Name: Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 51 s
Description: Aprenda a injeção intracerebroventricular e intravascular de partículas virais e microesferas fluorescentes no cérebro neonatal de camundongos. Este método permite observar a distribuição viral durante a fase aguda da infecção no sistema nervoso central.

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Os autores agradecem ao Sr. Masaaki Kaneta, à Sra. Hiromi Suzuki e à Sra. Mitsue Kawashima (Departamento de Patologia Regenerativa e Infecciosa, Escola de Medicina da Universidade de Hamamatsu) por sua excelente assistência técnica. Este trabalho foi apoiado pela Sociedade Japonesa para a Promoção da Ciência, KAKENHI Grant Number 23590445.

Todos os protocolos experimentais foram aprovados pelo Comitê de Cuidados Animais da Universidade Hamamatsu da School of Medicine. 1. Preparação de MCMV (Smith estirpe) e recombinante M32-enhanced green fluorescent protein (EGFP) -MCMV <ol><li> Gerar recombinante M32-EGFP-MCMV de acordo com o método como se segue (1,2-1,9), e como anteriormente descrito 8. </li><li> Use vírus recombinantes derivadas da estirpe Smith de wild-tipo MCMV (número de acesso: U68299). Inserir EGFP (4.361 pares de bases; pb) entre 37089 e 41450 pb (M32 - M31 lócus) no genoma do MCMV por recombinação homóloga. </li><li> Amplificar por reação em cadeia da polimerase do MCMV M32 (41.450 - 39.286 bp, deixou flanqueando sequência e M31 (37.089 - 39.246 bp, certo flanqueando locos gênicos sequência utilizando os seguintes iniciadores: M32, 5&#39;-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;(iniciador directo), 5 &#39;-CTACTAGCTAGCCTTCCGCGAGTCGCTGTATT-3 &#39;(Iniciador reverso); M31, 5&#39;-CTAAATTAACTTAAGTCGTCCTCTTCGTCTCACAA-3&#39; (iniciador directo), 5&#39;-AACTAGTCTAGATCGCTCCTGGTTGGTTTTTA-3 &#39;(iniciador inverso). </li><li> Insira o locus M32 no vector expressando EGFP utilizando locais de restrição NheI e BamHI. Insira o locus M31 para a M32-EGFP -recombinant plasmídeo usando sites AflII e Xbal. Clivar o M32 - EGFP - sequência de M31 com NheI e AflII do M32 - EGFP - M31 plasmídeo de recombinação e dissolver em H 2 O. </li><li> Transfectar o construto clivado para os núcleos de MCMV (estirpe Smith) infectados com células NIH3T3 24 horas pós-infecção (hpi), utilizando um sistema de electroporação para induzir a recombinação homóloga. </li><li> Aos 3 dias pós-infecção, a co-cultura das células com rato não infectado fibroblastos embrionários (MEFs) a uma proporção de 1 / 1.000 em placas de seis poços e para focos tela que expressam EGFP de células infectadas. </li><li> Harvest os sobrenadantes contendo vírus a partir dos poços contendo verde focos fluorescentes e diluir dez vezes. Para a purificação, escolha poços que apresentam individuais focos fluorescentes verdes. </li><li> Quando todos os focos resultantes da infecção visor expressão EGFP-limitando a diluição, a preparação de vírus é puro, o que indica que nenhum vírus de tipo selvagem permanece. Quantificar o vírus pelo método de placa-ensaio tal como anteriormente descrito 17. </li><li> Trate MCMV em gabinetes de biossegurança certificadas a nível de biossegurança 2 vestindo luvas e máscara. </li><li> Passagem MCMV (estirpe Smith) e MCMV recombinante em MEFs preparados a partir de 12 dias de idade embriões de ratinho ICR como previamente descrito 17. </li><li> Remover as células a partir dos sobrenadantes de culturas MEF infectados por centrifugação a 3000 × g durante 20 min a 16 ° C. </li><li> Ultracentrífuga os sobrenadantes durante 40 min a 70.000 x g. Ressuspender as peletes contendo viriões em 1 ml de solução salina tamponada com Tris e transferir para um s linear pré-formadogradiente orbitol (25% - 70%). Ultracentrífuga novamente a 70.000 x g durante 18 60 min. </li><li> Colher a banda contendo virion com uma seringa. Agregar as viriões colhidas por um passo de ultracentrifugação adicional a 70000 × g durante 40 min. </li><li> Ressuspender o sedimento em 1 ml de solução salina tamponada com fosfato (PBS) e armazenar a -80 ° C até as experiências de infecção. </li><li> Quantificar a título de vírus pelo método de placa-ensaio tal como anteriormente descrito 19. </li><li> Visualizar a expressão EGFP das partículas de MCMV recombinante (excitação a 489 nm, emissão a 508 nm) por microscopia de fluorescência (Figura 1A) e a estrutura da partícula por meio de microscopia electrónica de transmissão (TEM) 8 (Figura 1B). </li></ol> 2. Preparação de microesferas fluorescentes Vermelho do Nilo <ol><li> carboxilo compra fluorescente Nilo microesferas vermelhas e colocar 500 ul de microesferas em tubos de acordo com diâmetro (0,04- 0,06 mm, cerca de 3,63 x 10 12 partículas; 0,1-0,3 uM, cerca de 5,75 x 10 10 partículas; e 1,7-2,2 mm, cerca de 6,85 x 10 7 partículas). </li><li> Tratar pérolas com 500 mL de NaOH 0,1 M durante cerca de 1 dia para remover quaisquer endotoxinas e voltar a suspender as pérolas em água estéril à temperatura ambiente. </li><li> Adsorver os grânulos de O / N com soro de ratinho a 10% obtidos a partir de ratinhos C57BL / 6, à TA, antes da utilização. </li><li> Para separar agregados, vortex as contas e sonicate completamente antes de usar. </li></ol> 3. Injecção ICV de MCMV e fluorescentes microesferas em Ratos Neonatais <ol><li> Manter ratinhos ICR grávidas normais em uma instalação com temperatura controlada sob um 12 hr ciclo de luz / escuridão. Os recém-nascidos são designados como P 0,5 no dia do nascimento. </li><li> Esterilizar uma seringa de 10 mL e uma agulha de 27 G com álcool a 70%. </li><li> Carregar a solução de injecção (5 mL) contendo MCMV ou micro fluorescentegrânulos para dentro da agulha por puxar cuidadosamente o êmbolo da seringa. </li><li> Contenha rato neonatal (P 0.5), colocando o mouse sobre gelo por 3-4 min. Uma vez que o animal está sob anestesia, utilizar o método de resposta de igual pitada para determinar a profundidade de anestesia. </li><li> Marcar o local de injecção com uma caneta de laboratório não-tóxicos em um local aproximadamente 0,7-1,0 mm ao lado da sutura sagital e 0,7 - 1,0 milímetros caudal a partir da bregma neonatal (Figura 2A). </li><li> Inserir a agulha 2 mm de profundidade, perpendicular à superfície do crânio no local de injecção marcado. Para referência, marquem 2 mm a partir da ponta da agulha com uma máquina de não-tóxico. </li><li> Lentamente injectar 5 ul de MCMV (aproximadamente 5 x 10 5 PFU) no ventrículo lateral sem abrir o couro cabeludo (Figura 2B). </li><li> Noutro grupo de ratinhos, injectar uma solução de 5 ul contendo microesferas fluorescentes (0,1-0,3 uM, cerca de 5,75 x 10 8 partículas) poro mesmo método. </li><li> retirar a agulha devagar 10-20 seg após a interrupção do movimento de êmbolo para evitar o refluxo. </li><li> Para recuperar, manter a ratinhos durante 5 - 10 min em um recipiente quente até o movimento e capacidade de resposta geral são restauradas. </li><li> Colher os cérebros, tal como descrito na secção 5 a uma gama de pontos de tempo (3, 12, 24, 48, e 72 h pós-injecção). </li></ol> 4. injecção IV de MCMV ou fluorescente microesferas em Ratos Neonatais <ol><li> Contenha rato neonatal (P 0.5), colocando o mouse sobre gelo por 3-4 min. </li><li> Usando uma seringa de 1 ml com uma agulha de 35 G para a injecção intravenosa de MCMV em P 0,5 neonatos. </li><li> Use um transilluminator (veia Finder) para visualizar a veia superficial temporal (facial). Antes da injecção, garantir o recém-nascido ao transilluminator usando fita cirúrgica (Figura 2C). </li><li> Enquanto estiver usando lupas (1.5X), infundir-se lentamente 50 mL de MCMV (aproximadamente 5,45 ×; 10 9 partículas) ou microesferas fluorescentes (0,04 - 0,06 mm, cerca de 3,63 x 10 11 partículas; 0,1 - 0,3 um, cerca de 5,75 x 10 9 partículas; e 1,7 - 2,2 mm, cerca de 6,85 x 10 6 partículas) na veia temporal superficial (Figura 2D). </li><li> Após a remoção da agulha, utilizar gaze contendo álcool a 70% para aplicar a pressão no local da injecção até que a hemorragia cesse. </li><li> Dê o recém-nascido cerca de 5 min em um recipiente quente para se recuperar antes de voltar para a jaula. </li><li> Colher os cérebros, tal como descrito na secção 5 a uma gama de pontos de tempo (3, 12, 24, e 72 h) após a injecção. </li></ol> 5. Cérebro Preparação Amostra de Tecido para as secções de parafina <ol><li> Coloque os neonatos injetados em um pequeno prato de plástico em gelo picado. </li><li> Uma vez que o animal está sob anestesia, use o método de resposta toe-pitada para determinar a profundidade de anesthesI a. </li><li> Faça um corte centrais ou dois fim horizontal finais através da caixa torácica para abrir a cavidade torácica. </li><li> Faça um corte no átrio com uma tesoura afiada. Infundir solução de paraformaldeído a 4% (PFA) para dentro do átrio. Pare de perfusão quando são observados movimentos espontâneos (PFA dança) e iluminado-color do fígado. Não desangrar. </li><li> Dissecar o recém-nascido (como previamente descrito 20) pelo primeiro retirar a cabeça usando um par de tesouras. </li><li> Fazer uma incisão na linha média ao longo do tegumento do pescoço para o nariz para expor o crânio. </li><li> Colocar a ponta de um par de tesouras para a íris forâmen magno de um lado, com cuidado deslizando ao longo da superfície interna do crânio. </li><li> Adicione um corte que se prolonga para a extremidade distai da superfície posterior do crânio, e fazer um corte idêntico no lado contralateral. Limpar o crânio em torno do cerebelo. </li><li> Cuidadosamente descascar o crânio de um lado para evitar danos no cérebro. Repita esteprocedimento no outro lado do cérebro. </li><li> Com uma espátula, cortar os bulbos olfativos e ligações nervosas ao longo da superfície ventral do cérebro. </li><li> Delicadamente separar o cérebro da cabeça, aparando qualquer dura que ainda conectar o cérebro ao crânio com uma tesoura e retire o cérebro. </li><li> Colocar o cérebro em um frasco de fixador contendo PFA a 4%, pelo menos 10 vezes o volume do cérebro durante 24 h a 4 ° C. </li><li> Desidratar o tecido através de uma série de banhos de etanol graduadas para deslocar a água e, em seguida infiltrado com cera de parafina, formando um bloco. Corte o bloco de parafina com um micrótomo em fatias 4 mm de espessura 21. </li><li> Desparafinar e hidratar as lâminas dos cérebros infectados 22. Avance para hibridização in situ de secções embebidas em parafina. </li></ol> 6. Cérebro preparação de tecido de amostra para cortes congelados <ol><li> Remover o cérebro seguindo os passos descritos em 5,1-5,11. </li><li> Para observar as microesferas fluorescentes e M32-EGFP-MCMV, colocar o cérebro ressecado em cryomolds de fundo plano. Adicionar a incorporação meio para cobrir completamente a amostra cérebro. Snap congelar os cryomolds em n-hexano pré-arrefecida (-80 ºC), usando uma pinça para segurar a borda das cryomolds antes de fixar-lo para o mandril. </li><li> Para realizar o corte, conecte o bloco de tecido congelado sobre o mandril criostato pré-resfriado. Transferir o tecido congelado com o mandril em uma câmara de criostato e baixar a temperatura para entre -10 e -20 ° C, e cortar as fatias de cerca de 8-10 mm de espessura 23. </li><li> Fixar as secções com cytofixative (mistura de álcool isopropílico e polietileno glicol) por pulverização. Air secar as secções durante 30 min a RT imediatamente após a pulverização, e armazená-los a - 80 ºC até à sua utilização. </li><li> Equilibrar as secções de volta para a TA e lavar três vezes com PBS. </li><li> Manchar as seções com isotiocianato de fluoresceína (ITCF) -conjugated Gsimplicifolia B4 riffonia isolectina a uma concentração de 1: 100 durante 10 min em PBS a RT (Figura 5) ou com anticorpo CD31 conjugado com PE a uma concentração de 1: 100 durante 30 min em PBS a RT (Figura 6). </li><li> Lavam-se as secções com PBS três vezes. </li><li> Após a lavagem, coloração das secções com 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindole (DAPI) para visualizar os núcleos das células. Montar as secções de reagente anti-desbotamento e DAPI imagem (excitação a 345 nm, emissão a 455 nm), a EGFP (excitação a 489 nm, emissão a 508 nm), e Vermelho do Nilo (excitação a 553 nm, emissão a 637 nm) com um microscópio de fluorescência (Figuras 3, 5, 6). </li></ol> 7. fluorescente in situ fluorescente (FISH) para embebidos em parafina secções <ol><li> Prepare a sonda FISH marcado diretamente com fluoróforo de DNA de hibridização in situ pela tradução nick usando um cromossomo artificial bacteriano contendo toda MCMV DNA genOMe (pSM3fr) 19. A concentração da sonda FISH é de 0,1 ug / ul. </li><li> Desparafinar e hidratar as lâminas dos cérebros infectados 22. </li><li> Tratar as secções de tecido com RNase (100 ug / ml em PBS) para detecção do DNA viral. </li><li> Executar recuperação de antígeno com um NP40 a 0,05%, 0,01 M de tampão de citrato (pH 6,0) a 95-98 ° C durante 20 min. Arrefecer as lâminas até à TA durante 20 min. </li><li> Em uma coloração frasco Coplin vidro, lavar as lâminas em água pura três vezes durante 2 minutos de cada vez. Executar um passo adicional de recuperação de antigénio com um pepsina a 0,06%, solução de HCl 0,01 N durante 5 min a 37 ° C. </li><li> Lavar as lâminas três vezes em água pura durante 2 min de cada vez num frasco Coplin coloração de vidro. </li><li> Desidratar as secções de tecido de novo, transferindo as lâminas de 70% de etanol, 85% de etanol, e em seguida a 100% de etanol. </li><li> Para a preparação de 10 ml de tampão de hibridação, mistura de 1,25 ml em sais de hibridação in situ (3 M de NaCl, 100 mM Tris-HCl pH 8,0, 100 mM de fosfato de sódio pH 6,8, EDTA 50 mM) com 5 ml de formamida desionizada, 2,5 ml de 50% de sulfato de dextrano, 250 pL de 50x solução de Denhardt, 125 uL de 100 mg / ml de ARNt, e 875 ul de H 2 O. </li><li> Dilui-se a sonda de ADN directamente marcado com fluoróforos que reconhecem todo o genoma MCMV aleatoriamente no tampão de hibridação. O volume final deve ser de 10 ul de tampão de hibridação (7 ul, sonda 1 ul (0,1 ug / uL) e 2 ul de água destilada). </li><li> Adicione a mistura de sonda (10 ul) a cada slide e cobrir com uma lamela (15 × 15 mm). Selar a lamela com cimento de borracha. Desnaturar a sonda mistura durante 5 min a 85 ° C, e completar o passo de hibridação O / N a 42 ° C. </li><li> Lavam-se as lâminas com 0,3% de NP40, SSC 0,4x a 73 ° C durante 2 min; com NP40 a 0,1%, 0,4x SSC a 73 ° C durante 1 min; e com 2x SSC duas vezes. </li><li> Contracoloração os núcleos com DAPI (10 ng / ml) e cubra a lâmina com uma lamela. </li><li> monteas secções de reagente anti-desbotamento e DAPI imagem (excitação a 345 nm, emissão a 455 nm) e a EGFP (excitação a 489 nm, emissão a 508 nm) com um microscópio fluorescente (Figura 4). </li></ol>

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<li>Chi, V., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunohistochemistry%3A+paraffin+sections+using+the+Vectastain+ABC+kit+from+vector+labs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs.</a> J Vis Exp. (8), e308(2007).</li>
<li>Wilsbacher, L. D., Coughlin, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+cardiomyocyte+development+using+immunofluorescence+in+embryonic+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Analysis of cardiomyocyte development using immunofluorescence in embryonic mouse heart.</a> J Vis Exp. (97), (2015).</li>
<li>Ohshima, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+and+intravenous+deliveries+are+not+comparable+in+terms+of+drug+efficacy+and+cell+distribution+in+neonatal+mice+with+hypoxia-ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Dev%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal and intravenous deliveries are not comparable in terms of drug efficacy and cell distribution in neonatal mice with hypoxia-ischemia.</a> Brain Dev. 37 (4), 376-386 (2015).</li>
<li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> J Vis Exp. (91), e51863(2014).</li>
<li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+%28ICV%29+and+intravenous+%28IV%29+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Em modelos animais, ICV, intraperitoneal, placentária directa, infecções e IV têm sido utilizados para estudar a patogénese da encefalite viral. Estamos focados em modelos ICV e injeção IV de ratos neonatal para a simplicidade dos procedimentos e os benefícios da injeção direta de partículas para a região de destino. Embora a infecção intraperitoneal é um método fácil, partículas virais espalhados sistemicamente através de um processo de 5,24 indireta. infecção placentária Direct é um bom método para estudar ...

Ao estudar a encefalite virai, a distribuição inicial de partículas virais é muito importante para compreender patogênese da doença e para identificar alvos virais no cérebro. A maioria dos vírus variam em tamanho de 20 a 300 nm, embora o pandoravírus é mais do que 700 nm de tamanho 1. A distribuição das partículas virais na fase aguda da infecção podem depender do tamanho das partículas, a distribuição de receptores celulares, ou a afinidade dos receptores celulares para os vírus. Em modelos animais, intracerebroventricular (ICV), intraperitoneal, placenta directa, e intravenosa (IV), as infecções foram utilizados para estudar a patogénese da encefalite viral. ICV inoculação com vírus é muitas vezes usado para estabelecer infecções centrais do sistema nervoso (CNS) em camundongos. Estudos utilizando esta técnica relatam infecção generalizada, particularmente de células nas zonas peri e em regiões do cérebro em contato direto com o líquido cefalorraquidiano (LCR), Similar para os efeitos da ventriculoencephalitis viral. O pequeno tamanho de vírus adeno-associado (AAV) partículas (de 20 - 25 nm de diâmetro) facilita a sua disseminação em todo o cérebro em infecções ICV 2-4. Intraperitoneal 5, placentários direta 6 e IV injeções 7 representam administração sistêmica hematogênica. A penetração das partículas virais através da barreira sangue-cérebro (BBB) ​​permite-lhes alcançar o parênquima do cérebro neonatal, representando nódulos microgliais difusas 8,9. Citomegalovírus (CMV) é um vírus comum, que pertence à família do vírus do herpes. Nos Estados Unidos, 50% - 80% das pessoas tiveram a infecção por CMV pela idade 40. infecções por CMV raramente são prejudiciais, mas podem causar doenças em pacientes imunocomprometidos e fetos. De todos os partos, 0,2% - 2% nascem com CMV 10, resultando em sintomas graves como microcefalia, calcificações periventricular, hipoplasia cerebelar, microftalmia, e atrofia do nervo óptico 11,12. Além disso, retardo mental, perda auditiva neurossensorial, defeitos visuais, convulsões e epilepsia ocorrem em cerca de 10% das crianças infectadas com CMV não fatalmente 13,14. disfunção do SNC é o sintoma característico mais comum de CMV anomalia congênita. Mais crianças estão permanentemente desativado cada ano por CMV congênita que pela síndrome de Down, síndrome alcoólica fetal, ou espinha bífida 15. Não há vacinas contra a CMV disponíveis no presente, apelando para a necessidade de uma vacina segura e eficaz. Estudar a interacção de partículas de CMV com os seus receptores na fase mais inicial da infecção é importante para compreender o efeito da vacinação. Ventriculoencephalitis e nódulos microgliais difusas são as duas principais características patológicas da CMV encefalite 16. Tem sido incerto como as partículas de CMV (150-300 nm), distribuídos através do cérebro na fase aguda da infecção umND como a distribuição de receptores celulares e a sua afinidade para os vírus contribuir para a propagação virai. Kawasaki et al. Avaliaram ICV e IV infecções do ponto de vista da distribuição de partículas e os seus receptores (integrina β1) na fase inicial da infecção. Descobrimos que a disseminação de partículas CMV e a expressão de integrina β1 estão bem correlacionados numa fase mais inicial da infecção, tanto ICV e infecções IV 8. infecção ICV é um modelo de ventriculoencephalitis e infecção IV é um modelo de nódulos microgliais difusas. O estudo da dinâmica de partículas virais ou fluorescentes daria informações úteis sobre o efeito do tamanho de partícula, as interacções virais com receptores celulares, e o mecanismo de certificação penetração no cérebro. O protocolo seguinte pode ser utilizado para investigar qualquer infecção viral e vetor viral no sistema nervoso central.

<table><tbody><tr><td>Tris; tris(hidroximetil)- aminometano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-6791</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H-1758</td><td></td></tr><tr><td>pEGFP-N1 vetor&nbsp;</td><td>Clontech</td><td>#6085-1</td><td></td></tr><tr><td>D-sorbitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-1876</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Poliestireno Fluorescente Vermelho Nilo 0.04 - 0.06</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-00556-2</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Poliestireno Fluorescente Vermelho Nilo 0.1 - 0.3</td><td>Spherotech, Inc.</td><td>FP-0256-2</td><td></td></tr><tr><td>SPHERO TM Poliestireno Fluorescente Nilo Vermelho 1.7 - 2.2</td><td>Spherotech, inc.&nbsp;</td><td>FP-2056-2</td><td></td></tr><tr><td>10% soro de camundongo</td><td>DAKO&nbsp;</td><td>X0910</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 mouse</td><td>SLC, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse ICR</td><td>SLC, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringas de Microlitro Modificadas (Série 7000)</td> <td>Agulha de</td> calibre 35 da empresa <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Hamilton Saito Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>A Wee Sight Transilluminator</td><td>Phillips Healthcare</td><td>1017920</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T.Compound</td><td>Sakura Finetek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>RNase A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R4642</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet(R) P-40</td><td>Nacalai</td><td>25223-04</td><td></td></tr><tr><td>tampão citrato (pH 6) x 10</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C9999-100ml</td><td></td></tr><tr><td>pepsina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6887</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>dojindo</td><td>N001</td><td></td></tr><tr><td>Formamida</td><td>TCI</td><td>F0045</td><td></td></tr><tr><td>Sal de sódio sulfato de dextrano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>42867-5G</td><td></td></tr><tr><td>Denhardt's Solução (50x)</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>750018</td><td></td></tr><tr><td>Levedura tRNA (10 mg/ml)</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>AM7119</td><td></td></tr><tr><td>SSC 20x</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6639</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>n-Hexano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>296090</td><td></td></tr><tr><td>superfrost mais vidro</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>12-55-18</td><td></td></tr><tr><td>Cytokeep II</td><td>Nippon Shoji Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Griffonia simplicifolia isolectina B4 conjugada com FITC</td><td>Vector laboratories, Inc.</td><td>L1104</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse CD31 (PECAM-1) PE</td><td>ebioscience</td><td>12-0311</td><td></td></tr><tr><td>ProLong&nbsp; Ouro</td><td>ThermoFishcer sceintific</td><td>P36934</td><td></td></tr><tr><td>BIOREVO</td><td>KEYENCE</td><td>BZ-9000E</td><td></td></tr></tbody></table>

intracerebroventricular e intravascular a injeção de viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro neonatal

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

No estudo sobre a patogénese de encefalite viral, o método de infecção é crítica. A primeira das duas principais vias infecciosos para o cérebro é o percurso hemática, que envolve a infecção de células endoteliais e pericitos do cérebro. O segundo é o intracerebroventricular (ICV) de rota. Uma vez dentro do sistema nervoso central (SNC), os vírus podem espalhar-se para o espaço subaracnóide, meninges, plexo coróide e através do líquido cefalorraquidiano. Em modelos experimentais, os primeiros estágios da distribuição viral CNS não estão bem caracterizados, e não está claro se apenas algumas células são inicialmente infectado. Aqui, foi analisada a distribuição de partículas de citomegalovírus (CMV) durante a fase aguda da infecção, denominado viremia primária, seguindo ICV ou intravascular (IV) injecção no cérebro neonatal de rato. No modelo de injecção ICV, 5 ul de CMV de murino (MCMV) ou microesferas fluorescentes foram injectadas no ventrículo lateral na midpoint entre a orelha e o olho, utilizando uma seringa de 10 mL com uma agulha de 27 G. No modelo de injecção IV, foi usada uma seringa de 1 ml com uma agulha de 35 g. Um transiluminador foi usado para visualizar a veia temporal superficial (facial) do rato neonatal. Nós infundido 50 ul de microesferas fluorescentes ou MCMV na veia temporal superficial. Os cérebros foram colhidas em diferentes pontos de tempo após a injecção. Genomas MCMV foram detectados usando o método de hibridação in situ. microesferas fluorescentes ou proteína verde fluorescente que expressam partículas MCMV recombinantes foram observadas por microscopia fluorescente. Estas técnicas podem ser aplicadas a vários outros agentes patogénicos para investigar a patogénese da encefalite.

Em estudos sobre a patogénese da encefalite viral, o método de infecção é importante. A via hemática representa uma infecção aguda das células endoteliais e pericitos do cérebro, enquanto o percurso ICV representa uma infecção aguda propagação através do LCR através do espaço subaracnóide, alcançando as meninges e plexo coróide. Para analisar a primeira distribuição de partículas em encefalite aguda, hibridização in situ a detecção dos genomas MCMV e observação directa de partíc...

Aqui, descrevemos um método simples de injeção intracerebroventricular e intravascular de partículas virais ou microesferas fluorescentes no cérebro de camundongos neonatais. O padrão de localização do vírus e das nanopartículas pode ser detectado por avaliação microscópica ou por hibridização in situ.

Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

O objetivo geral deste procedimento é observar a distribuição de partículas virais durante a fase aguda da infecção no sistema nervoso central. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de neurovirologia, como, por exemplo, como as partículas virais se distribuem no sistema nervoso central imaturo durante a fase aguda da infecção.A principal vantagem dessa técnica é que a distribuição inicial de partículas virais pode ser observada diretamente com um microscópio utilizando dois métodos simples, como injeção intercerebroventricular e injeção intravascular. Comece esterilizando uma seringa de 10 microlitros e uma agulha de 27 gauge com álcool a 70%.Em seguida, carregue cinco microlitros da solução injetável de citomegalovírus murino ou microesferas fluorescentes na agulha puxando cuidadosamente o êmbolo da seringa. Após anestesiar e imobilizar um camundongo neonatal PO.5 colocando-o sobre gelo por três a quatro minutos, utilize o método de resposta ao aperto dos dedos dos pés para determinar a profundidade da anestesia. Marque o local da injeção no camundongo anestesiado com uma caneta laboratorial não tóxica em uma posição aproximadamente 0,7 a 1,0 mm latera

intracerebroventricular-intravascular-injection-viral-particles

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

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Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos

Controlar a expansão de células estaminais somáticas é um factor principal dificultando o seu estudo e a utilização em terapia. Aqui, descrevemos um sistema para controlar temporalmente neural haste de expansão de células durante o desenvolvimento e na vida adulta, o que pode ser usado para aumentar o número de neurónios gerados no cérebro do rato.

Expansão da embrionárias e adultas células-tronco neurais por<em&gt; In Utero</em&gt; Eletroporação ou injeção estereotáxica Viral

Este vídeo demonstra o processo de injeção intracerebroventricular para estudar a distribuição do citomegalovírus murino (MCMV) no cérebro de camundongos neonatais. O MCMV, projetado para expressar uma proteína fluorescente verde aprimorada (EGFP) para visibilidade, é injetado no ventrículo lateral do cérebro de um filhote de camundongo. O vírus injetado circula pelo líquido cefalorraquidiano, infectando células na região periventricular, incluindo a zona marginal, o plexo coróide e a zona...

Uma injeção intracerebroventricular para analisar a distribuição do citomegalovírus murino em um cérebro de camundongo neonatal

O citomegalovírus (HCMV) A infecção humana de recém-nascidos representa uma importante causa de retardo mental, mas os eventos moleculares que levam à induzida por vírus patogênese ainda são pouco compreendidos. Para investigar a dinâmica da infecção cerebral, adaptamos...

Utilização de<em&gt; In vivo</em&gt; Imagem para monitorar a progressão da infecção pelo citomegalovírus Experimental Rato em recém-nascidos

Aqui demonstramos uma técnica para transdução neuronal generalizada por injeção intraventricular de vírus adeno-associado no cérebro de camundongo neonatal.  Este método fornece uma maneira rápida e fácil de obter a expressão vitalícia de transgenes entregues por vírus.

Injection Viral intracerebroventricular do Neonatal do rato do cérebro para a transdução neuronal persistente e generalizada

Modelos animais de doença pediátrica pode experimentar início precoce e progressão da doença agressiva. Clinicamente entrega terapia relevantes para jovens modelos de mouse pode ser tecnicamente difícil. Este protocolo descreve um método de injecção intravenosa não-invasiva para a ratinhos recém-nascidos nos dois primeiros dias pós-natais de vida.

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Aqui nós descrevemos um método para estabelecer um modelo de Zika a microcefalia induzida por vírus no mouse. Este protocolo inclui métodos para inoculação intracerebral embrionária, neonatal e adulto-fase do vírus Zika.

Estabelecer modelos de Mouse para doenças neurológicas induzida por vírus Zika usando estratégias de injeção Intracerebral: embrionárias, Neonatal e adulto

Este protocolo tem como objetivo demonstrar uma via de administração venosa reprodutível que possa ser utilizada em ratos e camundongos durante todo o período neonatal. Esse procedimento é importante para estudos pré-clínicos com roedores que desejam espelhar a administração de medicamentos em unidades neonatais, principalmente por via intravenosa.

Modelo Neonato de Injeção de Veias Retroorbitárias em Roedores

O presente protocolo descreve instruções passo a passo para a realização de injeções intratecais em camundongos neonatais para edição gênica e liberação de drogas.

Injeção Intratecal de Camundongos Recém-Nascidos para Edição do Genoma e Liberação de Fármacos

Uma nova técnica para entrega generalizada de vírus adeno-associado que usa infusão de vírus subaracnóideo é descrita. Este método não apenas garante a transdução generalizada de neurônios neocorticais de camundongos em camadas superficiais, mas também resulta na expressão seletiva do transgene em neurônios piramidais da camada cinco, mesmo quando se usa um promotor não seletivo.

Transdução generalizada de neurônios neocorticais de camundongos por injeção subaracnóidea de AAV2

Aprenda a injeção intracerebroventricular e intravascular de partículas virais e microesferas fluorescentes no cérebro neonatal de camundongos. Este método permite observar a distribuição viral durante a fase aguda da infecção no sistema nervoso central.

Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal

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