Visual Gravação Potencial Evocado em um modelo de rato de Experimental Nervo Óptico desmielinização

O objetivo geral do experimento a seguir é monitorar a desmielinização no nervo óptico in vivo. Isso é conseguido implantando primeiro microeletrodos sobre o córtex visual. Como segundo passo, a lina é microinjetada no nervo óptico, o que induz uma lesão focal de desmielinização.

Em seguida, podem ser feitas gravações potenciais evocadas visualmente. Em última análise, a análise de regressão mostra uma forte correlação linear entre o atraso de latência do potencial evocado visual e o volume. Este vídeo demonstrará nossa técnica para registrar potenciais evocados visuais de ratos.

Usando eletrodos de crânio implantados, também demonstraremos uma técnica de desmielinização focal do nervo óptico usando uma técnica de microinjeção. Todos os experimentos são conduzidos aqui em nosso laboratório na Faculdade de Medicina da Universidade Macquarie. A técnica será demonstrada por Nitin Chichi, nosso aluno de doutorado Para começar a anestesiar um rato adulto com mais de 12 semanas com uma injeção intraperitoneal de cetamina e meina antes de iniciar a cirurgia.

Verifique a ausência de reflexos de abstinência. Esteja preparado para administrar doses de 10% de cetamina conforme necessário para lidar com quaisquer reflexos que devam retornar ao animal durante a cirurgia. Em seguida, raspe a pele no local da cirurgia e coloque o animal em uma almofada térmica para completar os preparativos.

Esfregue a pele com iodo de povidona, cubra o animal e aplique pomada oftálmica. Além disso, certifique-se de manter a assepsia usando instrumentos estéreis. Para iniciar a cirurgia, faça uma incisão longitudinal na pele na linha média da cabeça.

Em seguida, limpe o tecido conjuntivo para obter uma boa exposição do crânio. Em seguida, usando uma micro furadeira manual, coloque cuidadosamente pequenos orifícios, sete milímetros atrás do bgma e três milímetros laterais à linha média nos orifícios. Implante eletrodos de parafuso através do crânio e cerca de 0,5 milímetros no córtex.

Em seguida, implante um eletrodo de parafuso de referência na linha média, três milímetros rostral ao BGMA, conforme necessário. Aplique cimento dentário para envolver e fixar os eletrodos de parafuso. Por fim, suturar a pele fechada.

Os eletrodos podem ser deixados expostos para que a pele não precise ser reaberta para cada gravação. Agora, administre rapidamente um anti-inflamatório não esteróide ou AINE, ou um analgésico opioide antes que o animal se recupere da anestesia. Para finalizar, trate a pele com uma pomada antibiótica.

Coloque o animal em uma gaiola de recuperação com uma almofada de aquecimento e monitore-o constantemente até que esteja totalmente deambulatório. Em seguida, deixe-o se recuperar por pelo menos uma semana. Antes de fazer as gravações do VEP, prepare o animal para a cirurgia conforme descrito anteriormente e faça uma incisão na pele de um a 1,5 centímetro acima da órbita do olho, com uma tesoura de íris fina.

Abra o tecido subcutâneo e acesse a cavidade orbital. Em seguida, sob um estereoscópio, abra a cápsula da conjuntiva e dos tendões anteriores. Em seguida, retraia os músculos extraoculares e as glândulas lacrimais intraorbitais.

Para expor cerca de três milímetros do nervo óptico ao redor do nervo óptico, use uma lâmina oftálmica para abrir as camadas de dura-máter e matéria aracnóide longitudinalmente. Em seguida, insira uma micropipeta de vidro conectada a uma seringa Hamilton no nervo, dois milímetros posterior ao globo. Ao longo de 30 segundos, injete um bolus de lyin com corante para concluir o procedimento.

Suturar a incisão na pele. Aplique pomada antibiótica para prevenir infecções. Mova o animal para uma almofada de aquecimento e monitore-o até que ele se recupere.

Depois de anestesiar o animal e preparar a pele como antes, transfira-o para uma sala escura. Mantenha sua temperatura corporal dentro de meio grau de 37 graus Celsius, usando um sistema de cobertor homeotemático e uma sonda de temperatura enquanto é monitorado no escuro. Adapte o animal por cinco a 30 minutos.

Após meia hora, dilate as pupilas com colírios IDE 1%trópicos. Em seguida, usando tesoura e fórceps. Abra a pele sobre o crânio e acesse os eletrodos de dois parafusos NC pré-colocados.

Conecte os parafusos ao medidor de impedância. Em seguida, meça e mantenha a impedância do eletrodo abaixo de cinco quilo ohms. Agora conecte o parafuso sobre o córtex visual contralateral do olho estimulado.

Em seguida, insira um eletrodo de agulha na cauda para emergir o solo. Agora coloque um mini estimulador ganzfeld calibrado na pele ao redor das pálpebras para melhorar o isolamento ocular. Em seguida, aplique estimulação fótica usando 100 flashes a um hertz com filtro passa-baixo a um hertz e passagem de banda alta.

Filtre a 100 hertz. Depois de concluído, suture a pele fechada e mantenha o animal em uma almofada de aquecimento para se recuperar da anestesia. Gravações repetidas de algumas por semana para uma a cada poucas semanas são viáveis.

Intercessão, os traços VEP mostram que há um atraso significativo na latência N um. Após a injeção do nervo óptico, foram feitos registros diários para demonstrar a reprodutibilidade. Lesões parciais do nervo óptico de desmielinização podem ser observadas em cortes de tecido corados com azul rápido luxal.

Após a medição do volume da lesão, a correlação entre o atraso de latência e o tamanho da lesão tornou-se aparente. Essa técnica pode ser usada para induzir lesões no nervo óptico e correlacionar essas lesões com alterações na VP, pode ser usada como modelo de desmielinização focal. Como o tamanho da lesão induzida é bastante variável, é importante correlacionar as alterações histologicamente.