de olho 7. A iluminação do estimulador necessita de ser calibrado de antemãopor um fotómetro. </li><li> Entregar fotostimulação através de flashes de luz 100 vezes a uma frequência de 1 Hz, com configurações de filtro passa-banda de baixa e alta de 1 e 100 Hz, respectivamente. A taxa de amostragem de sinal é a 5 kHz. Nota: devem ser sujeitos a amostragem Sinais de, pelo menos, a cerca de 250-300 Hz para assegurar que mais que duas amostras são recolhidas durante cada ciclo. </li><li> Suturar a pele para trás e manter os animais em uma almofada de aquecimento para se recuperar da anestesia. A gravação pode ser repetidamente gravado em animais individuais para monitorar as alterações funcionais ao longo de um período de tempo. </li><li> No ponto final, administrar uma injecção sobredosagem de pentobarbitona de sódio (100 mg / kg, ip) de sacrificar o animal. Confirme a eutanásia por parada cardíaca, parada respiratória e diminuição da temperatura corporal. </li></ol> 4. Preparação de tecidos e Histologia <ol><li> Remova os nervos ópticos de animais sacrificados sob o microscópio e fixar o tecido em paraformaldeído 1% O / N. </li> &lt;li&gt; Lavar cuidadosamente o tecido com solução salina. Tratar o tecido em um processador de tecido automático e incorporar em parafina. Seções de corte (5-10 um) usando um micrótomo rotativo. Nota: Para o estudo imuno-histoquímica, fixar o tecido em paraformaldeído a 1%, lavou-se com solução salina e incubar com 30% de sacarose S / N. Tecido incorporar em outubro incorporação médio e fazer criosecções usando um criostato. </li><li> Incubar seções em 0,1% rápida solução de azul, como Luxol (em 95% de etanol) O / N a 56 ° C. Diferenciar as secções em 0,05% de carbonato de lítio durante 30 seg e em seguida etanol a 70% durante mais 30 seg. Finalmente, contracoloração em solução violeta de cresilo a 0,1% durante 30 s antes de montar as secções. Utilizar a coloração com azul rápido para identificar mielina no nervo óptico 5. </li></ol>

<ol><li>Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Optic neuritis.</a> N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).</li>
<li>Lassmann, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLassmann%2C+H+%22Multiple+sclerosis+as+a+neuronal+disease%22">Multiple sclerosis as a neuronal disease</a>. Waxman, S. G. , Elsevier. 153-164 (2005).</li>
<li>Fahle, M., Bach, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFahle%2C+M+%22Principles+and+practice+of+clinical+electrophysiology+of+vision%22">Principles and practice of clinical electrophysiology of vision</a>. Heckenlively, J., Arden, G. , MIT Press. 207-234 (2006).</li>
<li>Halliday, A. M., McDonald, W. I., Mushin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+visual+evoked+response+in+optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Delayed visual evoked response in optic neuritis.</a> Lancet. 1, 982-985 (1972).</li>
<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Latency+delay+of+visual+evoked+potential+is+a+real+measurement+of+demyelination+in+a+rat+model+of+optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Latency delay of visual evoked potential is a real measurement of demyelination in a rat model of optic neuritis.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (9), 6911-6918 (2011).</li>
<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Gupta, V. K., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+loss+in+a+rat+model+of+optic+neuritis+is+closely+correlated+with+visual+evoked+potential+amplitudes+using+electroencephalogram+based+scaling%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Axonal loss in a rat model of optic neuritis is closely correlated with visual evoked potential amplitudes using electroencephalogram based scaling.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 3662(2012).</li>
<li>You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats%3A+electrodes%2C+stimulus+source+and+peak+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Doc Ophthalmol. 123 (2), 109-119 (2011).</li>
<li>Heiduschka, P., Schraermeyer, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+visual+function+in+pigmented+and+albino+rats+by+electroretinography+and+visual+evoked+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch+Clin+Exp+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Comparison of visual function in pigmented and albino rats by electroretinography and visual evoked potentials.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (11), 1559-1573 (2008).</li>
<li>You, Y., Thie, J., Klistorner, A., Gupta, V. K., Graham, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normalization+of+visual+evoked+potentials+using+underlying+electroencephalogram+levels+improves+amplitude+reproducibility+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Normalization of visual evoked potentials using underlying electroencephalogram levels improves amplitude reproducibility in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53 (3), 1473-1478 (2012).</li>
<li>Levkovitch-Verbin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+optic+nerve+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Eye+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Animal models of optic nerve diseases.</a> Eye (Lond). 18 (11), 1066-1074 (2004).</li>
<li>Henry, K. R., Rhoades, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+of+albinism+and+drugs+to+the+visual+evoked+potential+of+the+mouse%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+Psychol%22%5BJournal%5D)">Relation of albinism and drugs to the visual evoked potential of the mouse).</a> J Comp Physiol Psychol. 92 (2), 271-279 (1978).</li>
<li>Murrell, J. C., Waters, D., Johnson, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+effects+of+halothane%2C+isoflurane%2C+sevoflurane+and+desflurane+on+the+electroencephalogram+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Comparative effects of halothane, isoflurane, sevoflurane and desflurane on the electroencephalogram of the rat.</a> Lab Anim. 42 (2), 161-170 (2008).</li>
<li>Makela, K., Hartikainen, K., Rorarius, M., Jantti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+F-VEP+during+isoflurane-induced+EEG+suppression%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Suppression of F-VEP during isoflurane-induced EEG suppression.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 100 (3), 269-272 (1996).</li>
<li>Boyes, W. K., Padilla, S., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature-dependent+and+independent+actions+of+chlordimeform+on+visual+evoked+potentials+and+axonal+transport+in+optic+system+of+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Body temperature-dependent and independent actions of chlordimeform on visual evoked potentials and axonal transport in optic system of rat.</a> Neuropharmacology. 24 (8), 743-749 (1985).</li>
<li>Hetzler, B. E., Boyes, W. K., Creason, J. P., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-dependent+changes+in+visual+evoked+potentials+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Temperature-dependent changes in visual evoked potentials of rats.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 70 (2), 137-154 (1988).</li>
<li>Mitchell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+lysolecithin+on+non-myelinated+axons+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">The effects of lysolecithin on non-myelinated axons in vitro.</a> Acta Neuropathol. 58 (4), 243-248 (1982).</li>
<li>Meyer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+neuronal+apoptosis+in+a+rat+model+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acute neuronal apoptosis in a rat model of multiple sclerosis.</a> J Neurosci. 21 (16), 6214-6220 (2001).</li>
<li>Lachapelle, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+remyelination+in+the+nonhuman+primate+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Pathol%22%5BJournal%5D)">Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve.</a> Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).</li>
</ol>

Nenhum dos autores tem interesses conflitantes ou conflitantes.

O nervo óptico é muito suscetível a danos mecânicos. A lesão por esmagamento do nervo óptico durante 1 s pode levar a cerca de 75% de perda de RGC em um período de 2 semanas10. Portanto, é necessário extremo cuidado durante a realização dos procedimentos cirúrgicos. De acordo com a experiência dos autores, é muito melhor adaptar uma abordagem de dissecção romba para expor e abrir caminho através dos tecidos ao redor do nervo óptico ao longo da orientação do nervo, em vez de penetrar em uma orientação perpendic...

A neurite óptica é uma das formas mais comuns de neuropatia óptica, causando perda total ou parcial da visão1. Histologicamente, caracteriza-se por desmielinização inflamatória, perda axonal das células ganglionares da retina e graus variados de remielinização no nervo óptico2. A neurite óptica geralmente é o início manifesto da esclerose múltipla. O potencial evocado visual (PEV) é uma ferramenta não invasiva para investigar a função do sistema visual. Reflete a função pós-retiniana da retina para o córtex visual primário e é afetada em muitas condições de doença do nervo óptico3. O VEP tem sido predominantemente utilizado em pacientes com neurite óptica para avaliar a integridade da via visual4. 
A latência do VEP, que reflete a velocidade de condução do sinal ao longo da via visual, é considerada uma medida precisa do nível de alterações associadas à mielina no nervoóptico5; enquanto a amplitude do VEP é Essa hipótese foi bastante bem estabelecida usando o modelo de rato de desmielinização do nervo óptico induzida por lisolecitina5. 
Aqui, explicamos um protocolo abrangente de técnica de microinjeção de nervo óptico em roedores, que pode minimizar os danos relacionados à manipulação cirúrgica ao nervo per se, bem como aos tecidos adjacentes, como músculos extraoculares e vasos sanguíneos. Além disso, a cirurgia de implante de eletrodo de crânio foi descrita para registro de VEP em animais7. As gravações de VEP podem ser realizadas repetidamente em animais durante um período de tempo para avaliar as alterações relacionadas à desmielinização/remielinização, bem como o impacto na integridade axonal do nervo óptico.

<table><tbody><tr><td>Cetamina 100 mg/ml (Ketamil)</td><td>Troy Laboratories</td><td>AC 116</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidina 1 mg/ml (Domitor)</td><td>Pfizer</td><td>sc-204073</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamida 1.0% (Mydriacyl)</td><td>Alcon</td><td>sc-202371</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de manta homeotérmica</td><td>Aparelho Harvard NC9203819</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medidor de impedância&nbsp;</td><td>Eletrodos</td><td>de parafuso Grass F-EZM5</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Micro Fixadores</td><td>M1.0&times; Eletrodos de agulha subdérmica de 3mm Csk Slot M/T 304 S/S</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Reparo</td> Rápido de Grama <td>F-E3M-72</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>DeguDent GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diodo emissor de luz&nbsp;</td><td>Nichia</td><td>NSPG300A</td><td></td></tr><tr><td>Bioamplificador</td><td>CWE, Inc.</td><td>BMA-400</td><td></td></tr><tr><td>Sistema CED</td><td>Cambridge Electronic Design, Ltd.</td><td>Seringa Power1401</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton&nbsp;</td><td>Hamilton</td><td>87930</td><td></td></tr><tr><td>Lisolecitina</td><td>Sigma</td><td>L4129</td><td></td></tr><tr><td>Evan' s azul&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr></tbody></table>

visual gravação potencial evocado em um modelo de rato de experimental nervo Óptico desmielinização

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

O registro do potencial evocado visual (PEV) é amplamente utilizado na prática clínica para avaliar a gravidade da neurite óptica em sua fase aguda e para monitorar o curso da doença no período de acompanhamento. Alterações nos parâmetros do VEP estão intimamente correlacionadas com danos patológicos no nervo óptico. Este protocolo fornece uma descrição detalhada sobre o modelo de microinjeção de nervo óptico em roedores, no qual uma lesão parcial de desmielinização é produzida no nervo óptico. Técnicas de gravação VEP também são discutidas. Usando eletrodos implantados no crânio, somos capazes de adquirir traços reprodutíveis de VEP intra-sessão e entre sessões. Os VEPs podem ser registrados em animais individuais durante um período de tempo para avaliar as alterações funcionais no nervo óptico longitudinalmente. O modelo de desmielinização do nervo óptico, em conjunto com o protocolo de registro do VEP, fornece uma ferramenta para investigar os processos patológicos associados à desmielinização e remielinização, e pode potencialmente ser empregado para avaliar os efeitos de novos medicamentos remielinizantes ou terapias neuroprotetoras.

Vestígios VEP intra-sessões reprodutíveis são mostrados na Figura 1 e um atraso significativo na latência N1 pode ser visto depois da injecção do nervo óptico. Lesões do nervo óptico parciais de desmielinização pode ser observado em secções histológicas utilizando coloração com azul rápido Luxol 5. A Figura 2 mostra uma secção representativa com uma pequena lesão demyelinated focal no centro do nervo óptico. Note-se que a secção transversal não representa volume total da lesã...

A desmielinização focal é induzida no nervo óptico usando microinjeção de lisolecitina. Os potenciais evocados visuais são registrados por meio de eletrodos cranianos implantados sobre o córtex visual para examinar a condução do sinal ao longo da via visual in vivo. Este protocolo detalha os procedimentos cirúrgicos subjacentes ao implante do eletrodo e à microinjeção do nervo óptico.

Visual Gravação Potencial Evocado em um modelo de rato de Experimental Nervo Óptico desmielinização

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

O objetivo geral do experimento a seguir é monitorar a desmielinização do nervo óptico in vivo. Isso é alcançado primeiramente implantando microeletrodos sobre o córtex visual. Em um segundo passo, lisina é microinjetada no nervo óptico, o que induz uma lesão focal de desmielinização.Em seguida, podem ser realizados registros de potenciais evocados visuais. Por fim, a análise de regressão mostra uma forte correlação linear entre o atraso na latência do potencial evocado visual e o volume. Este vídeo demonstrará nossa técnica para registrar potenciais evocados visuais de ratos.Utilizando eletrodos implantados no crânio, demonstraremos também uma técnica de desmielinização focal do nervo óptico por meio de uma técnica de microinjeção. Todos os experimentos são realizados em nosso laboratório na Faculdade de Medicina da Universidade Macquarie. A técnica será demonstrada por Nitin Chichi, nosso aluno de doutorado. Para começar, anestesie uma rata adulta com mais de 12 semanas por injeção intraperitoneal de cetamina e xilazina antes de iniciar a cirurgia.Verifique a ausência de reflexos de retirada. Esteja preparado para administrar doses de 10% de cetamina conforme necessário para lidar com quaisquer reflexos que possam retornar ao animal durante a cirurgia. Em seguida, raspe a pele na área cirúrgica e coloque o animal sobre uma placa aquecida para concluir os preparativos.Esfregue a pele com iodopovidona, cubra o animal com campo cirúrgico e aplique pomada oftálmica. Além disso, certifique-se de manter a assepsia utilizando instrumentos estéreis. Para iniciar a cirurgia, faça uma incisão longitudinal na pele ao longo da linha média da cabeça.Em seguida, remova o tecido conjuntivo para obter boa exposição do crânio. A seguir, utilizando uma microfresa manual, faça cuidadosamente pequenos orifícios, sete milímetros atrás do bgma e três milímetros laterais à linha média. Implante eletrodos em forma de parafuso através do crânio e cerca de 0,5 milímetros dentro da córtex.Em seguida, implante um eletrodo de parafuso de referência na linha média, três milímetros à frente do bgma conforme necessário. Aplique cimento dental para revestir e fixar os eletrodos de parafuso. Por fim, feche a pele com pontos.Os eletrodos podem permanecer expostos para que a pele não precise ser reaberta para cada registro. Agora, administre rapidamente um medicamento anti-inflamatório não esteroide ou AINE, ou um analgésico opioide antes que o animal recupere da anestesia. Para finalizar, trate a pele com uma pomada antibiótica.Coloque o animal em uma gaiola de recuperação com uma almofada térmica e monitore-o constantemente até que esteja totalmente ambulatório. Em seguida, permita que se recupere por pelo menos uma semana. Antes de realizar os registros de PVE, prepare o animal para cirurgia conforme descrito anteriormente, e faça uma incisão na pele de um a 1,5 centímetro acima da órbita do olho, com tesoura fina de íris.Abra o tecido subcutâneo e acesse a cavidade orbitária. Em seguida, sob um estereoscópio, abra a cápsula da conjuntiva e dos tendões anteriores. Depois, retrai os músculos extraoculares e as glândulas lacrimais intraorbitárias.Para expor cerca de três milímetros do nervo óptico ao redor do nervo óptico, use uma lâmina oftálmica para abrir longitudinalmente as camadas da dura-máter e da aracnóide. Em seguida, insira uma micropipeta de vidro conectada a uma seringa Hamilton no nervo, dois milímetros posterior ao globo. Durante 30 segundos, injete um bolo de lyin com corante para concluir o procedimento.Feche cirurgicamente a incisão na pele. Aplique pomada antibiótica para prevenir infecção. Transfira o animal para uma placa aquecida e monitore-o até que se recupere.Após anestesiar o animal e preparar a pele como antes, transfira-o para um ambiente escuro. Mantenha a temperatura corporal dentro de meio grau de 37 graus Celsius, utilizando um sistema de manta homeotérmica e uma sonda de temperatura, enquanto monitora no escuro. Adapte o animal por cinco a 30 minutos.Após meia hora, dilate as pupilas com colírios de tropicamida a 1%. Em seguida, utilizando tesoura e pinça, abra a pele sobre o crânio e acesse os eletrodos de parafuso NC dois previamente colocados.Conecte os parafusos ao medidor de impedância. Em seguida, meça e mantenha a impedância do eletrodo abaixo de cinco kilo ohms. Agora, conecte o parafuso sobre o córtex visual contralateral ao olho estimulado.Em seguida, insira um eletrodo de agulha na cauda para aterrar. Agora, coloque um estimulador mini ganzfeld calibrado sobre a pele ao redor das pálpebras para melhorar o isolamento ocular. Então, aplique a estimulação fotônica usando 100 flashes a um hertz com filtro passa-baixa em um hertz e o passa-faixa alto.Filtre em 100 hertz. Após a conclusão, feche a pele com sutura e mantenha o animal sobre uma plataforma de aquecimento para se recuperar da anestesia. Gravações repetidas, variando de algumas por semana a uma a cada poucas semanas, são viáveis.Na intercessão, os traços de PVE mostram um atraso significativo na latência de N um. Após a injeção no nervo óptico, os registros foram realizados diariamente para demonstrar a reprodutibilidade. Lesões parciais do nervo óptico de desmielinização puderam ser observadas em cortes de tecido corados com azul rápido de luxol.Após medir o volume da lesão, tornou-se evidente a correlação entre o atraso de latência e o tamanho da lesão. Esta técnica pode ser utilizada para induzir lesões no nervo óptico e correlacionar essas lesões com alterações na VP, podendo ser usada como um modelo de desmielinização focal. Como o tamanho da lesão induzida é bastante variável, é importante correlacionar as alterações histologicamente.

visual-evoked-potential-recording-rat-model-experimental-optic-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Células ganglionares da retina transmitir informações visuais do olho para o cérebro com seqüências de potenciais de ação. Aqui, demonstramos como gravar os potenciais de ação das células ganglionares...

Única unidade de In vivo Gravações do quiasma óptico de rato

Este vídeo demonstra a preparação de um modelo de rato para estudar a saúde da retina e a integridade das vias visuais. O potencial evocado visual e a referência de eletrorretinografia e os eletrodos ativos são conectados ao rato, seguidos pelo alinhamento da plataforma com o rato na frente da tigela de Ganzfeld para iluminação retiniana uniforme e fechamento da gaiola de Faraday para evitar interferência externa.

Preparando um modelo de rato para avaliar a integridade da via visual usando uma configuração de eletrofisiologia

Este vídeo demonstra o processo de medição de potenciais evocados visuais ou VEPs em um rato anestesiado e adaptado ao escuro com eletrodos cranianos pré-implantados, que registram os sinais elétricos do córtex visual do cérebro em resposta a estímulos luminosos.

Registro de potenciais evocados visuais através dos eletrodos do crânio em um modelo de rato

Este vídeo demonstra como registrar o eletrorretinograma (ERG) e o potencial evocado visual (VEP) em um rato consciente. O rato, com eletrodos implantados cirurgicamente, é primeiro adaptado ao escuro. Após a aplicação de gotas dilatadoras, o animal é colocado em uma contenção e posicionado em uma tigela Ganzfeld. Os sinais ERG e VEP são então registrados.

Registro do Eletrorretinograma e do Potencial Evocado Visual em um Rato

Este vídeo demonstra o procedimento de acesso cirúrgico ao nervo óptico em um animal anestesiado e entrega precisa de lisolecitina para induzir a desmielinização focal, criando condições neuropatológicas para estudos posteriores.

Induzindo desmielinização local no nervo óptico usando lisolecitina

Este protocolo descreve a medição simultânea do eletrorretinograma e dos potenciais evocados visuais em ratos anestesiados.

Gravação simultânea de Eletrorretinografia e potenciais evocados visuais em ratos anestesiados

Mostramos procedimentos de implantação e de gravação cirúrgicos para medir sinais eletrofisiológicos visuais do olho (eletrorretinograma) eo cérebro (potencial evocado visual) em ratos conscientes, que é mais análogo à condição humana, onde as gravações são realizadas sem confunde anestesia.

Implantação e Gravação do Wireless Eletrorretinograma e Visual Potencial Evocado em ratos conscientes

Nós projetamos um sensor de 16 canais de EEG de tipo seco que é não-invasivo, deformável e re-utilizáveis. Este paper descreve todo o processo de fabricação, o eletrodo de EEG proposto para processamento de potencial evocado visual (VEP) sinal sinaliza medido em um couro cabeludo de rato usando um sensor de EEG invasivo de multi-canal seco.

Gravações de potenciais evocadas visuais em ratos usando um não-invasivo seco multi-canal do couro cabeludo Sensor de EEG

Aqui demostramos vários testes in vivo (flash visual evocado potencial, eletroretinograma padrão e tomografia de coerência óptica) em cabra e macaque rhesus para entender a estrutura e função do nervo óptico e seus neurônios.

In vivo Métodos para avaliar a função e estrutura do gânglio de gânglios da retina e da estrutura em animais grandes

Este artigo apresenta instruções detalhadas para realizar o esmagamento do nervo óptico em um modelo de coelho usando técnicas cirúrgicas oftálmicas padrão.

Uma abordagem cirúrgica para esmagamento do nervo óptico em um modelo de coelho

Aprenda a gravar potencial evocado visual em ratos para monitorar desmielinização focal do nervo óptico usando microinjeção de lisolecitina. Este método permite avaliação longitudinal funcional e correlação com danos histológicos.

Visual Gravação Potencial Evocado em um modelo de rato de Experimental Nervo Óptico desmielinização

Explorar mais vídeos