Name: Stem Cell-like Xenopus Embrionárias explantes Estudar características Neural desenvolvimento precoce In Vitro E In Vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Aprenda a usar explantes de teto de blastocéle de Xenopus laevis para estudar mecanismos moleculares e processos celulares do desenvolvimento neural in vitro e in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

O autor agradece a Hugo Juraver-Geslin, Marion Wassef e Anne Hélène Monsoro-Burq por sua ajuda e conselhos, e ao Biotério do Institut Curie. O autor agradece a Paul Johnson por seu trabalho de edição no manuscrito. Este trabalho foi apoiado pelo Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS UMR8197, INSERM U1024) e por doações da "Association pour la Recherche sur le Cancer" (ARC 4972 e ARC 5115; FRC DOC20120605233 e LABEX Memolife) e a Fondation Pierre Gilles de Gennes (FPGG0039).

Experimentos cumpram a regulamentação nacional e comunitária relativa à protecção dos animais utilizados para fins científicos e com os princípios internacionalmente consagrados de substituição, redução e aperfeiçoamento. 1. Plano-montagem de Xenopus laevis girinos Tubo Neural Anterior Depois de Todo-mount Hibridização In Situ <ol><li> Obter X. laevis embriões de acordo com os procedimentos padrão 4 e idade eles até que atinjam neurula fase 26 e mais velhos (de acordo com Nieuwkoop e Faber mesa desenvolvimental 17. </li><li> Fix X. laevis girinos, incubando-as numa solução de paraformaldeído a 4% (PFA). Rocha e rodar os embriões em um frasco de vidro de 2 ml, de 1 a 1,5 horas à temperatura ambiente para a fase 26, a fase 38 embriões, 2 h à TA durante embriões em fases posteriores. CUIDADO: PFA é tóxico por contato e um cancerígeno. Deve ser manipulada sob um capuz. NOTA: Uma X. laevis ninhada égeralmente fixa em um frasco de vidro de 2 ml de um frasco de vidro, mas maior pode ser usado. </li><li> Lavar os embriões no mesmo frasco utilizando 1x PBS com 0,1% de Tween (PBT), 3 min à temperatura ambiente, duas vezes. NOTA: A menos que de outra forma especificado o PBS é utilizada com ou sem cálcio e magnésio. </li><li> Desidratar os embriões em 100% de metanol (MeOH) durante pelo menos 12 horas à temperatura ambiente no mesmo frasco. Alterar a 100% de MeOH, pelo menos, duas vezes sob o capô utilizando uma micropipeta de plástico. NOTA: O MeOH ficar ligeiramente amarelada como lipídios dissolvidos nela. Cuidado o MeOH é tóxico por inalação e deve ser manipulado sob um capuz. </li><li> Reidratar os embriões utilizando o mesmo frasco através de uma série gradual de banhos de MeOH: 75% de MeOH em PBS, 50% de MeOH em PBS, 25% de MeOH em PBS, PBS, duas vezes, a cada banho de 5-10 min à temperatura ambiente. As soluções de MeOH são alteradas sob o capô utilizando uma micropipeta de plástico. </li><li> Usando uma pipeta de plástico, transferir o embrião para ser dissecado em uma placa de Petri 60 milímetros cheio até o topo com PBT. Usando dois pinça fina cuidadosremover completamente os olhos através da inserção de uma pinça fina entre os olhos e do tubo neural, ao nível da haste óptica. Retire os olhos do tubo neural. Introduzir cuidadosamente a pinça abaixo do ectoderma do tubo neural. Com cuidado, retire o ectoderma a partir de trás da cabeça e descartá-lo. </li><li> Executar uma ISH dupla ou simples usando digoxigenina marcado ou sondas marcadas com fluoresceína como previamente descrito 18,19. </li><li> Após a ISH transferir os embriões numa nova placa de Petri 60 mm cheia até ao topo com PBT utilizando uma pipeta de plástico. </li><li> Usando fórceps finos cuidadosamente separar o tubo neural do resto do embrião. Nesta fase, o tubo neural anterior separa do tubo neural posterior. Retirar cuidadosamente restantes partes do ectoderma do tubo neural, o notocórdio que é frouxamente ligado abaixo do tubo neural, as vesículas óticas e partes restantes da mesoderme. Certifique-se de que o tubo neural é desprovido de quaisquer apêndicesnesse estágio. NOTA: Para evitar danos no tubo neural executar todas as transferências de tubo / embrião neural com uma pipeta de plástico ou uma micropipeta, se necessário, com um corte de ponta no seu final. O diâmetro da extremidade da ponta é ajustado para o tamanho do tubo neural. </li><li> Transferir o tubo neural dissecados (ver nota passo 1.9) em um tubo de 1,5 ml cheio com 50% de glicerol em PBS diluídas. Aguardar até que os tubos neurais tenham caído para a parte inferior da solução de glicerol, geralmente O / N a 4 ° C. </li><li> Remover a solução de glicerol a 50% / PBS utilizando uma micropipeta P1000 e adicionar no mesmo tubo 1,5 ml de uma solução 90% glicerol / PBS utilizando uma micropipeta P1000. Aguardar até que os tubos neurais cair para o fundo da solução de glicerol a 90% / PBS, geralmente O / N a 4 ° C. NOTA: Para o armazenamento a longo prazo, utilizar 90% de glicerol / PBS mais antibióticos para impedir o desenvolvimento bacteriano. </li><li> Transferir os tubos neurais em uma placa de vidro, ou uma lâmina de microscópio com uma pipeta de transferência de plástico. </li><li> Disseita dos tubos neurais ao longo da dorsal e ventral midlines utilizando agulhas de tungstênio. Durante este passo, os tubos neurais são mantidas em glicerol a 90% / PBS. </li><li> Montar os dois lados do tubo neural em 90% de glicerol / PBS utilizando anéis de reforço cobertos com uma lamela de vidro. </li><li> Corrigir as lamelas com verniz e manter a 4 ° C. </li></ol> 2. Cap animal explantes de indução usando esferas de resina de troca aniónica <ol><li> Transferir 100 ul de pérolas de resina de permuta aniónica para um tubo de 2 mL, utilizando uma micropipeta P1000. Lavar os grânulos, pelo menos, cinco vezes consecutivas com água destilada estéril. Permitir que as esferas sedimentem no fundo do tubo e substituir a água destilada estéril usando uma micropipeta P1000. Não toque as contas. </li><li> Deixar os grânulos embeber O / N num tubo de 2 mL cheias com água destilada estéril com Albumina de Soro Bovino (BSA) (10 mg / ml) a 4 ° C. </li><li> Duas horas antes de coletar o ACs, lugar metade das pérolas em um novo 1,5 mltubo utilizando uma micropipeta P1000. Substituir a água destilada estéril com 500 ul do meio que contém a molécula a ser testada quanto à sua potencial indutivo, ou que se sabe induzir um destino específico. Mantenha a outra metade das pérolas, à medida que vai ser utilizado como um controlo negativo. </li><li> Incubar as pérolas a 4 ° C durante pelo menos 2 horas. </li><li> Realizar todas as etapas subseqüentes sob o microscópio estereoscópico e executar todas as transferências AC com uma micropipeta. </li><li> Transferir blástula ou gástrula embriões muito precoces em PBS com cálcio e magnésio complementada com 0,2% de BSA utilizando uma pipeta de transferência de plástico. NOTA: Os embriões em desenvolvimento a 12 ° C blástula e gástrula alcance estágios em 20 a 24 horas. </li><li> Remover membrana vitelina do embrião usando uma pinça, como previamente descrito 20. Corrigir o embrião com um fórceps. Comprima a membrana vitelina, com o lado das outras fórceps. Segurando a membrana, lentamente retire-a do embrião. Execute este procedimento no ventral (vegetal) lado do embrião. Não danifique o lado animal do embrião. </li><li> Isolar pequenas ACs como descrito anteriormente 21. O pólo animal é parte pigmentada do embrião. Usando uma pinça fina cortar um pequeno quadrado de tecido para fora do pólo animal. O tecido AC contém apenas as células ectodérmicas. Assegure-se que o tecido é de espessura uniforme. Se não, remover a AC a partir da análise. </li><li> Coloque cada AC em um Terasaki placas com múltiplas cavidades em 0,5x modificação de Barth Saline (MBS) 4. Coloque o AC no poço com seu lado animal pigmentada para baixo, em contacto com o fundo redondo do poço. NOTA: pipetas de revestimento com uma solução de BSA a 0,1% evita a adesão de pequenos pedaços de tecido adesivo para o plástico. </li><li> Coloque uma pérola em cada tampa usando uma micropipeta P20. Se necessário, utilizar uma pinça para colocar cuidadosamente o grânulo no centro da tampa. NOTA: Quando embebido em um meio condicionado, as contas são coloridos em rosa. Selecione o maior número de cogrânulos Lored. </li><li> Incubar a temperatura ambiente (18 a 22 ° C) durante 6 horas sem mover a placa com múltiplas cavidades Terasaki. O talão de varas para o AC em menos de 2 horas. </li><li> Colocar a placa com múltiplas cavidades Terasaki no topo de papéis embebido em água. Cobrir a placa com um recipiente de plástico. NOTA: Este &#39;câmara de umidade&#39; impede a evaporação prematura dos poços. </li><li> Cultura do ACs em 0.5x MBS ou 3/4 NAM (veja o passo 4.1) na câmara de humidade a 15-20 ° C até que os embriões irmãos atingiram o estágio correto para testar o efeito do seu fator. </li><li> Fixar o ACs durante 1 hora em recém-preparados PFA 4%. Desidratar o ACS 100% de MeOH como descrito anteriormente (Passo 1.4). </li></ol> 3. Cap animal dissociação celular e reagregação Antes miocárdio em Xenopus laevis nêurula <ol><li> Revestimento pratos de Petri (60 mm) ou poços de placas de 12 com 3% de agarose em água estéril ou em PBS sem cálcio e magnésio. Adicionar agarose suficiente para cobrir a bottom da placa de Petri ou do poço. Pré-aquecer as placas a temperatura ambiente (18-22 ° C). Opcionalmente, as placas armazenadas para alguns dias a 4 ° C para evitar a desidratação. </li><li> Prepare isento de cálcio salina de Holtfreter (NaCl 60 mM, KCl 0,7 mM, HEPES 4,6, 0,1% de ASB (A-7888 Sigma, pH 7,6)) e solução salina de Holtfreter (NaCl 60 mM, KCl 0,7 mM, CaCl 0,9 mM, 2, 4,6 mM HEPES, 0,1% BSA, pH 7,6) 5. NOTA: a solução de CaCl 2 não pode ser autoclavado. </li><li> Encha o bem até o topo com solução salina isenta de cálcio de Holtfreter revestidas de agarose. </li><li> Prepare blástula ou gástrula embriões muito precoces para isolar os seus ACs como descrito anteriormente (passos 2.5 a 2.7). </li><li> Isolar pelo menos 15 ou até 30, 21 ACs pequena. Usando uma pinça fina cortar um pequeno quadrado de tecido para fora do pólo animal. O tecido AC contém apenas células ectodérmicas e é, portanto, de espessura uniforme. Se não, remover a AC a partir da análise. NOTA: O pólo animal é o Embryparte pigmentada de o. </li><li> Transfira as ACs em uma agarose-revestido bem cheio até o topo com livre-Calcium salina de Holtfreter. Coloque o ACs com seu lado pigmentado virado para cima. NOTA: O processo de dissociação começa rapidamente nos livre de cálcio salina de Holtfreter. </li><li> Aguarde alguns minutos para que as células começam dissociar. Observar este através da desagregação dos tecidos. Utilizando finos fórceps, separar a camada pigmentada do resto da CA e descartá-las com uma micropipeta P20. Processo de dissociação de células indica completa separação das células a partir de uma outra. NOTA: Uma ou duas camadas pigmentadas podem ser deixados dentro do explante re-agregadas para ajudar a visualização durante a enxertia. </li><li> Centre as células utilizando movimentos circulares do prato. Usando uma micropipeta P1000 remova cuidadosamente tanto meio quanto possível. Tenha cuidado para não tocar nas células. </li><li> Adicionar 1 ml de solução salina de Holtfreter com o cálcio para o poço. Transfira as ACs dissociadaspara um tubo de 1,5 ml. NOTA: 2 ml tubos não pode ser utilizado devido ao seu fundo redondo. </li><li> Agregar as células por centrifugação, 5 min a uma velocidade máxima de 2.000 rpm numa centrífuga de bancada para (500 xg). Remover cuidadosamente o sobrenadante com uma micropipeta P1000. </li><li> Adicionar às células dissociadas 20 ul de solução salina de Holtfreter com cálcio (60 mM NaCl, KCl 0,7 mM, CaCl2 0,9 mM, HEPES 4,6 mM, 0,1% de BSA (Sigma A-7888 pH 7,6) 5. </li><li> Manter o ACs dissociado, 3 a 6 horas à temperatura ambiente (18-22 ° C). NOTA: Este é tempo necessário para que as células re-agregado. A re-agregação é visível como as células formam uma pequena bola na parte inferior do tubo. </li><li> Separe o explante cuidadosamente a partir do fundo do tubo por adição de 1 ml de 0.5x ou MBS de 1 ml de 3/4 NAM (ver passo 4.1). Transferir o explante em uma placa não revestida usando uma pipeta de transferência de plástico. </li><li> Encenar os explantes usando seus irmãos de controle. Para longo prazo antibióticos de uso cultura: kanamyCIN (50 ug / ml), ampicilina (50 ug / ml) e gentamicina (50 ug / mL). </li></ol> 4. Alongamento das Caps animal explantes na Placa Neural de X. laevis Embryo <ol><li> Prepare 3/4 NAM (NaCl 110 mM, KCl 2 mM, 1 mM de Ca (NO3) 2, 1 mM de MgSO4, 0,1 mM de EDTA, 1 mM de NaHCO 3, 0,2 x PBS, 50 ug / ml de gentamicina). Não mantenha por mais de uma semana para a dissecção e armazenar a 4 ° C. NAM mais antigas podem ser utilizados para a preparação de pratos revestidos de dissecação-agarose (abaixo). </li><li> Pratos de petri Brasão (60 mm) com 3% de agarose em 3/4 NAM em que pequenos buracos foram feitos usando um molde de silicone, ou a tampa de uma raquete de tênis de mesa. NOTA: A agarose cobre o fundo do prato de petri. Deixe algum espaço para que o prato de petri para preencher com 3/4 NAM. Alternativamente fazer pratos de dissecação com massa de modelar não-secagem. Dentro da argila, espremer os embriões ligeiramente durante o procedimento de dissecção. Cavar buracos pequenos noagarose utilizando fórceps arredondadas Esta &#39;prato de dissecação&#39; ajuda a manter os embriões durante o procedimento de dissecção. </li><li> Coletar ferramentas de dissecação: pipetas de transferência de plástico, uma &quot;faca de sobrancelha &#39;(feito com o cabelo da sobrancelha embebidos em parafina na ponta de uma pipeta de Pasteur de vidro) 22, duas pinças de dissecação finas, P1000 micropipeta e dicas, um stereosmicroscope com ampliação 8-40X, uma fonte de luz brilhante com guias de fibra óptica. Mantenha todas as ferramentas de dissecação limpa; após cada experimento, lave-os com água destilada duas vezes, uma vez com 100% de etanol e deixe secar. Armazene longe de poeira e, se necessário autoclave as ferramentas de metal de dissecação. </li><li> Deixe o re-agregadas ACs (protocolo 3), e seus irmãos dissociados e X. embriões laevis desenvolver até atingirem fase 13 (neurula) de acordo com Nieuwkoop e Faber mesa desenvolvimental 17. Para o transplante dentro do palco placa neural 13 para estágio 15 embriões são usados. </li><li> Realizar todosetapas subseqüentes sob o microscópio estereoscópico. </li><li> Usando uma pipeta de transferência de plástico, transferir os embriões em PBS com cálcio e magnésio complementada com 0,2% de BSA. Remover membrana vitelina do embrião como previamente descrito 20. Corrigir o embrião com um fórceps. Comprima a membrana vitelina, com o lado das outras fórceps. Segurando a membrana firmemente, lentamente retire-a do embrião. NOTA: Faça este procedimento no (vegetal) lado ventral do embrião. Não danificar os embriões placa neural. Se os embriões foram danificados durante o passo de remoção da membrana vitelina, os embriões transferir numa placa de Petri 60 mm contendo 3/4 NAM usando uma pipeta de transferência de plástico e esperar 15 minutos, um tempo suficiente para que o processo de cura ocorra. </li><li> Preencha o prato dissecção até o topo com fresco 3/4 NAM. </li><li> Usando uma pipeta de plástico, transferir os embriões sem a sua membrana vitelina no prato dissecção. Coloque os embriões lado dorsal para dentroos poços. Durante o processo de transferência não permitem o embrião para entrar em contacto com a interface ar-líquido desde X. laevis são lisadas pela tensão superficial. </li><li> Transferir o explante CA para ser enxertado na placa de dissecação, utilizando uma pipeta de transferência de plástico ou uma micropipeta P1000. Uma vez que a pipeta está dentro do líquido, permitir que os explantes a afundar lentamente para baixo pela gravidade, ou empurrar muito suavemente. </li><li> Manter os embriões com uma pinça arredondados. Com a faca sobrancelha fazer uma incisão na placa neural onde você pretende enxertar pedaço do seu explante. NOTA: Na etapa 14 a flexão anterior da placa neural pode ser usado como um ponto de referência, ele marca o território diencephalon (Figura 4). </li><li> Corte um pequeno pedaço de neuroepithelium, usando uma pinça arredondadas e um knive sobrancelha. Corte um pequeno pedaço do explante com a faca sobrancelha. NOTA: O pedaço de explante deve ser aproximadamente o mesmo tamanho e forma como neuroepithelium área de ablação. </li&gt; <li> Coloque o pedaço de explante na incisão neuroepithelium usando a faca sobrancelha e uma pinça fina. Assegure-se que o explante atribui-se rapidamente para o embrião. </li><li> Alternativamente coloque um pedaço de lamela de vidro para o embrião enxertada para manter o enxerto no local. Para fazer isso, cortar uma lamela de vidro fino em pedaços muito pequenos usando uma pinça grosseiras. Assegure-se que o tamanho é de aproximadamente 1,5 mm2. Mergulhe as peças em uma placa de Petri contendo 3/4 NAM ou PBS usando uma pinça. Escolha um pedaço de vidro maior do que o embrião para evitar danificá-lo. O embrião vai ser um pouco achatado. </li><li> Aguarde pelo menos 30 minutos sem se mover, ou só se movem a placa de dissecação suavemente. Deixe o embrião recuperar durante 30 min a 2 h e remover suavemente a lamela se necessário. Pipetar cuidadosamente os embriões enxertados em um prato limpo preenchido com 3/4 NAM, usando a pipeta de transferência de plástico. NOTA: Transplantado embriões tendem a desenvolver bactérias ou contaminação fúngica. Para a longo prazo cultura utilizar antibióticos: canamicina (50 ug / ml), ampicilina (50 ug / ml) e gentamicina (50 ug / mL). </li></ol>

<ol><li>Nieuwkoop, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IIB%2C+Pattern+formation+in+the+developing+central+nervous+system+%28CNS%29+of+the+amphibians+and+birds+%28English%29%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Koninklijke+Nederlandse+Akademie+van+Wetenschappen%22%5BJournal%5D)">IIB, Pattern formation in the developing central nervous system (CNS) of the amphibians and birds (English).</a> Proceedings of the Koninklijke Nederlandse Akademie van Wetenschappen. 94, 121-127 (1991).</li>
<li>Nieuwkoop, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neural+induction+process%3B+its+morphogenetic+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">The neural induction process; its morphogenetic aspects.</a> Int J Dev Biol. 43, 615-623 (1999).</li>
<li>Harland, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+induction%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Genet+Dev%22%5BJournal%5D)">Neural induction.</a> Curr Opin Genet Dev. 10, 357-362 (2000).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSive%2C+HL+%22Early+development+of+Xenopus+laevis+%3A+a+laboratory+manual%22">Early development of Xenopus laevis : a laboratory manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2000).</li>
<li>Hoppler, S., Vize, P. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHoppler%2C+S+%22Xenopus+protocols+%3A+post-genomic+approaches%22">Xenopus protocols : post-genomic approaches</a>. Hoppler, S., Vize, P. D. , Humana Press; Springer. New York. (2012).</li>
<li>Franklin Hughes, W., La Velle, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+early+tectal+lesions+on+development+in+the+retinal+gonglion+cell+layer+of+chick+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The effects of early tectal lesions on development in the retinal gonglion cell layer of chick embryos.</a> J Comp Neurol. 163, 265-283 (1975).</li>
<li>Theveneau, E., Mayor, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beads+on+the+run%3A+beads+as+alternative+tools+for+chemotaxis+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Beads on the run: beads as alternative tools for chemotaxis assays.</a> Methods Mol Biol. 769, 449-460 (2011).</li>
<li>Juraver-Geslin, H. A., Gomez-Skarmeta, J. L., Durand, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+conserved+barH-like+homeobox-2+gene+barhl2+acts+downstream+of+orthodentricle-2+and+together+with+iroquois-3+in+establishment+of+the+caudal+forebrain+signaling+center+induced+by+Sonic+Hedgehog%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">The conserved barH-like homeobox-2 gene barhl2 acts downstream of orthodentricle-2 and together with iroquois-3 in establishment of the caudal forebrain signaling center induced by Sonic Hedgehog.</a> Dev Biol. 396, 107-120 (2014).</li>
<li>Green, J. B., New, H. V., Smith, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+embryonic+Xenopus+cells+to+activin+and+FGF+are+separated+by+multiple+dose+thresholds+and+correspond+to+distinct+axes+of+the+mesoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Responses of embryonic Xenopus cells to activin and FGF are separated by multiple dose thresholds and correspond to distinct axes of the mesoderm.</a> Cell. 71, 731-739 (1992).</li>
<li>Wallingford, J. B., Ewald, A. J., Harland, R. M., Fraser, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+signaling+during+convergent+extension+in+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Calcium signaling during convergent extension in Xenopus.</a> Curr Biol. 11, 652-661 (2001).</li>
<li>Kiecker, C., Niehrs, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+morphogen+gradient+of+Wnt%2Fbeta-catenin+signalling+regulates+anteroposterior+neural+patterning+in+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22DEVELOPMENT%22%5BJournal%5D)">A morphogen gradient of Wnt/beta-catenin signalling regulates anteroposterior neural patterning in Xenopus.</a> DEVELOPMENT. 128, 4189-4201 (2001).</li>
<li>Wilson, P. A., Hemmati-Brivanlou, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+epidermis+and+inhibition+of+neural+fate+by+Bmp-4%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Induction of epidermis and inhibition of neural fate by Bmp-4.</a> Nature. 376, 331-333 (1995).</li>
<li>Afouda, B. A., Hoppler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenopus+explants+as+an+experimental+model+system+for+studying+heart+development%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+cardiovascular+medicine%22%5BJournal%5D)">Xenopus explants as an experimental model system for studying heart development.</a> Trends in cardiovascular medicine. 19, 220-226 (2009).</li>
<li>Afouda, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem-cell-like+embryonic+explants+to+study+cardiac+development%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Stem-cell-like embryonic explants to study cardiac development.</a> Methods Mol Biol. 917, 515-523 (2012).</li>
<li>Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+Xenopus+laevis+neural+crest+for+in+vitro+explant+culture+or+in+vivo+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Dissection of Xenopus laevis neural crest for in vitro explant culture or in vivo transplantation.</a> Journal of visualized experiments: JoVE. , (2014).</li>
<li>Milet, C., Maczkowiak, F., Roche, D. D., Monsoro-Burq, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pax3+and+Zic1+drive+induction+and+differentiation+of+multipotent%2C+migratory%2C+and+functional+neural+crest+in+Xenopus+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Pax3 and Zic1 drive induction and differentiation of multipotent, migratory, and functional neural crest in Xenopus embryos.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 5528-5533 (2013).</li>
<li>Nieuwkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNieuwkoop%2C+PD+%22Normal+table+of+Xenopus+laevis+%28Daudin%29%3A+a+systematical+and+chronological+survey+of+the+development+from+the+fertilized+egg+till+the+end+of+metamorphosis%22">Normal table of Xenopus laevis (Daudin): a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis</a>. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. , Garland Pub. New York. (1994).</li>
<li>Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+hybridization%3A+an+improved+whole-mount+method+for+Xenopus+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">In situ hybridization: an improved whole-mount method for Xenopus embryos.</a> Methods Cell Biol. 36, 685-695 (1991).</li>
<li>Turner, D. L., Weintraub, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+achaete-scute+homolog+3+in+Xenopus+embryos+converts+ectodermal+cells+to+a+neural+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Expression of achaete-scute homolog 3 in Xenopus embryos converts ectodermal cells to a neural fate.</a> Genes Dev. 8, 1434-1447 (1994).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removing+the+Vitelline+Membrane+from+Xenopus+laevis+Embryos%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+protocols%22%5BJournal%5D)">Removing the Vitelline Membrane from Xenopus laevis Embryos.</a> CSH protocols. , (2007).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Cap+Isolation+from+Xenopus+laevis%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+protocols%22%5BJournal%5D)">Animal Cap Isolation from Xenopus laevis.</a> CSH protocols. , (2007).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryo+dissection+and+micromanipulation+tools%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+protocols%22%5BJournal%5D)">Embryo dissection and micromanipulation tools.</a> CSH protocols. , (2007).</li>
<li>Wilson, S. W., Houart, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review%3A+Early+Steps+in+the+Development+of+the+Forebrain%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Review: Early Steps in the Development of the Forebrain.</a> Developmental Cell. 6, 167-181 (2004).</li>
<li>Juraver-Geslin, H. A., Durand, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+development+of+the+neural+plate%3A+new+roles+for+apoptosis+and+for+one+of+its+main+effectors+caspase-3%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Early development of the neural plate: new roles for apoptosis and for one of its main effectors caspase-3.</a> Genesis. 53, 203-224 (2015).</li>
<li>Heasman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterning+the+early+Xenopus+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Patterning the early Xenopus embryo.</a> Development. 133, 1205-1217 (2006).</li>
<li>Rubenstein, J. L., Martinez, S., Shimamura, K., Puelles, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+embryonic+vertebrate+forebrain%3A+the+prosomeric+model%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The embryonic vertebrate forebrain: the prosomeric model.</a> Science. 266, 578-580 (1994).</li>
<li>Puelles, L., Rubenstein, J. L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forebrain+gene+expression+domains+and+the+evolving+prosomeric+model%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Forebrain gene expression domains and the evolving prosomeric model.</a> Trends in Neurosciences. 26, 469-476 (2003).</li>
<li>Martinez-Ferre, A., Martinez, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+regionalization+of+the+diencephalon%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+In+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Molecular regionalization of the diencephalon.</a> Frontiers In Neuroscience. 6, 73-73 (2012).</li>
<li>Scholpp, S., Lumsden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review%3A+Building+a+bridal+chamber%3A+development+of+the+thalamus%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Review: Building a bridal chamber: development of the thalamus.</a> Trends in Neurosciences. 33, 373-380 (2010).</li>
<li>Coffman, C., Harris, W., Kintner, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xotch%2C+the+Xenopus+homolog+of+Drosophila+notch%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Xotch, the Xenopus homolog of Drosophila notch.</a> Science. 249, 1438-1441 (1990).</li>
<li>Pera, E. M., Acosta, H., Gouignard, N., Climent, M., Arregi, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+signals%2C+gradient+formation+and+regional+specificity+in+neural+induction%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Active signals, gradient formation and regional specificity in neural induction.</a> Exp Cell Res. 321, 25-31 (2014).</li>
<li>Stern, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+induction%3A+old+problem%2C+new+findings%2C+yet+more+questions%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Neural induction: old problem, new findings, yet more questions.</a> Development. 132, 2007-2021 (2005).</li>
<li>Juraver-Geslin, H. A., Ausseil, J. J., Wassef, M., Durand, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Barhl2+limits+growth+of+the+diencephalic+primordium+through+Caspase3+inhibition+of+beta-catenin+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Barhl2 limits growth of the diencephalic primordium through Caspase3 inhibition of beta-catenin activation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 2288-2293 (2011).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissociation+and+Reaggregation+of+Xenopus+laevis+Animal+Caps%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+protocols%22%5BJournal%5D)">Dissociation and Reaggregation of Xenopus laevis Animal Caps.</a> CSH protocols. , (2007).</li>
<li>Harland, R. M., Grainger, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenopus+research%3A+metamorphosed+by+genetics+and+genomics%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Genet%22%5BJournal%5D)">Xenopus research: metamorphosed by genetics and genomics.</a> Trends Genet. 27, 507-515 (2011).</li>
<li>Beccari, L., Marco-Ferreres, R., Bovolenta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+logic+of+gene+regulatory+networks+in+early+vertebrate+forebrain+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Mech+Dev%22%5BJournal%5D)">The logic of gene regulatory networks in early vertebrate forebrain patterning.</a> Mech Dev. 130, 95-111 (2013).</li>
<li>Pani, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ancient+deuterostome+origins+of+vertebrate+brain+signalling+centres%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ancient deuterostome origins of vertebrate brain signalling centres.</a> Nature. 483, 289-294 (2012).</li>
<li>Holland, L. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+bilaterian+central+nervous+systems%3A+a+single+origin%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Evodevo%22%5BJournal%5D)">Evolution of bilaterian central nervous systems: a single origin?</a> Evodevo. 4, 27(2013).</li>
<li>Pratt, K. G., Khakhalin, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+human+neurodevelopmental+disorders+in+the+Xenopus+tadpole%3A+from+mechanisms+to+therapeutic+targets%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+models+%26+mechanisms%22%5BJournal%5D)">Modeling human neurodevelopmental disorders in the Xenopus tadpole: from mechanisms to therapeutic targets.</a> Disease models & mechanisms. 6, 1057-1065 (2013).</li>
<li>Sasai, Y., Ogushi, M., Nagase, T., Ando, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bridging+the+gap+from+frog+research+to+human+therapy%3A+a+tale+of+neural+differentiation+in+Xenopus+animal+caps+and+human+pluripotent+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%2C+growth+%26+differentiation%22%5BJournal%5D)">Bridging the gap from frog research to human therapy: a tale of neural differentiation in Xenopus animal caps and human pluripotent cells.</a> Development, growth & differentiation. 50, s47-s55 (2008).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Desenvolvimento neural é orquestrado por uma complexa interação entre os programas de desenvolvimento celulares e sinais dos tecidos circundantes (revisto em 3,31,32). Descrevemos aqui um conjunto de protocolos que podem ser utilizados em X. laevis embriões para explorar extrínsecos e intrínsecos factores envolvidos na determinação do destino neural e morfogénese neuronal in vitro e in vivo. Estes protocolos podem ser utilizados como tal em X. embriões tropical...

O sistema nervoso de vertebrados emerge da placa neural como uma camada homogénea de células neuroepiteliais. Compreender como os programas de desenvolvimento são induzidas, codificado e estabelecido durante regionalização da placa neural é, actualmente, um dos principais objetivos em biologia do desenvolvimento. Em comparação com outros sistemas, o embrião Xenopus experimentalmente receptivo é um modelo de escolha para analisar etapas iniciais de 1,2 desenvolvimento neural. É fácil de obter um grande número de embriões, e desenvolvimento externo dá acesso aos primeiros passos de neurulação 3. Muitas ferramentas estão disponíveis para manipular experimentalmente Xenopus laevis (X. laevis) o desenvolvimento embrionário. A micro-injecção de ARNm ou morpholinos (MO), incluindo OMs indutíveis, em conjunto com as ferramentas bioquímicas e farmacológicas, permite que o ganho de função (GOF) e perda de função (LOF) e alteração específica de vias de sinalização 4,5 controlada. O blastocoel ectoderme telhado, localizada em torno do pólo do animal de uma blástula, ou um gástrula embrião precoce, e referido como o &quot;tampão animal &#39;(AC), é uma fonte de células pluripotentes, que pode ser programado por manipulação da expressão do gene antes da explantes preparação. Neste manuscrito são protocolos detalhados para usar X. explantes laevis AC para testar in vitro e in vivo em mecanismos moleculares e processos celulares desenvolvimento neural subjacente. Uma técnica é apresentada, que permite a observação fina de padrões de expressão de genes em um tubo de girino Xenopus neural, um passo preliminar na identificação de sinais de determinação de destino. Considerando que a observação dos tecidos lisos-montado é comumente utilizada no estudo de embriões de galinha 6, que não foi correctamente descrita em Xenopus. Manipulação da expressão do gene através da injeção de mRNA sintético ou MO para os blastômeros de 2 ou 4 embriões em estágio de célula permite a programação de ACexplantes 4. Por exemplo inibição da proteína morfogenética óssea (BMP) via pela expressão do anti-BMP fator Noggin, dá uma identidade neural de células Cl 3. O protocolo é detalhado para a realização de exposição local e controlada no tempo de explantes AC aos sinais extrínsecos através de contacto directo com uma esfera de resina de permuta aniónica. Finalmente uma técnica está descrito para testes do desenvolvimento dos progenitores neurais in vivo por transplantação de explantes preparados a partir de células mistas distintas programado dissociados e re-associadas. O embrião rã é um poderoso modelo para estudar o desenvolvimento neural vertebrado cedo. Combinando a manipulação da expressão génica explantar culturas in vitro fornece informações importantes no estudo do neuroepitélio regionalização, proliferação, e morfogénese 7-12. A programação de explantes AC permitido o desenvolvimento de um coração funcional ex vivo 13,14. O usoexplante de enxerto 15 levou à identificação do comutador de transcrição mínima induzir o programa de diferenciação crista neural 16. O intrathalamica limitans Zona (ZLI) é um centro de sinalização que segrega sonic hedgehog (Shh) para controlar o crescimento e regionalização da parte frontal do cérebro caudal. Quando continuamente exposto a Shh, as células gliais coexpressï¿½ os genes do factor de três de transcrição - barh-like homeobox-2 (barhl2), orthodenticle-2 (OTX2) e iroquois-3 (irx3) - adquirir duas características do compartimento de ZLI: a competência para expressar shh, ea capacidade de segregar a partir de células placa neural anterior. Como um sistema modelo, a indução de um destino ZLI em células neuroepiteliais será apresentado 8. Estes protocolos visam fornecer e ferramentas eficientes simples e baratos para os biólogos do desenvolvimento e outros pesquisadores a explorar o mec fundamentaishanisms de comportamentos de células neurais chave. Estes protocolos são muito versáteis e permitem a investigação de uma vasta gama de sinais neurais de determinação extrínsecos e intrínsecos. Ele permite a longo prazo na análise in vivo de compromisso linhagem neural, interações indutivas e comportamentos celulares.

<table><tbody><tr><td>Paraformaldeído</td><td>VWR&</td><td>nbsp; 20909.290</td><td>Esferas</td></tr> de <tr><td>resina de troca aniônica</td> tóxica <td>Biorad</td><td>140- 1231</td><td></td></tr><tr><td>Albumina de soro bovino&nbsp;</td><td>SIGMA</td><td>A-7888</td><td>Para cultura de capa animalpH 7,6</td></tr><tr><td>Gentamicina&nbsp;</td><td>GIBCO</td><td>15751-045&nbsp;</td><td>antibiótico</td></tr><tr><td>Albumina de Soro Bovino</td><td>SIGMA</td><td>A7906</td><td>&nbsp; para preparação de contas</td></tr></tbody></table>

stem cell-like<em&gt; xenopus</em&gt; embrionárias explantes estudar características neural desenvolvimento precoce<em&gt; in vitro</em&gt; e<em&gt; in vivo</em

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

Compreender os programas genéticos subjacentes ao desenvolvimento neural é um objetivo importante da biologia do desenvolvimento e das células-tronco. Na blástula dos anfíbios, as células do teto do blastocele são pluripotentes. Essas células podem ser isoladas e programadas para gerar vários tecidos por meio da manipulação da expressão de genes ou indução por morfogênios. Neste manuscrito, são descritos protocolos para o uso de explantes de telhado de blastocele de Xenopus laevis como um sistema de ensaio para investigar as principais características in vivo e in vitro do desenvolvimento neural inicial. Esses protocolos permitem a investigação da aquisição do destino, comportamentos de migração celular e propriedades autônomas e não autônomas da célula. Os explantes de telhado de blastocele podem ser cultivados em meio definido sem soro e enxertados em embriões hospedeiros. Este transplante em um embrião permite a investigação do compromisso de linhagem de longo prazo, as propriedades indutivas e o comportamento das células transplantadas in vivo. Esses ensaios podem ser explorados para investigar mecanismos moleculares, processos celulares e redes reguladoras de genes subjacentes ao desenvolvimento neural. No contexto da medicina regenerativa, esses ensaios fornecem um meio de gerar tipos de células derivadas de neurais in vitro que podem ser usados na triagem de medicamentos.

Com base em considerações morfológicas em espécies diferentes, manipulações embriológicos, e o padrão de expressão de genes reguladores, um modelo conceptual que prende a placa neural é dividida em segmentos longitudinais e transversais que definem uma grade de desenvolvimento gerar campos histogênica distintas. Na placa neural, o primórdio do cérebro anterior, mesencéfalo, rombencéfalo e medula espinal são já estabelecida ao longo do eixo ântero-posterior (AP), durante a gastrulação (re...

Nos embriões de Xenopus, as células do teto do blastocele são pluripotentes e podem ser programadas para gerar vários tecidos. Aqui, descrevemos protocolos para usar explantes de telhado de blastocele de anfíbios como um sistema de ensaio para investigar as principais características in vivo e in vitro do desenvolvimento neural inicial.

Stem Cell-like<em&gt; Xenopus</em&gt; Embrionárias explantes Estudar características Neural desenvolvimento precoce<em&gt; In Vitro</em&gt; E<em&gt; In Vivo</em

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, ...

O objetivo geral deste protocolo é utilizar explantes do teto do blastocélio de x laevis ou do chapéu animal para testar os mecanismos moleculares e os processos celulares subjacentes ao desenvolvimento neural in vitro e in vivo. Esses métodos podem ajudar a responder perguntas fundamentais nas áreas de biologia do desenvolvimento e de células-tronco sobre a aquisição de destino celular, migração celular e as propriedades autônomas e não autônomas das células neurais. As técnicas apresentadas fornecem ferramentas simples, baratas, versáteis e eficientes para explorar os mecanismos fundamentais dos comportamentos das principais células neurais.Esses ensaios permitem o teste de determinantes de destino neural para reprogramação de células-tronco pluripotentes induzidas e a geração madura de células derivadas de origem neural para triagem avançada. Geralmente, indivíduos novos neste método terão dificuldades, pois as técnicas exigem destreza manual. Tive a ideia inicial para estes métodos quando estava pensando em analisar o comportamento de segregação celular.Para montar em lâmina um tubo neural anterior de Xenopus laevis, use uma pipeta plástica de transferência para transferir um embrião fixado, desidratado e reidratado para uma placa de Petri de 60 milímetros cheia até a borda com PBT. Em seguida, insira um par de pinças finas entre os olhos e o tubo neural ao nível do pedúnculo óptico e separe os olhos. Depois, introduza cuidadosamente as pinças abaixo do ectoderma que recobre o tubo neural atrás da cabeça e remova delicadamente o ectoderma.Após realizar a transferência da marcação por hibridização NC2 apropriada, transfira o embrião para um novo recipiente de petri de 60 mililitros contendo PBT e use pinças finas para isolar grosseiramente o tubo neural anterior do embrião. Em seguida, remova cuidadosamente a notocorda, que está fracamente aderida abaixo do tubo neural. Se necessário, remova também as vesículas oticas e as partes remanescentes do mesoderma.Quando todas as apêndices do tubo neural tiverem sido seccionadas, separe o tubo neural anterior do embrião. Em seguida, transfira o tubo neural isolado para um tubo cônico de 1,5 mililitro contendo glicerol a 50% em PBS para tratamento durante a noite a quatro graus Celsius. Após um segundo tratamento durante a noite em glicerol a 90%, transfira o tubo neural para uma lâmina de microscópio em uma pequena quantidade de glicerol e use agulhas de tungstênio para dissecar os tubos neurais ao longo das linhas médias dorsal e ventral.Em seguida, utilize anéis de reforço cobertos com uma lamínula de vidro para montar os dois lados do tubo neural em glicerol a 90% e PBS. Para preparar a pérola para a indução do explante de capuz animal, use uma micropipeta P200 para dividir metade de uma alíquota de pérolas de resina tratadas com BSA em um novo tubo de 1,5 mililitro. Em seguida, substitua a água destilada estéril no novo tubo por 200 microlitros de meio contendo a molécula experimental de interesse por duas horas a quatro graus Celsius.No final da incubação, transfira os embriões de blástula ou de gastrula muito inicial para PBS com cálcio e magnésio suplementado com 0,2% de BSA. Em seguida, sob um microscópio estereoscópico, pinça a membrana vitelina com a lateral de um par de pinças e use um segundo par de pinças para descascar lentamente a membrana a partir do lado vegetal do embrião, tomando cuidado para não danificar o lado animal. Depois, usando pinças finas, recorte um pequeno quadrado do polo animal de cada embrião.Usando uma ponteira revestida com BSA, transfira as tampas para poços individuais de uma placa multiwell Terasaki contendo salina de Barth modificada 0,5X, posicionando o lado animal pigmentado em contato com o fundo arredondado do poço. Usando uma micropipeta P20, selecione as esferas mais rosadas do tubo de tratamento e coloque uma esfera sobre cada tampa, utilizando pinças para centralizar as esferas nas tampas. Após colocar a última esfera, posicione a placa sobre papéis umedecidos com água e cubra a placa com um recipiente plástico antes da incubação.Para preparar explantes de capuz animal dissociados e reagregados, isole 15 a 30 capuzes animais conforme acabou de ser demonstrado. Use pinças finas para recortar um pequeno quadrado de tecido dos polos animais. Transfira os capuzes animais para um poço revestido com agarose contendo salina de Holtfreter sem cálcio, com suas faces pigmentadas voltadas para cima.Após alguns minutos, deve-se observar a desagregação. Use pin&ccedil;as finas para separar as camadas pigmentadas do restante do tecido. Em seguida, use uma micropipeta P20 para descartar o pigmento.Quando a maioria das camadas pigmentadas tiver sido removida e as células estiverem completamente dissociadas, gire suavemente a placa para centralizar as células e use uma micropipeta P1000 para remover o máximo possível do meio, tomando cuidado para não tocar nas células. Em seguida, adicione um mililitro de solução salina de Holtfreter com cálcio ao poço. Transfira as calotas animais dissociadas para um tubo de 1,5 mililitro.Após centrifugar as células, use uma micropipeta P1000 para remover cuidadosamente o sobrenadante e ressuspender o pellet em 20 microlitros de solução salina de Holtfreter com cálcio. Deixe as células se reagregarem por três a seis horas à temperatura ambiente. Em seguida, adicione lentamente um mililitro de NAM 3/4 para destacar cuidadosamente os explantes do fundo do tubo e use uma pipeta de transferência de plástico para distribuir os explantes em placas individuais não revestidas.Para transplantar explantes de capuz animal em placas neurais de Xenopus laevis, primeiro recubra placas de Petri de 60 milímetros com ágar a 3% e NAM 3/4, nos quais foram feitos pequenos orifícios. Em seguida, transfira embriões em estágio inicial de neurula para PBS com cálcio e magnésio suplementado com BSA a 0,2% para remoção da membrana vitelina. Depois, encha o recipiente de dissecação recoberto com ágar com NAM fresco 3/4 e transfira os embriões para o recipiente de dissecação com o lado dorsal voltado para cima.Agora, transfira um explante de capuz animal reagregado para a placa de dissecação, permitindo que o explante afunde lentamente no recipiente pela ação da gravidade, uma vez que a ponta da pipeta tenha atravessado a superfície de NAM. Em seguida, sob um microscópio estereoscópico, use pinças arredondadas para segurar o embrião no lugar enquanto utiliza uma agulha de tungstênio para fazer uma incisão na placa neural destinada ao explante. Recorte um pequeno pedaço do explante de capuz animal reagregado usando pinças arredondadas e uma lâmina de bisturi tipo navalha.Use o fragmento de tecido para dimensionar um pedaço de explante para o enxerto. Esta figura mostra tubos neurais anteriores de X laevis e X tropicalis montados planamente conforme demonstrado, nos estágios 30, 32 e 35 após hibridização dupla NC2 em montagem inteira. Como observado nessas imagens, a expressão do sonic hedgehog de xenopus é detectada em células em contato com microesferas imersas em meio condicionado suplementado com a extremidade C-terminal do gene sonic hedgehog, mas não em células em contato com microesferas tratadas com meio controle.Após dissociação e reagregação conforme demonstrado anteriormente, esses explantes com células do capuz animal anteriorizadas foram misturados com células do capuz animal anteriorizadas que expressavam Otx2. Como observado, essas células expressando Otx2 não se separaram das células que não expressavam Otx2. Ambos os tipos de células se misturaram livremente por todo o explante.Em contraste, em explantes onde células que expressam Otx2 foram misturadas com células que expressam BAR HL-2 e IRX3, as células que expressam múltiplos genes formaram manchas coesas que não se espalharam uniformemente dentro do explante reagregado. Quando enxertados na placa neural anterior de embriões de x laevis conforme acabou de ser demonstrado, explantes mistos compostos por células coexpressando BAR HL-2, Otx2 e IRX3, misturados com células que expressam o fragmento N-terminal do sonic hedgehog, exibiram expressão endógena de sonic hedgehog e se segregaram das células epiteliais neurais anteriores. Por outro lado, quando explantes mistos compostos por células que expressam Otx2 e o fragmento N-terminal do sonic hedgehog foram enxertados na placa neural de x laevis, as células enxertadas não expressaram sonic hedgehog nem se segregaram de suas vizinhas.Uma vez dominada, a enxertia do explante de capuz animal em placas neurais embrionárias pode ser realizada em duas a três horas, dependendo do número de embriões enxertados. É uma técnica muito robusta e extremamente gratificante. Ao tentar este procedimento, é importante ter extrema cautela com a contaminação bacteriana e fúngica.Após os procedimentos de enxertia, outros métodos como a hibridização in situ em preparação inteira podem ser realizados para acompanhar os destinos e os comportamentos das células enxertadas. Os programas de desenvolvimento que sustentam a organogênese do tubo neural são amplamente conservados, especialmente entre os vertebrados. Assim, as informações obtidas em anfíbios têm aprofundado nossa compreensão dos processos celulares e moleculares que sustentam o desenvolvimento dos vertebrados.

stem-cell-like-xenopus-embryonic-explants-to-study-early-neural

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Imagem tecido embrionário em tempo real, é um desafio durante longos períodos de tempo. Aqui nós apresentamos um ensaio para o monitoramento das alterações celulares e sub-celular na medula espinhal pinto por longos períodos com resolução espacial e temporal. Esta técnica pode ser adaptado para outras regiões do sistema nervoso e embrião em desenvolvimento.

De alta resolução de imagem ao vivo de comportamento de células no desenvolvimento neuroepitélio

Controlar a expansão de células estaminais somáticas é um factor principal dificultando o seu estudo e a utilização em terapia. Aqui, descrevemos um sistema para controlar temporalmente neural haste de expansão de células durante o desenvolvimento e na vida adulta, o que pode ser usado para aumentar o número de neurónios gerados no cérebro do rato.

Expansão da embrionárias e adultas células-tronco neurais por<em&gt; In Utero</em&gt; Eletroporação ou injeção estereotáxica Viral

Neurais culturas de explante de<em&gt; Xenopus laevis</em

O destino de uma célula individual embrionário pode ser influenciado por moléculas hereditárias e / ou por sinais de células vizinhas. Utilizando mapas destino da clivagem embrionária fase Xenopus, blastômeros individuais podem ser identificados para a cultura de isolamento para avaliar as contribuições de moléculas herdados contra interações célula-célula.

Explantes blastômero para testar Compromisso destino celular durante o desenvolvimento embrionário

Este protocolo descreve um processo melhorado que implica...

Ex utero Eletroporação e Explantes hemisfério inteiro: um método simples Experimental de Estudos do Desenvolvimento Cortical Precoce

Este protocolo descreve como dissecar crista neural craniana premigratory (NC) de Xenopus laevis neurulas. Estes explantes podem ser semeadas em fibronectina e cultivadas in vitro, ou enxertados em embriões hospedeiros. Esta técnica permite estudar os mecanismos da transição epitélio NC-to-mesênquima, migração e diferenciação.

Dissecção<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Crista neural para<em&gt; In vitro</em&gt; Cultura Explant ou<em&gt; In vivo</em&gt; Transplante

O embrião de Xenopus laevis continua a ser excepcionalmente útil no estudo do desenvolvimento inicial devido ao seu grande tamanho e facilidade de manipulação.   É fornecido um protocolo simplificado para o protocolo de hibridização in situ de montagem inteira que pode ser usado na identificação de órgãos específicos neste sistema modelo.

Compreender Organogenesis precoce Usando um Simplificado<em&gt; In Situ</em&gt; Protocolo de hibridação em<em&gt; Xenopus</em

Este artigo apresenta um método conveniente e rápido para a visualização de diferentes populações de células neuronais no sistema nervoso central de embriões de Xenopus, utilizando coloração de imunofluorescência em secções.

Avaliando Neurogênese Primária em<em&gt; Xenopus</em&gt; Os embriões Usando Imunomarcação

Apresentamos um protocolo de duas partes que combina imagens fluorescentes de cálcio com hibridização in situ, permitindo que o experimentador correlacione padrões de atividade de cálcio com perfis de expressão genética em um nível unicelular.

Imagem fluorescente de cálcio e subsequente hibridização em Situ para caracterização do precursor neuronal em xenopus laevis

As explanações de blastoderme de zebrafish são geradas por células embrionárias isolantes de centros de sinalização endógenos dentro do embrião inicial, produzindo aglomerados celulares relativamente ingênuos facilmente manipulados e cultivados ex vivo. Este artigo fornece instruções para fazer tais explantes e demonstra sua utilidade interrogando papéis para sinalização nodal durante a gastrulação.

Geração de Explantes de Blastoderm ingênuos de Embriões de Zebrafish

Aprenda a usar explantes de teto de blastocéle de Xenopus laevis para estudar mecanismos moleculares e processos celulares do desenvolvimento neural in vitro e in vivo.

Stem Cell-like

Explorar mais vídeos