Name: Instilação e fixação métodos úteis no mouse Lung Cancer Research (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Aprenda métodos de intubação e fixação pulmonar em camundongos para pesquisa de câncer de pulmão. Estas técnicas permitem instilação direta de células cancerígenas e medições precisas de volume pulmonar.

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O protocolo seguinte descreve um sistema que funciona bem em 20-35 g ratinhos. O método pode ser facilmente adaptável a ratinhos maiores ou menores simplesmente mudando o tamanho do cateter. Todos os protocolos de animais foram aprovados pelo Comitê de Johns Hopkins University Animal Care e Use. 1. A instilação pulmonar <ol><li> Selecione um comercial de uma polegada de comprimento 20 g cânula intravenosa usar para a intubação. </li><li> Modificar a ponta do cateter dobra-lo manualmente para gerar uma ligeira curvatura na ponta como ilustrado na Figura 1. </li><li> Anestesiar o rato com uma mistura de cetamina (100 mg / kg) e xilazina (15 mg / kg), injectada IP, e confirmar a anestesia pela ausência do reflexo do movimento. Aplicar pomada veterinária sobre os olhos imediatamente após a anestesia. Imediatamente após a anestesia aplicar pomada veterinária sobre os olhos e dar carprofeno (5-10 mg / kg SQ) para analgesia pós-operatória e instilação. </li><li> Coloque o mouse em decúbito dorsal sobre uma plataforma inclinada. Como mostrado na Figura 2, uma grande ligante escritório com laçadas da sutura gravado em funciona perfeitamente bem. </li><li> Raspar a parte ventral do pescoço e limpar e desinfectar a área do pescoço com álcool 70%. Com as novas luvas de latex e gratuitos a pó, usar instrumentos cirúrgicos desinfetados com álcool a 70%. </li><li> Usando uma tesoura afiada fazer uma pequena incisão cirúrgica no pescoço aproximadamente 12 mm abaixo do incisivo inferior. </li><li> Com uma pinça puxe a pele no pescoço caudalmente até que a parede da traqueia ventral pode ser visto. </li><li> Suavemente retrair a lingueta e inserir a cânula com a ponta dobrada inclinada para a superfície ventral do rato. Como em 1.4, puxe suavemente sobre a pele no pescoço, e inserir a cânula na traquéia. NOTA: Com um pouco de prática, o cateter será visível se movendo para baixo na traquéia. Se ele vai no esófago, então não haverá nenhuma observação visual do movimento do cateter. Não há incisõessão feitos na traqueia. </li><li> Uma vez que o cateter é visto na traqueia no pescoço, avançada que cerca de 5 mm a ser transmitido de forma fiável as cordas vocais, mas ainda bem acima da carina. </li><li> Prepare-se para incutir até 50 l de líquido injectando através do cateter com uma pipeta de ponta de carga gel. Coloque a ponta no hub luer, mas antes de injetar olhar cuidadosamente para observar o movimento do fluido na ponta síncrona com a respiração do mouse. Em seguida, injetar o instilado. </li><li> Com uma seringa de 1 ml, imediatamente fazer uma relativamente rápida inflação de 0,6 ml de ar para os pulmões através do cateter para ajudar a distribuir o líquido no fundo dos pulmões. Remover a cânula. </li><li> Remover a cânula. </li><li> Use uma pequena quantidade de cola de cianoacrilato para fechar a pequena ferida cirúrgica, conforme as instruções bula para Vetbond. Coloque os ratos em gaiolas individuais e monitorá-los visualmente até que acordem e se comportar normalmente, sem qualquer indicação de discomfort. </li></ol> 2. Fixação Lung NOTA: Uma vez que todos os procedimentos experimentais são feitas em um rato, os pulmões pode ser preparado para o processamento histológico pela fixação com formaldeído (ou qualquer outro fixador desejado). <ol><li> Sacrifique o mouse com um procedimento IACUC aceitável. Para o rato representativo mostrado no vídeo, deslocamento cervical de um rato anestesiado é usado. </li><li> Executar uma traqueostomia (se não tiver feito), expondo cirurgicamente o lado ventral da traquéia, fazendo um pequeno corte, e inserindo uma agulha 18 G stub ponta na traquéia, e amarrando-o com fio. </li><li> Cuidadosamente abra o tórax com uma incisão na linha média, cortar o diafragma, e remover as paredes laterais de tórax para expor os pulmões. </li><li> Ligar a extremidade do luer da agulha para um reservatório de um suporte de anel contendo formaldeído. Veja a Figura 3. </li><li> Definir a superfície de topo do formaldeído a 25 cm acima do nível do mouSE. Veja a Figura 3. Em seguida verifique se não há ar na tubulação fixação executando fluido para fora no final de uma torneira. Ligar a extremidade do luer da cânula traqueal para o tubo do reservatório. Abra a torneira para inflar os pulmões com o formaldeído. Deixar os pulmões sob pressão para, pelo menos, 20 min. </li><li> Abra a torneira para inflar os pulmões com o formaldeído. Deixar os pulmões sob pressão para, pelo menos, 20 min. </li><li> Em seguida, amarre a traqueia para além do final da agulha topo. Ela pode ajudar a puxar para trás lentamente na agulha para expor mais da traquéia canulados. Quando amarrado com segurança, remova a torneira. </li><li> Dissecar cuidadosamente para fora dos pulmões. </li><li> Coloque os pulmões em formol durante a noite. Tempos mais longos são bons, e algumas manchas ou procedimentos podem especificar horários específicos. Além disso, quaisquer outros fixadores líquidos, tais como Z-fix pode ser utilizada para a instilação e imersão. </li><li> Antes de mais processamento histológico, mediro volume de pulmão fixo, como descrito a seguir. </li></ol> 3. A medição do volume pulmonar fixa <ol><li> Medir o volume pulmonar utilizando o princípio de Arquimedes, conforme ilustrado na Figura 4. Remover o pulmão fixo a partir do formaldeído e dissecar o coração e qualquer outro tecido não-pulmonar. </li><li> Usar um simples dispositivo de suporte de arame caseiro previamente construído que é usada para manter os pulmões completamente debaixo de água. NOTA: Este dispositivo tem de ser compatível com qualquer saldo está sendo utilizado. Um dispositivo típico mostrado na Figura 5 é feita a partir de pipetas de plástico e finos (20 g) do fio. Este sistema funciona bem com o equilíbrio usado no vídeo, mas pode ser facilmente adaptado à maioria das balanças de laboratório. </li><li> Coloque um copo com ≈200 ml de água sobre o equilíbrio ea tara com a gaiola de apoio no lugar na água. Veja a Figura 6 Retire a gaiola de metal.; coloque o pulmão na superfície da água e pressione sob a águacom a gaiola. </li><li> Grave o peso na balança. Este número reflecte o volume de água deslocado e é assim uma medida directa do volume do pulmão. Tenha cuidado para garantir que o pulmão ou sutura ou qualquer parte da gaiola de arame não toca nos lados ou no fundo do copo. </li><li> Para maior precisão, repetir esta medição. Remover o pulmão a partir da água, e seca sobre um tecido. Convulsionou o copo com gaiola no lugar novamente e repita a medição do volume pulmonar. As duas medições de volume deve então ser calculada a média. NOTA: Se os pulmões são deixados no formalina para mais do que cerca de uma semana, o ar nos pulmões irá ser dissolvido no líquido. Quando isto acontece, o pulmão irá afundar-se, por isso, já não é necessária a utilização de qualquer dispositivo, tal como na Figura 5 para manter o pulmão submerso. Em tais casos, o volume pode ser medido por simplesmente segurando o pulmão por um dos fios de sutura, até que esteja completamente submerso tal como ilustrado na Figura 4. </li></ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).</li>
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<li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
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<li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li>
</ol>

Os procedimentos descritos aqui têm várias vantagens. Primeiro, o equipamento necessário é simples e barata. Em segundo lugar, a intubação pode ser feito rapidamente, com poucos erros. Em terceiro lugar, a capacidade de fixar os pulmões a uma pressão constante, e, em seguida, medir o volume pulmonar fixo permite a quantificação adequada das estruturas ou células no pulmão 10. Uma possível desvantagem para a intubação é a pequena cirurgia. Isso pode limitar a capacidade de repetir ...

Por uma série de razões, o câncer de pulmão não tem sido amplamente estudada no mouse. Uma razão para isto é que o acesso ao pulmão é muito difícil in vivo, e a análise quantitativa de pulmão fixo não é normalmente feito. Os métodos descritos neste artigo são projetados para remediar esta situação. Os objetivos aqui são para descrever métodos simples que vai ajudar muito na configuração e análise dos pulmões do rato com câncer de pulmão ou outras patologias. Embora nenhuma dessas abordagens são inteiramente novas, que não tenham sido apresentadas em conjunto como métodos autônomos na forma simplificada, tal como descrito aqui. Tem havido um grande número de manuscritos que foram descritos métodos para a intubação do pulmão do rato principalmente com a finalidade de fazer a função pulmonar de repetição ou lavado bronco-alveolar em camundongos individuais em estudos longitudinais. Desde que o papel original, houve vários outros documentos que descrevem abordagens diferentes para mouse intubação 1 -9. Apesar de todos esses métodos podem ser usados ​​com sucesso, eles geralmente exigem formação considerável, e não são muitas vezes sem uma taxa de falha não trivial. Além disso, a fim de efectuar as medições da função pulmonar, a cânula tem de se encaixar na traqueia força suficiente de modo que não há nenhuma fuga de ar. No entanto, um outro uso prático para a entubação é a entrega de agentes específicos (células de cancro ou outros insultos) ou fármacos terapêuticos directamente para o pulmão. Tal procedimento não requer uma cânula apertadas nem qualquer equipamento sofisticado de função pulmonar. A nova característica deste método mostrado aqui envolve um pequeno procedimento cirúrgico que permite que a intubação sem qualquer possibilidade de a cânula entrar no esófago. Esta abordagem simples permite intubação bem sucedida com relativamente pouco treinamento ou experiência. Como muitos como 30 ratinhos / h pode ser tratada usando esta abordagem com uma taxa de falha próximos de zero. Uma vez que tele ratos estão prontos para serem sacrificados, os pulmões ou feridas cancerosas podem, então, ser removida para análise histológica e patológica. No entanto, a fim de quantificar adequadamente todas as variáveis ​​histológicas para comparação com outros pulmões, é essencial para padronizar os procedimentos de fixação e quantificar correctamente o volume de pulmão fixo 10. Este artigo descreve em detalhes os procedimentos simples que permitem que os processos de fixação padronizados, bem como uma maneira de medir o volume pulmonar fixa. O volume é uma métrica essencial na quantificação da histologia, uma vez que sem um tal determinação do volume, apenas densidades relativas pode ser medida 10. Uma vez que o volume do pulmão é conhecido, no entanto, as medições absolutas de células e outras medidas estruturais no pulmão pode, então, ser quantificada.

<table><tbody><tr><td>Balança de Laboratório</td><td>Ohaus</td><td>Adventurer Pro Modelo AV 313&nbsp;</td><td>Outras balanças podem ser usadas se tiverem uma faixa de 1-300 g</td></tr><tr><td>20 g de cateter intravenoso Luer</td><td>Insylte</td><td></td><td>Vários outros fornecedores possíveis, e.g., Jelco Optiva</td></tr><tr><td>frasco de laboratório de 500 ml</td><td>Vários</td><td></td><td>outros fornecedores possíveis</td></tr></tbody></table>

instilação e fixação métodos úteis no mouse lung cancer research

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

A capacidade de incutir agentes vivos, células ou produtos químicos diretamente para o pulmão sem ferir ou matar os ratos é uma ferramenta importante na investigação do cancro do pulmão. Embora haja um certo número de métodos que foram publicados mostrando como a entubar ratinhos para medição da função pulmonar, nenhum é sem problemas potenciais para instilação traqueal rápida em grandes grupos de ratinhos. No presente trabalho, um método simples e rápida é descrito que permite que um investigador para realizar tais injeções de uma maneira eficiente. O método não requer ferramentas especiais ou de iluminação e pode ser aprendido com muito pouco prática. Trata-se de anestesia de um rato, fazendo uma pequena incisão no pescoço para visualizar a traqueia, e em seguida a inserção de um cateter intravenoso directamente. A pequena incisão é fechada rapidamente com adesivo de tecido, e os ratos são deixados a recuperar. Um estudante qualificado ou técnico pode fazer instillations a uma taxa média de 2 min / mouse. Uma vez que tele câncer é estabelecida, há freqüentemente uma necessidade de análise histológica quantitativa dos pulmões. Tradicionalmente patologistas normalmente não se preocupam em padronizar a inflação do pulmão durante a fixação, e as análises são muitas vezes baseadas em um sistema de pontuação que pode ser bastante subjetiva. Embora isso possa ser suficiente em algum momento adequado para estimativas grosseiras do tamanho de um tumor do pulmão, qualquer quantificação estereologia adequada de estrutura pulmonar ou células requer um procedimento de fixação e reprodutível de medição do volume pulmonar subsequente. Aqui nós descrevemos procedimentos confiáveis ​​simples para ambos, que fixa os pulmões sob pressão e, em seguida, medir com precisão o volume de pulmão fixo. O único requisito é uma balança de laboratório que é preciso ao longo de uma gama de 1 mg-300 g. Os procedimentos aqui apresentados, portanto, poderia melhorar significativamente a capacidade de criar, tratar e analisar os cânceres de pulmão em camundongos.

O procedimento descrever no primeiro protocolo não por si só levar a qualquer resultado generalizadas. Ele descreve somente um meio muito fiáveis ​​para incutir substâncias directamente na traqueia. A Figura 7 mostra um exemplo de um pulmão em que azul de tripano foi instilado com o método descrito aqui. Há ampla distribuição do corante, semelhante ao que foi observado com outros corantes ou marcadores dadas directamente na traqueia ou ratinhos 11,12. Também têm utilizado este método para ent...

O objetivo deste artigo é descrever métodos simples que vai ajudar muito na configuração e análise dos pulmões do rato com câncer de pulmão ou outras patologias. Nós apresentamos 3 protocolos simples e confiável para realizar injeções de pulmão, fixação e medidas de volume pulmonar.

Instilação e fixação métodos úteis no mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

O objetivo geral do procedimento mostrado aqui é demonstrar métodos simples que auxiliarão significativamente na preparação e análise de camundongos com câncer de pulmão ou outras patologias pulmonares. O primeiro é um método para instilar diretamente células cancerígenas ou tratamentos químicos nos pulmões. Em seguida, são descritos a fixação post mortem e as medições do volume pulmonar.Isso é realizado primeiramente entubando o camundongo com uma cânula intravenosa levemente modificada. Em seguida, o fluido de interesse é instilado através da cânula para dentro do pulmão. Então, após todos os experimentos in vivo serem realizados e o camundongo estar morto.Os pulmões são conectados a um reservatório para fixação. Na etapa final, os pulmões são dissecados e o volume pulmonar é medido. Por fim, a morfologia quantitativa do tecido pulmonar fixado pode ser comparada entre amostras pulmonares experimentais.A principal vantagem dessa nova técnica de instalação em relação aos métodos existentes é que, com o nosso método, há quase nenhuma chance de posicionar incorretamente a cânula na traqueia. O procedimento para fixar os pulmões sob pressão constante é simples e resulta em uma fixação consistente em diferentes pulmões. Por fim, o método para medir o volume do pulmão fixado de camundongo permite uma normalização adequada para quantificar células pulmonares e elementos estruturais.Utilize este método. Garanta tanto uma administração direta do fármaco ou outro agente de interesse para o pulmão, quanto uma medição precisa e exata do pulmão. Antes de iniciar o procedimento, dobre manualmente a ponta de uma cânula intravenosa comercial com um comprimento de uma polegada e calibre 20 em uma leve curva.Em seguida, após confirmar a anestesia pela ausência de resposta ao aperto nos dedos dos pés, aplique pomada nos olhos de um camundongo adulto e posicione o animal em posição supina sobre uma plataforma inclinada, fixando-o com um grampo de escritório grande e laços de sutura. Depile a região ventral do pescoço e desinfete a pele com álcool 70%. Em seguida, utilizando uma tesoura afiada, faça uma pequena incisão cirúrgica no pescoço, aproximadamente 12 milímetros abaixo do incisivo inferior.Em seguida, use uma pinça para puxar suavemente a pele do pescoço até que a parede ventral da traqueia possa ser visualizada. Então, retraiam-se suavemente a língua e insira a cânula com a ponta curvada inclinada em direção à superfície ventral do camundongo. Puxe novamente, com delicadeza, a pele do pescoço, conforme demonstrado anteriormente.Insira a cânula na traqueia quando o cateter puder ser observado dentro da traqueia; avance o cateter cerca de cinco milímetros para ultrapassar as cordas vocais. Agora, posicione a ponta de uma pipeta para carregamento de gel, contendo 50 microlitros do instilado, na conexão do cateter. Confirme o movimento do fluido na ponta, sincronizado com a respiração do camundongo.Em seguida, injete o inóculo utilizando uma seringa de um mililitro. Imediatamente, insufle os pulmões com 0,6 mililitros de ar através do cateter para ajudar na distribuição do líquido e expandir os pulmões. Em seguida, remova a cânula.Fecher a ferida cirúrgica com uma pequena quantidade de adesivo de cianoacrilato e colocar o camundongo em uma gaiola individual com monitoramento até que esteja totalmente recuperado. Após o último ponto temporal experimental, fazer um pequeno corte no pescoço do animal para expor a face ventral da traqueia. Em seguida, inserir uma agulha curta de calibre 18 na traqueia.Usando linha, amarre a agulha à traqueia e abra cuidadosamente o tórax com uma incisão mediana. Em seguida, corte e remova o diafragma e as paredes laterais do tórax para expor os pulmões. Depois, certifique-se de que não haja ar no tubo de fixação, fazendo com que o formaldeído saia pela extremidade do torneira de três vias.Em seguida, conecte o frasco de formol e o tubo cheio diretamente à extremidade do agulhão da traqueostomia. Posicione a superfície superior do formaldeído a 25 centímetros acima do nível da boca e abra a torneira de passagem para insuflar os pulmões com o fixador. Após manter os pulmões sob pressão por pelo menos 20 minutos, retire lentamente a agulha para expor mais da traqueia não canulada, ao mesmo tempo em que amarra a traqueia além da extremidade da agulha curta.Quando a traqueia estiver firmemente amarrada, remova o registro e dissecce cuidadosamente os pulmões. Em seguida, coloque os pulmões em formaldeído durante a noite. Aqui, um dispositivo típico para manter os pulmões fixos durante a medição do volume pulmonar fixo, feito de pipetas plásticas e fio fino de calibre 20, é mostrado para medir primeiro o volume pulmonar fixo, e depois dissecar o coração e quaisquer outros tecidos não pulmonares dos pulmões.Em seguida, coloque um béquer contendo aproximadamente 200 mililitros de água, equipado com o dispositivo de suporte de arame, sobre uma balança e tare o equipamento. Depois remova o dispositivo. Coloque o pulmão sobre a superfície da água e use o dispositivo para pressionar o tecido sob a água.Cuidando para que a sutura pulmonar ou qualquer parte do dispositivo não toquem nas laterais ou no fundo do béquer, registre o peso na balança. Esse número reflete o volume de água deslocada e, portanto, é uma medida direta do volume pulmonar. Em seguida, seque o pulmão em uma toalha, rasgue novamente o béquer com o dispositivo e repita a medição do volume pulmonar.As duas medições de volume devem então ser médias aqui. É mostrado um exemplo de um pulmão no qual o azul de trian foi instilado conforme acabou de ser demonstrado. Observe a distribuição ampla do corante, semelhante ao observado com outros traçadores corantes administrados diretamente na traqueia de camundongos. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar-se de ter cuidado com a inserção da cânula e manter a ponta voltada para o lado ventral.As técnicas que descrevemos aqui são úteis em estudos de câncer de pulmão, mas também são aplicáveis à maioria dos outros modelos de doenças pulmonares no camundongo.

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Injeções intratraqueais solutos entregar diretamente para os pulmões. Este procedimento visa a entrega do instillate nas regiões distais do pulmão, e é, portanto, muitas vezes incorporadas em estudos que visam estudar alvéolos. Nós fornecemos um protocolo de sobrevivência detalhadas para a realização de injeções intratraqueais em camundongos.

Instilação traqueal direta de Solutos em pulmão de rato

O protocolo romance relatado no presente estudo permite a detecção seletiva de metástases pulmonares em resolução única célula em camundongos...

Visualização melhorada de metástases pulmonares em Resolução única célula em Ratos por Combinado<em&gt; In-situ</em&gt; Perfusão do tecido pulmonar e X-Gal coloração de<em&gt; LacZ</em&gt;-Tagged Células Tumorais

Este vídeo descreve um método para enxertar células de adenocarcinoma de pulmão em pulmões murinos, pré-condicionando as vias aéreas com agente indutor de fibrose – bleomicina. Este método aumenta significativamente o enxerto ortotópico de células de câncer de pulmão em pulmões...

Enxerto de adenocarcinoma: um método para implantar células cancerígenas nos pulmões murinos

Este vídeo descreve um método simples e confiável de introdução de líquido na traqueia para instilação, fixação e medição do volume pulmonar.

Instilação e fixação pulmonar: introdução de líquido na traqueia e fixação dos pulmões para medir o volume pulmonar fixo

Este artigo descreve um método striaghforward e eficiente de entubar ratos para medições de função pulmonar ou instilação pulmonar, que permite que os ratos a se recuperar e ser estudado em momentos posteriores. O procedimento envolve uma fonte de luz de fibra óptica de baixo custo que ilumina diretamente a traquéia.

Um método simples de intubação Lung Rato

Nós descrevemos um método para melhorar significativamente a enxertia ortotópico de células de câncer de pulmão aos pulmões murino pelo pré-condicionamento das vias aéreas com lesão. Esta abordagem também pode ser aplicada para estudar interações do estroma dentro do microambiente pulmonar, disseminação metastática, co-morbidades do câncer pulmonar, e gerar mais eficiência paciente derivada xenografts.

Pré-condicionamento das vias aéreas de ratos com bleomicina aumenta a eficiência da enxertia de célula de câncer pulmão ortotópico

É apresentado aqui um protocolo útil para a fixação do pulmão que cria uma condição estável para a avaliação histológica de espécimes do pulmão de um modelo do rato do enfisema. A vantagem principal deste modelo é que pode fixar muitos pulmões com a mesma pressão constante sem colapso ou deflação do pulmão.

Fixação pulmonar pressão constante para avaliação de enfisema em camundongos

A administração intratraqueal (TI) de agentes experimentais em camundongos geralmente resulta em parto assimétrico para os pulmões distais.  Neste relatório, nós descrevemos uma aproximação intrabronchial direta (IB) para canular cada pulmão em ratos vivos não-operatively.  Essa abordagem pode ser usada para administrar seletivamente agentes a um pulmão ou pode ser adaptada para melhorar a entrega do agente simétrico para ambos os pulmões.

Administração Intrabronquial direta para melhorar a deposição do agente seletivo dentro do pulmão do rato

O objetivo deste método é apresentar um método simples e eficiente para a perfusão, inflação e fixação de pulmões de camundongos para o exame da patologia do tumor pulmonar e avaliação de metástases no pulmão.

Perfusão e Inflação do Pulmão do Rato para Histologia tumoral

Apresentamos um método para um modelo de patogênese fúngica que preserva o posicionamento natural dos esporos fúngicos nas vias aéreas pulmonares para análise por microscopia fluorescente.

Método eficiente para imagens de pulmões murinos que preserva a dinâmica espacial de esporos de fungos nas vias aéreas

Um grande desafio do desenvolvimento de novas terapias para o câncer de pulmão inclui a modelagem do microambiente tumoral à medida que a doença regional progride para a doença metastática. Aqui, descrevemos um método simples de estabelecer um modelo singênico ortotópico de câncer de pulmão que permite o rastreamento in vivo da doença ao longo do tempo.

Um método minimamente invasivo para gerar um modelo ortotópico singênico de câncer de pulmão em camundongos

Aprenda métodos de intubação e fixação pulmonar em camundongos para pesquisa de câncer de pulmão. Estas técnicas permitem instilação direta de células cancerígenas e medições precisas de volume pulmonar.

Instilação e fixação métodos úteis no mouse Lung Cancer Research

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