Name: A citologia de impressão da Área Wiper a tampa (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Aprenda a coletar e visualizar células epiteliais das margens das pálpebras para avaliar os efeitos da fricção na superfície ocular. Este método minimamente invasivo ajuda a investigar o desconforto ocular em pacientes com olho seco.

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Gostaríamos de agradecer ao nosso colega Dr. Jalaiah Varikooty, que forneceu informações e conhecimentos sobre o tema do limpador de tampa, que ajudou muito nesta pesquisa.

declaração de ética: Antes da coleta de células de seres humanos, consentimento informado e aprovação ética deve ser obtida. 1. Prepare Stain NOTA: Prepare mancha no dia do experimento. <ol><li> Adicionar 5 uL de etídio (ou 4 mM) e 5 ul de calceína AM (ou 4 mM) a 2,5 ml de tampão fosfato salino (PBS) em 15 ml de tubo de centrifugação; misturar. Embrulhe em papel alumínio para proteger da luz e armazenar a RT até o uso. </li></ol> 2. Células Colete <ol><li> Remover inserções de cultura de células a partir de sua embalagem e rotulagem para cada pálpebra a amostrar. Marca de orientação de recolha de células, no lado do suporte de plástico membrana utilizando marcador permanente. Conduta fenda inspecção lâmpada com uma ampliação moderada (aproximadamente 20X) para confirmar a saúde adequada da região de se submeter IC. </li><li> Dispensar uma gota de anestésico tópico (0,5% de cloridrato de proparacaína) no fundo do saco conjuntival de EAch olho e instruir participante para manter os olhos fechados por um minuto. </li><li> Evert tampa e parte superior do olho manter no lugar pelos cílios; evitar qualquer contato com a área da tampa do limpador. Opcional: a ajuda de um investigador secundária pode ser necessário para executar esta etapa. </li><li> Aplicar membrana perpendicularmente sobre a parte central da região do limpador a tampa com o mínimo de pressão. </li><li> Segure membrana no local por 3-5 seg. Observe a membrana se tornar translúcida na área de contato. Neste ponto, remover suavemente a membrana e permitir tampa do participante para &quot;flip&quot; de volta no lugar. </li><li> Prontamente aplicar uma gota de PBS à amostra, para impedir que sequem. Membrana girará translúcida e opaca não deve ligar a qualquer momento, como isso indica secagem. Têm o investigador secundário prosseguir imediatamente com o processamento de amostras (secção 3). </li><li> Realizar verificação final olho para garantir a integridade da conjuntiva. Dispensar lubrificantes oculares e instruir participantepara evitar esfregar os olhos até que o efeito anestésico desgasta fora (aprox. 15 min). </li></ol> Processamento 3. Amostra <ol><li> Utilizando micro-tesoura, cortar a membrana na metade (metade de cada uma das análises a jusante), perpendicular através do meio da recolha de células. O corte ao longo da margem exterior de uma metade da membrana para separar o do suporte de plástico; evitar a interacção com as células recolhidas na membrana, incluindo assegurar que a membrana não se dobra sobre si própria. </li><li> Garantir a membrana usando uma pinça antes completamente desconectar do titular. Ponto de membrana para dentro do tubo de centrífuga de 2 ml rotulados, contendo 500 ul de 95% (v / v) de etanol e deixa-se fixar durante um mínimo de 20 min a um máximo de 2 horas antes do processamento (secção 4.2). </li><li> segunda metade imediatamente separada da membrana (como descrito na seção 3.2) e proceder imediatamente com a secção 4.1. </li></ol> Coloração 4. Amostra <ol><li> Immunocytochemical coloração <ol><li> Com cuidado, coloque membrana em 35 milímetros de vidro prato de cultura inferior com o lado coleção voltada para baixo; garantir a membrana é plana. </li><li> Pipetar 20 l de composição mancha imunocitoquímica montada na secção 1 para a membrana. Se amostra cachos, use pontas de pipeta descartáveis ​​para achatar cuidadosamente a membrana, empurrando suas bordas para baixo. Evitar o contacto com as zonas de recolha de células. </li><li> Gentilmente cobrir a membrana com tampa de vidro deslizante. Evite movimento desnecessário da amostra. Cubra a assadeira com tampa e vedação com laboratório de película em torno das bordas. Não obstrua a transparência de prato (superior e inferior) e visibilidade da amostra. Etiqueta com marcador de laboratório. </li><li> proceder imediatamente à imagem (secção 5.1), em seguida, voltar a secção 4.2 para continuar com coloração citológica da outra metade da membrana. </li></ol></li><li> citológico coloração <ol><li> Gradualmente hidratar membrana por adição lenta de 500 mL de água destilada para o tubo de retornosed para fixação na secção 3.4. conteúdo aspirado várias vezes na ponta da pipeta para misturar, em seguida, remover conteúdo. </li><li> Adicionar 500 uL de água destilada. Deixe repousar por alguns segundos, em seguida, remover. Adicionar 500 mL de mancha azul Alcian e deixe por 3 min. Remover manchas e realizar 3 consecutiva 500 mL de água destilada lavagens ou até que o líquido lavagens claras. </li><li> Adicionar 500 mL de Hematoxilina # 1 mancha e deixe por 3 min. Remover manchas e realizar três consecutivos 500 mL lavagens água destilada ou até que o líquido lavagens claras. Desidratar (inverso do ponto 4.2.1) por aspiração do líquido claro. </li><li> Adicionar 500 mL de Papanicolaou OG-6 mancha e deixe por 3 min. Remover mancha e executar um de 500 ul 95% (v / v) de lavagem etanol. </li><li> Adicionar 500 ul de corante Papanicolaou EA-65 e deixar durante 3 min. Remover mancha e executar três consecutiva de 500 ul de 95% (v / v) de etanol lavagens. </li><li> Totalmente desidratar usando 500 ul três lavagens consecutivas de 100% de etanol. usando tweezers, retirar amostra de solução; evitar áreas de coleta de células tocantes. </li><li> Coloque membrana sobre lâmina de vidro; assegurar que a linha de colheita de células é paralela ou perpendicular a deslizar margem para o alinhamento mais fácil durante o exame. </li><li> Aplique uma gota de etanol 100% e cubra com deslizamento de vidro. proceder imediatamente à imagem (secção 5.2). </li></ol></li></ol> 5. Amostra de imagem <ol><li> Imagens fluorescentes imunocitoquímicos Stains <ol><li> Use um microscópio confocal de varredura a laser (CLSM) 11 ou microscópio de fluorescência 12, equipado com uma câmera de cor digital, conectado a um computador com um software de aquisição de imagem. Devido às amostras a ser contido dentro placas de cultura, um microscópio invertido pode ser necessário. </li><li> Defina-se 11,12 microscópio de acordo com espectros de absorção e emissão de etídio homodímero-1 (528/617 nm máximos Ex / Em na presença de ADN) e calceína AM (494/517 nm Ex / Em máximos). </li><li> Selecione menor ampliação do microscópio (por exemplo, objetiva 2,5X) e ativar o sistema de imagem digital; observar a amostra indicada no monitor do computador. </li><li> Inspecione amostra para características celulares de interesse. </li><li> Selecione ampliação microscópio desejado e adquirir imagens usando software de imagem. </li><li> Salvar arquivos em qualquer formato de arquivo microscópio nativo ou um formato de arquivo não compactado (por exemplo, * .raw, * .tiff). </li></ol></li><li> Imagem citológica Stains <ol><li> Use um microscópio padrão de laboratório de campo brilhante sem filtros, equipado com uma câmera de cor digital, conectado a um computador com um software de aquisição de imagem. </li><li> Local e lâmina de vidro bloqueio (do passo 4.2.8) no palco microscópio. Rehidratar amostra com etanol a 100%, conforme necessário, ao longo do procedimento de imagem inteira. </li><li> Selecione menor ampliação do microscópio (por exemplo, objetiva 2,5X) e ativar thsistema de imagem digital e; observar a amostra indicada no monitor do computador. </li><li> Assegurar a recolha de células é alinhado com um dos eixos X ou Y de controle do estágio de microscópio. Ajuste, se necessário, pela remoção da tampa de deslizamento e rotação da amostra, utilizando uma ponta de pipeta ou pinças. </li><li> Usando a imagem (s) de captura de toda a amostra com o microscópio de ampliação menor software de imagem,. </li><li> Mudar para a ampliação do microscópio moderada (por exemplo, 10 - 20X objetiva) e ajustar fonte de luz do microscópio e parâmetros de imagem de software (exposição, contraste, balanço de brancos, etc.), e desativar a sua medição de software automatizado. Salvar essas configurações para uso futuro. </li><li> Determinar pontos inicial e final de varredura (por exemplo, superior esquerdo e direito cantos inferiores de recolha de células). </li><li> Usando a imagem (s) de captura de toda a área de colheita de células dentro dos pontos inicial e final software de imagem,. Certifique-se a 20% lado-a-lado e de cima para baixo sobreposição between todas as imagens adjacentes. </li><li> Salvar arquivos usando o formato de arquivo microscópio nativo ou um formato de arquivo não compactado (por exemplo, * .raw, * .tiff). </li><li> Gerar imagem panorâmica final usando o software automatizado costura de escolha (por exemplo, o Adobe Photoshop Elements). Use imagens de referência tomadas no passo 5.2.5) para confirmar a precisão da costura automatizada na imagem final. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Os autores não têm financiamento relevante ou conflitos a divulgar.

citologia de impressão é tipicamente realizada na conjuntiva bulbar, utilizando membranas de ésteres de celulose misturados. As amostras são cortadas ao tamanho a partir de folhas de material a granel, esterilizado, aplicado e removido da superfície conjuntival utilizando fórceps. Usando o mesmo material de membrana, um dispositivo de IC controlado-pistão foi recentemente concebido para coincidir com a geometria da superfície da conjuntiva bulbar, e manter a pressão constante entre 13 aplicações. Essas aborda...

A pálpebra superior humano executa cerca de 10.000 pisca a cada dia 1, com apenas um 1 - região conjuntival 2 milímetros estreita opostos do globo ocular. Devido ao seu movimento de limpeza durante o pestanejar, esta porção da margem da pálpebra foi denominada a &quot;tampa do limpador&quot; região 2. Supõe-se que o atrito é aumentada nessa região durante a piscar habitual, devido à tampa limpar todo o globo. Isto pode desempenhar um papel significativo no conforto ocular. Lente de contato usuários em particular experiência de desconforto ocular e esta é uma das razões principais para cessar o uso das lentes 3. Quando uma lente de contacto é colocada sobre o olho, o coeficiente de atrito entre o material da lente e a superfície ocular foi mostrado para alterar 4. Há evidências que sugerem que os sintomas de secura pode estar relacionado a este atrito alterado 2,5,6. Esta associação também pode ser refletida em fenômenos observáveis ​​clinicamente, nomeadamente wi tampapor epiteliopatia (LWE), também chamado superior da tampa margem de coloração (ULMS) 6. LWE é um sinal precoce de irritação ocular e um preditor potencial para a doença do olho seco. Ele é observado e medido pela coloração vital das regiões superiores e inferiores margem palpebral. Embora este sistema de classificação 2 e sua validade clínica (ou seja, correlação com sintomas subjetivos) ainda estão em debate, desconforto ocular permanece um enigma para os médicos e cientistas e, mais importante, um inconveniente para os pacientes. Até à data, pouco se sabe sobre as variações clinicamente relevantes no (sub) anatomia celular e fisiologia da área do limpador a tampa 7 e apenas um relatório faz uso de métodos citológicos 8. Citologia de impressão (CI) foi utilizada há mais de 40 anos para recolher as células a partir da superfície do epitélio da conjuntiva tarsal bulbar ou por aplicação de uma membrana de 9,10. Após remoção, as células aderentes submeter Cytological coloração e de imagem microscópica. Devido às diferenças anatómicos celulares e na região do limpador a tampa, esta técnica requer a optimização.

<table><tbody><tr><td>Azul de Alcian, 1% em ácido acético a 3%</td><td>Sigma</td><td>B8438-250ML</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxilina, Gill 1</td><td>Sigma</td><td>GHS116-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Coloração de Papanicolaou, OG-6</td><td>Sigma</td><td>HT40116-500 ml</td><td></td></tr><tr><td>Coloração de Papanicolaou, Kit de</td> Viabilidade/Citotoxicidade EA <td>Sigma</td><td>HT40232-1L</td><td></td></tr><tr><td>Vivo/Morto</td><td>Life Technologies</td><td>L-3224</td><td>contém etídio homodímero-1 e corantes de Calceína AM</td></tr><tr><td>Alcaine (0,5% de cloridrato de proparacaína)</td> Inserto de Cultura de Células <td>Millicell Alcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, 12&nbsp; mm, PTFE hidrofílico, 0,4&nbsp; &micro; m</td><td>EMD Millipore</td><td>PICM01250&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Pratos com Fundo de Vidro de 35 mm</td><td>MatTek Corporation</td><td>P35G-0-20-C</td><td></td></tr></tbody></table>

a citologia de impressão da Área wiper a tampa

Impression Cytology of the Lid Wiper Area

Existem poucos relatos sobre a anatomia celular da área do limpador de pálpebra (LW) da pálpebra interna e apenas um relato faz uso de métodos citológicos. A otimização de um método de coleta, coloração e imagem de células da região LW usando citologia de impressão (IC) é descrita neste estudo. As células são coletadas da superfície interna da pálpebra superior de indivíduos humanos usando membranas hidrofílicas de politetrafluoretileno (PTFE) e coradas com corantes citológicos para revelar a presença de células caliciformes, mucinas, núcleos celulares e vários graus de pré e paraqueratinização. Os corantes imunocitoquímicos mostram atividade da esterase celular e membranas celulares comprometidas pelo uso de um microscópio confocal a laser de varredura. Até 100 imagens digitais microscópicas são capturadas para cada amostra e costuradas em uma imagem de alta resolução e grande escala de todo o intervalo do IC. Demonstramos uma sensibilidade de CI maior do que a relatada anteriormente, apropriada para identificar morfologias celulares e atividade metabólica na área de LW. Até onde sabemos, esta é a primeira vez que essa seleção de corantes fluorescentes foi usada para obter imagens de membranas LW IC. Este protocolo será eficaz em estudos futuros para revelar detalhes não documentados da área de LW, como avaliar particularidades celulares de usuários de lentes de contato ou pacientes com olho seco ou epiteliopatia do limpador de pálpebras.

A membrana de cultura de células durou mais o suporte de plástico é uma ferramenta conveniente para a recolha de mão de células epiteliais da conjuntiva tampa do limpador. Este método elimina a necessidade de instrumentos esterilizados adicionais tipicamente utilizados para preparar e manipular membranas IC. A Figura 1 representa a área de IC limpador a tampa usando uma inserção de cultura de células. Nós otimizamos dois protocolos de coloração diferentes que se compleme...

Coletamos, coramos e fotografamos células da conjuntiva da margem interna da pálpebra de seres humanos. Ao caracterizar a morfologia celular e a atividade metabólica, este método pode aprofundar nossa compreensão do olho seco e do papel que o atrito entre as superfícies oculares pode desempenhar na percepção do desconforto ocular.

A citologia de impressão da Área Wiper a tampa

Few reports on the cellular anatomy of the lid wiper (LW) area of the inner eyelid exist and only one report makes use of cytological methods. The ...

O objetivo geral deste procedimento é coletar, processar e visualizar células epiteliais das margens palpebrais para avaliar os efeitos do atrito na superfície ocular. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais sobre o desconforto ocular, particularmente em pacientes com olho seco e desconforto relacionado ao uso de lentes de contato. As principais vantagens desta técnica são sua relativa simplicidade, rapidez, baixa invasividade e a possibilidade de avaliar os efeitos do atrito sobre as células epiteliais oculares.Inicie removendo os insertos de membrana da embalagem. Usando uma caneta permanente, identifique os insertos para cada pálpebra a ser amostrada, marcando a orientação da coleta celular na lateral do suporte plástico da membrana. Em seguida, aplique uma gota de anestésico tópico no saco conjuntival inferior de cada olho e oriente o participante a manter ambos os olhos fechados por um minuto.Em seguida, everte uma das pálpebras superiores pelas pestanas, evitando o contato com a margem palpebral, e aplique levemente a membrana do inserto perpendicularmente na parte central da região do limpador palpebral. Após três a cinco segundos, remova cuidadosamente a

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Research

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Medicine

Medicina

O protocolo descrito aqui é para avaliação estrutural de uma preparação retiniana de montagem total. Isso inclui descrições de dissecção tecidual, montagem em uma inserção de membrana de politetrafluoretileno (PTFE) hidrofilizada, carregamento em bolus com marcadores fluorescentes e uma comparação da fixação com carbodiimida e paraformaldeído para análise imuno-histoquímica de componentes celulares e sinápticos.

Protocolo otimizado para preparação de montagem total da retina para imagem e imuno-histoquímica

Usando contraste de interferência diferencial (DIC) microscopia de alta resolução, uma observação ex vivo do espancamento de cílios ependymal móveis localizados dentro dos ventrículos do cérebro do rato é demonstrado pelo live-imagiologia. A técnica permite que uma gravação da frequência de batimento ciliar ângulo único e batendo bem como as suas propriedades de estimulação do cálcio intracelular oscilação.

Imagens ao vivo da ependimária Cilia nas laterais ventrículos do cérebro do rato

Neste estudo, uma técnica microscópica de luz detalhada foi otimizada para observação e análise em tempo real do movimento dos cílios CPEC ex vivo, juntamente com um método de microscopia eletrônica para análise ultraestrutural.

Observação do movimento ciliar de células epiteliais do plexo coróide<em&gt; Ex Vivo</em

A superfície ocular normal exposta consiste em córnea e conjuntiva. As células epiteliais, as células caliciformes e as células imunes estão presentes na conjuntiva. Aqui, uma técnica não invasiva de citologia de impressão é descrita usando um dispositivo de citação de impressão e citometria de fluxo para analisar células imunes na conjuntiva.

Uma maneira não invasiva de isolar e células de fenótipo da Conjuntiva

Para garantir uma análise funcional ciliar bem-sucedida e de alta qualidade para o diagnóstico da DCP, um método preciso e cuidadoso para amostragem e processamento do epitélio respiratório é essencial. Para continuar prestando serviço de diagnóstico de PCD durante a pandemia de COVID-19, o protocolo de videomicroscopia ciliar foi atualizado para incluir medidas adequadas de controle de infecção.

Amostragem e processamento de escovação nasal usando videomicroscopia ciliar digital de alta velocidade – adaptação para a pandemia de COVID-19

A inflamação da superfície ocular prejudica os tecidos da superfície ocular e compromete as funções vitais do olho. O presente protocolo descreve um método para induzir inflamação ocular e coletar tecidos comprometidos em um modelo de camundongo de disfunção da glândula de Meibomian (MGD).

Indução da inflamação da superfície ocular e coleta de tecidos envolvidos

Este trabalho apresenta um protocolo para microdissecção ocular em roedores. O processo envolve a enucleação do globo ocular junto com a membrana nictitante (ou seja, a terceira pálpebra). Isto é seguido pela separação dos copos oculares posterior e anterior.

Microdissecção do olho de roedores

Este protocolo descreve métodos para preparar células de fibras periféricas, maduras e nucleares do cristalino ocular para coloração por imunofluorescência para estudar interdigitações complexas célula-célula e a arquitetura da membrana.

Preparo e Coloração por Imunofluorescência de Feixes e Células Monofibrais do Córtex e Núcleo do Cristalino Ocular

Os protocolos descritos são novos métodos de visualização de estruturas periféricas na lente ocular com métodos de quantificação de imagens. Estes protocolos podem ser utilizados em estudos para melhor compreender a relação entre as estruturas da microescala do cristalino e o desenvolvimento/função do cristalino.

Imagens de montagem completa para visualizar e quantificar a estrutura da lente periférica, a morfologia e a organização da célula

Aqui, apresentamos um protocolo para coleta e processamento de biópsia conjuntival para identificar penfigóide de membrana mucosa.

Técnica de Biópsia Conjuntival e Imunofluorescência Direta para Diagnóstico de Penfigoide de Membrana Mucosa

Este artigo demonstra a operação e o efeito da microscopia confocal in vivo no diagnóstico e tratamento do olho seco e investiga a aplicação e os resultados da microscopia confocal in vivo para fornecer uma base para pesquisas futuras.

In vivo Microscopia Confocal no Diagnóstico e Tratamento do Olho Seco: Um Foco em Protocolos de Imagem e Interpretação

Aprenda a coletar e visualizar células epiteliais das margens das pálpebras para avaliar os efeitos da fricção na superfície ocular. Este método minimamente invasivo ajuda a investigar o desconforto ocular em pacientes com olho seco.

A citologia de impressão da Área Wiper a tampa

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