Name: Manipulação genética do patógeno de planta Ustilago maydis Estudar Biologia fúngicos e vegetais Microbe Interactions (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 42 s
Description: Aprenda a manipular geneticamente o fungo Ustilago maydis usando substituição de genes e protoplastia. Este método permite gerar mutantes de deleção para estudar fenótipos de infecção em interações planta-patógeno.

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Um agradecimento especial ao Dr. Benedikt Steuten para a leitura crítica do manuscrito. O trabalho original sobre as quitinases foi realizada pelo Dr. Thorsten Langner. O laboratório de VG é suportado pelo Cluster de Excelência em Ciências Vegetais (CEPLAS, DFG EXC 1028) e BioSC, o laboratório de KS é suportado por BioSC. KB é suportado por BioSC. As atividades científicas do Science Center Bioeconomy (BioSC) foram apoiadas financeiramente pelo Ministério da Inovação, Ciência e Investigação no âmbito do NRW Strategieprojekt BioSC (No. 313 / 323-400-00213). LF é apoiado por uma bolsa de doutoramento da DFG International Research Training Group 1525 iGRADplant.

1. Geração de deleção Construções <ol><li> Gerar um plasmídeo contendo a construção de eliminação (Figura 1) que compreende um respectivo flanco de 1 kb a montante (UF) e flanco a jusante (DF) cada e a cassete de resistência adequada flanqueada por locais de restrição de corte brusco. NOTA: Qualquer estratégia de clonagem pode ser utilizada (para clonagem ver referência 22) recomendamos Golden Gate clonagem de tais plasmídeos 9. </li><li> Excisar o deleção a construção do plasmídeo utilizando um cortador fechado para se obter 1 ug de DNA da delecção construir 9. Purifica-se o construto de eliminação para eliminar a enzima e o tampão 22 por exemplo, por utilização de reagentes comerciais e seguir as instruções do fabricante. NOTA: O esqueleto do vector pode permanecer na mistura de transformação. </li></ol> 2. Preparação de Protoplastos NOTA: Manter condições estéreis durante todos os momentos do eXperiment. A parede celular é uma forte barreira protectora que limita o acesso de moléculas para a membrana plasmática. Para permitir a captação do ADN contendo a construção de eliminação, a parede celular tem de ser removido por parede celular de enzimas que degradam numa reacção protoplasting. As etapas críticas em preparação de protoplastos são: 1) a estabilização osmótica do meio e 2) evitar o estresse mecânico sobre os protoplastos. <ol><li> Mark 2 ml tubos com um fundo redondo para congelar os protoplastos e arrefecê-los a -20 ° C. Iniciar uma pré-cultura em 3 ml Yeps-luz de uma placa fresca da estirpe com o fundo genético desejado. Incubar numa roda rotativa durante 24 horas a 28 ° C. NOTA: A tensão pode ser a SG200 solopathogenic estirpe 10, as estirpes de tipo selvagem, cepas teste como AB33 23, ou algum fundo mutante para a geração de mutantes duplas. Certifique-se a tensão está livre da resistência desejada. </li><li> Diluir a cultura em 50 ml Yeps-luz em um piscar perplexok e incubar num agitador orbital a 28 ° C com 200 rpm. NOTA: O tempo de duplicação é de cerca de 2 horas para as estirpes de tipo selvagem. Permitir três duplicações mínimo. </li><li> Crescer até fase exponencial. Assegure-se que a densidade óptica, medida a um comprimento de onda de 600 nm (OD 600), é de cerca de 0,8 (0,6 a 1,0 é aceitável). Uma OD600 de 1,0 corresponde a cerca de 1 a 2 x 10 7 U. maydis células por ml. </li><li> Verificar as células de contaminação sob um microscópio. Use ampliação de 40x. Agregar as células da cultura completo 50 ml durante 5 min, 1,500 xg e desprezar o sobrenadante. Ressuspender o sedimento em 25 ml de citrato de sódio, solução de sorbitol (SCS), centrifugar 5 min, 1500 xg, e rejeitar o sobrenadante. NOTA: contaminações bacterianas podem ser identificadas como células pequenas e que se deslocam com frequência. Contaminações fúngicas podem ser identificados com base em um formato diferente ou tamanho de célula em comparação com as células em forma de charuto de U. maydis. </li><li> durante centrifugation preparar solução protoplasting (12,5 mg / ml Trichoderma lise enzimas, em SCS; preparar 3 ml por pellet celular; filtro de esterilizar através de um filtro de 22 mm; solução tem de ser fresco para a atividade enzimática ideal). SCS é um estabilizador osmótico para evitar a ruptura de protoplastos após a remoção da parede celular. </li><li> Ressuspender o sedimento em 2 ml de solução protoplasting. Incubar durante 5 a 20 min à temperatura ambiente e sob o microscópio vá até 30 a 40% das células são redondas ou como cabeças de alfinete (Figura 2). NOTA: Execute todas as etapas no gelo a partir de agora e lidar com protoplastos com cuidado! </li><li> Lavar 3x em 10 ml de frio (4 ° C) SCS, centrifugar a 1000 xg durante 5 min. </li><li> Ressuspender o sedimento em 10 ml de sorbitol frio, solução TrisHCl, CaCl2 (STC), giram a 1.000 xg por 5 min, elimine o sobrenadante. Ressuspender o sedimento em 1 mL de STC frio, fazer alíquotas de 100 ul nos tubos arrefecidos. Congelar as alíquotas a -80 ° C até à sua utilização.</li></ol> 3. Transformação de U. maydis NOTA: A transformação do U. maydis protoplastos invoca o polietileno glicol (PEG) método de transformação mediada por, o que é tecnicamente simples e oposição a electroporação ou transformação biolística não requer equipamento especializado. <ol><li> Prepare as placas com duas camadas de seleção (2 placas por reacção de transformação). A camada inferior contém o antibiótico em uma concentração duplicou. Pipetar 12 ml de RegLight contendo 400 ug / ml de higromicina (ou 300 ug / ml nourseothricin ou 4 ug / ml carboxina ou 1 mg / ml de G418) para uma placa de Petri. Evitar bolhas. NOTA: placas de camada inferior pode ser armazenado um par de dias a 4 ° C, mas se preparar a camada superior de fresco durante a transformação (ver abaixo). </li><li> protoplastos descongelamento em gelo (1 tubo / transformação). Adicionar 1 ml de heparina (15 mg / ml). Adicionar 1 ug de DNA (constructo linearizado) ou 10 ul de H 2 </sub&gt; O (controle de água). Incubar durante 10 min em gelo. </li><li> Durante este tempo, para a camada superior, distribuídos 12 ml liquefeitos RegLight (ferver e arrefecer a 60 ° C) sobre a placa de fundo RegLight. NOTA: Esta camada não contém antibióticos. </li><li> Adicionar 500 ul STC / PEG (polietileno glicol) para o tubo de transformação (3. 2) e mistura-se cuidadosamente por inversão do tubo. Incubar 15 minutos em gelo. </li><li> Distribuir cada reacção de transformação em duas das placas RegLight de duas camadas. Espalhe cuidadosamente e lentamente com uma pipeta de vidro. Incubar as placas na posição vertical a 28 ° C durante 5 a 7 dias, até que os transformantes crescer como colónias. Obter cerca de 100-200 colónias por placa. NOTA: Os números mais baixos pode ser causado por protoplastos &quot;maus&quot; que ou contêm parede celular muito e, portanto, não podem ocupar DNA ou não pode regenerar. O primeiro pode ser testada por transformação com um plasmídeo auto-replicante, o último por meio de testes em placas de regeneração sem antibióticos. </li> &lt;li&gt; Preparar Yeps-Luz placas contendo o antibiótico apropriado a 200 ug / ml de higromicina (ou 150 ug / ml nourseothricin ou 2 ug / carboxina ml ou 500 ug / ml de G418; estas concentrações iguais a metade do usado para placas de fundo). Re-purificar com pelo menos 24 colónias transformantes putativos sobre estas placas. As colónias simples deve ser obtida. Ao mesmo tempo raia a linhagem original em mídia não-seletivo. NOTA: As placas podem ser armazenadas a 4 ° C durante 1-2 semanas. </li></ol> 4. Verificação da Correta de exclusão Eventos NOTA: As mutações são verificados num processo de três passos (Figura 1). Em primeiro lugar, que contêm candidatos a cópia de tipo selvagem do gene são excluídos por PCR. Em segundo lugar, a integração da cassete de resistência dentro do locus é verificada por PCR. Em terceiro lugar, a integração da cassete de resistência à única no locus desejado é verificada por análise de mancha de Southern. verificação estirpe cuidado é ESSEntial, de modo que os fenótipos mutantes verdadeiramente correlacionar com a supressão. <ol><li> Primeiro diagnóstico PCR 20 <ol><li> Conceber iniciadores de emparelhamento no gene a ser suprimido que resultam num produto de 250-600 pb (Figura 1). Tais pequenos produtos são fáceis de amplificar por PCR em uma colónia, e tempo suficiente para a detecção na electroforese em gel padrão. </li><li> Para cada um dos candidatos e a estirpe original como um controlo positivo, ressuspender um pouco (quantidade de uma cabeça de alfinete) de material de células de uma única colónia com um palito em 20 ul de NaOH 0,02 M. Incubar à temperatura ambiente durante 30 min. Nota: Use novas colônias. Se as placas são mais velhos do que uma semana re-raia para obter uma nova colônia. </li><li> Use 1 ul da suspensão de células para a PCR imediatamente. Executar uma reacção de PCR convencional e analisar fragmentos resultantes. NOTA: As amostras não pode ser armazenado. NOTA: Este teste de PCR para a presença do gene de tipo selvagem e, assim, permite a rápida identificação de cand negativoidates em que o gene de interesse não tiver sido substituído. Os clones produzindo bandas nesta reacção de PCR serão descartadas. Um tal clone negativo deve mesmo assim ser levado junto como um controle negativo adicional. Os candidatos sem um produto de PCR tem de ser analisada com mais profundidade. Para genes sem efeitos prejudiciais aproximadamente metade dos candidatos deve conter o gene de tipo selvagem, enquanto a outra metade não devem resultar numa banda. Isto corresponde a uma taxa de recombinação homóloga de 50%. </li></ol></li><li> Segunda PCR de diagnóstico <ol><li> Preparação do ADN genómico. NOTA: O ADN genómico (ADNg) podem ser preparados utilizando dois protocolos diferentes. O primeiro envolve reagentes tóxicos como o fenol e clorofórmio e, portanto, deve ser tratada apenas por investigadores experientes (descritos no 4.2.1.1 4.2.1.5 a), enquanto o segundo pode também ser tratado por menos experientes estudantes (descritos no 4.2.1.6 para 4,2. 1.11). Ambos os protocolos estão trabalhando de forma confiável. Passo 4.2.1.1 é idêntica tanto para PROTOCols. <ol><li> Inocular 5 ml Yeps-Light com cada candidato e incubar numa roda rotativa, durante 24 horas a 28 ° C. Queda de 2 ul da cultura sobre uma placa de CM. Manter a cultura estéril. NOTA: A seguir é um protocolo padrão (ATENÇÃO: passos tóxicos). </li><li> Coloque 1 colher (~ 200 mL) de esferas de vidro HCl-lavada para tubos de 2 ml. Adicionar 2 ml de U. cultura maydis. Girar 12000 xg durante 5 min. Elimine o sobrenadante (pelete pode ser congelado nesta fase). Adicionar 500 ul de fenol / clorofórmio / álcool isoamílico (25: 24: 1) para o sedimento. CUIDADO! O fenol é tóxico! </li><li> Adicionar 500 ul Usti-lise-buffer 1. Agitar durante 6 a 10 min em um Vibrax a 1.000 rpm. Verificar se o sedimento de células foi ressuspenso completamente, mas evitar estendida agitação para evitar a ruptura do ADNg. Girar a 12.000 xg por 15 min. Transferir 400 ul da fase aquosa para o novo tubo de reacção (não toque na interfase). </li><li> Adicionar 1 ml de 100% (v / v) de etanol. Inverta as 3x tubo para misturar, observar o calta de DNA que logo aparece. Girar a 12.000 xg por 5 min. Remover o sobrenadante e lava-se com 200 ul de EtOH a 70%. Não ressuspender o sedimento em esta fase. </li><li> Remover o sobrenadante completamente (não deixe que o pellet secar completamente). Adicionar 50 ul de TE / RNase. Dissolver ADNg por agitação a 400 rpm a 50 ° C durante 10 min. Analise 2 ul do ADNg num gel de agarose a 0,8% 20. NOTA: Os passos abaixo compreendem um protocolo não-tóxico alternativo. </li></ol></li><li> Preparação alternativa de DNA genômico <ol><li> Coloque 1 colher (~ 200 ul) de HCl lavada esferas de vidro para tubos de 2 ml. Adicionar 2 ml de U. cultura maydis e centrifugação a 12.000 xg por 5 min. Elimine o sobrenadante (peletes pode ser congelado nesta fase). </li><li> Adicionar 500 ul de tampão de lise Usti 2 ao peletizado. Agita-se durante 5 a 15 min num Vibrax a 1.000 rpm. Verificar se o sedimento de células foi ressuspenso completamente. </li><li> Incubar os tubos a 65 ° C durante 15 a 20 min. usando approincubadoras adequadas destinadas a acolher tubos de 2 ml é crítica. Em seguida, colocá-lo em gelo por 5 min. </li><li> Adicionar 100 ul de 8 M de acetato de potássio, de vórtice ou inverter 8 a 10 vezes. Girar 12.000 xg durante 15 min à temperatura ambiente. </li><li> Transferir 500 ul do sobrenadante para um novo tubo de 1,5 ml e adicionar 400 uL de isopropanol. Vortex ou invertido de 8 a 10 vezes. Girar 12.000 xg durante 15 min. Remover o sobrenadante e lava-se com 500 ul de EtOH a 70%. Girar 12000 xg durante 5 min. </li><li> Mergulhe off sobrenadante completamente! Eventualmente, adicione uma breve centrifugação (10 seg) para remover o líquido residual. Deixar o sedimento de DNA seco durante 3 a 5 min. Adicionar 50 ul de TE / ARNase e incubar a 50 ° C durante 10 a 15 min a 400 rpm. </li></ol></li><li> PCR <ol><li> Design dois pares de iniciadores com um deles ligação fora dos flancos e a correspondente uma ligação no interior da cassete de resistência (F-f, V-R; RC-F, DF-R, A Figura 1) 9. </li><li> Use 1 ul de uma diluição do ADNg de cada c 1:10andidate como um modelo em reacções de PCR 2 verificar a inserção correcta a montante ea jusante 9. </li><li> Use reações de PCR padrão para cada candidato e analisar fragmentos 22 resultante. NOTA: Estes PCRs para testar a inserção da cassete de resistência no locus genómico correcto. Se os produtos são obtidos para ambos os lados, o candidato é provável uma inserção correcta. No entanto, também os candidatos que poderiam ser confirmados apenas um lado (a montante ou a jusante) deve ser realizada ao longo de uma análise mais aprofundada no caso de reações de PCR simplesmente falhou por um flanco. </li></ol></li></ol></li><li> Verificação de Inserção Genomic correta por Southern Blot Analysis 22 <ol><li> Digest 15 ul de ADNg (4.2.1) dos candidatos mutantes e a estirpe de tipo selvagem correspondentes / progenitora com uma enzima apropriada que corta fora do locus / construir e, além disso, cortes, quer no gene ou na cassete de resistência à levando a claramente distinguishable padrões (Figura 1) 8. NOTA: Nenhuma das bandas esperadas deve ser maior que 10 kb, de modo que eles se distinguem claramente dos DNA não digerido. </li><li> Use a montante ea jusante do flanco como sondas. Para identificá-los, por exemplo, utilizar o kit de rotulagem PCR DIG ou qualquer método padrão similar. Misturar as sondas marcadas em uma proporção de 1: 1 molecular e realizar a transferência de Southern. Mantenha pelo menos dois transformantes corretas independentes. NOTA: O padrão de tipo selvagem deve ser claramente detectável na estirpe original e os clones corretos devem conter apenas as bandas esperadas. bandas adicionais só presentes nos candidatos indicar outras inserções da construção em um local errado. Tais clones devem ser descartados. O candidato negativo identificado na primeira PCR de diagnóstico devem conter as bandas de tipo selvagem e as bandas (imprevisíveis em tamanho) da construção de eliminação erradamente integrado. </li></ol></li><li> Os estoques de glicerol NOTA: stocks glicerol servem para manter os clones por anos em coleções de tensão. Pelo menos dois transformantes independentes deve ser mantido para cada mutante. Isto permite que comparam fenótipos que devem ser idênticos. <ol><li> Cresça 5 ml de culturas de estirpes mutantes confirmados em Yeps-luz numa roda rotativa durante 24 horas a 28 ° C Misturar 500 mL de cada cultura com 500 ul NSY-glicerol-forma. Inverta tubo até que a cultura e médio são bem misturados. Do glicerol no meio impede a formação de cristais de gelo. </li><li> Congelar a -80 ° C. Re-raia uma parte da cultura congelada para testar se o estoque é funcional. </li></ol></li></ol> 5. fenótipos microscópicas <ol><li> Cresça 5 ml de culturas de tipo selvagem e estirpes mutantes em Yeps-luz numa roda rotativa durante 12 horas a 28 ° C. </li><li> No dia seguinte, dilui-se a cultura a uma DO600 de cerca de 0,1 e crescer até uma OD 600 entre 0,5 e 0,7. Uma OD600 de 1,0 correspgundos para cerca de 1 a 2 x 10 7 U. maydis células por ml. </li><li> Inspecione a morfologia das células ao microscópio. NOTA: Healthy células aparecem em forma de charuto (Figura 4, WT). vacúolos pronunciados ou a formação de filamentos indicam que as células estão estressados. NOTA: Dependendo do fenótipo mutante esperado, a análise pode ser adaptado, por exemplo, se as estirpes repórter são utilizados no ensaio apropriada pode ser levada a cabo nesta fase. Se a morfologia das células é mudado análise estatística deve ser conduzido, por exemplo, para determinar o comprimento médio de célula. </li></ol> Ensaio 6. Infecção NOTA: O ensaio de infecção de plântulas foi visualizado anteriormente nesta revista 11. Ela pode ser levada a cabo usando, um fundo estirpe haplóide solopathogenic tais como SG200 10 ou através da mistura de parceiros de acasalamento compatíveis que são ambos portadores da mutação. <ol><li> Crescer pelo menos 40 plântulas de milho porestirpe por 7 dias de um ciclo de luz de 16 horas, 200 μE, 28 ° C / 22 ° C (dia / noite). Eles devem estar na fase de 3 folhas e 10-15 cm de altura, no dia da infecção. </li><li> Dois dias antes da infecção, iniciar uma pré-cultura das estirpes em 5 ml Yeps-Light numa roda rotativa durante 24 horas a 28 ° C. Crescer uma cultura principal, em 50 ml Yeps-Light até DO600 = 1,0 (divisão celular rate = 2 horas, permitir que 3 divisões mínimo, pode ser feito O / N). </li><li> Girar as células de cultura de 50 ml a 1500 xg durante 5 min e desprezar o sobrenadante. Lavar 3x com H 2 O. estéril Ressuspender as células em H 2 O esterilizada para uma DO 600 de 3,0. Se necessário, misturar os parceiros de acasalamento. </li><li> Injectar 250 - 500 ul das suspensões de células para a haste de 7 dias de idade plântulas de milho que utilizam uma pequena seringa. Use H 2 O estéril como controle. Manter mudas infectadas durante um período adicional de 7-14 dias nas mesmas condições de luz e temperatura. Marcar o fenótipo de cada planta umaegundo saudável, clorose, formação de antocianina, pequenos tumores, tumores grandes, plantas mortas 10. NOTA: A pontuação pode ser feita tão cedo como 7 dias e repetida aos 14 dias a seguir a infecção ao longo do tempo. </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Este protocolo descreve como gerar mutantes de deleção para estudos de genética inversa em U. maydis. O ponto de partida é uma construção de deleção que contém sequências que flanqueiam o gene de interesse que contém sequências de cerca de 1 kb a montante do início e a jusante do codão stop, assim como uma cassete de resistência adequada, tal como foi previamente optimizado 7,9 . As construções têm que ser gerados individualmente para cada gene e cuidadosamente verificada por erros de sequência antes...

Ustilago maydis é um fungo fitopatogénico modelo que tem sido estudada extensivamente durante décadas 1,2. Ela existe em duas morfologias,, um estágio não-patogênica do tipo levedura e uma filamentosos, forma infecciosa 3. Descobertas revolucionárias universais, tais como mecanismos de recombinação e reparo de DNA homólogas foram feitas na fase de crescimento do tipo levedura do fungo 4. Além disso, o interruptor morfológico ao filamento e virulência infecciosas factores importantes para a infecção são bem caracterizado 5,6. O conhecimento molecular crescente sobre a biologia e virulência do fungo ferrugem se baseia em uma estratégia de substituição de genes simples 7-9 apoiado por uma excelente genoma anotação 10 e a facilidade de genética reversa usando, por exemplo, a coleção plasmídeo bem organizado pelo nosso instituto (http : //www.mikrobiologie.hhu.de/ustilago-community.html). Padronizados, ensaios de infecção rápidas no milho seedlings permitem estudos detalhados de patogenicidade Fatores de 11. O genoma de U. maydis contém cerca de 6900 genes 10. Para estudar a sua função, eles podem ser suprimidos individualmente ou em combinação, devido a um sistema de recombinação homóloga eficiente. Regiões de f lanqueamento de cerca de 1 kb contendo extremidades perfeitamente homólogas são ideais para as taxas de recombinação homóloga maior do que 50%, mas já de 250 pb com extremidades não homólogas permitir um certo grau de integração correcta da construção 9. Atualmente, cinco cassetes de resistência diferentes, hygR, cbxR, NATR, G418R, e phleor mediar resistência contra higromicina, carboxin, nourseothricin, G418 e fleomicina, são utilizados para seleccionar os transformantes 7,9. Além disso, a resistência à higromicina foi desenvolvido em uma cassete reciclável (FRT-hygR) que pode ser removido por a expressão transiente de uma recombinase FLP heterólogo 12. Isto permite a remoção da cassete de resistência e, portanto, em teoria modificações genéticas ilimitadas. Fleomicina é mutagénica 13, de modo que, com as novas cassetes, em particular, a cassete hygR reciclável, o uso de phleor está a diminuir. Quádruplos mutantes podem, portanto, ser geradas utilizando as outras quatro cassetes, mas para os mutantes quíntuplo, o sistema de DRF-hygR é recomendado 14. Esta estratégia geral deleção do gene foi transferido com sucesso para outros fungos obscenidade como Sporisorium reilianum 15, U. hordei 16, ou U. esculenta 17 e, portanto, oferece o potencial para futuras aplicações em organismos geneticamente ainda intratáveis com um sistema de recombinação homóloga eficiente. Além disso, os organismos que carecem de recombinação homóloga pode ser modificado para melhorar a engenharia genética, tal como exemplificado pela deleção de genes envolvidos em não-homóloga-end-unindo em Neurospora crassa 18,19. Aqui nós descrevemos a estratégia de deleção do gene publicada por U. maydis 7,9 em detalhe experimental com foco na verificação rápida e precisa dos candidatos. Como um exemplo, usamos as quitinases de fungos e descrevem a geração de mutantes individuais, bem como a eliminação múltiplas estirpes 20,21. Quitinases são exemplos interessantes, porque actuam sobre quitina na parede celular rígida. remodelação da parede celular é necessária para modificações morfológicas durante a divisão celular, mudar para o crescimento filamentoso, e a formação de esporos. Assim, em fenótipos mutantes de deleção em todo o ciclo de vida pode ser esperado.

<table><tbody><tr><td>Ácido aminobenzoico (Ácido Livre)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A-9878</td><td></td></tr><tr><td>Bacto agar&nbsp;</td><td>BD</td><td>214010</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Bacto peptona</td><td>BD</td><td>211677</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Extrato de levedura Bacto&nbsp;</td><td>BD</td><td>212750</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>CaCl2*2H2O</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>10234</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Ca-Pantothenat (sal Hemi-Ca.)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>P-2250</td><td></td></tr><tr><td>Carboxin&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>45371</td><td></td></tr><tr><td>Ácidos Casamino&nbsp;</td><td>BD</td><td>223050</td><td></td></tr><tr><td>Colinchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C-1879</td><td></td></tr><tr><td>Ácido cítrico</td><td>ChemSolute</td><td>24.321.000</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>CuSO4*5H2O</td><td>Fluka</td><td>61240</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>D(+)Sucrose&nbsp;</td><td>Roth</td><td>4621.1</td><td>alternativamente use</td></tr><tr><td>o fornecedor local DNA degr. ácido livre</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D-3159</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>FeCl3*6H2O</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>10288</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Geneticin (G418) sal de dissulfato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A1720</td><td></td></tr><tr><td>Trichoderma enzimas de lise</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L1412</td><td></td></tr><tr><td>D (+) Glicose</td><td>Caelo</td><td>2580</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Glicerina&nbsp;</td>A <td>Fisher Chemical</td><td>G065015</td><td>alternativamente usar o fornecedor local</td></tr><tr><td>H3BO3</td><td>AppliChem</td><td>A2940</td><td>Substância perigosa. Verifique as instruções de segurança do fabricante.</td></tr><tr><td>Sal de heparina sódica</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3393-50KU</td><td></td></tr><tr><td>Hygromycin B-solution</td><td>Roth</td><td>1287.2</td><td>Substância perigosa.&nbsp;</td></tr><tr><td>A KCl</td><td>VWR</td><td>26764298</td><td>alternativamente usar o fornecedor local</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>AppliChem</td><td>A3620</td><td>alternativamente usar o fornecedor local</td></tr><tr><td>MgSO4 sem água</td><td>Merck</td><td>7487-88-9</td> Sem <td>água é fundamental. Alternativamente, use o fornecedor local</td></tr><tr><td>MnCl2*4H2O</td><td>AppliChem</td><td>A2087</td>, <td>alternativamente, use o fornecedor local</td></tr><tr><td>myo-Inositol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>I-5125</td><td></td></tr><tr><td>Na2-EDTA*2H2O</td><td>AppliChem</td><td>A2937</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Na2MoO4*2H2O</td><td>Roth</td><td>0274.2</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Na2SO4</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>12174</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Chemical</td><td>S316060</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>ChemSolute</td><td>13.751.000</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>NH4NO3</td><td>Roth</td><td>K299.1</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Ácido nicotínico (ácido livre)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>N-4126</td><td></td></tr><tr><td>Nourseotricina dihidrogenosulfato &nbsp;</td><td>Werner BioAgents</td><td>5,001,000</td><td></td></tr><tr><td>Caldo de nutrientes&nbsp;</td><td>Fornecedores locais</td> <td>da Difco</td><td></td></tr><tr><td>Fenol:Clorofórmio:Álcool isoamílico (25:24:1) pH 6,7</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3803</td><td>Substância perigosa. Verifique as instruções de segurança do fabricante.</td></tr><tr><td>polietilenoglicol (PEG)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>P-3640</td><td></td></tr><tr><td>Acetato de potássio</td><td>AppliChem</td><td>121479</td><td>alternativamente usar o fornecedor local</td></tr><tr><td>Pyridoxin (monohydrochlorid)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>P-9755</td><td></td></tr><tr><td>Riboflavina&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R4500</td><td></td></tr><tr><td>RNaseA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R5503</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Roth</td><td>Cn30.3</td><td>alternativamente use</td></tr> a <tr><td>seringa pequena</td><td>BD</td><td>300300</td><td>do fornecedor local alternativamente use</td></tr><tr><td>o filtro estéril do fornecedor local, 22 &micro; m</td><td>VWR</td><td>28145-477</td><td>em alternativa, utilizar o fornecedor local</td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Roth</td><td>6213.1</td>, <td>em alternativa, utilizar o fornecedor local</td></tr><tr><td>Thiamin-hydrochloride</td><td>Serva</td><td>36020.02</td>, <td>em alternativa, utilizar o fornecedor local</td></tr><tr><td>tri-Na-Citrate,</td><td>Fisher Chemical</td><td>S332060</td>, <td>em alternativa, utilizar o fornecedor local</td></tr><tr><td>Tris- (hidroximetil)aminometano</td><td>VWR</td><td>103156X</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Cloridrato de Tris</td><td>Roth</td><td>9090.4</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Triton X-100&nbsp;</td><td>Serva&nbsp;</td><td>37240</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>ZnCl2</td><td>Fluka</td><td>96470</td><td>alternativamente use o fornecedor local</td></tr><tr><td>Composição das soluções/preparação do material</td><td></td><td></td><td>Composição das soluções</td></tr><tr><td>Carboxin</td><td></td><td></td><td>Estoque: 5 mg/ml em metanol, concentração final: 2 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>de placas</td><td></td><td></td> CM <td>0,25 % (p/v) Ácidos de Casamino, 0,1 % (p/v) Extrato de levedura, 1,0 % (v/v) Solução vitamínica de Holliday, 6,25 % (v/v); Solução de sal de Holliday, 0,05 % (p/v) de DNA degr. ácido livre, 0,15 % (m/v) NH4NO3, 2,0 % (m/v) Bacto Agar; ajustar para pH 7,0 usando 5 M NaOH; após a autoclavagem, adicione 1% de glicose&nbsp;</td></tr><tr><td>Geneticina (G418)</td><td></td><td></td><td>Estoque: 50 mg/ml em H2O, concentração final: 500 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>de esferas de vidro lavadas com HCl (0,35-0,45 mm)</td><td></td><td></td><td>Cubra as esferas de vidro com HCl concentrado (25%, 7,8 M) e incube por 60 min. Balance várias vezes. Decantar HCl (manter o líquido decantado) e lavar as esferas de vidro com HCl 3 M (manter o líquido decantado). Lave as contas de vidro várias vezes com H2O destilado duas vezes até que o pH seja 7 (o líquido não deve mais ser verde-amarelado). Aliquotar as contas de vidro e secá-las a 180 ° C. O HCl decantado deve ser neutralizado antes do descarte.</td></tr><tr>Estoque <td>de heparina</td><td></td><td></td><td>: 15 mg / ml</td></tr><tr>solução <td></td><td></td><td>de sal Holliday</td><td>16,0 e permil; (w / v) KH2PO4, 4,0 & (w / v) Na2SO4, 8,0 &permil; (w / v) KCl, 1,32 &permil; (w / v) CaCl2*2H2O, 8,0 &permil; (v/v) oligoelementos, 2,0 &permil; (w / v) MgSO4; solução vitamínica Holliday filtrada estéril</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td>0,1&permil; (w / v) Tiamina, 0,05&permil; (w / v) Riboflavina, 0,05&permil; (w / v) Piridoxina, 0,2&permil; (w / v) Ca-Pantothenat, (0,05&permil; (w / v) Ácido aminobenzoético, 0,2&permil; (w / v) Ácido nicotínico, 0,2&permil; (w / v) Colinclorida, 1,0&permil; (p/v) mio-inositol; pode ser armazenado a -20 & C</td></tr><tr><td>Estoque de</td><td></td><td></td> higromicina<td>: 50 mg / ml em PBS, concentração final: 200 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>Nourseotricina</td><td></td><td></td><td>Estoque: 200 mg/ml em H2O, concentração final: 150 &micro; g/ml</td></tr><tr><td>NSY-glicerol-meio</td><td></td><td></td><td>0,8% (p/v) Caldo Nutritivo, 0,1% (p/v) Extrato de Levedura, 0,5% (p/v) Sacarose,&nbsp; 80,0% (v/v) 87% Glicerina (f.c. 69,6%)&nbsp;</td></tr><tr><td>RegLight</td><td></td><td></td><td>1,0% (p/v) Extrato de Levedura&nbsp; 0,4% (p/v) Bacto Peptona, 0,4% (p/v) Sacarose, 18,22% (p/v) Sorbitol, 1,5% (p/v) Ágar</td></tr><tr><td>SCS, pH 5,8</td><td></td><td></td><td>Solução 1: 20 mM tri-Na-citrato, 1 M Sorbitol; colução 2: 20 mM Ácido cítrico, 1 M Sorbitol, adicione a solução 2 na solução 1 até que o pH 5,8 seja atingido; autoclave</td></tr><tr><td>STC, pH 8</td><td></td><td></td><td>1 M Sorbitol, 10 mM Tris-HCl pH 7,5, 100 mM CaCl2; filtro estéril</td></tr><tr><td>STC/PEG</td><td></td><td></td><td>40 % (v/v) PEG em tampão STC&nbsp;</td></tr><tr><td>Tampão TE, pH 8</td><td></td><td></td><td>1,31 mM Tris-Base, 8,69 mM Tris-HCl, 10 mM Na2-EDTA*2H2O</td></tr><tr><td>TE/RNase</td><td></td><td></td><td>10 &micro; g/ml de RNaseA em tampão TE</td></tr><tr><td>Oligoelementos</td><td></td><td></td><td>0,06&permil; (w / v) H3BO3, 0,14&permil; (w / v) MnCl*4H2O, 0,4 &permil; (w / v) ZnCl2, 0,4 &permil; (w / v) Na2MoO4*H2O:2, 0,1 &permil; (w / v) FeCl3*6H2O, 0,04&permil; (w / v) CuSO4*5H2O</td></tr><tr><td>Trichoderma solução</td><td></td><td></td> de enzimas de lise <td>12,5 mg/ml SCS; filtro estéril; preparar pouco antes</td></tr><tr><td>de usar Tris-HCl pH 7,5</td><td></td><td></td><td>806 mM Tris-HCl, 194 mM Tris-Base; verificar o pH e, se necessário, ajustar com HCl; autoclave</td></tr><tr><td>Tampão de lise de Usti 1, pH 8</td><td></td><td></td><td>10 mM Tris-HCl (pH 8,0), 10 mM NaCl, 1% (p/v) SDS, 2% (v/v) TritonX-100, 1 mM EDTA. Não meça o pH usando o medidor de pH.&nbsp;</td></tr><tr><td>Tampão de lise Usti 2</td><td></td><td></td><td>mistura Tampão de lise Usti 1 com 1x TE na proporção de 1:1</td></tr><tr><td>YEPS-Light medium</td><td></td><td></td><td>1,0% (p/v) Extrato de levedura, 0,4% (p/v) Bacto Peptona, 0,4% (p/v) Sacarose, para placas: 1,5% (p/v) Ágar Bacto</td></tr></tbody></table>

manipulação genética do patógeno de planta<em&gt; ustilago maydis</em&gt; estudar biologia fúngicos e vegetais microbe interactions

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

Deleção do gene desempenha um papel importante na análise da função dos genes. Um dos métodos mais eficazes para interromper genes de forma direcionada, é a substituição de todo o gene com um marcador seleccionável através de recombinação homóloga. Durante a recombinação homóloga, a troca de DNA ocorre entre sequências com alta similaridade. Portanto, sequências genómicas flanqueadoras lineares um gene alvo podem ser utilizados para dirigir especificamente um marcador seleccionável para o local de integração desejada. extremidades rombas do construto eliminação activar sistemas de reparação do ADN da célula e, assim, promover a integração da construção, quer através de recombinação homóloga ou por não-homóloga-fim de aderir. Em organismos com recombinação homóloga eficiente, a taxa de supressão de gene bem sucedida pode chegar a mais de 50%, tornando esta estratégia de um sistema de interrupção de genes valioso. O fungo smut Ustilago maydis é um microorganismo modelo eucariótica mostrando como recombinat homóloga eficienteíon. Fora dos seus cerca de 6900 genes, muitos foram funcionalmente caracterizados com a ajuda dos mutantes de deleção, e repetiu falha de pontos de tentativas de substituição de genes em função essencial do gene. posterior caracterização da função gênica por marcação com marcadores fluorescentes ou mutações de domínios previstos também se baseia na troca de ADN através de recombinação homóloga. Aqui, apresentamos o U. maydis estratégia de geração de tensão em detalhe utilizando o exemplo mais simples, a deleção do gene.

As construções de deleção para todos os quatro genes codificados no quitinolíticas U. maydis genoma foram gerados pela Golden Gate clonagem de utilizar a cassete hygR para eliminação de cts1, o NATR para eliminação de CTS2, a cassete G418R pela exclusão de cts3 eo cbxR para eliminação de cts4 20. Um visão geral da estratégia de substituição genética é exemplificada pela eliminação de cts3...

Descrevemos uma estratégia de substituição de genes robusta para manipular geneticamente o fungo Ustilago maydis smut. Este protocolo explica como gerar mutantes de deleção para investigar fenótipos de infecção. Ele pode ser estendido para modificar os genes de qualquer forma desejada, por exemplo, através da adição de uma sequência que codifica uma etiqueta de proteína fluorescente.

Manipulação genética do patógeno de planta<em&gt; Ustilago maydis</em&gt; Estudar Biologia fúngicos e vegetais Microbe Interactions

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the ...

O objetivo geral deste protocolo é modificar geneticamente o fungo do carvão, ustilago maydis. Este método de geração de cepas permite a caracterização funcional de genes de várias maneiras. Por exemplo, podemos excluir os genes, podemos trocar o promotus ou podemos gerar construções de fusão.A principal vantagem deste método é que podemos verificar com precisão a modificação, de modo que qualquer fenótipo pode estar diretamente ligado à mudança no gene de interesse. A demonstração visual desse método é essencial, porque saber quando interromper a reação de protoplastia é fundamental para uma transformação bem-sucedida. Na preparação, resfrie dois tubos de fundo redondos de mililitros a menos 20 graus Celsius.Em seguida, inocule uma pré-cultura de três mililitros em YEPS-Light usando uma placa nova. Incube-o por 24 horas em uma roda giratória a 28 graus Celsius. No dia seguinte, adicione 25 microlitros da pré-cultura a 50 mililitros de YEPS-Light em um frasco defletor.Em seguida, cresça a cultura em um agitador orbital até atingir a fase exponencial. Uma densidade óptica de 1,0 corresponde a uma a duas vezes 10 elevado à sétima célula em ustilago maydis. Verifique a densidade óptica em 600 nanômetros.Um valor de 0,6 a 1,0 é aceitável. Em seguida, verifique se há contaminação nas células com ampliação de 40x. As contaminações bacterianas podem ser identificadas como células pequenas e muitas vezes em movimento.As contaminações fúngicas podem ser identificadas com base em sua forma ou tamanho. Sempre descarte as culturas contaminadas e trabalhe apenas com as limpas. Depois de peletizar as células durante cinco minutos a 1 500 G, rejeitar o supernantant.Em seguida, ressuspenda o pellet em 25 mililitros de SCS. Repita a centrifugação. E enquanto isso, prepare três mililitros de solução de protoplastiamento por pellet de célula.Passe esta solução por um filtro de 22 mícrons. Agora descarte o sobrenadante e ressuspenda o pellet em dois mililitros de solução de protoplastiamento. Em seguida, deixe as células descansarem em temperatura ambiente até que 30 a 40% delas sejam redondas ou em forma de cabeça de alfinete.A reação pode levar de cinco a 20 minutos. Comece a observá-lo ao microscópio após cinco minutos. Para obter a máxima eficiência de transformação, a reação protoplástica deve ser interrompida no momento certo.E então, os protoplastos têm que ser manuseados com muito cuidado como se fossem bolhas de sabão. Prossiga com o protocolo, mantendo sempre os protoplastos no gelo. O próximo passo é lavá-los com 10 mililitros de SCS frio e, em seguida, coletá-los com uma centrifugação de cinco minutos a 1.000 G. Repita esta etapa de lavagem um total de três vezes.Após as lavagens, ressuspenda o pellet em 10 mililitros de STC frio. Em seguida, colete as células novamente com outro giro de cinco minutos a 1.000 G, seguido de ressuspendê-las em 1 mililitro de STC frio. Agora faça alíquotas de 100 microlitros nos tubos frios e armazene essas alíquotas a 80 graus Celsius negativos.Para transformar protoplastos ustilago maydis, prepare duas seleções por transformação. Primeiro, derreta o ágar RegLight e resfrie-o a 60 graus Celsius. Em seguida, a um pouco do ágar derretido, adicione o antibiótico seletivo com o dobro da concentração de trabalho e adicione 12 mililitros a cada placa para formar a camada inferior.A amostra deve ser misturada cuidadosamente. Evite fazer bolhas. Mantenha o RegLight restante sem antibióticos a 60 graus Celsius.Em seguida, descongele um tubo de protoplastos no gelo para cada transformação. Depois de descongelado, adicione um microlitro de solução de heparina e um micrograma de DNA de construção linearizado. Em seguida, mantenha-os no gelo por 10 minutos.Enquanto espera, espalhe 12 mililitros de RegLight sem antibióticos sobre o RegLight com antibióticos. Em seguida, adicione 500 microlitros de STC/PEG a cada tubo de transformação e misture-os cuidadosamente com inversões. Em seguida, continue a incubação no gelo por mais 15 minutos.Agora distribua cada reação de transformação em duas placas RegLight seletivas separadas. Certifique-se de que todo o líquido tenha penetrado nas placas antes de prosseguir. Em seguida, incube as placas na vertical a 28 graus Celsius por cinco a sete dias para obter de 100 a 200 colônias.Se apenas algumas colônias crescerem, os protoplastos podem conter muita parede celular, e isso pode ser testado transformando-os com um plasma de fabricação de células ou eles podem não ser capazes de se regenerar e isso pode ser testado plantando-os em placas sem antibióticos. Posteriormente, selecione 24 transformantes para teste. Repurifique-os em YEPS-Light seletivo para obter colônias únicas.Em cada placa, retire também um pouco da cepa original para garantir que os antibióticos estejam selecionando contra os não transformantes. É fundamental verificar as mutações usando um processo de três etapas que envolve dois PCRs e uma análise de Southern Blot. Estes são detalhados no protocolo de texto.Esta seção explica como preparar o DNA genômico necessário para essas análises. Primeiro, inocule cinco mililitros de YEPS-Light com o candidato a transformador e incube-o em uma roda giratória por 24 horas a 28 graus Celsius. No dia seguinte, coloque dois microlitros da cultura em uma placa de CM.Mantenha a cultura estéril. Em seguida, prepare um tubo de dois mililitros com cerca de 200 microlitros de esferas de vidro lavadas com ácido clorídrico e dois mililitros da cultura de 24 horas. Depois de girar o tubo a 12.000 G por cinco minutos, aspirar e descartar o sobrenadante.Ao pellet, que pode ser congelado para armazenamento, adicione 500 microlitros de tampão de ólise dois. Em seguida, agite o tubo a 1.000 RPM em um Vibrax por cinco a 15 minutos. Certifique-se de que as células estejam completamente ressuspensas e, em seguida, incube o tubo a 65 graus Celsius por 15 a 20 minutos.Em seguida, coloque o tubo no gelo por cinco minutos. Depois de esfriar, adicione 100 microlitros de acetato de potássio 8 molar e aplique um breve vórtice ou dez inversões. Em seguida, gire o tubo a 12.000 G por 15 minutos em temperatura ambiente.Em seguida, alíquota de 500 microlitros do sobrenadante a um tubo de 1,5 mililitro e adicione 400 microlitros de isopropanol à alíquota. Após a mistura, gire o tubo por cinco minutos a 12.000 G. Descarte o sobrenadante e lave o DNA peletizado com 500 microlitros de etanol a 70%. Agora aplique uma centrifugação de cinco minutos e remova completamente o sobrenadante.Após outra breve rotação, deixe o pellet de DNA secar ao ar por alguns minutos e, em seguida, adicione 50 microlitros de RNase NTE. Depois de adicionar a RNase, incubar com agitação e, em seguida, usar o DNA para as análises. Mutantes simples e duplos das quitinases cts3 delta e mutantes múltiplos com até os três outros genes de quitinase foram gerados sequencialmente com as mesmas construções em dois fundos genéticos diferentes.Os transformantes foram confirmados por PCR e, em seguida, por análise de Southern Blot. Para o gene cts3, a taxa de recombinação homóloga foi de 70% na cepa SG200, sugerindo que o cts3 tem uma função não essencial. Algumas das mutações levam a defeitos de crescimento óbvios.Por exemplo, o mutante duplo cts1/2 tinha um defeito pronunciado de separação celular. A coloração dos septos mostrou que a citocinese se completaria, mas as células permaneceriam conectadas. Para testar a contribuição das quitinases para a virulência, foram realizados ensaios de infecção de plântulas usando os mutantes da cepa SG200.Enquanto a mutação de um gene controlado, khd4, reduziu a virulência, a deleção de todas as quitinases não afetou a infecção de plântulas de milho. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como modificar geneticamente fungos de carvão como ustilago maydis. Uma vez dominadas, as cepas podem ser facilmente geradas em cerca de quatro semanas.Ao usar este procedimento, é muito importante planejar os detalhes da verificação da cepa usando futuros programas de clonagem. Faça isso antes de começar a trabalhar com culturas de fungos. Com pequenas modificações neste procedimento, outros fungos de carvão como sporsorium reilianum ou ustilago esculenta ou mesmo fungos filamentosos, como piriformospora indica, podem ser geneticamente modificados.Não se esqueça de que o trabalho com organismos geneticamente modificados precisa ser realizado de acordo com os regulamentos do seu país.

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Research

JoVE Journal

Genetics

Genética

Aqui nós relatamos um método para usar tipo I e tipo...

Manipulação genética em<em&gt; Δku80</em&gt; Cepas para Análise Genômica Funcional de<em&gt; Toxoplasma gondii</em

Descreve-se o uso de um método de injeção de agulha para inocular plantas de milho e teosinto com o pato patogênico biotrófico Ustilago maydis.  O método de inoculação da injeção de agulha facilita a entrega controlada do patógeno fúngico entre as folhas da planta onde o patógeno entra na planta através da formação de appresoria. Este método é altamente eficiente, permitindo inoculações reprodutíveis com u. maydis.

Um método rápido e eficiente para avaliar a patogenicidade dos maydis ustilago nas linhas de milho e teosinte

O sistema de cocultivação hidropônico descrito suporta plantas intactas com telas de malha metálica e as coculata com bactérias. O tecido vegetal, as bactérias e as moléculas segregadas podem então ser colhidas separadamente para análises a jusante, permitindo simultaneamente que as respostas moleculares de ambos os hospedeiros de plantas e micróbios ou microbiomas interativos sejam investigadas.

Um sistema de co-cultivo hidropônico para análises simultâneas e sistemáticas de interações moleculares e sinalizadoras de plantas / micróbios

Fungos causam muitas doenças agrícolas devastadores. Eles estão dispersos como teliospores latentes que germinam em resposta aos sinais ambientais. Nós esboçamos dois métodos para investigar mudanças moleculares durante a germinação: aumento da respiração para detectar ativação metabólica de medição e avaliar alterar eventos moleculares isolando teliospores em fases morfológicas distintas.

Investigando a germinação de Teliospore usando a análise de Microrespiration e Microdissection

Aqui, apresentamos um protocolo para testar a virulência da planta com o patógeno vegetal Magnaporthe grisea. Este relatório contribuirá para o rastreio em larga escala das raças de isolados de fungos e servir como um excelente ponto de partida para a compreensão dos mecanismos resistentes de plantas durante reprodução molecular.

O teste de infecção da planta: Spray e inoculação mediada por ferimento com o de patógeno vegetal Magnaporthe Grisea

Este trabalho descreve a clonagem de uma estirpe de cavalo de Troia de Ustilago maydis para a entrega no local das proteínas secretadas de milho em três tipos diferentes de tecidos de milho.

Usando o Ustilago maydis como um cavalo de Troia para em Situ entrega de milho proteínas

Aqui nós apresentamos um protocolo para análise de crescimento de Aspergillus flavus e produção de aflatoxinas em grãos de milho expressar uma proteína antifúngica.  Estamos usando uma estirpe de GFP-expressando a. flavus monitorado a infecção e a propagação do fungo em sementes maduras em tempo real. O ensaio é rápido, confiável e reprodutível.

Inibição do crescimento de Aspergillus flavus e produção de aflatoxina em milho transgénicos que expressar o inibidor de α-amilase de Lablab purpureus L.

O sistema de edição de genomas CRISPR-Cas9 é um editor de genomas fácil de usar que tem sido usado em espécies modelo e não-modelo. Aqui apresentamos uma versão baseada em proteínas deste sistema que foi usada para introduzir um codon stop prematuro em um gene de acasalamento de um fungo ascomiceto não-modelado.

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Devido à opacidade do solo, as interações entre seus micróbios constituintes não podem ser facilmente visualizadas com resolução celular. Aqui, são apresentadas duas ferramentas microfluidas, que oferecem novas oportunidades para investigar interações fúngicas-microbianas. Os dispositivos são versáteis e simples de usar, permitindo alto controle espesso e imagens de alta resolução no nível celular.

Ferramentas microfluídicas para sondar interações fúngicas-microbianas no nível celular

Apresentamos um protocolo simples, eficaz e reprodutível para a transformação mediada por Agrobacterium em Phytophthora palmivora, que também é aplicável a P. capsici.

Um método simplificado para a transformação mediada por agrobactérias de Phytophthora palmivora

Aprenda a manipular geneticamente o fungo Ustilago maydis usando substituição de genes e protoplastia. Este método permite gerar mutantes de deleção para estudar fenótipos de infecção em interações planta-patógeno.

Manipulação genética do patógeno de planta

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