Name: Longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Aprenda a medir a pressão arterial em camundongos livremente móveis utilizando telemetria implantável. Este método permite monitoramento contínuo sem artefatos de contenção ou anestesia, essencial para estudos de fisiologia vascular.

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Este trabalho foi apoiado pelo National Institutes of Health (NIH / NHLBI) [Grant no. HL114869] e o apoio da UTHSC ao SM.

declaração de ética: Todos os procedimentos com animais mencionados neste vídeo-artigo foram revistos e aprovados pela Comissão de animal Cuidado e Uso (IACUC) da Universidade de Tennessee Health Science Center. Nota: Utilize instrumentos de microcirurgia estéreis durante todo o procedimento cirúrgico. Os instrumentos cirúrgicos podem ser esterilizadas utilizando um esterilizador de infravermelhos a uma temperatura de esterilização óptima de 1500 ° F (815,6 ° C). Telémetros pode ser reutilizado, no entanto, antes de o introduzir no animal certificar-se para esterilizar todo o transmissor de acordo com as instruções do fabricante e que a ponta do cateter foi novamente cheio com um gel especial fornecida pelo fabricante. 1. Animais Experimentais <ol><li> Obter uma aprovação IACUC para todos os experimentos que serão executadas. Consulta com IACUC institucional é altamente recomendado em relação aos requisitos para uso de analgésicos no pós-operatório após este procedimento. </li><li> Manter os animais em cquartos controlados por limate com uma temperatura ambiente de 21 ° C, 60% de humidade relativa, e um ciclo de luz-escuro de 12 h com livre acesso a comida e água. Observação: Uma vez que o corpo do ratinho tem para acomodar a sonda de telemetria (approximatively 1 cm de diâmetro x 2 cm de comprimento), é preferível utilizar ratinhos que pesam de 20 g ou mais. </li></ol> 2. Anestesia e Preparação operativo <ol><li> Pesar o rato usando uma balança de precisão e registar o peso. Certifique-se de lidar com o animal suavemente e silenciosamente. </li><li> Colocar o animal na câmara de indução e fechá-lo. Ajustar a taxa de fluxo de oxigênio em 0,5 L / min e definir concentração de isoflurano em 4-5%. </li><li> Quando o mouse perde a consciência, coloque-o em uma placa de aquecimento corporal mantida a 36-37 ° C. Manter a anestesia via nosecone com o conjunto de isoflurano a 2% (manter a taxa de fluxo de 0,5 L / min). </li><li> Preparar as regiões de operação, removendo o cabelo da parte de trás do pescoço e tele aspecto ventral do pescoço, aplicando creme de depilação. </li><li> Tratar o local da incisão com 3 aplicações de paramentação (solução de betadine) alternando com álcool isopropílico 70%. </li></ol> 3. Cirurgia <ol><li> Posicione o mouse na posição supina. Verifique se há reflexos comprimindo o pé, e ajustar a anestesia até que não haja resposta. Realizar uma incisão na linha média, aproximadamente, 1 cm abaixo do pescoço do rato com um bisturi. No lado esquerdo do corte criar um espaço subcutâneo, separando cuidadosamente a pele a partir do tecido conjuntivo subjacente. </li><li> Virar o mouse e usar um bisturi para fazer uma incisão na pele de aproximadamente 1,5 cm de lado dorsal deixou para trás a escápula. Criar uma bolsa subcutânea ao longo do flanco do animal grande o suficiente para acomodar o dispositivo. Insira o transmissor no bolso. </li><li> Insira uma pequena pinça hemostática na incisão para trás e manobrá-lo por via subcutânea para a anteriorabertura do pescoço. Usando a pinça hemostática-inserido, suavemente compreender um tubo de polietileno não-tóxico (4 cm de comprimento x 1 mm de diâmetro). <ol><li> Puxar a hemostática de volta através do túnel para a incisão lateral na parte de trás até que o tubo se projecta a partir de ambos incisão abdominal e dorsal, libertar o tubo a partir da pinça hemostática. A partir da parte traseira, inserir o sensor de cateter para dentro do tubo de túnel a ponta do cateter de detecção de pressão através do pescoço. Do anterior do pescoço, puxar e retirar o tubo de polietileno e fechar a incisão dorsal utilizando grampos metálicos. </li></ol></li><li> Separe cuidadosamente as glândulas mandibulares, utilizando aplicadores com ponta de algodão estéril e retirar a glândula mandibular esquerda, utilizando uma estadia gancho elástico. Usando uma pinça curva de ponta fina, localize a artéria carótida ao longo do lado esquerdo da traquéia. Mantenha o local da cirurgia estéril, colocando e garantir uma cortina estéril. <ol><li> Cuidadosamente isolar o vaso do tecido circundante e suavemente separar onervo vago (de cor esbranquiçada) que está ao longo da artéria carótida de distância a partir da artéria. Tenha cuidado para não cortar ou danificar o nervo ou artéria. </li></ol></li><li> Passe três pedaços de não-absorvível 7-0 sutura abaixo da seção artéria carótida isolado. Amarre a sutura craniana para fechar o fluxo de sangue. Puxar o fio de sutura que está mais próxima do esterno para ocluir temporariamente o fluxo de sangue a partir da aorta. </li><li> Faça um nó frouxo usando a sutura do meio. Isto irá ser utilizado para segurar o cateter no vaso. Corte uma pequena incisão na artéria entre o crânio e as suturas esternais usando micro-tesoura. </li><li> Agarre o cateter com uma pinça especial de punção embarcação, tendo o cuidado de não apertar o cateter para evitar a perda de gel da sonda. Gentilmente, pegue a artéria com uma ponta fina curvas pinças pinças, recuperar o cateter, e inseri-lo no vaso através da pequena incisão. </li><li> Apertar o nó de sutura meio ao redor da artéria e gentilmente avançar o gatoheter. Gentilmente liberar a sutura que é proximal ao esterno e continuar a avançar o cateter para a aorta transversal. <ol><li> Observar a marca no cateter que dá um índice aproximado de quão longe o cateter tem de ser inserido. Uma vez que o ponto é atingido, apertar ligeiramente inferior tanto a sutura e a parte superior em torno do cateter. O cateter é fixado ao da artéria carótida por nós de sutura. </li></ol></li><li> Feche a incisão na pele com os não-absorvível 5-0 sutura. Uma vez fechado, selar a incisão com adesivo de tecido. </li></ol> 4. Medidas de recuperação e BP cirúrgicos <ol><li> Monitorar animais de perto para o retorno de posturas e comportamentos normais. Durante a 24 horas pós-cirurgia analgesia período de administrar como dirigido por um veterinário equipe. </li><li> Uma vez que os animais se recuperaram (5 - 7 dias após a cirurgia), abrigá-los individualmente em uma gaiola regular de rato colocado em cima do prato receptor de telemetria. </li><li> Vire o tr implantadoansmitters &quot;ON&quot; e &quot;OFF&quot; usando um dispositivo magnético brevemente posicionado perto do animal a partir do lado de fora da gaiola. </li></ol>

<ol><li>Danaei, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preventable+causes+of+death+in+the+United+States%3A+comparative+risk+assessment+of+dietary%2C+lifestyle%2C+and+metabolic+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Med%22%5BJournal%5D)">The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors.</a> PLoS Med. 6 (4), e1000058(2009).</li>
<li>Dornas, W. C., Silva, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+study+of+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci%22%5BJournal%5D)">Animal models for the study of arterial hypertension.</a> J Biosci. 36 (4), 731-737 (2011).</li>
<li>Henze, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+alterations+in+heart+rate+variability%2C+baroreflex+sensitivity%2C+and+anxiety-like+behaviors+during+development+of+heart+failure+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Persistent alterations in heart rate variability, baroreflex sensitivity, and anxiety-like behaviors during development of heart failure in the rat.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (1), H29-H38 (2008).</li>
<li>Hoffmann, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+tempol+prevents+hypertension%2C+proteinuria%2C+and+poor+feto-placental+outcomes+in+BPH%2F5+mouse+model+of+preeclampsia%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Chronic tempol prevents hypertension, proteinuria, and poor feto-placental outcomes in BPH/5 mouse model of preeclampsia.</a> Hypertension. 51 (4), 1058-1065 (2008).</li>
<li>Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+hypertension%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lab+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of hypertension: an overview.</a> J Lab Clin Med. 146 (3), 160-173 (2005).</li>
<li>Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+experimental+hypertension+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Models of experimental hypertension in mice.</a> Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).</li>
<li>Vatner, S. F., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+control+mechanisms+in+the+conscious+state%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular control mechanisms in the conscious state.</a> N Engl J Med. 293 (19), 970-976 (1975).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+Pressure+Monitoring+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Arterial Pressure Monitoring in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 105-122 (2011).</li>
<li>Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+simultaneous+measurement+of+mouse+systolic+arterial+blood+pressure+by+radiotelemetry+and+tail-cuff+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (6), H2408-H2415 (2004).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+humans+and+experimental+animals.+Part+2%3A+Blood+pressure+measurement+in+experimental+animals%3A+a+statement+for+professionals+from+the+subcommittee+of+professional+and+public+education+of+the+American+Heart+Association+council+on+high+blood+pressure+research%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals. Part 2: Blood pressure measurement in experimental animals: a statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association council on high blood pressure research.</a> Hypertension. 45 (2), 299-310 (2005).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+animals%3A+summary+of+an+AHA+scientific+statement+from+the+Council+on+High+Blood+Pressure+Research%2C+Professional+and+Public+Education+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in animals: summary of an AHA scientific statement from the Council on High Blood Pressure Research, Professional and Public Education Subcommittee.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Implantável radio-telemetria tem melhorado significativamente ao longo da última década; o tamanho da sonda menor faz o implante menos traumática para o animal, a vida da bateria prolongada ajuda a reduzir os custos e frequências Telemeter independentes eliminar crosstalk entre receptores. Telemetria é considerado o método state-of-the-art para a recolha de uma grande variedade de parâmetros fisiológicos de se mover livremente animais sem os artefatos associados com o uso da contenção, a interação humana, ou anestesia q...

A hipertensão arterial é um dos principais fatores de risco para doenças cardiovasculares, sem dúvida, é um grande problema de saúde pública tanto nos países desenvolvidos e em desenvolvimento 1. Vários modelos animais de hipertensão experimentais têm sido desenvolvidos para imitar respostas hipertensivas, como as observadas em humanos 2. Entre outros, o mouse ambulatório representa um excelente modelo para o estudo da gênese e progressão da hipertensão permitindo a análise in vivo das consequências da exposição crônica à hipertensão. Pressão arterial (PA) de monitoramento em camundongos tem ajudado os pesquisadores a desvendar vários mecanismos envolvidos na fisiologia e fisiopatologia de doenças como hipertensão e insuficiência cardíaca 3, 4. Com efeito, a manipulação do genoma de ratinho permitiu a geração de modelos transgénicos ou alvejado para o gene apropriado para o estudo da hipertensão 5, 6. No entanto, mesmo a manipulação suavede ratos conscientes induz excitações que podem potencialmente causadores de artefatos durante a aquisição de dados, enquanto o uso de sedação ou tranquilizantes afetar profundamente a pressão arterial 7. Estes aspectos são particularmente importantes e devem ser levados em consideração ao tentar monitoramento BP longo prazo. Existem várias maneiras de gravar BP em ratos, e uma comparação entre as técnicas mais comuns atualmente disponíveis tem sido discutido em outra parte 8, 9. No entanto, as recomendações da AHA de medição BP concluiu que a medição intra-arterial da pressão arterial são geralmente preferidos devido à sua capacidade para medir directamente PA ao longo de um período prolongado de tempo 10. Radiotelemetria juntamente com medida direta da pressão arterial é o método state-of-the-art para monitorar as funções fisiológicas no acordado e movendo-se livremente animais de laboratório, minimizando o estresse e artefatos ambientalmente associados 9, 11.Radiotelemetria oferece a capacidade de recolher automaticamente a pressão arterial, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade animal provenientes de vários animais conscientes. Embora esta metodologia está se tornando muito popular em muitos laboratórios, implantação de rádio-telemetria em camundongos pode ser tecnicamente desafiadora. Aqui, mostramos um protocolo passo-a-passo que ilustra como a implantação de um transdutor de pressão em ratinhos. A técnica envolve a inserção subcutânea da sonda no corpo do rato, canalizar o cateter para o pescoço e para a frente perto do arco aórtico através da artéria carótida esquerda. dados remotamente capturados são mostrados ao vivo no monitor do computador. Os dados também são armazenados para análise &quot;off-line&quot;.

<table><tbody><tr><td>Sistema de anestesia para pequenos animais</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EUA</td><td></td><td>Sistema de anestesia para pequenos animais de baixo fluxo</td></tr><tr><td>Aquecedor de almofadas e termômetro de camundongo</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EUA</td><td></td><td>permite monitorar a temperatura corporal e o controle homeotérmico em pequenos animais</td></tr><tr><td>Microscópio binocular</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EUA</td><td>Corpo binocular KSCXTS-1121</td><td>com haste de suporte e</td></tr><tr><td>pinça de hemostático</td> LED superior <td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EUA</td><td>INS750451</td><td>usado para prender vasos sanguíneos ou marcar suturas Pequenos</td></tr><tr><td>clipes de metal, 7 mm, aço inoxidável</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, EUA</td><td>INS750344</td><td>usado para fechamento da pele</td></tr><tr><td>Solução Betadine</td><td>Purdue Products L.P., Stamford, CT, EUA</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>Solução tópica de iodopovidona a 10%</td></tr><tr><td>Solução salina normal</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>necessária para evitar a secagem do tecido.</td></tr><tr><td>Nair (Loção removedora de pelos)</td><td></td><td></td> <td>necessária para remoção de pelos do local da incisão/cirurgia</td></tr><tr><td>Sutura de seda Braide</td><td>Teleflex Medical OEM, Coventry, Connecticut, EUA</td><td></td><td>Tamanho 5.0, 6.0, 7.0</td></tr><tr><td>Etanol</td><td></td><td>2716</td><td>70% etanol para desinfecção</td></tr><tr><td>Tesoura de mola&nbsp;</td><td>Ferramenta de Ciências Finas</td><td>15000-10</td><td>para dissecção menor</td></tr><tr><td>Tesoura (inclinada para o lado)</td><td>Ferramenta de Ciências Finas</td><td>14063-011</td><td>No. 3 punho</td></tr><tr><td>Lâmina</td><td></td> de bisturi <td>2976-0</td><td>Pinça nº 10</td></tr><tr><td>(curva)</td><td>Ferramenta de Ciências Finas</td><td>11150-10</td><td>para segurar tecido</td></tr><tr><td>Fórceps (reto)</td><td>Ferramenta de Ciências Finas</td><td>11151-10</td><td>para segurar tecido</td></tr><tr><td>Porta-agulhas</td><td>Ferramenta de Ciência Fina</td><td>12002-12</td><td>para sutura</td></tr><tr><td>Nariz de agulha fina Fórceps</td><td>Ferramenta</td><td></td><td></td>de Ciência</tr><tr><td>Fina Isoflurano</td><td>Henry Schein&nbsp; Saúde Animal, Melville, Nova York, EUA</td><td></td><td>um agente anestésico geral por inalação</td></tr><tr><td>Esterilizador Benchmark</td><td>Scientific, 116 Corporate Blvd, South Plainfield, NJ, EUA</td><td>B1000</td><td>esteriliza ferramentas cirúrgicas&nbsp; em 5-10 segundos usando almofadas de gaze de aquecimento infravermelho</td></tr><tr><td></td><td>Johnson & Johnson, New Brunswick, NJ, USA</td><td>JJ8513</td><td>para uso para limpeza de feridas, preparação, esfregar ou curativo Dispositivo de</td></tr><tr><td>Telemetria</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, EUA</td><td>DSI-PA-C10</td><td>para registrar a pressão arterial em ratos em movimento livre</td></tr><tr><td>Sistema receptor de telemetria&nbsp; acoplado a um PC</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, EUA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubing</td><td>Instech Laboratories, Plymouth Reunião, PA USA</td><td>BTPE-90</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de Canulação de Vaso, 13 cm, 0.5 mm OD</td><td>World Precision Instruments</td><td>503374</td><td>pinça de canulação de vaso especial</td></tr><tr><td>Adesivo de tecido</td><td>3M Animal Care Products, St. Paul, MN, USA</td><td>NAC No.:&nbsp; 11380041</td><td>usar para fechar feridas menores, muitas vezes eliminando a necessidade de suturas e/ou bandagens</td></tr><tr><td>Balança de pesagem&nbsp;</td><td></td><td>Balança de laboratório analítica de precisão</td> <td>BB300</td></tr></tbody></table>

longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

Durante o desenvolvimento de novos agentes vasoativos, monitorização da pressão sanguínea arterial é crucial para avaliar a eficácia dos novos medicamentos propostos. De fato, a pesquisa com foco na descoberta de novos alvos terapêuticos potenciais usando ratos geneticamente modificados exige uma avaliação fiável e de longo prazo da variação da pressão arterial sistêmica. Atualmente, o padrão ouro para a obtenção de medidas de longo prazo da pressão arterial em ratos ambulatoriais utiliza rádio-transmissores implantáveis, que exigem canulação da artéria. Esta técnica elimina a necessidade de tethering, restringindo ou anestesiar os animais que introduzem o stress e artefatos durante a amostragem de dados. No entanto, a monitorização da pressão arterial em ratos através de cateterismo pode ser bastante desafiador, devido ao pequeno tamanho das artérias. Aqui nós apresentamos um guia passo-a-passo para ilustrar as passagens-chave cruciais para a implantação subcutânea bem sucedida de rádio-transmissores e artéria carótida cannulation em ratinhos. Nós também incluímos exemplos de atividade pressão arterial a longo prazo retiradas de ratos movimentando-se livremente após um período de recuperação pós-cirurgia. Após este procedimento permitirá gravações de pressão arterial direta de confiança de vários animais ao mesmo tempo.

Os dados podem ser adquiridos à distância através de um receptor; traços são visualizados na tela do computador para controle de qualidade (Figura 1a). Detalhes como ID animal, pressão diastólica e pressão arterial sistólica também são mostrados (Figura 1b). Arterial BP podem ser gravadas continuamente (24/7), ou por curtos intervalos programados (ou seja, 60 seg aquisição a cada hora). Os dados podem ser automaticamente armazenada num disco ríg...

O objetivo deste protocolo é avaliar a pressão arterial sistêmica em camundongos conscientes em movimento livre usando dispositivos de radiotelemetria implantáveis.

Longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

O objetivo deste protocolo é avaliar a pressão arterial sistêmica em camundongos conscientes e livremente móveis utilizando dispositivos de radiotelemetria implantáveis. Este método pode ajudar a responder questões fundamentais na área de doenças vasculares e permite a avaliação de diversos fatores envolvidos na regulação da pressão arterial. A principal vantagem desta técnica é que ela permite a coleta de uma ampla variedade de parâmetros fisiológicos de animais em movimento livre, sem os artefatos associados ao uso de contenção, interação humana ou anestesia, que são necessários em outras técnicas.Mantenha os animais para este estudo a 21 °C com 60% de umidade relativa, sob um ciclo claro-escuro de 12 horas e com livre acesso a alimento e água. Pese um camundongo selecionado, manuseando-o com delicadeza e calma. Como o corpo deve acomodar uma sonda de telemetria, o camundongo deve pesar pelo menos 20 gramas.Para induzir anestesia, utilize uma câmara de indução com quatro a cinco por cento de isoflurano fluindo a 0,45 litros por minuto. Transfira o camundongo inconsciente para uma placa aquecida e administre dois por cento de isoflurano por meio de um cone nasal. Em seguida, confirme o estado anestesiado com um aperto no dedo do pé.Se o camundongo não reagir, prossiga com a depilação da face ventral do pescoço utilizando creme depilatório. Em seguida, remova os pelos e o excesso de creme e limpe a pele com três aplicações alternadas de betadine e álcool isopropílico a 70%. Os telemetros para este experimento podem ser reutilizados se forem esterilizados de acordo com as instruções do fabricante e as pontas de seus cateteres forem reabastecidas com o gel fornecido pelo fabricante.Agora, com o camundongo em posição supina, faça uma incisão mediana de um centímetro abaixo do pescoço do camundongo com um bisturi. No lado esquerdo do corte, crie um espaço subcutâneo separando cuidadosamente a pele do tecido conjuntivo subjacente. Em seguida, vire o camundongo e use um bisturi para fazer uma incisão de 1,5 centímetro no lado dorsal esquerdo, atrás da escápula.Crie ali uma bolsa subcutânea grande o suficiente para acomodar o dispositivo. Insira agora o transmissor na bolsa. Em seguida, insira uma pinça hemostática pequena na incisão posterior e movimente-a subcutaneamente em direção à abertura anterior do pescoço.Usando o grampo, segure com cuidado um tubo plástico de quatro centímetros de comprimento e puxe o hemostato de volta através do túnel e para fora da incisão lateral nas costas. Solte o grampo assim que o tubo emergir tanto da incisão abdominal quanto da incisão dorsal. Agora, a partir das costas, insira o sensor do cateter no tubo para passar a ponta do cateter sensor de pressão através do pescoço.Em seguida, puxar e remover o tubo de polietileno a partir da região anterior do pescoço e fechar a incisão dorsal utilizando clipes metálicos. A seguir, separar cuidadosamente as glândulas mandibulares usando aplicadores de algodão. Depois, retrair a glândula mandibular esquerda utilizando um gancho elástico de retenção.Agora, com pin&ccedil;as curvas de ponta fina, localize a art&eacute;ria car&oacute;tida ao longo do lado esquerdo da traqueia e isole cuidadosamente o vaso do tecido circundante. Em seguida, separe suavemente o nervo vago da art&eacute;ria car&oacute;tida, tomando cuidado para n&atilde;o cortar ou danificar nem o nervo nem a art&eacute;ria. Ap&oacute;s a separa&ccedil;&atilde;o, passe tr&ecirc;s peda&ccedil;os de sutura n&atilde;o absorv&iacute;vel 7-0 sob a art&eacute;ria car&oacute;tida isolada e amarre a sutura cranial para obstruir o fluxo sangu&iacute;neo.Puxe o ponto mais próximo ao esterno para obstruir temporariamente o fluxo sanguíneo da aorta. Em seguida, faça um nó solto usando o ponto central para fixar o cateter. Depois, faça uma pequena incisão na artéria entre os pontos usando tesoura microcirúrgica.Usando pin&ccedil;as de canula&ccedil;&atilde;o de vaso especiais, fixe cuidadosamente o cateter para que a sonda n&atilde;o seja expulsa. Em seguida, use pin&ccedil;as de pin&ccedil;a para segurar suavemente a art&eacute;ria. Agora, recupere o cateter e insira-o no vaso atrav&eacute;s da pequena incis&atilde;o.O passo mais crítico deste protocolo é a inserção da sonda no vaso. Portanto, certifique-se de estar relaxado e sentado confortavelmente ao realizá-lo, pois uma boa coordenação manual é essencial para esta etapa. Em seguida, aperte o nó da sutura médio ao redor da artéria e avance suavemente o cateter.Em seguida, solte suavemente a sutura proximal ao esterno e continue avançando o cateter em direção à aorta transversa. Ao avançar o cateter na artéria carótida, é importante observar a extremidade do mic no monitor. Avançar demais obstruirá a aorta e o camundongo morrerá.Uma vez que o cateter tenha sido inserido até a marca correta, aperte suavemente ambos os pontos, o inferior e o superior, ao redor do cateter para fixá-lo à artéria carótida. Por fim, feche a incisão cutânea com ponto não absorvível 5-0 e selar a incisão com adesivo tecidual. No pós-operatório, monitore o camundongo até que apresente posturas e comportamentos normais.Nas primeiras 24 horas, administre analgesia conforme orientação do veterinário responsável. Após a recuperação dos animais, cinco a sete dias após a cirurgia, aloje-os individualmente em uma gaiola comum para camundongos colocada sobre a placa receptora de telemetria. Para coletar os dados, posicione a gaiola do camundongo sobre a placa receptora de telemetria e ligue o transmissor utilizando o dispositivo magnético do fabricante.Após o procedimento descrito, os dados podem ser adquiridos remotamente por um receptor. Os traçados são visualizados em uma tela de computador para controle de qualidade. Detalhes como identificação do animal, pressão sanguínea diastólica e sistólica e data da aquisição também são exibidos.A pressão arterial pode ser registrada continuamente ou em intervalos programados curtos. Uma descoberta facilmente evidente nos registros contínuos da pressão arterial murina é que eles seguem um ritmo circadiano. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como implantar sondas de telemetria para monitoramento basal contínuo.Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em 30 minutos se for executada corretamente.

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Medicine

Medicina

O CODA 8 canais de alta taxa de transferência não-invasiva da pressão arterial do sistema mede a pressão arterial em até 8 camundongos ou ratos simultaneamente. Este sistema utiliza-tail cuff Recording Volume de pressão (VPR) para medir a pressão arterial através da determinação do volume de sangue da cauda.

Medição da pressão arterial em ratos usando Recording Volume de pressão, um método de cauda-manguito

Uma técnica cirúrgica para implante de transmissores de telemetria disponíveis comercialmente utilizado para a medição contínua de biopotencial (um ECG), freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora em ratos movimentando-se livremente é mostrado. Recomendações e protocolos para cuidados pós-operatórios e alívio da dor, melhorar a recuperação, bem estar e taxa de sobrevivência também são apresentados.

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

Este filme demonstra como adquirir hemodinâmica sistêmica e hepática em ratos. Todo o monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, a taxa de fluxo da artéria hepática comum, e pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos.

Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

Ratos anestesiados exibem não-fisiológicos pressão arterial sistêmica, que impede a avaliação significativa do tônus autonômico, dada a íntima relação entre a pressão arterial e o sistema nervoso autônomo. Assim, um método novo para a atividade do nervo simpático renal simultaneamente recorde e a pressão arterial com infusão intravenosa em ratos conscientes é descrito.

Nova abordagem para gravação simultânea da atividade do nervo simpático Renal e pressão arterial com infusão intravenosa em consciente, ratos desenfreados.

Aqui, descrevemos uma configuração para gravação simultânea do eletrocardiograma e pressão intra-arterial (BP) em ratos experimentais, que podem ser feitos com equipamento padrão em instalações de animais e podem ser aplicados a fisiológicos ou farmacológicos estudos para investigar os mecanismos de patogenicidade ou terapêuticos em medicina cardiovascular.

Gravação simultânea de eletrocardiografia e sangue invasiva pressão medida em ratos

O barorreflexo é um mecanismo de regulação da frequência cardíaca pelo sistema nervoso autônomo em resposta a alterações da pressão arterial. Descrevemos uma técnica cirúrgica para implantar transmissores de telemetria para medição contínua e simultânea de eletrocardiograma e pressão arterial em camundongos. Isso pode determinar a sensibilidade barorreflexa espontânea, um importante marcador prognóstico para doença cardiovascular.

Implantação de ECG Telemétrico Combinado e Transmissores de Pressão Arterial para Determinação da Sensibilidade Barorreflexa Espontânea em Camundongos Conscientes

O presente protocolo descreve uma medida contínua a longo prazo do fluxo sanguíneo renal em ratos conscientes e o registro simultâneo da pressão arterial com cateteres implantados (cheios de líquido ou por telemetria).

Medição Contínua a Longo Prazo do Fluxo Sanguíneo Renal em Ratos Conscientes

Este protocolo fornece um procedimento passo-a-passo para a execução da administração de múltiplas doses intravenosas em bolus e monitorização hemodinâmica invasiva em camundongos. Os investigadores podem usar esse protocolo para futura triagem terapêutica de compostos para hipertensão arterial pulmonar.

Dosagem Múltipla em Bolus Intravenoso e Avaliação Hemodinâmica Invasiva em Modelo de Hipertensão Arterial Pulmonar em Camundongos Induzida por Hipóxia

Aqui, descrevemos um método simples para implantar um monitor de glicose contínuo comercial projetado para pacientes em camundongos e fornecemos os scripts para analisar os resultados.

Monitoramento Contínuo Simples de Glicose em Camundongos em Movimento Livre

Um modelo murino para o ventilador lesão pulmonar induzida é uma ferramenta importante para estudar uma lesão pulmonar...

Ventilação a pressão controlada para induzir lesão pulmonar aguda em ratos

Aprenda a medir a pressão arterial em camundongos livremente móveis utilizando telemetria implantável. Este método permite monitoramento contínuo sem artefatos de contenção ou anestesia, essencial para estudos de fisiologia vascular.

Longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria

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