Name: A indução de um Estado Isoeléctrico cérebro para investigar o impacto da endógena Synaptic Activity na excitabilidade neuronal In Vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-31T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Aprenda a induzir um estado isoelétrico cerebral in vivo para estudar propriedades intrínsecas de neurônios isolados da atividade sináptica. Este método permite investigar a excitabilidade neuronal em preparações intactas.

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Este trabalho foi apoiado por subsídios da Fondation de France, o Institut National de la Santé Et de la Recherche Médicale, o Curie Universidade Pierre &amp; Marie e do programa «Investissements d&#39;avenir &#39;ANR-10-IAIHU-06.

Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as orientações da União Europeia (Directiva 2010/63 / UE) e aprovado pelo Comitê de Ética Charles Darwin em Experimentação Animal. Descrevemos aqui o procedimento que usamos rotineiramente em nosso laboratório, no entanto a maioria dos passos pode ser adaptado para atender às necessidades específicas de cada um. 1. Preparação cirúrgica Nota: Todos os pontos de incisão e de pressão devem ser repetidamente infiltrados com anestésico local (lidocaína e bupivacaína). O presente procedimento é terminal, se uma preparação asséptica é necessária várias modificações devem ser implementadas. <ol><li> Anestesiar uma ratazana com pentobarbital de sódio (40 mg / kg) e cetamina (50 mg / kg) em duas injecções intraperitoneais separadas localmente (IP). </li><li> Deixe o animal ir sob anestesia geral e repetidamente verificar se um plano cirúrgico de anestesia é alcançado (ausência de reacção aos pés beliscar). Coloque o rato em uma feedback cobertor de aquecimento e inserir uma sonda rectal para manter a temperatura do núcleo de cerca de 37 ° C. </li><li> Coloque um cateter na cavidade peritoneal para facilitar a injecção posterior de agentes anestésicos e evitar perfurar órgãos por punções de agulha repetidas 30. <ol><li> Prenda o cabelo sobre uma pequena (~ 2-3 mm) área acima de uma região localizada dentro do quadrante inferior direito ou esquerdo do estômago. Nota: creme depilatório também pode ser usado. </li><li> Adicione um 2 - 3 milímetros incisão na pele com uma tesoura afiada ou um bisturi. Usando dissecção romba, remover as camadas de gordura e músculo até a cavidade peritoneal é observado. </li><li> Insira cerca de 1 - 2 cm de um pequeno cateter na cavidade e fechar a ferida com cola cirúrgica. (. Por exemplo, 2 Francês - correspondente a 0,043 mm de diâmetro interno): Observação O diâmetro e o comprimento total do cateter deve ser mínimo para reduzir os volumes mortos. tubos de poliuretano são mais adequados. </li><li> Faça um laço e sutura tele cateter para a pele para prendê-lo no lugar. </li></ol></li><li> Instalar um tubo traqueal para controlar a ventilação durante a respiração artificial. <ol><li> Como para o passo anterior, se preparar a área de interesse (1 - 2 cm sobre a traqueia direito acima da fúrcula), remover o cabelo e incisão da pele. </li><li> Blunt dissecar as primeiras camadas de gordura e músculos, em seguida, passar a glândula salivar de lado e expor a traqueia dissecando cuidadosamente a última camada de músculos. </li><li> Remova cuidadosamente os tecidos mais a traqueia e deslizar uma linha abaixo dela usando pequenas pinças. Faça nó de um cirurgião com o fio, mas não apertado ainda. </li><li> Faça uma incisão na traqueia de forma transversal entre dois anéis cartilaginosos. sangue cotonete na traqueia se houver. </li><li> Inserir um tubo traqueal com o diâmetro adequado e apertar o nó da lista de discussão para fixar o tubo estável. Para estabilidade adicional, o segmento pode ainda estar ligado a um ponto mais alto do tubo da traqueia. </li><li> Suture a ferida fechar ou usar grampos cirúrgicos. Evitar cola cirúrgica aqui Se o tubo traqueal se destina a ser reutilizado. </li></ol></li><li> Instalar o animal em um quadro estereotáxico e acompanhar atentamente as seguintes variáveis ​​fisiológicas: ECoG, SpO 2, ETCO 2, freqüência cardíaca (através de um eletrocardiograma, ECG) e da temperatura interna. Monitorar e ajustar essas variáveis ​​para manter uma profundidade adequada da anestesia e estado fisiológico. Especificamente, completar a anestesia com uma dose pequena (10 mg / kg) de pentobarbital de sódio, se necessário. </li><li> Aplicar pomada olho em ambos os olhos para evitar a dessecação. Prenda o cabelo sobre o couro cabeludo, faça uma incisão longitudinal (~ 2 cm) e ressecar os tecidos conjuntivos que recobrem do crânio utilizando um bisturi ou uma cureta. </li><li> Adicione uma pequena craniotomia (-1,5 mm de diâmetro) através da região de interesse com uma broca de dentista. Nota: Aqui, o campo barril do córtex somatossensorial primário é alvo (7 - anterior 8 mm a linha interaural, 4,5- 5,5 mm lateral à linha média 31). Lavar várias vezes para dissipar o calor. </li><li> Use uma pinça extra-finas para fazer delicadamente um pequeno orifício na dura. Reservar uma região ~ 0,5 milímetros dentro da trepanação craniana para colocar o eletrodo ECoG (veja o próximo passo). Permanentemente manter o córtex húmido com uma solução de NaCl a 0,9% (ou fluido cérebro-espinhal artificial). </li><li> Coloque uma baixa impedância (~ 60 kQ) eléctrodo de prata (o eléctrodo ECoG) sobre a dura-máter, evitando a região cortical não coberto pelas meninges, e colocar o eléctrodo de referência sobre um músculo couro cabeludo por outro lado da cabeça. </li><li> Nesta fase (30 min após a injecção de pentobarbital de sódio última), manter a anestesia por injecções repetidas de pentobarbital de sódio (10-15 mg / kg / h) ou de fentanil (3-6 ug / kg / h) através do cateter de IP. O primeiro irá resultar em uma lenta oscilatório, teste padrão ECoG sono-like, enquanto a segunda irá resultar em uma, acordando-like, perfil cortical dessincronizado. </li><li> Ajuste o v artificialentilation sistema de modo que a frequência respiratória e o volume são semelhantes aos da respiração espontânea do rato (intervalo normal 70-115 respiração / min 32). Em seguida, ligue a ventilação mecânica ao tubo traqueal e verificar a inflação caixa torácica adequada (em ambos os lados). Se não, ajustar a posição do tubo de ventilação no eixo traqueal. Se necessário, aspirar a secreção presente na traqueia com um catéter ligado a uma seringa ou uma bomba de vácuo. </li><li> Se todas as variáveis ​​fisiológicas 32-35 e ECoG 29,36 reflectem padrões de um plano cirúrgico de anestesia estável, fazer uma injecção intramuscular de trietiodeto galamina em cada perna para paralisar o rato, 40 mg / kg para a primeira injecção e em seguida 20 mg / kg , a cada 2 horas 19,29,36,50. </li></ol> 2. As gravações intracelulares <ol><li> Puxe uma micropipeta de vidro (sharp microeletrodos) com um ~ 0,2 m de ponta, como a resistência varia between 50 e 80 mohms uma vez preenchido com 2 M de acetato de potássio (KAc). </li><li> Coloque a pipeta num suporte específico com uma prata / prata-cloreto de fio (Ag / AgCl) para ligar a solução da pipeta para um amplificador intracelular (via uma cabeça de fase). O titular deve ser anexado a um micromanipulador. Coloque um eletrodo de referência Ag / AgCl nos músculos do pescoço do rato. </li><li> Lentamente inserir a pipeta no cérebro para baixo para a região de interesse e verificar a sua resistência através da monitorização da tensão cai, em resposta aos passos de corrente. Use o zumbido (ou zap) botão do amplificador para limpar a pipeta se necessário. </li><li> Use cotonetes ou triângulos de absorção sintéticos para secar a craniotomia (cuidado para não tocar no ECoG ou eletrodos intracelulares) antes cobrindo-o com elastômero de silicone ou 4% de agarose para reduzir os movimentos cerebrais. </li><li> Abaixe a pipeta em 1 - 2 mm etapas até sua resistência aumenta quando se aproxima de uma célula. Em seguida, use a função de zumbido do amplificador para Penetrate no neurônio. </li></ol> 3. induzir o estado Isoeléctrico <ol><li> Execute o protocolo experimental apropriado (por exemplo, correntes disparando respostas a injetados no meio intracelular, relações corrente-tensão, respostas estímulos sensoriais), nesta fase, enquanto monitora simultaneamente o potencial de membrana do neurônio, o ECoG e as variáveis ​​fisiológicas. </li><li> Certifique-se de que o eléctrodo intracelular é estável na célula através da análise da estabilidade de ambos o potencial de membrana e a acção propriedades potenciais ao longo da sessão de gravação. Se não, não vá para a próxima etapa e esperar até que a gravação se torne estável novamente ou procurar outro neurônio. </li><li> Injectar uma dose elevada, mas de infra-letal de pentobarbital de sódio (~ 90 mg / kg, pode ser tão baixa quanto 35 mg / kg, a partir da condição inicial de pentobarbital e até 155 mg / kg, a partir da condição inicial de fentanilo) através da linha PI. Nota: Dentro de 15 - 20 min do intracelular e ECoG waveforms deve desacelerar com silêncios elétricos intermitentes para chegar transitoriamente a chamada &quot;explosão de supressão de&quot; perfil de 37,38, que cai progressivamente para um estado isoelétrico completa. Espera-se que a freqüência cardíaca diminui significativamente baixo (por ~ 10 - 20%), mas a SpO2 e ETCO2 deve permanecer relativamente estável. </li><li> Se o estado isoeléctrico não é atingido, injectar uma pequena quantidade de pentobarbital de sódio (~ 10% da dose passo 3.1). Aguarde 15 minutos antes de adicionar mais anestésico se o estado isoelétrico ainda não é alcançado. </li><li> Repita o protocolo experimental para comparar o impacto da dinâmica de rede em propriedades integrativas do neurônio gravado. Nota: Após a cessação de injeções anestésicas, a atividade elétrica do cérebro deve se recuperar totalmente dentro de 3 a 4 horas. </li><li> No final da experiência, injectar uma dose letal de pentobarbital de sódio (200 mg / kg, IP) para eutanásia do rato. </li></ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Descrevemos aqui um novo método para suprimir a atividade elétrica cerebral espontânea vivo, tanto da rede e níveis celulares. Este procedimento leva a um estado cerebral extremo, conhecido como comatoso isoelétrico 41. De um ponto de vista clínico, uma inactividade tais electrocerebral é a anormalidade mais grave que pode ser visto no EEG. É, sobretudo, associado a um coma irreversível, com todos os pacientes morrendo ou continuadas em um estado vegetativo persistente 42, mas pod...

Na ausência de quaisquer estímulos ambientais ou tarefas comportamentais, o &quot;repouso&quot; cérebro gera um fluxo contínuo de actividade eléctrica que pode ser gravada a partir do couro cabeludo, como electroencefalográficas ondas (EEG). O correlato intracelular desta actividade cerebral endógena é caracterizado por as flutuações de tensão de membrana fundo (também conhecidos como &quot;ruído sináptica&quot;), que são compostas por uma combinação de potenciais sinápticos excitatórios e inibidores que reflectem a actividade em curso de redes aferentes 1,2. Esta atividade espontânea varia em frequência e amplitude com os diferentes estados de vigilância. Elucidar o impacto da atividade de rede na excitabilidade e capacidade de resposta dos neurônios individuais é um dos grandes desafios da neurociência 3,4. Muitos estudos experimentais e computacionais têm explorado o impacto funcional da atividade sináptica em curso sobre a propertie integrativas dos neurônios. No entanto, o papel dos diferentes parâmetros neuronais afectadas pelo ruído de fundo sináptica permanece elusiva. Por exemplo, o nível médio de despolarização da membrana foi encontrada positivamente ou negativamente 5,6 7-9 correlacionada com a capacidade de entradas sensoriais para desencadear potenciais de acção. Além disso, ao passo que algumas investigações sugerem que as flutuações do potencial de membrana, o que resulta de uma corrente que varia continuamente de entradas sinápticas aferentes, afectar fortemente a capacidade de resposta de neurónios individuais, modulando o ganho da sua relação de entrada-saída de 3,10-13, indicam que outros mudanças na condutância da membrana entrada mediadas por inibição de manobra são suficientes para modular o ganho neuronais, independentemente da magnitude das flutuações de membrana 14,15. Finalmente, estudos recentes realizados em animais acordados sublinhou como o processamento da informação sensorial no único neurônio depende criticamente sobre o estado de vigilância and a corrente 16,17 demanda comportamental. Uma estratégia simples para elucidar o papel funcional de um determinado processo em um sistema altamente interligada é determinar como a sua ausência especificamente altera o funcionamento do sistema. Este método tem sido amplamente utilizado em pesquisa neuroscience, por exemplo, utilizando as lesões experimentais ou inactivação de diferentes áreas do cérebro, 18-21 ou bloqueio farmacológico de canais iónicos específicos 22,23. Notavelmente, ela foi aplicada in vivo para desvendar como funcionais de conectividade e de rede dinâmica afetar computação única célula 24-27. No entanto, até à data manipulações locais destinados para bloquear o disparo de neurônios e / ou perturbar as suas propriedades biofísicas básicos podem ser parcialmente eficazes e estão limitados a volumes relativamente pequenos cerebrais 28. Para superar essas limitações, desenvolvemos uma nova abordagem experimental em vivo emo rato para comparar as propriedades eletrofisiológicas de neurônios individuais gravados em um determinado estado do cérebro, ou seja, inseridos em uma rede particular dinâmica, aos obtidos após a supressão completa de todo o cérebro atividade sináptica 29. Nas condições de controlo, duas dinâmicas corticais distintos poderiam ser gerados. eletrocorticográfica (ECoG) padrões de sono-like foram induzidas pela injeção de doses moderadas de pentobarbital de sódio. Alternativamente, ondas rápidas ECoG de pequena amplitude comparável à actividade cortical subjacente ao estado de vigília (-vigília como padrão) pode ser produzido por injecção de fentanil. Subsequentemente, enquanto se mantém a mesma ECoG e gravação intracelular, um silenciamento completa da actividade eléctrica do cérebro endógeno foi obtido por injecção sistémica de uma dose elevada de pentobarbital de sódio, caracterizado por ECoG isoeléctrico e actividades intracelulares. Uma vez que a indução de um estado de coma, tais extrema poderiam potencialmente fatal tem consequenCES sobre as funções biológicas, um acompanhamento cuidadoso e contínuo das variáveis ​​fisiológicas era essencial. Portanto, meticulosamente seguido da frequência de batimento cardíaco, a concentração final da expiração de CO 2 (ETCO2), a saturação de O2 (SpO 2) e a temperatura central do rato ao longo das experiências. Nós avaliamos neurônios individuais propriedades durante estes estados diferentes, utilizando microeléctrodos afiadas, que são particularmente adequados para gravações longas e estáveis ​​in vivo. O processo descrito aqui, pode ser combinada com outras abordagens electrofisiológicos e de imagem e pode ser alargado a outros modelos animais.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital Centravet de Sódio</td><td></td><td>Pentobarbital</td><td></td></tr><tr><td>Cetamina 500</td><td>Merial</td><td>Imalg&egrave; ne 500</td><td></td></tr><tr><td>Fentanil&nbsp;</td><td>Janssen-Cilag</td><td>Fentanil</td><td></td></tr><tr><td>Xilocaína</td><td>Centravet</td><td>Xilovet</td><td></td></tr><tr><td>Trietiodeto de gallamina</td><td>Sigma</td><td>G8134</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador ECoG</td> Sistemas <td>AM</td><td>Amplificador AC, Modelo 1700</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador intracelular</td><td>Molecular Devices</td><td>Axoclamp 900A</td><td></td></tr><tr><td>Interface de aquisição de dados</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Potência CED 1401-3&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Software de análise de dados</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Spike2 versão 7</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulador</td><td>Scientifica</td><td>IVM-3000</td><td></td></tr><tr><td>Extrator de capilares</td><td>Narishige</td><td>PE-2</td><td></td></tr><tr><td>Capilares de vidro borossilicato</td><td>Harvard Apparatus</td><td>GC150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Fio de prata 0,125 mm (gravação intracelular)</td> <td>WPI</td><td>AGT0525</td><td></td></tr><tr><td>Referência Ag-AgCl</td><td>Phymep</td><td>E242</td><td></td></tr><tr><td>Fio de prata 0,25 mm (gravação ECoG)</td><td>WPI</td><td>AGT1025</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de respiração artificial</td><td>Minerve</td><td>Alpha Lab</td><td></td></tr><tr><td>Monitoramento de parâmetros fisiológicos</td><td>Digicare</td><td>LifeWindow Lite</td><td></td></tr><tr><td>Manta de aquecimento</td><td>Harvard</td><td>Apparatus 507215</td><td></td></tr><tr><td>Estereomicroscópio</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura</td><td>FST</td><td>15005-08</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps Dumont #5</td><td>FST</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps Dumont #5SF</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Cateter IP de poliuretano - 0,43x0,69 mm&nbsp; &nbsp;</td><td>Instech</td><td>BTPU-027</td><td></td></tr><tr><td>Elastômero de silicone</td><td>WPI</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Broca odontológica</td><td>NSK</td><td>Y1001151 e P496</td><td></td></tr><tr><td>Cola cirúrgica</td><td>3M</td><td>vetbond</td><td></td></tr></tbody></table>

a indução de um estado isoeléctrico cérebro para investigar o impacto da endógena synaptic activity na excitabilidade neuronal<em&gt; in vivo</em

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

A informação de processo maneira neurónios depende tanto nas suas propriedades intrínsecas de membrana e sobre a dinâmica da rede sináptica aferente. Em particular, a actividade de rede endogenamente-gerado, que varia fortemente em função do estado de vigilância, modula significativamente neuronal computação. Para investigar como as diferentes dinâmicas cerebrais espontâneos impacto propriedades integrativas dos neurônios individuais, desenvolvemos uma nova estratégia experimental no rato que consiste na supressão in vivo toda a atividade cerebral por meio de uma injeção sistêmica de uma alta dose de pentobarbital de sódio. actividades corticais, continuamente monitorizados pelo eletrocorticograma combinada (ECoG) e gravações intracelulares são progressivamente retardado, conduzindo a um perfil constante isoeléctrica. Este estado cerebral extrema, colocando o rato em uma em coma profundo, foi cuidadosamente monitorizada através da medição das constantes fisiológicas do animal ao longo das experiências. r intracelularecordings nos permitiu caracterizar e comparar as propriedades de integração do mesmo neurônio incorporado dinâmica corticais fisiologicamente relevantes, tais como as verificadas no ciclo vigília-sono, e quando o cérebro estava completamente silenciosa.

Indução e manutenção de um estado cerebral isoelétrico é uma delicada no procedimento experimental vivo. Tem-se provado ser uma ferramenta poderosa para estudar directamente o impacto da actividade de rede cortical na excitabilidade neuronal e função de transferência 29. A Figura 1 mostra a monitorização de múltiplos parâmetros, incluindo ECoG e constantes vitais, do estado fisiológico do animal antes (Figura 1A ) e depois <s...

Este procedimento executa longa duração in vivo gravações intracelulares de neurônios individuais durante os estados cerebrais fisiologicamente relevantes e após a abolição completa das atividades elétricas em curso, resultando em um estado cerebral isoelétrico. As constantes fisiológicas do animal são cuidadosamente monitorizado durante a transição para o estado de coma artificial.

A indução de um Estado Isoeléctrico cérebro para investigar o impacto da endógena Synaptic Activity na excitabilidade neuronal<em&gt; In Vivo</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

O objetivo geral deste protocolo é induzir um estado geral de inatividade cerebral in vivo para estudar as propriedades integradas de neurônios individuais na ausência de entradas sinápticas. O método que apresentamos aqui pode ajudar a responder perguntas fundamentais na neurofisiologia, como avaliar o impacto da atividade da rede sobre o cálculo celular individual ou estudar a resposta de neurônios em estados de coma. A principal vantagem desta técnica é que as propriedades neuronais podem ser estudadas isoladamente da rede, em uma preparação intacta in vivo.Para iniciar este procedimento, posicione uma rata completamente anestesiada sobre uma manta aquecida. Insira uma sonda retal no animal para manter a temperatura corporal central em torno de 37 graus Celsius. Para colocar um cateter na cavidade peritoneal e facilitar a injeção subsequente de agentes anestésicos, remova primeiro os pelos de uma pequena área no quadrante inferior direito ou esquerdo do abdômen utilizando creme depilatório.Após injetar o anestésico local, esterilize o local cirúrgico e faça uma incisão de dois a três milímetros na pele com tesoura afiada. Usando tesoura romba, remova as camadas de gordura e músculo até que a cavidade peritoneal fique visível. Em seguida, insira cerca de um a dois centímetros de um cateter pequeno na cavidade e feche a ferida com cola cirúrgica.Confeccione uma alça e sutura o cateter à pele para fixá-lo no lugar. Para implantar um tubo traqueal com o objetivo de controlar a ventilação durante a respiração artificial, remova os pelos, esterilize o local e faça uma incisão na pele sobre a traqueia logo acima do manúbrio. Realize a dissecação romba da primeira camada de gordura e músculos.Mova a glândula salivar para o lado e exponha a traqueia dissecando suavemente a última camada de músculos. Isole cuidadosamente a traqueia e deslize um fio abaixo dela usando pinças pequenas. Em seguida, faça um laço cirúrgico solto com o fio.Faça uma incisão transversal na traqueia entre dois anéis cartilaginosos. Em seguida, insira um tubo traqueal com o diâmetro apropriado e aperte o nó do fio para fixar o tubo. Para maior estabilidade, o fio pode ser adicionalmente fixado em um ponto mais alto do tubo traqueal.Suture ou utilize grampos cirúrgicos para fechar a ferida. Posteriormente, transfira o animal para um estereotáxico e aplique pomada oftálmica para evitar a dessecação. Em seguida, posicione sondas apropriadas para monitorar suas variáveis fisiológicas, como o eletrocardiograma, a saturação de oxigênio no sangue e a pressão de dióxido de carbono no final da expiração.Em seguida, remova os pelos sobre o couro cabeludo e esterilize o local cirúrgico. Faça uma incisão longitudinal de dois centímetros e resseque os tecidos conjuntivos sobrejacentes ao crânio utilizando um bisturi. Em seguida, aplique cola cirúrgica sobre o crânio e os tecidos para estabilizar o preparo.Em seguida, faça uma pequena craniotomia de 1,5 milímetro de diâmetro sobre a região de interesse com uma broca dentária. Posteriormente, use um par de pin&ccedil;as extrafinas e tesoura de vena para fazer suavemente um pequeno orif&iacute;cio na dura-m&aacute;ter. Reserve uma regi&atilde;o de 0,5 mil&iacute;metro dentro da trepana&ccedil;&atilde;o craniana para posicionar o eletrodo eletrocorticogr&aacute;fico.Certifique-se de manter o córtex úmido com solução de cloreto de sódio a 0,9% ou aCSF. Em seguida, posicione um eletrodo de referência no músculo do couro cabeludo contralateral e coloque um eletrodo eletrocorticográfico de baixa impedância sobre a dura-máter. Ajuste o sistema de ventilação artificial para que a frequência respiratória e o volume sejam semelhantes aos da respiração espontânea da rata. Se todas as variáveis fisiológicas e os padrões eletrocorticográficos estiverem dentro dos valores normais, injete trietiodeto de gallamina em cada pata para paralisar o animal. Em seguida, conecte a ventilação mecânica ao tubo traqueal e verifique a correta expansão da caixa torácica em ambos os lados. Nesta etapa, puxe uma micropipeta de vidro com uma ponta de 0,2 micrômetro e preencha-a com solução de acetato de potássio dois molar.Coloque a pipeta em um suporte específico com um fio de prata/cloreto de prata para conectar a solução da pipeta a um amplificador intracelular. Em seguida, posicione um eletrodo de referência de prata/cloreto de prata sobre os músculos do pescoço do rato. Posicione a pipeta acima da região de interesse.Insira lentamente a pipeta no cérebro até a profundidade desejada, utilizando o botão de zumbido do amplificador para limpar a pipeta, se necessário. Compense a resistência da pipeta zerando as quedas de tensão em resposta a degraus de corrente, utilizando o circuito de ponte do amplificador. Em seguida, use cotonetes ou triângulos sintéticos absorventes para secar a craniotomia e cubra-a com elastômero de silicone ou agarose a 4% para reduzir os movimentos cerebrais.Em seguida, abaixe a pipeta em passos de um ou dois micrômetros até que sua resistência aumente ao se aproximar de uma célula. Utilize a função de zumbido do amplificador para penetrar no neurônio. Uma vez que a gravação esteja estável, compense a resistência do eletrodo ajustando o parâmetro de compensação enquanto pequenos passos de corrente são injetados no neurônio.Em seguida, realize o protocolo experimental apropriado, como a injeção de corrente intracelular para extrair propriedades intrínsecas do neurônio ou a realização de estimulações sensoriais. A seguir, injete uma dose alta, mas subletal, de pentobarbital de sódio através da linha intraperitoneal. Dentro de 15 a 20 minutos, as atividades intracelular e eletrocorticográfica devem desacelerar, com silêncios elétricos intermitentes, atingindo temporariamente o chamado perfil de surto-supressão, que progressivamente colapsa para um estado isoelétrico completo.Espera-se que a frequência cardíaca diminua significativamente, mas a SPO2 e a EtCO2 devem permanecer relativamente estáveis. Em seguida, repita o protocolo de estimulação para comparar o impacto da dinâmica da rede sobre as propriedades integrativas dos neurônios registrados. Após a cessação das injeções de anestésico, a atividade elétrica cerebral deve se recuperar completamente em três a quatro horas.Esta figura mostra atividades intracelulares espontâneas e eletrocorticogramas em duas condições anestésicas, simulando as dinâmicas corticais geradas endogenamente durante os estágios iniciais do sono ou durante a vigília. O estado semelhante ao sono é induzido pela injeção de pentobarbital de sódio, e o estado semelhante à vigília pelo fentanil. Em ambos os casos, a injeção subsequente de uma dose elevada de pentobarbital de sódio resultou na abolição completa da atividade espontânea no ECOG e nos neurônios simultaneamente registrados, daí o termo isoelétrico.A supressão da atividade sináptica em andamento resultou em uma significativa hiperpolarização do potencial de membrana neuronal. Respostas evocadas por corrente podem ser geradas antes e após a indução do estado isoelétrico. Isso permite a comparação de diferentes atividades cerebrais na função de transferência entrada-saída dos neurônios, expressa como a taxa principal de disparos evocados em resposta a degraus de corrente de intensidade crescente.Ao realizar este procedimento, é importante lembrar-se de manter o animal nas melhores condições fisiológicas para obter gravações de boa qualidade associadas às nossas dinâmicas cerebrais confiáveis. Essa abordagem pode ser posteriormente empregada como um modelo para estudar a resposta dos neurônios em estados de coma profundo irreversíveis ou reversíveis.

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Research

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Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra a gravação de sinais elétricos de neurônios cerebrais individuais usando uma micropipeta de vidro de ponta fina e uma configuração especializada. A micropipeta é cuidadosamente inserida no cérebro do rato e é zumbida para penetrar no neurônio para registrar sinais elétricos neuronais internos.

Gravação in vivo de sinais intracelulares de um único neurônio

Estudos mostraram que a estimulação transcraniana catódica por corrente contínua pode produzir efeitos supressivos em convulsões resistentes a medicamentos. Neste estudo, foi desenvolvido um arranjo experimental in vitro no qual a estimulação por corrente contínua e o registro de multieletrodos da atividade semelhante a convulsões foram avaliados na preparação de fatias de cérebro de camundongos. Os parâmetros de estimulação por corrente contínua foram avaliados.

A estimulação de corrente contínua e Multi-eletrodo de gravação matriz de perda de consciência em Ratos Cérebro Slice Preparação

Apresentamos métodos para a construção de eletrodos para registrar simultaneamente a atividade neural extracelular e liberar múltiplas substâncias neuroativas nas proximidades dos locais de registro em camundongos acordados. Esta técnica permite a análise detalhada de entradas sinápticas locais putativas para o neurônio de interesse.

Extracelular Gravação de Neuronal Atividade Combinado com Microiontophoretic aplicação de substâncias neuroativos em Ratos Awake

Neste estudo, a metodologia é apresentada sobre como realizar gravações eletrofisiológicas in vivo multi-site a partir da via hiperdiretiva sob anestesia com uretano.

Agudo<em&gt; In Vivo</em&gt; Gravações eletrofisiológicas de Potenciais de campo locais e atividade de múltiplas unidades a partir do caminho hiperdiretivo em ratos anestesiados

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Colocação de eletrodos estimuladores extracranianos e mensuração do fluxo sanguíneo cerebral e campos elétricos intracranianos em camundongos anestesiados

Aqui, descrevemos um protocolo para induzir a plasticidade de longo prazo da excitabilidade intrínseca neuronal em neurônios de retransmissão do núcleo geniculado lateral dorsal mantido em fatias cerebrais ex vivo.

Induzindo plasticidade de longo prazo da excitabilidade neuronal intrínseca em neurônios do núcleo geniculado lateral dorsal

Aprenda a induzir um estado isoelétrico cerebral in vivo para estudar propriedades intrínsecas de neurônios isolados da atividade sináptica. Este método permite investigar a excitabilidade neuronal em preparações intactas.

A indução de um Estado Isoeléctrico cérebro para investigar o impacto da endógena Synaptic Activity na excitabilidade neuronal In Vivo (Vídeo) | JoVE Journal

A indução de um Estado Isoeléctrico cérebro para investigar o impacto da endógena Synaptic Activity na excitabilidade neuronal

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