Name: A Bolsa Benthic de O 2, N 2 e nutrientes dissolvidos Usando pequeno núcleo incubações (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T10:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Aprenda a medir trocas de gás e solutos entre sedimentos e água usando incubações de núcleos. Este método eficiente permite avaliar a desnitrificação e o ciclo de nutrientes em ecossistemas aquáticos.

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Os autores desenvolveram esta abordagem utilizando nossas observações do trabalho realizado por Walter Boynton e Pete Sampou e trabalho cooperativo na desnitrificação com Todd Kana na Universidade de Maryland Centro de Ciência Ambiental. Desenvolvimento de nossas abordagens desnitrificação não teria sido possível sem o apoio do Programa de Concessão de Maryland Mar e da National Science Foundation. Os dados representativos usados ​​aqui foram coletadas com financiamento do Sea Grant Maryland (R / AQ-5c) e escrita esforços foram apoiados por Sea Grant Maryland (R / SV-2), o Escritório NOAA Chesapeake Bay (NA13NMF4570210), a Parceria Recovery Oyster , a National Science Foundation (OCE1427019), Exelon Corporation, e do Serviço Ambiental Maryland / Maryland Administração do Porto.

Nota: A coleção de núcleos com interfaces de sedimentos de água não perturbadas é essencial para fazer boas medidas experimentais de câmbio; núcleos altamente perturbados são susceptíveis de trocar solutos água dos poros com água sobrejacente e ter a maior absorção de oxigénio através da oxidação do Fe (II) e compostos de enxofre reduzido. Neste artigo, destacamos procedimentos de incubação de sedimentos de sedimentos, com apenas uma inclusão superficial das técnicas de amostragem de sedimentos e análises químicas de solutos e gases. Antes da amostragem, ou com base em resultados iniciais, determinar o grau de replicação pelas necessidades gerais do projeto, a concepção estatística ou quantidade esperada de variabilidade espacial de pequena escala. núcleos duplicados são o mínimo usado por muitos estudos e triplicados são úteis para permitir uma melhor análise estatística. 1. Recolha de sedimentos e Manuseio Nota: A recolha de sedimentos para as experiências de troca é efectuada utilizando 1) inserção manual dos núcleos USIng mergulhadores ou em águas rasas ou zonas húmidas, por vadear, 2) pólo coring usando um poste de alumínio com uma válvula manualmente fechado para reter sedimentos, ou 3) caixa de perfuração. <ol><li> Em cada local, registrar a localização site usando GPS, determinar oxigênio inferior da água, temperatura e salinidade usando uma sonda qualidade da água e determinar a radiação fotossinteticamente ativa (PAR) na superfície e no fundo usando um sensor de PAR / metro. <ol><li> Diminuir a qualidade da água sonde a ~ 1 m acima do sedimento e registrar características da água de fundo (profundidade, temperatura, oxigênio dissolvido, temperatura e salinidade / condutividade). </li><li> Abaixe um sensor PAR com uma sonda submarina para a interface sedimento-água usando um quadro sombrio. Comparar PAR leituras perto da superfície do sedimento para leituras PAR imediatamente abaixo da interface ar-água para estimar a atenuação da luz sob as condições de luz ambiente. </li><li> Implantar um corer caixa sobre o lado do barco / navio, baixando-a lentamente para minimizar os distúrbiosao penetrar o sedimento. Examine a caixa de núcleo para o distúrbio visível ou ressuspensão excessiva. <ol><li> Para uma caixa de sonda, inserir tubos principais para o sedimento, e usar uma rolha de butilo para cobrir a parte superior do núcleo. Para experiências de fluxo, enquanto o saldo de sedimentos / água ideal dentro do núcleo é de 15 cm de água e 15 cm de sedimentos, em grosso ou sedimentos altamente compactados coleta menor profundidade de sedimentos é um resultado aceitável. Se as taxas de depleção de oxigênio são excessivos, mudar o equilíbrio para uma maior altura da coluna de água. </li><li> Normalmente, utilizam 6,35 cm núcleos diâmetro interno para estudos de águas profundas e de sedimentos com microalgas bentônicas ou grandes populações de animais, use 10 núcleos cm de identificação. O principal limite para o tamanho do núcleo, é a capacidade de limitar a parte inferior do núcleo. </li><li> Tapar o fundo com uma placa de fundo de acrílico que tem um anel de vedação incorporado. Repita este processo até repetições suficientes são coletados. Com a corer pólo, o primeiro lugar a placa inferior de acrílico na li núcleoNer, remover o núcleo da sonda, e adicionar a rolha. </li></ol></li></ol></li><li> núcleos lugar em um refrigerador de água isolados alto que é inundado com água do ambiente do local; Isto ajuda a manter a temperaturas in situ. Certifique-se de que o mais frio permanece na posição vertical. Descarte núcleos que são perturbados durante o transporte. </li><li> Bombear água de fundo tomado perto de superfície do sedimento em 20 L garrafões para uso nos experimentos. Use uma bomba de diafragma com 10-20 L / min capacidade ou uma bomba peristáltica de alta velocidade. <ol><li> Em água rasa desestratificação, encher o garrafão por &quot;molhando&quot;-lo na água. A filtração da água de fundo utilizando um cartucho de filtro em linha de elevada capacidade pode ser útil em locais com elevadas taxas de absorção de coluna de água ou oxigénio fotossíntese (à luz), minimizando a correcção da coluna de água apenas núcleos de controlo. </li></ol></li><li> Transportar os núcleos tão rapidamente quanto possível a facilidade de incubação. No caso de transporte estendida, aernúcleos OBIC pode tornar-se borbulhar ou circulação anóxica e artificial são necessárias. </li></ol> 2. Configuração inicial <ol><li> Na unidade de incubação, lugar núcleos em uma banheira de incubação seja em uma sala do meio ambiente com temperatura controlada, ou em uma incubadora de parede dupla com controle de temperatura através de um circulador de aquecimento / arrefecimento. Ajuste a temperatura para temperaturas de água de fundo medidos em 1.1.1. </li><li> Adicionar água de fundo para a incubadora, submergindo completamente os núcleos de sedimentos. Além disso, adicione água para 5 L garrafões com torneiras que serão utilizados para distribuir água de reposição. </li><li> Adicionar somente um núcleo em água (sem sedimento) para a incubadora. O uso de espaços em branco na coluna de água é importante na maioria dos ambientes para compensar quaisquer processos de coluna de água que afectam gases e solutos. Para a medição de desnitrificação, estes espaços em branco pode refletir não apenas os processos de coluna de água, mas a troca de gases com as paredes de acrílico do núcleo. </li><li> núcleos bolha wom ar durante um mínimo de 2 horas para assegurar o equilíbrio térmico e oxigenação cheio de água sobrejacente. Eles podem ser mantidos durante a noite e cursos de tempo iniciada na manhã seguinte. Longos períodos de pré-incubação não foram avaliadas quanto à eficácia. <ol><li> Para arejamento, usar uma pequena &quot;T&quot; que consiste de um borbulhador de ½ &quot;tubo de PVC com um acoplador de três vias; um tubo de 1/8&quot; inserido na parte inferior dos resultados em T arrastamento da água para cima durante a borbulhar e assegura não apenas a oxigenação, mas a circulação da água no núcleo com água na cuba de incubação. </li></ol></li></ol> 3. Procedimentos de incubação sedimento-água <ol><li> Depois de verificar a temperatura para garantir que ele corresponda às condições de campo, anexar piões para os topos dos núcleos. Neste ponto, selar o núcleo a partir da água do tanque. Deixar a válvula de amostragem sobre o núcleo aberta durante este processo. varrer manualmente quaisquer bolhas de ar suave a partir do lado inferior da parte superior de giro. </li><li> ELEvate a água de substituição garrafão ~ 30-40 cm mais altos do que os topos dos núcleos de incubação e drenar as linhas para baixo para eliminar qualquer ar na linha. Enquanto continua fluindo, anexar as linhas para os topos centrais e fechar as válvulas. </li><li> Ligue o prato giratório agitação central e ajustar a velocidade de rotação de modo que os núcleos rodam ~ 40 vezes por minuto, ou a uma taxa que é suficiente para misturar a coluna de água, mas não ressuspender o sedimento. </li><li> Cerca de 5 minutos depois de todos os núcleos são selados, abra a válvula de água de reposição e da válvula de amostra e, em seguida, anexar um pequeno pedaço de tubulação para a válvula de amostra usando um encaixe Luer. Colocar este tubo de recolha no fundo de um tubo de vidro de 7 ml, que é preenchido até transbordar. Antes de capping do tubo, adicionar 10 ul de 30 g L-1 HgCl2 como conservante. <ol><li> Armazenar as amostras debaixo de água, a temperaturas próximas da temperatura de incubação. Outros laboratórios têm usado com sucesso 12 ml &quot;Exetainers&quot; para samarmazenamento ple. </li></ol></li><li> Para a amostragem de soluto, anexar uma seringa de 20 ml para a válvula de amostra e abrir a válvula de água de reposição. O corpo da seringa enche até integral usando apenas a gravidade. Anexar um êmbolo e um disco de filtro e, em seguida, filtrar as amostras em frascos. Estas amostras para análise de nutrientes são congeladas a -20 ° C até à análise. Nota: O curso de tempo de amostragem no escuro envolve tipicamente 4 períodos de amostragem com intervalos entre amostragem que variam de 0,5 a&gt; 2 horas, dependendo da taxa de consumo de oxigénio. Com baixas taxas de consumo de oxigênio, os intervalos de tempo são longos; em sedimentos com altas taxas de respiração, intervalos precisam ser curtas. Excessivamente elevados volumes de amostra tomadas em cada ponto de amostragem pode resultar na amostragem uma proporção muito grande de todo o volume da amostra; no nosso trabalho estes volumes de amostra origem a uma correcção negligenciável. Se maior volume da amostra é necessária, núcleos de maior diâmetro ou um aumento da altura da coluna de águapode ser necessário. </li><li> Não prossiga com um curso de tempo da amostragem abaixo de um limiar de depleção de oxigênio de 50%, com o esgotamento de oxigênio de 25% normalmente fornecem sinal suficiente em concentrações de nutrientes. Aqui, use optodes calibrados para análise direta de concentrações de oxigênio e saturação de oxigênio. <ol><li> Se os sedimentos são de ambientes rasos, iluminado, na 4ª amostragem, acender as luzes e tomar 3 amostras subsequentes. Note-se que nos sedimentos altamente fotossintéticos, supersaturação de O2 e formação de bolhas limita a medição de fluxos de gás, em alguns casos. O monitoramento contínuo de oxigênio é uma alternativa cada vez mais viável e valiosa, com tecnologia de medição de fibra óptica tendo relativamente pequenas sondas que são altamente confiável e precisa. </li></ol></li><li> Na conclusão das incubações de sedimentos, ou medir a altura da coluna de água ou sifão da coluna de água em uma proveta para determ diretamenteine o volume de água, e tirar fotos de cada núcleo. </li></ol> Análise 4. Amostra <ol><li> Bomba de amostras para a análise de N2, O2 e Ar em uma membrana inlet espectrómetro de massa, e determinar as proporções de N 2: Ar e O2: Ar de &lt;0,03% 12,23 precisão. <ol><li> Casal uma massa espectrômetro de quadrupolo para uma entrada de membrana. Empurrar a amostra para o tubo de membrana utilizando uma bomba peristáltica. Recolher os resíduos de exemplo em um garrafão de plástico e tratar como lixo químico devido ao conservante Hg. Calibrar com água desionizada equilibrada com ar aquecido à temperatura de incubação. </li></ol></li><li> Realizar nutriente analisa manualmente em ≤ 5 amostras ml ou em volumes mais pequenos, utilizando analisadores automáticos. Após a descongelação da amostra, início analisa imediatamente. A escolha do procedimento de análise de nutrientes deve produzir uma precisão suficiente para observar as alterações na concentração de nutrientes durante a incubação. detecção típicalimites são &lt;tendências 0,05 mmol L -1 e curso de tempo pode ser difícil de observar em ambas as concentrações extremamente baixas e extremamente altas de nutrientes. <ol><li> Para as análises colorimétricos de fósforo solúvel reativa, use a técnica de fosfomolibdato ácido ascórbico. Para as análises de amónio, utilizar um desenvolvimento de cor durante a noite usando um fenol hipoclorito de reagente 24. Automatizado análises colorimétricos, utilizando fluxo segmentado ou um analisador discreto, são uma ótima alternativa e utilizar o volume da amostra inferior. </li><li> Para as análises de nitrato mais nitrito, utilizar a revelação da cor durante a noite utilizando cloreto de vanádio como um redutor 25, ou utilizar um analisador automático </li><li> Compare absorvï¿½cias apurados de UV / VIS de curvas padrão e determinar as concentrações de uma regressão das concentrações de normalização e absorvências. </li></ol></li></ol> 5. Cálculo de Taxas de Câmbio sedimento-água <ol><li> Regress as concentrações de gases ou de nutriente em função do tempo para ambas as incubações de forma independente escuras e iluminadas, com a inclinação expressas como umol -1 L -1 hr. Corrigir as encostas dos núcleos de incubação para a inclinação dos núcleos só de coluna de água. Só use regressões significativas (P &lt;0,05) para os cálculos; identificar dados não significativos nas planilhas de dados finais. </li><li> Calcular as taxas de câmbio de sedimentos de água a partir do declive da variação das concentrações de constituintes químicos na água sobrejacente: <img alt="equação 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098equation1.jpg" /> Onde F é o fluxo (? Mol m -2 h -1), ôc / Dt é o declive da variação de concentração em água sobrejacente (? Mol L -1 h -1), V é o volume da água sobrejacente (L) e a é a área do núcleo incubadas (m -2) .Para estimar o fluxo diário, multiplicar a taxa de iluminado pelas horas de luze adicione à taxa escuro multiplicado por as horas de escuridão. </li></ol> 6. Relatórios <ol><li> Ao relatar os resultados de medições de câmbio sedimento-água, forneça informações suficientes para que outros cientistas para compreender o ambiente que foi amostrado. informação essencial inclui: 1) local do site e água profundidade, 2) características físicas, tais como campo de incubação e temperatura, e PAR, 3) características da água de fundo, tais como oxigênio, concentrações de nutrientes e salinidade, e 4) características dos sedimentos, tais como tamanho de grão, concentração de matéria orgânica, e a presença de animais bentônicos. </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada para revelar.

A técnica descrita aqui tem sido aplicada a vários tipos de sistemas aquáticos, tanto rasas e profundas, e nós descobrimos que ela funcione bem na maioria das circunstâncias. Esta abordagem foi adaptado a partir de abordagens utilizadas pelos colegas e apresentados na literatura; ele é otimizado para a medição de desnitrificação via membrana espectrometria de massa de entrada. Um dos pontos fortes desta abordagem é a capacidade de lidar com um grande número de núcleos em simultâneo. Replicando cada site com duplicata ou triplicata núcleos aumenta a confiança nas medições, embora uma abordagem alternativa é maximizar sites com menos de replicação, sob essas circunstâncias, o valor médio para um segmento ambiental pode ser mais representativo da variabilidade na natureza. Para elucidar diferenças sazonais, uma série de tempo de medição em um menor número de sites podem ser uma estratégia útil. Neste protocolo, existem várias etapas críticas. Paramount para fazer smedições uccessful é a coleção de núcleos com uma interface sedimento-água intacto. Embora rejeitando núcleos que não atendem a esse critério no campo pode ser cansativo, núcleos pobres vai levar a uma má exatidão e precisão. Mantendo núcleos aeróbicos arejada e perto da temperatura coleção original irá minimizar artefatos e manter as populações microbianas e metazoários saudável e intacta. Finalmente, para a O 2 e N 2 amostras, a adição de conservante cloreto de mercúrio é crítica. Temos observado que a preservação indevida de amostras de gás, incluindo o aquecimento excessivo e resfriamento dos frascos, pode comprometer estas medições de fluxo. Outros laboratórios têm utilizado com sucesso 7,0 M ZnCl2 como conservante menos tóxico que tem menores custos de eliminação de resíduos; para um 7 ml Amostra uma adição de 30 ul é apropriado. A análise precisa e exacta do rácio de N 2 e Ar é a chave para a determinação da N2 </sub&gt; fundentes. Observado N 2: rácios Ar mudar como uma função da concentração de oxigénio o que levou alguns investigadores defendem a remoção de oxigénio antes da análise, utilizando-se geralmente de cobre aquecida 28. A instrumentação utilizada no nosso laboratório foi utilizado para determinar o efeito do oxigénio sobre N 2: Ar rácios 23 e o efeito foi encontrado para ser muito pequena, &lt;0,03% de consumo de oxigénio modesta. As diferenças na abordagem para avaliar o &quot;efeito&quot; de oxigênio parecem levar a conclusões diferentes por diferentes investigadores 23,28,29. Um efeito de oxigênio grande em N 2: rácios Ar levaria a erroneamente altas taxas de N 2 -N efluxo; em nossa experiência, temos muitas observações de N insignificante 2 -N efluxo sob alta taxa de depleção de oxigênio. Em laboratórios em que o efeito de oxigénio em N2: Ar rácios aparecem grande, uma alternativa útil é a medição independente das concentrações de oxigénio utilizando eléctrodos ou optodes e oxigénioremoção a partir da análise por espectrometria de massa em linha, utilizando radiação Cu aquecida. Solução de problemas essa técnica só é possível após análise dos dados de sedimentos de fluxo. fatores-chave a considerar quando se regressões são pobres estão se agitação foi contínua, as amostras foram recolhidas e preservadas corretamente, e se o tempo cursos foram muito curta para permitir uma estimativa de preços baixos. O comprimento de experiências geralmente é definido pelo curso de tempo de oxigénio, com baixos índices de metabolismo exigir incubações mais longas para aumentar a relação sinal-ruído incorporado nas regressões curso de tempo. Altas taxas de produção de oxigênio que produzem O 2 as bolhas fazem fluxos de gases difícil, mas fluxos de soluto pode ser afetado. É necessário entender as limitações desta abordagem. Os pequenos núcleos cobrir 0,3% de um metro quadrado e os núcleos maiores cobrir 0,6%. Em locais com grande heterogeneidade na escala do medidor, as distribuições heterogéneas de animALS ou plantas podem sugerir que um ou dois núcleos, podem não ser uma representação suficiente. Existem também alguns ambientes que apresentam dificuldades de medição. Para a medição de desnitrificação, a presença de metano ou de oxigénio bolhas pode invalidar a técnica, com N 2: rácios Ar influenciados pela incorporação diferencial de gases para a bolhas. Em sedimentos colonizados por microalgas bêntico, a formação de bolhas de oxigénio resulta numa remoção preferencial de N2 em relação a Ar, e diminuição da N proporção de 2: Ar. Em geral, não podemos medir a desnitrificação no ponto em que as bolhas se formam. ambientes anaeróbicos colocam desafios diferentes, e arejamento de núcleos muda a dinâmica redox na interface sedimento-água. Nós selar núcleos com tops de agitação imediatamente após a coleta e iniciar os fluxos sem substituir a coluna de água completamente 30. Nossos experimentos com sedimentos iluminados normalmente têm saturar ou quase Saturaçãoing níveis de iluminação 31, e, assim, maximizar o efeito de microalgas bêntico. medições de câmbio sedimento em água são uma medição do fluxo de líquido de materiais através da interface sedimento-água. No entanto, estas medidas por si só, muitas vezes não é possível identificar os mecanismos que controlam essas trocas interfacial. Se a questão de pesquisa envolve mecanismos de compreensão, outras informações sobre a reatividade de matéria orgânica, o terminal zonation receptor de elétrons, bioirrigation e bioturbação e organismos fotossintéticos podem ser necessárias. Modelando esforços 7 podem exigir determinação da composição química da água dos poros, medidas diretas de reactividade matéria orgânica 32, enumeração de populações animais, sedimentos bio-irrigação, aumento de sedimentos, ou manipulações experimentais de redox ou sobrepondo-se a química da água 13. Em nossos estudos, intercâmbio de dados boa sedimento-água é um componente chave da compreensão da química de sedimentos aquáticos,e em conjunto com outras medições, identifica a função de processos de reciclagem dos sedimentos em ciclos bioquímicos aquáticos. Com o cuidado sobre o manuseio de sedimentos, controle de temperatura e mistura coluna de água, incubações núcleo são uma abordagem útil para a estimativa da troca de solutos e gases na interface sedimento-água. No entanto, as técnicas utilizadas aqui podem necessitar de modificação para alguns ambientes e para a logística difíceis, como longos períodos de tempo antes da incubação. Até agora, temos aplicado com sucesso esta abordagem de incubação para estuários, ambientes costeiros, pantanal, lago, reservatório, rio e lagoa de retenção com modificações mínimas.

Os sedimentos são componentes críticos biogeoquímicos dos ecossistemas aquáticos e muitas vezes são pias importantes de nutrientes e contaminantes. Estudos pioneiros de nutrientes, gás e transição biogeoquímica de metal em sedimentos lacustres revelou troca de sedimentos de solutos e gases com água sobrejacente que tinham diferentes condições redox 1,2. Para elementos nutrientes, sedimentos pode ser uma fonte de fósforo e nitrogênio fixado após a remineralização da matéria orgânica, e uma pia de oxigênio em ambientes não-fotossintéticos 3,4. Fotossíntese das macrófitas submersas, algas e microalgas bentônicas pode ter profundas influências sobre a troca de substâncias dissolvidas através da interface sedimento-água 5,6. As medições da troca de solutos e gases através da interface sedimento-água são realizadas tanto para fins de ciência aplicada ciência básica e, nomeadamente calibração de engenharia e wat científicaer modelos de qualidade 7,8. O objetivo desses métodos, na medida do possível, é fornecer taxas de câmbio de sedimentos de água confiáveis ​​e precisos. Uma grande variedade de abordagens foram usadas para avaliar a troca química na interface sedimento-água. Acúmulo de água fundo de gases e solutos em sistemas estratificados podem ser úteis 9, mas não é válido para a troca de água-sedimento acima thermoclines ou pycnoclines. correlação Eddy exige medições de alta frequência de gases, geralmente oxigênio, combinado com medição de alta frequência de velocidades de água verticais; esta técnica tem um enorme promessa, mas de momento não pode fornecer dados para estudos de troca de nutrientes. Em cúpulas situ ou câmaras são um método altamente preferido, com a vantagem de cobrir uma maior área de superfície dos sedimentos e manter em temperaturas situ, pressões de águas profundas e os níveis de luz 10. Na prática, estes são muito caros que requerem medidas de tempo extensoem navios de investigação de maior dimensão; a maioria das aplicações são mais profundas da zona costeira ou sedimentos oceânicos. Técnicas de incubação do núcleo usando fluxo através de câmaras que atingem o estado estacionário são excelentes para manter a química da água sobrejacente relativamente constante, incluindo oxigênio, durante incubações 11. Porque a taxa é determinada em estado estacionário por diferenças de concentração entre influxo e água efluente, e por taxas de câmbio de água, estas incubações pode levar uma quantidade considerável de tempo. A abordagem núcleo incubação tempo-curso utilizado pelo nosso laboratório foi adaptado de abordagens usadas por um número de diferentes laboratórios na América do Norte e Europa, e há uma quantidade considerável de literatura com base nesta abordagem geral. Nós adaptamos essa abordagem para a medição do N 2 -N fluxos 12, muitas vezes referida como a desnitrificação, e aplicou-a a ambientes fotossintéticos e sedimento não fotossintéticos, incluindo estuaries 13, lagos, reservatórios e zonas húmidas 14. Através destes estudos temos encontrado muitos ambientes em que a nossa abordagem global funciona bem, e alguns em que isso não acontece. A medição de desnitrificação tem sido realizada em muitos ambientes terrestres e aquáticos diferentes porque este processo representa uma perda de chave de azoto aos ecossistemas. Numerosas abordagens têm sido utilizadas para fazer medições de desnitrificação, alguns directa e indirecta alguns 15. Directos N 2 medições de fluxo são muito difícil por causa do elevado teor atmosférica N 2, e subsequentes concentrações elevadas dissolvidos em água 16. Duas abordagens têm emergido como tendo a melhor representação de taxas ambientais relevantes: o emparelhamento isótopo utilizando N isótopos 17 e o N proporção de 2: Ar utilizado no nosso laboratório. O método de emparelhamento isótopo tem sido utilizada com sucesso em muitos ambientes e tem sensibilidade muito elevada em baixas taxas. Nós empregamos o N2: abordagem Ar proporção devido à sua simplicidade, e porque é suficientemente sensível nos ambientes impactados, muitas vezes, estudar. Neste artigo, descrevemos a abordagem técnica que usamos ao longo das duas últimas décadas para fazer a medição da troca de água-sedimento de gases e solutos. Quaisquer medidas de troca de sedimento-água precisa levar em consideração condições de campo e uma série de parâmetros experimentais. Estes factores incluem a temperatura, luz / condições escuras 18, misturando fluxo / física na interface sedimento-água 19, as concentrações de oxigênio dissolvido 20, e outros fatores que são elementos-chave da tomada de boas medidas. Por exemplo, se os núcleos são coletados de áreas que recebem iluminação suficiente para o crescimento de microalgas bentônicas, é necessário conceber experimentos que incluem condições de escuridão e luz 21. Da mesma forma, a adição de água oxigenada a sobrejacente anóxica núcleosnão se replicar condições de campo. Gabinete Experimental de qualquer parte dos ecossistemas aquáticos podem levar a artefatos inevitáveis ​​22; é fundamental que as abordagens utilizadas em um programa de medição de câmbio sedimento-água 1) reconhecer os fatores que controlam o intercâmbio sedimento-água em cada ecossistema e 2) minimizar artefatos derivados de manipulação experimental.

<table><tbody><tr><td>Sonda multiparâmetro - temperatura, oxigênio, salinidade</td><td>YSI"</td><td></td><td>Qualquer equipamento de alta qualidade será suficiente</td></tr><tr><td>Medição PAR</td><td>Li-Cor</td><td>6050000</td><td></td></tr><tr><td>Pólo corer</td><td></td><td></td><td>Construído por oficina mecânica</td></tr><tr><td>Box corer</td><td>DK-Denmark</td><td>HAPS Corer</td><td>Também usamos equipamento de retirada do núcleo de caixa de luz</td></tr><tr><td>Pequenos tubos de núcleo com fundo encaixado em O-ring, 3' OD, 2,5 'ID.</td><td>várias empresas</td><td></td> de plásticos <td>Acrílico transparente</td></tr><tr><td>Tubos de núcleo médio com O-ring, 4,5" OD, 4" ID</td><td>várias empresas</td><td></td> de plásticos <td>Acrílico transparente</td></tr><tr><td>Tamanho da rolha butílica 13,5</td><td>genérico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mesa</td><td></td><td></td> giratória de agitação <td>Construído por oficina mecânica</td></tr><tr><td>Banheira</td><td></td><td></td> de incubação <td>Construído por oficina mecânica</td></tr><tr><td>Água de substituição garrafão</td><td>Nalgene</td><td>2320-0050</td><td></td></tr><tr><td>7 ml tubo de vidro com tampa</td><td>Chemglass</td><td>não está no inventário</td> <td>"Exetainers" usado por outros laboratórios</td></tr><tr><td>Seringa de plástico de 20 ml</td><td>genérico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtros</td><td></td><td></td><td></td>de seringa</tr><tr><td>Tubulação de plástico</td><td>Tygon</td><td>ACF00004-CP</td><td></td></tr><tr><td>Luzes fluorescentes compactas</td><td>Apollo Horticulture</td><td>CFL 8U 250W</td><td></td></tr></tbody></table>

a bolsa benthic de o<sub&gt; 2</sub&gt;, n<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrientes dissolvidos usando pequeno núcleo incubações

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

A medição da troca sedimento-água de gases e solutos em sedimentos aquáticos fornece dados valiosos para a compreensão do papel dos sedimentos nos ciclos de nutrientes e gases. Após a coleta de testemunhos com interfaces sedimento-água intactas, eles são submersos em tanques de incubação e mantidos em condições aeróbicas em temperaturas in situ. Para iniciar um curso de tempo da química da água sobreposta, os núcleos são selados sem bolhas usando uma tampa superior com um agitador suspenso. Cursos de tempo de 4-7 pontos de amostragem são usados para determinar a taxa de troca de água do sedimento. A iluminação artificial simula as condições diurnas para sedimentos fotossintéticos rasos e, em conjunto com incubações escuras, pode fornecer trocas líquidas diariamente. A medição líquida de N2 é possível por amostragem de um curso de tempo de concentrações de gás dissolvido, com análise espectrométrica de massa de alta precisão das razões N2: Ar fornecendo um meio de medir as concentrações de N2. Aplicamos com sucesso essa abordagem a lagos, reservatórios, estuários, pântanos e lagoas de águas pluviais e, com cuidado, essa abordagem fornece informações valiosas sobre os equilíbrios biogeoquímicos nos ecossistemas aquáticos.

Os resultados de medições de fluxo de sedimentos perto de uma instalação aquícola no Rio Choptank (Chesapeake Bay, MD) são apresentados na Figura 1 e a interpretação desses resultados em um contexto de ecossistema são apresentados em outro lugar 26. As incubações foram levadas a cabo ao longo de 7 horas, com incubações escuro seguidos dos dados de incubações iluminados. Os dados de dois núcleos são mostradas, bem como a coluna de água apenas controlam. A rápida diminuição do oxigênio no escuro foi atenuado um pouco pela iluminação; a taxa de fotossíntese da produção de microalgas não foi tão alta como a respiração, com o principal efeito da iluminação ser uma diminuição da taxa de mudança de oxigênio. O núcleo de controle experimentou pequenas diminuições na concentração de oxigênio nos aumentos de escuro e pequenas na luz. As concentrações de N 2 foram determinados pelo N proporção de 2: Ar e oos valores da literatura saturação calculados Ar para a temperatura e salinidade 27 observados. Em uma precisão típica de 0,02% para o N proporção de 2: Ar, estes dados são precisos para ~ 0,1 mmol L-1 de N 2. Os núcleos de sedimentos e os núcleos em branco coluna de água tiveram aumentos de N 2 ao longo do tempo, com taxas muito mais elevadas de aumento para os núcleos. Sob iluminação, pistas foram geralmente semelhante à taxa escura de N 2 mudança. Fluxos de dissolvida NH 4 + foram bastante alta neste local, com aumento escura de&gt; 20 mmol L -1 para um núcleo. Iluminados NH 4 + fluxos eram muito mais baixos. Ambos os núcleos e a coluna em branco água tinha diminuindo NO x - concentração ao longo do tempo, nivelamento durante a iluminação. Para todos os fluxos, os dados de concentração e os dados sobre o volume do núcleo e outros parâmetros relevantes estão apresentados <st<html> rong&gt; Tabelas 1 e 2. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54098/54098fig1.jpg" /> Figura 1. Dados curso de tempo de um local de águas rasas no Rio Choptank, que foi coberto com flutuadores contendo ostras cultivadas. Os dados são da núcleos replicadas (A e B) e os dados de uma coluna em branco água são mostrados. As concentrações de oxigénio N 2, NH 4 + e NO x - (a soma de NO 3 - e NO 2 - são apresentados tanto para a parte escura de incubação (área sombreada) e para a parte iluminada da incubação, o quarto tempo. ponto da incubação escuro é também o primeiro ponto de tempo da série temporal iluminado; luzes foram ligadas no momento da amostragem as linhas são regressões lineares e encostas são apresentados na Tabela 1..98 / 54098fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> Oxygen - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 235,1 </td><td> 221,7 </td><td> 235.2 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 204,3 </td><td> 170,6 </td><td> 235,3 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 162,7 </td><td> 138,9 </td><td> 232 </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222,2 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,943 </td><td> 0.999 </td><td> 0,836 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -23.5 </td><td> -35,9 </td><td> -3.4 </td></tr><tr><td> Slope corrigido (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -20,1 </td><td> -32,5 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mol m hr -2 -1) </td><td></td><td> -3095 </td><td> -4875 </td><td></td></tr><tr><td> Oxygen - Light </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 145,3 </td><td> 77,9 </td><td> 222,2 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 133,5 </td><td> 68,8 </td><td> 224,3 </td></tr><tr><td></td><td> 5,88 </td><td> 122,8 </td><td> 40,3 </td><td> 221,6 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 116 </td><td> 49,2 </td><td> 230,5 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,981 </td><td> 0.999 </td><td> 0,994 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -10,1 </td><td> -9.8 </td><td> 2.9 </td></tr><tr><td> Slope corrigido (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -13 </td><td> -12,7 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mol m hr -2 -1) </td><td></td><td> -2000 </td><td> -1905 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 466,46 </td><td> 466,40 </td><td> 466,62 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 466,74 </td><td> 467,49 </td><td> 466,11 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 467,55 </td><td> 468,18 </td><td> 466,74 </td></tr><tr><td&gt; </td><td> 3,97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,963 </td><td> 0,98 </td><td> 0,854 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,471 </td><td> 0,645 </td><td> 0,12 </td></tr><tr><td> Corrigida Slope N 2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,351 </td><td> 0,525 </td><td></td></tr><tr><td> Taxa de N 2 -N (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 108,1 </td><td> 157,5 </td><td></td></tr><tr><td> N 2 - Luz </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 468,24 </td><td> 468,98 </td><td> 467,12 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 468,84 </td><td> 469,21 </td><td> 467,26 </td></tr><tr><td></td><td> 5,88 </td><td> 469,39 </td><td> 469,71 </td><td> 467,47 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 469,62 </td><td> 470,04 </td><td> 467,41 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,96 </td><td> 0,987 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope N 2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,481 </td><td> 0,378 </td><td> 0,096 </td></tr><tr><td> Corrigida Slope N 2 (mol L -1 h -1) </td><td></td><td> 0,386 </td><td> 0,282 </td><td></td></tr><tr><td> Taxa de N 2 -N (mol m -2 h -1) </td><td></td><td> 118,9 </td><td> 84,6 </td><td></td></tr><tr><td> Área de superfície do núcleo (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Volume de núcleo (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> . Tabela dados do curso 1. Tempo para O 2 e N 2 a partir de sedimentos debaixo flutuadores ostra da aquicultura no Rio Choptank, um subestuary da Chesapeake Bay As concentrações de gás são derivados de O 2: Ar e N2: rácios Ar determinada via de entrada da membrana espectrometria de massa. Os valores curso de tempo de regressão R2 são significativas para valores&gt; 0,9025 (P &lt;0,05). Pistas são determinadas por regressão linear e pistas corrigidos são determinados subtraindo a taxa de variação da coluna de água somente em branco. taxas positivas são fluxos líquidos para fora do sedimento, as taxas de fluxo negativos indicam no sedimento. Os dados de fluxo de N 2 são expressos como N 2 -N, tornando compaRison de NH 4 + e NO x - fundentes mais fácil. Este site teve sedimentos consistindo principalmente de silte e argila com as condições da coluna de água totalmente aeróbicos. A área dos núcleos era de 31.65 cm -2 e as profundidades da coluna de água foram de 15,4 cm para núcleo de A e de 15,0 para o núcleo B. Todas as concentrações de N 2 e O 2 são mmol L -1. A taxa final de N 2 fluxo é expresso em N 2 -N. <table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td fo:width="1.8in" style="width:220px"> NH 4 + - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 10,84 </td><td> 14.09 </td><td> 6,91 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 16.19 </td><td> 20.26 </td><td> 5.83 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 17,07 </td><td> 24,93 </td><td> 5,42 </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 22.83 </td><td> 35.43 </td><td> 4,67 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,968 </td><td> 0,993 </td><td> 0,853 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> 2,88 </td><td> 5,36 </td><td> -0.53 </td></tr><tr><td> Slope corrigido (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> 3,41 </td><td> 5,89 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mol m hr -2 -1) </td><td></td><td> 525 </td><td> 884 </td><td></td></tr><tr><td> NH 4 + - Luz </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 22.83 </td&gt; <td> 35.43 </td><td> 4,67 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 24.05 </td><td> 36.45 </td><td> 4.13 </td></tr><tr><td></td><td> 5,88 </td><td> 25.00 </td><td> 37.60 </td><td> 3,79 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 26.96 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,978 </td><td> 1 </td><td> 0,966 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> 1,37 </td><td> 1.13 </td><td> -0.55 </td></tr><tr><td> Slope corrigido (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> 1,92 </td><td> 1,68 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mol m hr -2 -1) </td><td></td><td> 296 </td><td> 252 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Dark </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td> 4.12 </td><td> 4.01 </td><td> 4,53 </td></tr><tr><td></td><td> 1.3 </td><td> 3,82 </td><td> 3,58 </td><td> 4,43 </td></tr><tr><td></td><td> 2.32 </td><td> 3.70 </td><td> 3.25 </td><td> 4,28 </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 3.19 </td><td> 2,64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,976 </td><td> 0,992 </td><td> 0,967 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,229 </td><td> -0,345 </td><td> -0,089 </td></tr><tr><td> Slope corrigido (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0.14 </td><td> -0,256 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mol m hr -2 -1) </td><td></td><td> -21.6 </td><td> -38.4 </td><td></td></tr><tr><td> NO x - - Light </td><td> Tempo (h) </td><td> núcleo A </td><td> núcleo B </td><td> Ao controle </td></tr><tr><td></td><td> 3,97 </td><td> 3.19 </td><td> 2,64 </td><td> 4.19 </td></tr><tr><td></td><td> 4,88 </td><td> 3,06 </td><td> 2,59 </td><td> 4,06 </td></tr><tr><td></td><td> 5,88 </td><td> 3.18 </td><td> 2.41 </td><td> 4,02 </td></tr><tr><td></td><td> 6,88 </td><td> 2.95 </td><td> 2.35 </td><td> 4.2 </td></tr><tr><td> R2 </td><td></td><td> 0,934 </td><td> 0,909 </td><td> 0,9 </td></tr><tr><td> Slope (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Slope corrigido (mmol L -1 h -1) </td><td></td><td> -0,078 </td><td> -0,103 </td><td></td></tr><tr><td> Rate (mol m hr -2 -1) </td><td></td><td> -12 </td><td> -15.5 </td><td></td></tr><tr><td> Área de superfície do núcleo (m 2) </td><td></td><td> 0.003165 </td><td> 0.003165 </td><td></td></tr><tr><td> Volume de núcleo (L) </td><td></td><td> 0,4874 </td><td> 0,4747 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabela 2. Dados curso de tempo para NH 4 + e NO x - dos mesmos núcleos de sedimentos utilizados para Tabela 1. O tempo de curso de regressão R 2 valores são significativos para valores&gt; 0,9025 (P &lt;0,05). Pistas são determinadas por regressão linear e pistas corrigidos são determinados subtraindo a taxa de variação da coluna de água somente em branco. taxas positivas são fluxos líquidospara fora do sedimento, as taxas de fluxo negativos indicam no sedimento. Todas as concentrações de NH 4 + e NO 2 - são mmol L -1.

Aqui, apresentamos pequenas incubações de núcleo para a medição da troca sedimento-água, gás e soluto. Eles fornecerão medições confiáveis da troca sedimento-água que avaliam o papel do sedimento em influenciar processos biológicos e biogeoquímicos em ecossistemas aquáticos.

A Bolsa Benthic de O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrientes dissolvidos Usando pequeno núcleo incubações

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

O objetivo geral deste experimento biogeoquímico com sedimentos é realizar medições realistas da troca de solutos e gases entre a superfície do sedimento e a água sobrenadante, com a finalidade de aprimorar os balanços de massa aquáticos e subsidiar esforços de modelagem biogeoquímica. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na biogeoquímica aquática, como a importância dos nossos sedimentos como sumidouros e fontes de elementos nutrientes e oxigênio. O método é otimizado para a medição da desnitrificação aquática, um sumidouro importante no ciclo do nitrogênio aquático.A principal vantagem desta técnica é que ela é altamente eficiente e nos permite obter uma cobertura espacial e temporal considerável dos processos biogeoquímicos dos sedimentos. Comece anotando a localização do local de amostragem por meio do GPS. Em seguida, determine o oxigênio, a temperatura e a salinidade da água do fundo utilizando um sensor de qualidade da água YSI.Abixe-o a cerca de um metro acima do sedimento e faça uma leitura. Em seguida, realize leituras com um medidor de PAR e estrutura de descida na superfície e no fundo para estimar a atenuação da luz na água. Agora, prepare o amostrador de sedimentos.Para estudos em águas profundas, utilize um cilindro com diâmetro interno de 6,35 centímetros, e para sedimentos com microalgas bentônicas ou populações grandes de animais, utilize um cilindro com diâmetro interno de 10 centímetros. Em seguida, coloque o amostrador ao lado do barco e abaixe-o lentamente para minimizar perturbações ao penetrar o sedimento. Após recuperar o amostrador tipo caixa, insira os tubos de amostragem na caixa.Insira uma rolha de borracha de butila no topo de cada tubo de testemunho, em seguida fixe uma placa de acrílico com uma junta de vedação (O ring) em cada base. Para um amostrador tipo haste, coloque a placa de base de acrílico no revestimento do testemunho antes de retirar o testemunho do amostrador. Após a coleta, examine o testemunho de fluxo e a caixa de testemunhos em busca de perturbações visíveis ou ressuspensão excessiva.Para experimentos de fluxo, o equilíbrio ideal entre sedimento e água no interior do testemunho é de 15 centímetros de cada, mas em sedimentos grossos ou altamente compactados, é aceitável coletar menos sedimento. No entanto, se as taxas de consumo de oxigênio forem excessivas, altere o equilíbrio para mais água. Armazene os testemunhos em um recipiente térmico isolado, inundado com água ambiente do local, para manter as temperaturas in situ.Certifique-se de que o refrigerador permaneça na posição vertical. Em seguida, colete água do fundo dos locais de amostragem em garrafões de 20 litros utilizando uma bomba de diafragma. Geralmente, encha dois ou três garrafões e colete de múltiplos locais se for esperada uma variação na química da água entre os locais.Se uma bomba não estiver disponível em águas rasas e não estratificadas, um garrafão pode ser preenchido manualmente. Agora, transporte rapidamente os testemunhos aeróbicos até o local de incubação antes que se tornem anóxicos. Ao chegar ao local, inspecione os testemunhos e descarte aqueles que foram perturbados durante o transporte.Em seguida, coloque os testemunhos, incluindo o branco da coluna d'água, em um banho incubador e ajuste a temperatura à temperatura medida da água do fundo. Preencha o incubador com a água do fundo coletada, submergindo completamente os testemunhos de sedimento. Um testemunho em branco, ou seja, um testemunho sem sedimento, também é preenchido com água do fundo.Além disso, adicione água de fundo a garrafões de cinco litros com torneiras que serão usados para dispensar água de reposição. Para aeração, utilize um difusor em T pequeno feito de tubo de PVC de 1/2 polegada e um conector de três vias. Cubra o tubo de 1/8 de polegada com um tubo de PVC, drenando a água e proporcionando circulação e aeração.Agora, deixe os testemunhos equilibrarem por pelo menos duas horas até a noite toda no escuro antes da amostragem. Após o equilíbrio dos testemunhos, acople tampas giratórias aos testemunhos. Com a válvula de amostragem aberta, remova suavemente quaisquer bolhas de ar sob a tampa giratória e feche o testemunho em relação à água do tanque.Em seguida, eleve um garrafão de reposição de água a 30 ou 40 centímetros acima dos núcleos de incubação, então inicie as linhas de drenagem a partir do garrafão e, uma vez que estejam fluindo, conecte as linhas às extremidades superiores dos núcleos. Em seguida, feche as válvulas. Agora, ligue a mesa giratória central e ajuste a velocidade de rotação para misturar a coluna de água sem ressuspender o sedimento.40 rotações por minuto geralmente funcionam. Após cerca de cinco minutos, abra a válvula de água de reposição e a válvula de amostra. Em seguida, conecte um pequeno trecho de tubo à válvula de amostra usando um conector tipo lure lock.Coloque este tubo de amostragem em um tubo de amostra de vidro de sete mililitros e encha-o em excesso com água. Em seguida, adicione 10 microlitros de cloreto de mercúrio à amostra e tampe o tubo. Para a coleta de solutos, acople o corpo de uma seringa de 20 mililitros à válvula de amostragem e abra a válvula de água de reposição.Em seguida, acople um êmbolo e um disco de filtro à seringa carregada e filtre a amostra em frascos de coleta. O curso temporal da coleta no escuro geralmente envolve quatro períodos de amostragem com intervalos de meia hora a duas horas ou mais, dependendo da taxa de consumo de oxigênio. Utilizando optodos calibrados, acompanhe os níveis de oxigênio na água amostrada.Em geral, a redução de 25% do oxigênio permite a medição das alterações na concentração de nutrientes. É possível realizar amostragens mais longas, mas não colete após a redução de 50% do oxigênio. Se os sedimentos forem de ambientes rasos e iluminados, então, após a quarta amostra, ligue as luzes e colete mais três amostras.Armazene as amostras coletadas submersas na temperatura de incubação. Após coletar as amostras, meça o volume restante de água no núcleo pela altura da coluna de água ou drenando toda a água para um cilindro graduado. As medições de fluxo no sedimento foram realizadas próximo a uma instalação de aquicultura no Rio Choptank.A queda rápida de oxigênio foi atenuada parcialmente pela iluminação, mas a taxa de fotossíntese não foi tão alta quanto a de respiração. Os níveis de oxigênio no testemunho mudaram apenas ligeiramente. As concentrações de nitrogênio foram determinadas usando as proporções de nitrogênio para argônio, com precisão de 0,02% ou cerca de 100 nanomoles por litro de nitrogênio.No escuro ou à luz, os testemunhos de sedimento aumentaram muito mais no teor de nitrogênio do que os aumentos observados no branco de água. Os fluxos de amônio dissolvido foram bastante altos durante o período escuro. Um aumento de 20 micromols por litro foi observado em um único testemunho.Mesmo sob iluminação, os testemunhos apresentaram concentrações crescentes de amônio. Tanto os testemunhos quanto a amostra em branco da coluna de água apresentaram diminuição da concentração de nitrato mais nitrito ao longo do tempo, com taxas de redução menores durante a iluminação. Uma vez dominados, esses procedimentos de incubação podem ser realizados de forma eficiente por dois cientistas, normalmente no período de seis a oito horas, dependendo das taxas de respiração do sedimento.Ao realizar este procedimento, é importante lembrar de coletar uma interface intacta entre sedimento e água, e manter uma temperatura constante semelhante à observada em campo. Após a conclusão da incubação, esses testemunhos podem ser utilizados para amostragem do teor de clorofila, tamanho de grão, química da água intersticial e reatividade específica por unidade de massa do sedimento. Após seu desenvolvimento, o uso da razão entre os gases nitrogênio e argônio para medir a desnitrificação forneceu uma abordagem alternativa para a medição da desnitrificação e dos fluxos líquidos de dinitrogênio.Cientistas aplicaram esta técnica de razão gasosa para a medição da desnitrificação em zonas úmidas, lagos, reservatórios, estuários e sedimentos costeiros rasos, fornecendo uma alternativa útil à metodologia de isótopos.

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