Name: A quantificação da Intra-peritoneal Ovarian Cancer Metástase (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: Aprenda a quantificar a carga tumoral metastática em câncer de ovário usando células marcadas com proteína fluorescente vermelha em modelo murino. Esta técnica de imagem óptica elimina a autofluorescência tecidual para medição precisa.

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Esta pesquisa foi apoiada por bolsas de pesquisa RO1CA109545 e RO1CA086984 para MSS pelo National Institutes of Health/National Cancer Institute e por um prêmio do Leo and Ann Albert Charitable Trust (para MSS).

Todos os estudos in vivo foram aprovados pela Universidade de Notre Dame Animal Care e do Comitê Use e usado feminino camundongos C57 / BL6J. Cultura de Células 1. Murino cancro do ovário <ol><li> Adicione o meio de cultura ID8 murino ovário de células de cancro da seguinte forma: 1 L de Dulbecco Modified Eagle Médium (DMEM) suplementado com 4% de Soro Bovino Fetal (FBS), 1% de Penicilina / Estreptomicina, 5 ug / ml de insulina, 5 ug / ml de transferrina e 5 ng / ml de selenito de sódio. </li><li> Transdução ID8 células de câncer de ovário murino 13 para expressar Red Fluorescent Protein (RFP), utilizando partículas lentivirais comercialmente adquiridos expressam RFP e um marcador de selecção (blasticidina gene). Note-se que a proteína fluorescente verde pode ser usado, mas fornece um sinal de fluorescência mais fraca. <ol><li> Imediatamente antes da transdução, as células de cultura a 50 - 70% de confluência e adicionar meio fresco (sem penicilina / estreptomicina) que inclui 1 ml de polibreno (5 ug / ml final,concentração). </li><li> Suavemente pipeta RFP-lentivírus (20 mL) gota a gota para o prato e incubar a 37 ° C durante 72 horas. Remova o meio e incubar com meio fresco durante 24 h. Comece a selecção de células transduzidas por adição de blasticidina para o meio de cultura (5 ug / ml) e monitor para células vermelhas através de microscopia de fluorescência (Figura 1). </li></ol></li><li> Cultura das células marcadas com RFP em forma ID8 por sementeira de aproximadamente 10 6 células num prato de cultura de tecidos e visualizando diariamente utilizando um microscópio de luz, até que a monocamada de células é confluente. </li><li> Quando confluentes, colher as células utilizando tripsina (0,25%, 3 min) e devolver o balão para a incubadora a 37 C até que o as células são separadas. </li><li> Neutraliza-se a tripsina com 6 mL de meio de cultura contendo soro de ID8. Pipeta cima e para baixo contra o fundo do prato, em seguida, transferir para um tubo de 15 ml. Centrifugar a 1200 rpm durante 2 min, em seguida, aspirar o meio utilizando uma glpipeta ass. </li><li> Lavam-se as células com tampão fosfato salino (PBS) por ressuspensão suave em 6 ml de PBS morno e centrifugação como em 1.5 acima. Re-suspender em PBS para uma concentração final de 5 x 10 6 células / ml. Manter as células quentes (37 ° C) até injeção. </li></ol> 2. intra-peritoneal injecção de células ID8 e in vivo de imagens <ol><li> Injectar cada ratinho, com 2 ml de solução de ID8-PBS quente para um total de 10 milhões de células por via intra-peritoneal (ip). Permitir que as células tumorais a crescer in vivo, durante cerca de 10 semanas, com imagens ao vivo semanal. </li><li> Imediatamente após a injecção e cada semana depois disso, pesar os ratos e depois anestesiar cada rato usando isofluorano (taxa de fluxo de 2,5% em 0,5 L / min O 2 de fluxo). Nota: Os ratinhos foram pesados, e não como uma medida quantitativa da carga tumoral, mas sim uma medida mais geral de ratinho individual progressão física ao longo do estudo. camundongos pesamts foram comparados com os seus próprios valores de peso anteriores. <ol><li> Anestesiar ratos, colocando em uma câmara de isoflurano. Manter a anestesia constantes durante a digitalização posicionando a cabeça de rato no nariz-cone para a exposição ao isoflurano caudal de 2,5% durante todo o procedimento. </li></ol></li><li> Use creme depilatório para remover os pêlos do torso e do abdome de cada rato, como o cabelo preto fará com que a atenuação do sinal de fluorescência. Os ratinhos são banhadas com água morna, após a aplicação do creme depilatório e secou-se com toalhas de papel RT. </li><li> Enquanto anestesiados, digitalizar todo o corpo de cada rato usando um sistema de imagem óptico de pequenos animais. Verificar todos os ratos em uma coorte em cada ponto de tempo. Use o seguinte dois protocolo passo (Figura 2A): <ol><li> No Passo 1, para observar as células tumorais marcadas por fluorescência (RFP), executar aquisição multi-espectral para recolher um total de 5 imagens usando filtros de excitação de 440 nm, 460 nm, 480 nm, 520 nm e 540 nm e um filtro de emissão de 600 nm. Utilize os seguintes parâmetros de aquisição: a exposição padrão de 15 segundos, 2 x 2 binning, FOV de 160 mm e f parada de 1,1. </li><li> No Passo 2, para observar o animal inteiro, adquirir uma imagem de reflectância usando um filtro aberto de excitação (luz branca), um filtro de emissão aberta, uma exposição padrão de 0,2 seg com 2 x 2 e arrumação de um FOV de 16 cm. Nota: O tempo de imagem efectivo é de ~ 1 min. </li></ol></li></ol> 3. Rato Dissecção e Aquisição de Imagem <ol><li> Quando imagens ao vivo mostra a presença de doença intra-peritoneal ou animais acumulação extensiva exposição de ascite (como evidenciado pela distensão abdominal), perda ou ganho de peso corporal superior a 20%, letargia ou outros sinais de aflição, eutanásia cada rato usando CO 2 anestesia seguida de deslocação cervical. </li><li> Cortar a pele anteriormente ao longo da linha média ventral do rato, usando dissectio pontasn tesoura, a partir da parte superior das coxas para a parte inferior da caixa torácica. Tome muito cuidado para cortar apenas a camada da pele (Figura 2BI). Delicadamente separar a pele do tecido peritoneal, tendo a certeza de não perfurar a parede peritoneal. </li><li> Com uma tesoura de dissecação, cortados pontiagudas tanto lateralmente ao longo da parte inferior da caixa torácica e na parte superior das coxas para criar duas abas de pele (Figura 2B II, III). </li><li> Coloque cada rato em seu lado ventral (cavidade peritoneal voltada para baixo) com as abas de pele abriu e digitalizar cada rato com seus órgãos in situ usando o pequeno sistema de imagem óptico do animal (Figura 3A, B). <ol><li> Use os mesmos parâmetros de aquisição de imagem, conforme descrito no 2.4.1.-2.4.2. </li></ol></li><li> Continuar dissecando o rato através da extracção de órgãos peritoneais individuais, incluindo fígado, omento / pâncreas, estômago, diafragma, intestino delgado, intestino grosso, à esquerda e à direita do peritoneu, ovários, kidneys, mesentério e almofada de gordura. <ol><li> Observe, enumerar e registrar tumores visíveis em cada órgão. Use uma pinça para medir o diâmetro de cada tumor. </li><li> Designar tumores inferior a 2 mm de diâmetro tão pequeno, de entre 2 e 5 mm como meio e superior a 5 mm, como grande. </li></ol></li><li> Colocar os órgãos sobre o modelo de varrimento do órgão (Figura 4) que identifica um local pré-determinado para cada órgão. Use PBS para manter os órgãos úmido. </li><li> Digitalizar cada folha de órgãos que utilizam o pequeno sistema de imagem óptico do animal (Figura 3C, D). <ol><li> Use os mesmos parâmetros de aquisição de imagem como descrito no passo 2.4. </li></ol></li><li> Após a digitalização, órgãos lugar em formol a 10% para permitir o processamento posterior para histologia. </li></ol> 4. Quantificação da carga tumoral em the fluorescência Imagens <ol><li> A fim de reduzir a quantidade de auto-fluorescência em cada varrimento multi-espectral, primeiro unmix os ficheiros utilizando software disponível com o sistema de imagiologia de pequenos animais. <ol><li> Carregar pela primeira vez a RFP: No arquivo espectral Vivo, seguido pelo Autofluor: No arquivo Vivo Vermelho na janela de Unmixed Imagens e selecione Unmix. </li></ol></li><li> Exportar os arquivos .bip como formato de 16 bit .tiff (sem escala). </li><li> Use software ImageJ (órgãos ex vivo e, em seguida, o corpo inteiro do rato com órgãos in situ). <ol><li> Use File&gt; Open para abrir os arquivos .tiff 16 bits dos arquivos de modelo de digitalização órgão em ImageJ. </li><li> Sob Image&gt; Adjust&gt; Brightness / Contrast, optar por definir o valor mínimo exibido para 0 e o valor máximo exibido para 35.353 e depois sobImagem&gt; tabelas de pesquisa, selecione Red Hot. Nota: Vários modelos animais irá requerer diferentes níveis de brilho, mas é importante para manter o brilho consistente ao longo de um determinado estudo. </li><li> Usando a ferramenta Freehand Selection, desenhe uma região de forma livre da seleção interesse (ROI) em torno de cada órgão e usar a ferramenta Measure (CTRL + M) para calcular a área de superfície de cada órgão; gravar a área de superfície de cada órgão em uma planilha. </li><li> Com o ROI desenhada em torno de cada órgão, clique direito dentro do ROI e selecione Duplicar para incluir apenas o órgão. </li><li> Enquanto olha para o órgão indivíduo, sob Image&gt; Adjust&gt; Threshold, optar por definir o limiar da imagem para um limiar menor nível de + 1200 e um limite de Nível Superior de + 1,700 para selecionar only regiões mais brilhantemente fluorescentes e verificar para seleccionar fundo escuro; selecione OK. Nota: As imagens podem exigir manipulação manual dos controles deslizantes de limiar em ImageJ para que as áreas anteriormente brilhantes são selecionados para a etapa de análise, como mostrado acima. Diferentes modelos de doença irá requerer diferentes constrangimentos de limiar, mas é importante para manter os níveis de limiar consistentes ao longo de um determinado estudo. </li><li> Sob Analisar&gt; Analisar Partículas, altere o Tamanho (pixels ^ 2) a 10 Infinito, optar por mostrar: esboços, verificar para selecionar apenas &quot;Mostrar resultados&quot; e clique em OK para medir ambas as áreas e densidades integrados matérias destas regiões brilhantes, tumores considerados. </li><li> Grave os valores de área de superfície ea densidade Raw Integrado de cada seleção tumor exibido no <strong&gt; tabela de resultados na mesma planilha contendo as áreas de superfície de órgãos. </li><li> Sob Analisar&gt; Ferramentas&gt; Calibragem Bar, adicionar uma barra de escala de calibração para as imagens dos órgãos. Nota: Neste exemplo, isso foi feito mudando o local para superior direito, a cor de preenchimento de preto, a cor do rótulo de White, o número de etiquetas a 5, as casas decimais para 0, o tamanho da fonte para 12 e o Zoom fator para 4,0 e permitindo texto em negrito. </li><li> Em Arquivo&gt; Salvar como ..., salvar a montagem como um .tiff e .jpeg. </li><li> Use File&gt; Open para abrir o arquivo .jpeg dos órgãos e, em seguida, em Inserir&gt; Caixa de Texto </strong&gt;, adicionar rótulos de órgãos através da criação de uma caixa de texto abaixo de cada uma das três linhas de órgãos. </li><li> Use File&gt; Open para abrir cada uma das ficheiros.tiff 16 bits dos scans de corpo inteiro em ImageJ a ordem do número mouse. </li><li> Sob Image&gt; Adjust&gt; Brightness / Contrast, optar por definir o valor mínimo exibido para 0 e o valor máximo exibido para + 35353 e depois em Imagem&gt; tabelas de pesquisa, selecione Red Hot. </li><li> Em Arquivo&gt; Salvar como ..., salvar a montagem como um. Tiff e .jpeg. </li></ol></li></ol> Análise 5. Os dados <ol><li> Adicionar as áreas de selecção de tumor e as densidades de matérias-integrados, respectivamente, para cada órgão de cada rato e registar a área total do tumor para cada ratinho de órgãos. </li><li> Normalizar a área gravada e integrat cruaOs valores de densidade ed para o tamanho de cada órgão pela divisão da área total da lesão e valores de densidade integrados matérias totais pela área de superfície do órgão correspondente (Tabela 1). </li><li> Calcular e representar graficamente a média de ambas as áreas de superfície do tumor normalizados e os valores de densidade em bruto integrados normalizadas (Figura 5A, B). </li><li> Comparar estes valores médios para as obtidas por contagem visual os tumores que eram visíveis a olho nu durante a inspecção de cada órgão de lesões metastáticas. </li></ol>

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<li>Kim, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antitumor+and+antivascular+effects+of+AVE8062+in+ovarian+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Antitumor and antivascular effects of AVE8062 in ovarian carcinoma.</a> Cancer Research. 67, 9337-9345 (2007).</li>
<li>Picchio, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+ovarian+carcinoma%3A+usefulness+of+%5B%2818%29F%5DFDG-PET+in+combination+with+CT+for+lesion+detection+after+primary+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Journal+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">Advanced ovarian carcinoma: usefulness of [(18)F]FDG-PET in combination with CT for lesion detection after primary treatment.</a> Quarterly Journal of Nuclear Medicine. 47, 77-84 (2003).</li>
</ol>

Este artigo é parte de uma edição especial on Imaging Multimodal pré-clínica, patrocinado pela Bruker Biospin.

Em contraste com os estudos que utilizam células de cancro do ovário humano que devem ser realizados em ratinhos imunocomprometidos, o protocolo descrito acima utiliza imunocompetentes ratinhos C57 / Bl6 e células de cancro do ovário murino singeneicas. Enquanto isto permite avaliar o papel potencial de infiltrados imunes em progressão tumoral e metástases, a presença de cabelo escuro na superfície abdominal torna menos sensível imagiologia. Utilização de um depilatório para remover os pêlos antes da imagem aumenta de a...

Câncer epitelial de ovário (EOC) é a causa mais comum de morte por neoplasia ginecológica, com uma estimativa de 21,290 novos diagnósticos em os EUA em 2015 e uma estimativa de 14,180 mortes 1. A grande maioria (&gt; 75%) das mulheres são diagnosticadas com a doença de fase final (fase III ou IV), caracterizado por difuso metástases intra-peritoneal e mau prognóstico. A recorrência da doença na cavidade peritoneal na sequência da primeira linha de quimioterapia também é comum e representa uma das principais causas de mortalidade 2,3. EOC metastasizes por um único mecanismo envolvendo tanto extensão directa do tumor primário para órgãos peritoneais vizinhas, assim como pela dissociação ou derramamento de células da superfície do tumor primário, como células individuais ou agregados multicelulares. As células são vertidos para dentro da cavidade peritoneal, em que eles resistir apoptose induzida por descolamento 4. Acúmulo de ascite peritoneal é comum, como as células tumorais derramam bloquear a drenagem linfática peritoneal e tumors produzem fatores de crescimento que alteram a permeabilidade vascular. Uma porção de células tumorais vertente anexar à superfície de órgãos e estruturas peritoneais incluindo intestino, fígado, mesentério e omento, após o que ancorar e proliferam para produzir múltiplas lesões secundárias amplamente disseminadas 3,5. metástase hematogênica é incomum. Assim, a gestão clínica comumente consiste em cirurgia cytoreductive incluindo &quot;debulking óptima&quot;, definida como a ressecção de todo o tumor visível (não importa quão pequena). Citorredução completa está associada a um aumento significativo na sobrevivência global 6,7 e está associada com o desafio da identificação e da remoção de lesões &lt;0,5 cm. modelos animais pequenos têm demonstrado utilidade na pesquisa do câncer de ovário em melhorar o nosso entendimento da progressão da doença, bem como em identificação de biomarcadores de prognóstico e ensaio de novas quimioterapias ou abordagens de terapia de combinação. À medida que o primáriolocal de incidência de câncer de ovário e metástase é a cavidade peritoneal, modelos ortotópicos de EOC metástase envolvem a análise e caracterização da doença intraperitoneal. Embora tenha havido recentes melhorias na capacidade de células tumorais imagem, mesmo ao nível de uma única célula, ainda existem dificuldades significativas na quantificação da carga de tumor metastático de EOC. Estes desafios surgem devido ao número, tamanho e localização anatômica das lesões metastáticas. Além disso, existe uma necessidade para células de cancro da etiqueta para distingui-las das células hospedeiras normais. Estudos anteriores utilizaram protocolos de rotulagem baseadas em anticorpos ou a transfecção de células de tumor com 8,9 luciferase. A marcação directa fluorescente de células cancerosas foi relatada pela primeira vez por Chishima e colaboradores em 1997 10. Os marcadores fluorescentes não necessitam de adição de substrato exógeno e proporcionar especificidade de células tumorais requintado, proporcionando um meio mais eficaz para controlar metástases de cancro 11,12 </sup&gt;. Aqui nós descrevemos um método de imagem óptico para análise quantitativa de doença metastática utilizando um modelo de xenoenxerto ortotópico singênico composta de proteína fluorescente vermelha (RFP) tagged ID8 células de câncer de ovário murino 13 e camundongos C57 / Bl6 imuno-competente. Nós demonstramos um método novo para a quantificação da carga tumoral em relação combinar imagens in vivo e ex vivo com a remoção de tecido auto-fluorescência. Esta abordagem tem uma utilidade potencial em estudos destinados a avaliar o efeito do específica genética, epigenética ou micro-ambientais modificações e / ou modalidades de tratamento específico nas metástases de órgãos de cancro do ovário.

<table><tbody><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium</td><td>Corning</td><td>10-014-CM</td><td></td></tr><tr><td>Soro fetal bovino</td><td>Gibco</td><td>10437-028</td><td></td></tr><tr><td>penicilina/estreptomicina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insulina-transferrina-selenito de sódio suplemento de mídia</td><td>Sigma</td><td>I-1884</td><td></td></tr><tr><td>Bruker Xtreme sistema de imagem de pequenos animais</td><td>Bruker Corp.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Partículas lentivirais</td><td>Bruker Corp</td><td></td><td></td></tr> com <tr><td>proteína fluorescente vermelha</td><td>GenTarget, Inc.</td><td>LVP023</td><td></td></tr><tr><td>tripsina para cultura de células</td><td>Corning</td><td>25-053-CI</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Corning</td><td>21-040-CM</td><td></td></tr><tr><td>creme depilatório (como a Loção Removedora de Pêlos Nair)</td> <td>compras em farmácias&nbsp;</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Software ImageJ&nbsp;</td><td>http://imagej.nih.gov/ij/&nbsp;</td><td></td><td>download gratuito</td></tr><tr><td>de ferramentas de dissecação (fórceps)</td><td>Roboz Surgical Instrument</td><td>&nbsp; Ferramentas de dissecação RS 5130</td><td></td></tr><tr><td>(tesoura)</td><td>Instrumento cirúrgico Roboz</td><td>RS 5910</td><td></td></tr></tbody></table>

a quantificação da intra-peritoneal ovarian cancer metástase

Quantitation of Intra-peritoneal Ovarian Cancer Metastasis

O câncer epitelial de ovário (EOC) é a principal causa de morte por malignidade ginecológica nos Estados Unidos. A mortalidade é devida ao diagnóstico de 75% das mulheres com doença em estágio avançado, quando a metástase já está presente. A EOC é caracterizada por metástases intraperitoneais difusas e amplamente disseminadas. As células se desprendem da âncora do tumor primário no mesotélio que reveste a cavidade peritoneal, bem como no omento, resultando em metástases multifocais, geralmente na presença de ascite peritoneal. Os esforços em nosso laboratório são direcionados para uma compreensão mais detalhada dos fatores que regulam o sucesso metastático do EOC. No entanto, quantificar a carga tumoral metastática representa um desafio técnico significativo devido ao grande número, pequeno tamanho e ampla distribuição de lesões ao longo do peritônio. Aqui descrevemos um método para análise de metástase EOC usando células marcadas com proteína fluorescente vermelha (RFP) acoplada a imagens multiespectrais in vivo. Após a injeção intraperitoneal de células tumorais marcadas com RFP, os camundongos são fotografados semanalmente até o momento do sacrifício. Nesse momento, a cavidade peritoneal é exposta cirurgicamente e os órgãos são visualizados in situ. Os órgãos dissecados são então colocados em um modelo transparente rotulado e fotografados ex vivo. A remoção da autofluorescência do tecido durante o processamento da imagem usando a separação multiespectral permite a quantificação precisa da carga tumoral relativa. Este método tem utilidade em uma variedade de aplicações, incluindo estudos terapêuticos para avaliar compostos que podem inibir a metástase e, assim, melhorar a sobrevida global.

O mecanismo metastático do câncer de ovário é caracterizada por metástase intra-peritoneal altamente difuso composto por numerosas lesões de tamanhos variados, incluindo múltiplas (&lt;2mm) pequenas lesões. Assim, a utilização de células tumorais marcadas com RFP (Figura 1) e imagiologia óptica fornece um método alternativo para a contagem manual e medição do tamanho da lesão. O desenvolvimento do peso do tumor ao longo do tempo pode ser determinada por pesagem semanal d...

A metástase do câncer de ovário é caracterizada por numerosas lesões intraperitoneais difusas, de modo que a quantificação visual precisa da carga tumoral é um desafio. Aqui, descrevemos um método para quantificação in situ e ex vivo da carga tumoral metastática usando células tumorais marcadas com proteína fluorescente vermelha (RFP) e imagens ópticas.

A quantificação da Intra-peritoneal Ovarian Cancer Metástase

Epithelial ovarian cancer (EOC) is the leading cause of death from gynecologic malignancy in the United States.  Mortality is due to diagnosis of 75% of ...

O objetivo geral deste experimento é determinar a carga tumoral relativa da metástase de câncer de ovário intra-peritoneal em um modelo murino alogrênico ortotópico. Este método inovador de imageamento e quantificação da carga tumoral relativa pode nos ajudar a responder perguntas fundamentais sobre a regulação da metástase do câncer de ovário. A vantagem principal desta técnica é que, ao separar os espectros fluorescentes, a autofluorescência do tecido é removida das imagens, permitindo a medição padronizada da carga tumoral relativa.Essa técnica fornece insights sobre a metástase do câncer de ovário humano, com implicações para o monitoramento da eficácia de terapêuticas. A demonstração visual deste método é fundamental, pois estamos associando uma técnica de imagem robusta a um procedimento analítico para extrair dados quantitativos das imagens. A demonstração do procedimento hoje será feita por Yueying Liu, a Gerente de Programa do laboratório Stack.Após 10 semanas de crescimento das células tumorais, coloque o corpo de cada camundongo anestesiado em um sistema de imagem óptica para pequenos animais, um de cada vez. Analise todos os camundongos do grupo em cada ponto temporal.

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Research

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Medicine

Medicina

O ensaio de depuração mesotelial descrito aqui leva vantagem das células marcadas com fluorescência e de microscopia de lapso de tempo de vídeo para visualizar e medir quantitativamente as interações de esferóides de câncer de ovário multicelulares e monocamadas de células mesoteliais. Este ensaio modela os passos iniciais da metástase do câncer de ovário.

Ensaio in vitro de Apuramento mesotelial que os modelos dos primeiros passos da metástase do câncer de ovário

Neste vídeo, demonstramos o desenvolvimento de um modelo tridimensional in vitro do revestimento da cavidade peritoneal. Essa cultura organotípica pode ajudar a investigar a adesão, invasão e proliferação de células de câncer de ovário.

Modelagem de metástase de câncer de ovário no revestimento da cavidade peritoneal: um método para estabelecer um modelo 3D in vitro do revestimento peritoneal

Invasão de células do cancro do ovário no revestimento mesotelial do peritoneu é um processo dinâmico ao longo do tempo. Utilizando um analisador de tempo real, a capacidade invasiva das células de câncer de ovário em uma célula modelo de co-cultura esferóide-mesoteliais podem ser quantificados durante períodos de tempo prolongados, fornecendo insights sobre os fatores que regulam o processo metastático.

Avaliação do cancro do ovário esferóide Apego e invasão de células mesoteliais em Tempo real

Descrevemos uma plataforma de imagem animal não invasiva que permite a detecção, quantificação e monitoramento do crescimento e recorrência do câncer de ovário. Este modelo de xenoenxerto intraperitoneal mimetiza o perfil clínico de pacientes com câncer de ovário.

Modelo murino de imagem não invasivo para detectar e monitorar o cancro do ovário Recorrência

Descrevemos um protocolo que implementa abordagens in vivo e ex vivo para estudar a colonização do câncer de ovário dos tecidos adiposos peritoneais, particularmente o omento. Além disso, apresentamos um protocolo para quantificar e analisar estruturas de células imunes no omento conhecidas como manchas leitosas, que promovem metástases de tecido adiposo peritoneal.

In Vivo e Ex Vivo Abordagens para o Estudo do cancro do ovário metastático Colonização de Estruturas Láctea natural em Peritoneal adiposo

Aqui, apresentamos um protocolo para construir um modelo tridimensional in vitro do revestimento da cavidade peritoneal, composto por células mesoteliais humanas primárias e fibroblastos estratificados com matriz extracelular, como uma ferramenta para investigar a adesão, invasão e proliferação de células de câncer de ovário.

Modelando os passos iniciais do cancro do ovário Divulgação em uma cultura organotípicas do Peritoneal Cavity Humano

Para esclarecer o processo de várias etapas de difusão peritoneal de carcinoma dos ovários, o presente estudo apresenta um modelo experimental murino de desenvolvimento do tumor original e metástases através de inoculação peritoneal ortotópico com essas células tumorais.

Murino Experimental Modelo de desenvolvimento do tumor original e Peritoneal Metástase<em&gt; via</em&gt; Ortotópico injetar células do ovário Carcinoma

Câncer de ovário forma metástases em toda a cavidade peritoneal. Aqui, apresentamos um protocolo para fazer e uso folato receptores alvo superfície melhorada ressonância nanosondas de espalhamento Raman que revelam estas lesões com alta especificidade através de ratiometric de imagem. As nanosondas são administradas intraperitonealmente com ratos vivos, e as imagens derivadas se correlacionam bem com a histologia.

Ressonância de superfície melhorada Raman dispersão nano-sonda Ratiometry para detecção de câncer de ovário microscópico através do Receptor de folato como alvo

Este protocolo descreve o estabelecimento de um modelo tridimensional (3D) ex vivo de interação célula-omento canceroso. O modelo fornece uma plataforma para elucidar mecanismos pró-tumorais dentro do nicho adiposo e para testar novas terapias.

Modelo Ex Vivo de Metástase Peritoneal de Câncer de Ovário Utilizando Omento Humano

Aqui apresentamos um protocolo passo a passo para estabelecer os modelos de tumor intraperitoneal e intrabursal para estudar a progressão do câncer de ovário, metássase e resposta terapêutica. Além disso, descrevemos como usar imagens in vivo não invasivas à base de luciferase nesses modelos para monitorar a progressão tumoral em camundongos.

Modelos de Tumores Transplantáveis Clinicamente Relevantes para Estudo do Câncer de Ovário Metastático e Resposta Terapêutica em Camundongos

Aprenda a quantificar a carga tumoral metastática em câncer de ovário usando células marcadas com proteína fluorescente vermelha em modelo murino. Esta técnica de imagem óptica elimina a autofluorescência tecidual para medição precisa.

A quantificação da Intra-peritoneal Ovarian Cancer Metástase

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