Name: Utilizando o composto libertador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico, como uma ferramenta para estudar a resposta do etileno em bactérias (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: Aprenda a estudar respostas bacterianas ao etileno usando ácido 2-cloroetilfosfônico (CEPA). Este método seguro elimina a necessidade de manipular etileno gasoso e permite investigar interações planta-microorganismo em laboratório.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Os autores agradecem ao Dr. Dario Bonetta por fornecer sementes de Arabidopsis thaliana e pela assistência técnica em relação ao ensaio de resposta tripla, bem como a Simone Quaranta pela ajuda com FT-IR. Este trabalho foi apoiado por uma Bolsa de Descoberta do Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá (NSERC-DG) para JLS, uma Bolsa de Pós-Graduação de Ontário (OGS) para RVA e uma Bolsa de Pós-Graduação Rainha Elizabeth II em Ciência e Tecnologia (QEII-GSST) para AJV.

1. Produtos químicos <ol><li> Prepara-se uma solução de CEPA mM 500 (144,49 g / mol), e uma solução que consiste em ambos NaCl 500 mM (58,44 g / mol) e 500 mM de NaH 2 PO 4? H 2 O (137,99 g / mol) em acidificada (pH 2.5) de água ultra-pura ou HCl 0,1 N. Misture usando um vortex até que as soluções são claras. </li><li> Seriadamente diluído (10x) as soluções 500 mM no mesmo solvente para se obter a 5 mM e 50 mM de stocks. </li><li> Prepara-se uma solução de 10 mM de 1-aminociclopropano-carboxílico (ACC; 101,1 g / mol) em água ultra-pura. </li><li> Filtro-esterilizar soluções de reserva e alíquotas armazenar a -20 ° C. </li><li> Filtrar-esterilizar celulase. alíquotas armazenar a 4 ° C. </li></ol> 2. Verificação de produção de eteno a partir de 2-cloroetilfosfônico Ácido decomposição: ensaio de resposta Triplo <ol><li> Surface-esterilizar Arabidopsis thaliana Sementes Ecótipo Columbia Usando a fase de vapor Método: CUIDADO: O passo seguinte produz tgás de cloro ico. Realizar a esterilização de sementes em um exaustor. <ol><li> Obter um recipiente lacrado profundo o suficiente para acomodar uma proveta de vidro de 250 ml para esterilização de sementes e colocá-lo em um exaustor. </li><li> Adicionar A. thaliana sementes para um tubo de microcentrífuga e colocar o tubo em um rack. Colocar o suporte com o tubo aberto para o recipiente lacrado. Nota: Não encha tubos individuais mais da metade completo para permitir que o gás cloro para penetrar as sementes mais baixos. </li><li> Coloque um copo de 250 ml contendo 100 ml de lixívia comercial no recipiente selável. Adiciona-se cuidadosamente 3 mL de HCl concentrado para a água sanitária e selar imediatamente o recipiente com a sua tampa. CUIDADO: Bleach e HCl reagem para produzir gás tóxico de cloro que actua à superfície-esterilizar as sementes. </li><li> Incubam-se as sementes na presença de cloro gasoso durante 4 horas na fumehood. Nota: Os tempos de esterilização mais longos irá reduzir a eficiência de germinação. </li><li> Após a esterilização, permitir que o chlorine gás de ventilação, na hotte durante pelo menos 1 h, em seguida selar o tubo de microcentrífuga. Deixe a água sanitária e mistura de HCl na fumehood por pelo menos 24 horas antes de descartar. Nota: As sementes esterilizadas podem ser armazenadas à temperatura ambiente para uso imediato. </li><li> Manter as sementes a 4 ° C para armazenamento a longo prazo. Traga sementes à temperatura ambiente antes de abrir o tubo de microcentrífuga para evitar a condensação. sementes armazenar no escuro. </li></ol></li><li> Prepare placas de ágar em 4 sectoriais placas de petri (90 x 15 mm): <ol><li> Preparar 110 ml de meio de crescimento de A. thaliana mudas: 1x Murashige e Skoog (MS), meio basal de 15 (4,33 g / L) contendo 1% (w / v) de sacarose e 0,8% (w / v) de agar. Ajustar o meio MS a pH 6 com NaOH. </li><li> Preparação de 100 ml de meio de crescimento bacteriano para a decomposição CEPA: Schramm e Hestrin (SH) meio 16 contendo 1,5% (w / v) de agar. Ajustar o meio SH-se até pH 7 com NaOH. </li><li> Esterilizar media por autoclavagem e temper em um banho de água a 55 ° C. </li><li> Uma vez que a MS tem de agar temperado, adicionar 40 ml a um frasco estéril. Para preparar o meio de crescimento de controlo positivo para A. thaliana mudas, complementar a 40 ml de aliquota de agar MS com 40 ul de 10 mM ACC para obter uma concentração final de 10 uM ACC. </li><li> Adicionar 5 ml de meio para os quadrantes adequadas das placas de Petri sectored (Figura 1) e deixar o agar solidificar. Prepare todas as placas em triplicado. Nota: CEPA não é adicionado ao meio de crescimento, até mais tarde no protocolo. </li></ol></li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54682/54682fig1.jpg" /> Figura 1:. Configuração de placas de agar utilizadas para o ensaio de resposta tripla com CEPA Um esquema ilustra os quadrantes específicos para o controlo negativo (A), controlo positivo (B), e as placas experimentais (C). Este valor foi modificado a partir Augimeri e Alça 9. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54682/54682fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="3"><li> Stratify A. thaliana Sementes para garantir Germinação Synchronous: <ol><li> Adicionar aproximadamente cinquenta A. sementes thaliana em cada quadrante que contém o MS ou MS + ACC agar. Garantir sementes são distribuídas uniformemente para facilitar a remoção e análise de mudas. </li><li> Incubar as placas contendo as sementes no escuro a 4 ° C durante 3-4 dias. </li></ol></li><li> Decompor CEPA em Meio de Crescimento Bacteriano (SH) e executar Triplo resposta do ensaio: <ol><li> Após a estratificação, expor as sementes à luz fluorescente durante 2 h. </li><li> Espalhe 10 ul da solução de estoque 500 mM CEPA para os quadrantes de as placas experimentais contendo ágar SH (pH 7; Figura 1) para se obter uma concentração final CEPAde 1 mM. </li><li> Selar as placas com filme de laboratório e cobrir com folha para criar um ambiente escuro para as sementes. </li><li> Germinar sementes de placas por incubação no escuro a 23 ° C durante 3 dias com o lado de agar para baixo. Nota: As placas podem ser empilhadas, mas os controlos negativos devem ser colocados na parte inferior uma vez que o etileno é mais leve do que o ar. </li></ol></li><li> Analise Triplo resposta do ensaio Dados: <ol><li> Com uma pinça esterilizada por chama, retire uma única plântula de uma placa correspondente a cada tratamento e vista sob uma dissecação ou um microscópio USB digital. Assegurar a parte inferior das plântulas são alinhados e fotografia. </li><li> Retirar 30 mudas de cada quadrante (60 plântulas por repetição biológica e 180 mudas por tratamento). Alinhar sobre uma superfície com um fundo preto e uma fotografia com uma régua. </li><li> Meça o comprimento do hipocótilo (mm) de mudas em replicado usando software ImageJ 17. Defina a escala clicando e arrastando o * Liso *ferramenta para seleccionar um comprimento de 10 mm. Selecione &quot;Scale Set&quot; sob a guia &quot;Analisar&quot; e defina a distância conhecida a 10. Usando a ferramenta * segmentado *, clique e arraste para selecionar o comprimento do hipocótilo e pressione M para medir a distância. Comparar as médias de repetições biológicas usando um one-way ANOVA com teste de comparação múltipla de Tukey. As diferenças são considerados significativos se p &lt;0,05. </li></ol></li></ol> 3. Análise do pH ao longo do crescimento bacteriano <ol><li> Cresça e quantificar Komagataeibacter culturas xylinus de arranque em triplicado: <ol><li> Inocular uma única colônia de K. xylinus em 5 ml de meio SH (pH 5) suplementada com 0,2% (v / v) de celulase, esterilizada por filtração. Incubar as culturas a 30 ° C com agitação a 150 rpm até uma DO600 de 0,3 a 0,4 é atingida (cerca de 72 hr). </li><li> Colheita de arranque culturas por centrifugação (2000 xg; 4 ° C; 10 min). Com 5 ml estéril a 0,85% (w / v) NaCL solução, lavar as células duas vezes e ressuspender o sedimento celular. Manter as células no gelo. </li><li> Quantificar células usando uma câmara de contagem Petroff-Hausser. </li></ol></li><li> Análise para inocular culturas de pH: <ol><li> Adicionar 150 ml de caldo SH (pH 7) suplementado com 0,2% (v / v) de celulase, esterilizada por filtro de doze frascos de 500 ml com tampas de alumínio. Inocular frascos com K. xylinus culturas de arranque, a uma concentração de 5 a 10 células / ml. Usando as três culturas de arranque, preparar três repetições biológicas por tratamento. </li><li> culturas suplementadas com 300 ul da 5, 50, ou 500 mM de soluções de reserva CEPA para se obter concentrações finais CEPA de 0,01, 0,1, e 1,0 mM, respectivamente. Suplemento as culturas de controlo não tratadas com 300 ul de o solvente utilizado para dissolver CEPA. </li><li> Selar os frascos por firmemente gravando as tampas de folha para os frascos e incubar as culturas durante 14 dias a 30 ° C com agitação a 150 rpm. </li></ol></li><li> A cada dia, aseptically remover amostras de 5 ml de cada frasco e pelotas de células por centrifugação (2000 xg; 4 ° C; 10 min). Transfira os sobrenadantes para um tubo limpo e medir o pH de cada réplica biológica utilizando um medidor de pH. </li><li> Analisar os dados em tempo-curso representando graficamente o pH médio das repetições biológicas. Nota: É importante que o pH da cultura não caia abaixo de 3,5; um pH cultura de 5 reduz significativamente a libertação de etileno a partir de CEPA, e um pH abaixo de 3,5 inibe completamente a libertação de etileno. </li><li> Para controlar os níveis de cloro e de fosfato, realizar uma experiência idêntica utilizando 0,01, 0,1, e 1,0 mM de 4 a solução de NaCl-se NaH 2 PO utilizando as 5, 50, e os stocks a 500 mm, respectivamente. </li></ol> 4. Colony Morfologia <ol><li> Crescer K. Culturas xylinus de arranque, em triplicado: <ol><li> Inocular uma única colônia de K. xylinus em 5 ml de meio SH (pH 5) suplementada com 0,2% (v / v) de celulase, esterilizada por filtração. Incubate culturas a 30 ° C com agitação a 150 rpm até uma DO600 de 0,3 a 0,4 é atingida (cerca de 72 hr). </li><li> Colheita de arranque culturas por centrifugação (2000 xg; 4 ° C; 10 min). Com 5 ml de solução salina estéril, lavar as células e em seguida ressuspender o sedimento celular. Manter as células no gelo. </li></ol></li><li> Prepare a 24 placas de agar contendo 25 ml de SH (pH 7) com 1,5% médios (w / v) de agar. </li><li> Depois de o agar ter solidificado, espalhar 50 ul da 5, 50, e 500 mM de soluções de reserva CEPA sobre o agar para se obter concentrações finais CEPA de 0,01, 0,1, e 1,0 mM, respectivamente. Defina-se placas de controlo não tratadas e de solventes, que consistem em nenhuma alteração e de espalhamento de 50 ul de o solvente utilizado para dissolver os compostos de teste. </li><li> Placas de registo contínuo para colónias isoladas com um loop-cheia (~ 5 mL) de K. xylinus cultura inicial e feche-os com filme de parafina. Inocular todas as placas em triplicado. Incubar as placas durante cinco dias a 30 ° C. </li><li> Photcolónias OGRAFIA com ampliação de 20x usando um microscópio USB digital e qualitativamente avaliar a morfologia e celulose produção colonial em meio sólido. Nota: Celulose aparece como uma substância turva ao longo da margem da colónia. </li><li> Para controlar os níveis de cloro e de fosfato, realizar uma experiência idêntica utilizando 0,01, 0,1, e 1,0 mM de 4 a solução de NaCl-se NaH 2 PO utilizando as 5, 50, e os stocks a 500 mm, respectivamente. </li></ol> 5. Os ensaios película <ol><li> Cresça e quantificar K. Culturas xylinus de arranque, em triplicado: <ol><li> Em triplicado, inocular uma única colônia de K. xylinus em 5 ml de meio SH (pH 5) suplementada com 0,2% (v / v) de celulase, esterilizada por filtração. Incubar as culturas a 30 ° C com agitação a 150 rpm até uma DO600 de 0,3 a 0,4 é atingida (cerca de 72 hr). </li><li> Colheita de arranque culturas por centrifugação (2000 xg; 4 ° C; 10 min). Com 5 ml de solução salina estéril, lavar tele células duas vezes e ressuspender o sedimento celular. Manter as células no gelo. </li><li> Quantificar células usando uma câmara de contagem Petroff-Hausser. </li></ol></li><li> Prepare misturas principais para inocular placas de 24 poços: <ol><li> Suplemento 60 ml de meio SH (pH 7) com 120 uL de a 5, 50, e 500 mM de stocks CEPA para se obter concentrações finais CEPA de 0,01, 0,1, e 1,0 mM, respectivamente. Suplemento mais 60 ml de meio SH (pH 7) com 120 ul de o solvente utilizado para dissolver CEPA. Vortex para misturar. </li><li> Dividir cada 60 ml de meio contendo CEPA em quatro alíquotas de 14 ml. Inocular três das alíquotas de 14 ml com réplicas biológicas da cultura de arranque a uma concentração de 5 a 10 células / ml. Manter os tubos com as células em gelo para evitar a produção de celulose. Nota: Os restantes 14 ml de alíquota irá ser utilizado para poços de controlo estéreis. </li></ol></li><li> Inocular placas de 24 poços: <ol><li> Teste cada tratamento em seu próprio prato com três fileiras de repetições biológicas euma linha de controlos estéreis (Figura 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54682/54682fig2.jpg" /> Figura 2:. Que ilustra o protocolo utilizado para o ensaio e análise da película CEPA suplementado com meio SH pH 7 (60 ml) Fluxograma é dividido em alíquotas em três inoculações em replicado biológica separados e um controlo estéril (14 ml cada). Estas culturas são então divididas em alíquotas em seis repetições técnicas (2 ml) em uma placa de 24 poços e, em seguida, selados com parafilme. Após a incubação durante 7 dias a 30 ° C, películas são colhidas e caracteriza-se por determinar o peso molhado, espessura, peso seco, e cristalinidade por FT-IR. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54682/54682fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura</a> <ol start="2" style="margin-left: 40px;"><li> Usando a 14 ml mistura principal, adicione 2 ml em each de seis poços de uma placa de 24 cavidades estéreis. Completas para os três repetições biológicas e controle estéril (Figura 2). Repetir para cada tratamento. </li><li> placas de vedação com parafilme e incubar estaticamente durante 7 dias a 30 ° C. </li></ol><ol start="4"><li> Colheita e Medida Película Wet peso, espessura, peso seco (Rendimento celulose) e a cristalinidade (Figura 2): <ol><li> Deprimir a um lado da película para elevar a extremidade da película oposta e remover películas individuais com uma pinça. Apesar de manter aderência, coloque-os sobre toalha de papel fresco durante 3 segundos para remover o excesso médio antes da pesagem para determinar os seus pesos molhados. </li><li> Alinhar películas adjacentes a uma régua e uma fotografia do lado usando uma câmera digital de alta resolução. </li><li> Usando o software ImageJ 17, medir a espessura da película sobre o ombro esquerdo, ombro direito e no centro de cada película. Média de todas as repetições técnicas para cada Replicat biológicae. </li><li> Individualmente transferir as películas para as cavidades de uma placa de 6 poços. Tratar películas com 12 ml de NaOH 0,1 N a 80 ° C durante 20 min para lisar as células. </li><li> Remover o NaOH e neutralizar películas por lavagem com água ultra-pura, durante 24 h com agitação. Mudar a água a cada 6 horas. Nota: películas deve ser de cor branca após a conclusão da etapa de lavagem. </li><li> películas lugar nas esteiras de silício e seco a 50 ° C durante 48 horas até peso constante. Depois de seco, retire do esteiras e medir pesos película em escala analítica para determinar o rendimento de celulose bacteriana. </li><li> Analise película cristalinidade usando Fourier-transform infrared spectroscopy (FT-IR) utilizando 32 varrimentos e uma resolução de 4 cm-1 na gama de 4000 a 650 cm1. Calcular o índice de cristalinidade, CI (IR), usando A 1437 / A 895; a relação de absorção da banda &quot;cristalina&quot; e &quot;banda amorfa&quot; como descrito anteriormente 18. </li></ol&gt; </li><li> Para controlar os níveis de cloro e de fosfato, realizar uma experiência idêntica utilizando 0,01, 0,1, e 1,0 mM de 4 a solução de NaCl-se NaH 2 PO utilizando as 5, 50, e os stocks a 500 mm, respectivamente. </li><li> Analise Pellicle Dados: <ol><li> Calcule a hidratação da película, determinando a diferença entre pellicle peso úmido e peso seco. </li><li> Calcular a média dos valores de todas as repetições técnicas para se obter um único valor para cada réplica biológica para análise estatística. Compare tratamentos usando um one-way ANOVA com o teste de comparação múltipla de Tukey. As diferenças são significativas se p &lt;0,05. </li><li> Normalizar os dados como a percentagem de controlos não tratados e traçar os meios de repetições biológicas. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Guzmán, P., Ecker, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploiting+the+triple+response+of+Arabidopsis+to+identify+ethylene-related+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Exploiting the triple response of Arabidopsis to identify ethylene-related mutants.</a> Plant Cell. 2 (6), 513-523 (1990).</li>
<li>Bakshi, A., Shemansky, J. M., Chang, C., Binder, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((History+of+research+on+the+plant+hormone+ethylene%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Plant+Growth+Regul%22%5BJournal%5D)">History of research on the plant hormone ethylene.</a> J. Plant Growth Regul. 34 (4), 809-827 (2015).</li>
<li>Schaller, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethylene+and+the+regulation+of+plant+development%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biol%22%5BJournal%5D)">Ethylene and the regulation of plant development.</a> BMC Biol. 10 (1), (2012).</li>
<li>Hua, J., Sakai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EIN4+and+ERS2+are+members+of+the+putative+ethylene+receptor+gene+family+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">EIN4 and ERS2 are members of the putative ethylene receptor gene family in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 10 (8), 1321-1332 (1998).</li>
<li>Bleecker, A. B., Estelle, M. A., Somerville, C., Kende, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insensitivity+to+ethylene+conferred+by+a+dominant+Mutation+in+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Insensitivity to ethylene conferred by a dominant Mutation in Arabidopsis thaliana.</a> Science. 241 (4869), 1086-1089 (1988).</li>
<li>Hamilton, A. J., Bouzayen, M., Grierson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+tomato+gene+for+the+ethylene-forming+enzyme+by+expression+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Identification of a tomato gene for the ethylene-forming enzyme by expression in yeast.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 88 (16), 7434-7437 (1991).</li>
<li>Kim, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+ethylene+removal+with+Pseudomonas+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Hazard.+Mater%22%5BJournal%5D)">Assessment of ethylene removal with Pseudomonas strains.</a> J. Hazard. Mater. 131 (3), 131-136 (2006).</li>
<li>Kim, H. E., Shitashiro, M., Kuroda, A., Takiguchi, N., Kato, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethylene+chemotaxis+in+Pseudomonas+aeruginosa+and+other+Pseudomonas+species%5BTitle%5D)+AND+%22Microbes+Environ%22%5BJournal%5D)">Ethylene chemotaxis in Pseudomonas aeruginosa and other Pseudomonas species.</a> Microbes Environ. 22 (2), 186-189 (2007).</li>
<li>Augimeri, R. V., Strap, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+phytohormone+ethylene+enhances+bacterial+cellulose+production%2C+regulates+CRP%2FFNRKx+transcription+and+causes+differential+gene+expression+within+the+cellulose+synthesis+operon+of+Komagataeibacter+%28Gluconacetobacter%29+xylinus+ATCC+53582%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The phytohormone ethylene enhances bacterial cellulose production, regulates CRP/FNRKx transcription and causes differential gene expression within the cellulose synthesis operon of Komagataeibacter (Gluconacetobacter) xylinus ATCC 53582.</a> Front. Microbiol. 6, 1459(2015).</li>
<li>Zhang, W., Wen, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+ethylene+gas+and+comparison+of+ethylene+responses+induced+by+ethylene%2C+ACC%2C+and+ethephon%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Preparation of ethylene gas and comparison of ethylene responses induced by ethylene, ACC, and ethephon.</a> Plant Physiol. Biochem. 48 (1), 45-53 (2010).</li>
<li>Zhang, W., Hu, W., Wen, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethylene+preparation+and+its+application+to+physiological+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Signal.+Behav%22%5BJournal%5D)">Ethylene preparation and its application to physiological experiments.</a> Plant Signal. Behav. 5 (4), 453-457 (2010).</li>
<li>Warner, H. L., Leopold, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethylene+evolution+from+2-chloroethylphosphonic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Ethylene evolution from 2-chloroethylphosphonic acid.</a> Plant Physiol. 44 (1), 156-158 (1969).</li>
<li>Biddle, E., Kerfoot, D. G. S., Kho, Y. H., Russell, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetic+studies+of+the+thermal+decomposition+of+2-chloroethylphosphonic+acid+in+aqueous+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Kinetic studies of the thermal decomposition of 2-chloroethylphosphonic acid in aqueous solution.</a> Plant Physiol. 58 (5), 700-702 (1976).</li>
<li>Klein, I., Lavee, S., Ben-Tal, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+water+vapor+pressure+on+the+thermal+decomposition+of+2-chloroethylphosphonic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of water vapor pressure on the thermal decomposition of 2-chloroethylphosphonic acid.</a> Plant Physiol. 63 (3), 474-477 (1979).</li>
<li>Murashige, T., Skoog, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+revised+medium+for+rapid+growth+and+bio+assays+with+tobacco+tissue+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Plant%22%5BJournal%5D)">A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures.</a> Physiol. Plant. 15 (3), 473-497 (1962).</li>
<li>Schramm, M., Hestrin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+production+of+cellulose+at+the+air%2Fliquid+interface+of+a+culture+of+Acetobacter+xylinum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gen.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Factors affecting production of cellulose at the air/liquid interface of a culture of Acetobacter xylinum.</a> J. Gen. Microbiol. 11 (1), 123-129 (1954).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat. Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li>
<li>Ciolacu, D., Ciolacu, F., Popa, V. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amorphous+cellulose-structure+and+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22Cellul.+Chem.+Technol%22%5BJournal%5D)">Amorphous cellulose-structure and characterization.</a> Cellul. Chem. Technol. 45 (1), 13-21 (2011).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Os métodos aqui descritos descrevem a produção in situ de etileno a partir de CEPA para o estudo da resposta ao etileno bacteriana usando o organismo modelo, K. xylinus. Este método é muito útil como o etileno pode ser produzido, completando qualquer meio aquoso que tem um pH maior do que 3,5 com 10,11 CEPA eliminando a necessidade de gás de etileno puro ou equipamentos de laboratório especializado. Este método não se limita ao estudo dos efeitos do etileno derivado de CEPA em bactérias, mas...

O etileno olefina (C 2 H 4) foi descoberto pela primeira vez como uma hormona vegetal, em 1901, quando foi observado que as mudas de ervilha, cultivadas em laboratório que utilizadas lâmpadas de gás de carvão, exibiu uma morfologia anormal em que hastes (hipocótilos) eram mais curtos, mais espessa e inclinou-se para os lados em relação às plantas de ervilha normais; um fenótipo mais tarde denominado a 1,2 resposta tripla. Estudos posteriores demonstraram que o etileno é um hormônio vegetal vital que regula vários processos de desenvolvimento como o crescimento, a resposta ao estresse, o amadurecimento dos frutos e senescência 3. Arabidopsis thaliana, um organismo modelo para a investigação biologia vegetal, tem sido bem estudada em relação à sua resposta ao etileno. Mutantes de resposta Vários etileno foram isolados, explorando o fenótipo triplo resposta observada em dark-grown A. mudas thaliana na presença de etileno 1,4,5. O precursor biossintético para a produção de etileno em plantas é 1-Aácido minocyclopropane carboxílico (ACC) e 6 é comumente utilizado durante o ensaio de resposta tripla para aumentar a produção endógena de etileno que conduz ao fenótipo triplo 1,4,5 resposta. Embora a resposta ao etileno é amplamente estudada em plantas, o efeito do etileno exógeno em bactérias é muito pouco estudada, apesar da estreita associação de bactérias com plantas. Um estudo relatou que certas estirpes de Pseudomonas pode sobreviver usando etileno como única fonte de carbono e energia 7. No entanto, apenas dois estudos demonstraram que as bactérias responder ao etileno. O primeiro estudo mostrou que as estirpes de Pseudomonas aeruginosa, P. fluorescens, P. putida, e P. syringae foram quimiotáctica para etileno utilizando um ensaio de tampão de agarose no qual agarose fundida foi misturada com um tampão de quimiotaxia equilibrada com etileno puro gás 8. No entanto, a nosso conhecimento, não houve nenhum further relatórios que utilizam gás de etileno puro para caracterizar a resposta de etileno bacteriana, provavelmente devido à dificuldade de manipulação de gases no laboratório sem equipamento especializado. O segundo relatório de resposta ao etileno bacteriana demonstrou que o etileno aumento da produção de celulose bacteriana e expressão do gene influenciado na bactéria associada à fruta, Komagataeibacter (anteriormente Gluconacetobacter) xylinus 9. Neste caso, o composto libertador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico (CEPA) foi utilizado para a produção de etileno in situ no interior do meio de crescimento bacteriano, evitando a necessidade de gás de etileno puro ou equipamento especializado. CEPA produz etileno numa proporção de 1: 1 molar de pH acima de 3,5 através de um 10,11 catalisada por base, a reacção de primeira ordem 12-14. A degradação do CEPA é positivamente correlacionada com o pH e temperatura 13,14 e resulta na produção de acetatoeno, cloreto e fosfato. CEPA fornece aos pesquisadores interessados ​​em estudar respostas bacterianas etileno com uma alternativa conveniente para o etileno gasoso. O objectivo global dos seguintes protocolos é fornecer um método simples e eficaz para estudar a resposta de etileno bacteriana e inclui a validação de níveis f isiologicamente relevantes de produção de etileno a partir de decomposição CEPA em meio de crescimento bacteriano, análise de pH da cultura para garantir CEPA decomposição não é prejudicada durante crescimento bacteriano, e avaliação do efeito do etileno na morfologia bacteriana e fenótipo. Nós demonstramos esses protocolos usando K. xylinus, no entanto, estes protocolos podem ser adaptados para estudar a resposta ao etileno nas outras bactérias, utilizando o meio de crescimento apropriado e analisa fenótipo.

<table><tbody><tr><td>Ácido carboxílico 1-aminociclopropano (ACC)</td><td>Sigma</td><td>A3903</td><td>Precursor biossintético do etileno em plantas</td></tr><tr><td>Placa de Petri de 4 setores</td><td>Phoenix Biomedical</td><td>CA73370-022</td><td>Para testar resposta tripla</td></tr><tr><td>Agar</td><td>BioShop</td><td>AGR001.1</td><td>Para solidificar o meio</td></tr><tr><td>Câmera Canon Rebel T1i DLSR</td><td>Canon</td><td>3818B004</td><td>Para fotos de películas</td></tr><tr><td>Celulase de Trichoderma reesei ATCC 26921&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C2730</td><td>Solução aquosa</td></tr><tr><td>Ácido cítrico</td><td>BioShop</td><td>CIT002.500</td><td>Para SH médio</td></tr><tr><td>Alvejante comercial</td><td>Life</td><td>Brand 57800861874</td><td>Alvejante para esterilização de sementes</td></tr><tr><td>HCl concentrado</td><td>BioShop</td><td>HCL666.500</td><td>Ácido clorídrico para ajuste de pH</td></tr><tr><td>Microscópio digital USB</td><td>Plugável</td><td>N/A</td><td>Para fotos de colônias</td></tr><tr><td>Ethephon (&ge; 96%; Ácido 2-cloroetilfosfônico)</td> <td>Sigma</td><td>C0143</td><td>Composto liberador de etileno</td></tr><tr><td>Glicose</td><td>BioBasic</td><td>GB0219</td><td>Para meio SH</td></tr><tr><td>Komagataeibacter xylinus ATCC 53582</td><td>ATCC</td><td>53582</td> Tubo de microcentrífuga <td>alfaproteobactéria produtora de celulose bacteriana</td></tr><tr><td></td><td>LifeGene</td><td>LMCT1.7B</td><td>Tubo de microcentrífuga de 1,7 ml</td></tr><tr><td>Murashige e Skoog (MS) basal médio&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>M5519</td><td>Arabidopsis thaliana meio de crescimento</td></tr><tr><td>Na2HPO4&middot; 7H2O&nbsp;</td><td>BioShop</td><td>SPD579.500</td><td>Fosfato de sódio, heptahidratado dibásico para meio SH</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>BioBasic</td><td>SOD001.1</td><td>Cloreto de sódio para solução salina e controle</td></tr><tr><td>NaH2PO4&middot; H2O&nbsp;</td><td>BioShop</td><td>SPM306.500</td><td>Fosfato de sódio, monobásico monohidratado para solução de controle</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>BioShop</td><td>SHY700.500</td><td>Hidróxido de sódio para ajuste de pH</td></tr><tr><td>Filme de</td><td>parafina Parafilme</td><td>PM996</td><td>Para placas e frascos de vedação</td></tr><tr><td>Peptona (bacteriológica)</td><td>BioShop</td><td>PEP403.1</td><td>Para meio SH</td></tr><tr><td>Câmara de contagem Petroff-Hausser</td><td>Hausser câmara de</td><td>contagem de células bacterianas</td>scientific <td>3900</td></tr><tr><td>Filtro de esterilização de polietersulfona 0.2 &micro; m</td><td>VWR</td><td>28145-501</td><td>Para esterilização de celulase</td></tr><tr><td>Sacarose</td><td>BioShop</td><td>SUC600.1</td><td>Sacarose para meio MS</td></tr><tr><td>Extrato de levedura</td><td>BioBasic</td><td>G0961</td><td>Para meio SH</td></tr></tbody></table>

utilizando o composto libertador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico, como uma ferramenta para estudar a resposta do etileno em bactérias

Utilizing the Ethylene-releasing Compound, 2-Chloroethylphosphonic Acid, as a Tool to Study Ethylene Response in Bacteria

O etileno (C2H4) é um fitohormônio gasoso que está envolvido em vários aspectos do desenvolvimento da planta, desempenhando um papel dominante na senescência e no amadurecimento dos frutos. O etileno exógeno aplicado durante o desenvolvimento inicial da planta desencadeia o fenótipo de resposta tripla; um hipocótilo mais curto e mais espesso com um gancho apical exagerado. Apesar da relação íntima entre plantas e bactérias, o efeito do etileno exógeno nas bactérias tem sido muito negligenciado. Isso se deve em parte à dificuldade de controlar o etileno gasoso dentro do laboratório sem equipamentos especializados. O ácido 2-cloroetilfosfônico (CEPA) é um composto que se decompõe em etileno, cloro e fosfato em uma proporção molar de 1:1:1:1 quando dissolvido em meio aquoso de pH 3,5 ou superior. Aqui descrevemos o uso de CEPA para produzir etileno in situ para a investigação da resposta do etileno em bactérias usando a bactéria produtora de celulose associada a frutos Komagataeibacter xylinus como organismo modelo. Os protocolos aqui descritos incluem tanto a verificação da produção de etileno a partir do CEPA por meio do ensaio de resposta tripla de Arabidopsis thaliana quanto os efeitos do etileno exógeno na produção de celulose de K. xylinus, propriedades da película e morfologia colonial. Esses protocolos podem ser adaptados para examinar o efeito do etileno em outros micróbios usando meios de crescimento apropriados e análises de fenótipo. O uso do CEPA fornece aos pesquisadores uma alternativa simples e eficiente ao gás etileno puro para a determinação rotineira da resposta bacteriana ao etileno.

Uma configuração de placa esquemática para verificação da libertação de etileno CEPA em meio SH (pH 7) pelo ensaio de resposta tripla é mostrado na Figura 1A - C. Um fluxograma que ilustra o protocolo da película é mostrada na Figura 2. escuro cultivadas A. thaliana mudas exibem o fenótipo resposta tripla (mais curto e mais espessa do hipocótilo com um gancho apical exagerado) na presença da ACC e na presença de etileno produzid...

Os protocolos descritos aqui facilitam a investigação conveniente das respostas bacterianas do etileno utilizando ácido 2-cloroetilfosfônico (CEPA). O etileno é produzido in situ através da decomposição do CEPA em um meio de crescimento bacteriano aquoso, contornando a necessidade de gás etileno puro.

Utilizando o composto libertador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico, como uma ferramenta para estudar a resposta do etileno em bactérias

Ethylene (C2H4) is a gaseous phytohormone that is involved in numerous aspects of plant development, playing a dominant role in senescence and fruit ...

O objetivo geral deste procedimento é fornecer um método simples e seguro para o estudo da resposta bacteriana ao etileno. Este método responderá perguntas fundamentais sobre as interações planta-microorganismo, como o papel que o etileno desempenha na adesão bacteriana e na colonização de plantas. A principal vantagem desta técnica é que ela não requer nenhum equipamento especializado e é muito mais segura do que o manuseio de etileno gasoso no laboratório.Embora este método possa fornecer informações sobre como a produção de celulose bacteriana é afetada pelo etileno, ele também pode ser aplicado a outros microrganismos associados a plantas para o estudo in vitro do envolvimento de processos mediados por etileno na colonização de plantas. Como preparação, prepare 100 mililitros de meio de crescimento para as plântulas de Arabidopsis e prepare 100 mililitros de meio de crescimento bacteriano para a decomposição de CEPA. Uma vez que o meio de Arabidopsis tenha esfriado, divida 40 mililitros em um frasco estéril e complemente a alíquota com 40 microlitros de ACC 10 milimolar.Agora, carregue os quadrantes da placa com cinco mililitros de meio e deixe a ágar solidificar. Quadrantes opostos de todas as placas contêm meio de crescimento bacteriano e meio de arábidos. Utilize três configurações diferentes de meio.O tratamento CEPA ocorrerá posteriormente no protocolo. Prepare cada configuração de placa em triplicata. Uma vez que o ágar tenha esfriado, distribua uniformemente aproximadamente 50 sementes em cada quadrante do meio de arabidopsis.Em seguida, incubar as placas no escuro a quatro graus Celsius por três a quatro dias. Posteriormente, após a incubação das sementes, expô-las à luz fluorescente por duas horas. Em seguida, espalhar 10 microlitros de solução estoque de CEPA 500 milimolar sobre o ágar bacteriano de uma configuração de placa.A concentração final de CEPA no ágar será de um milimolar. Agora, feche todas as placas com filme laboratorial e envolva-as em papel alumínio. Em seguida, coloque as placas em um ambiente escuro a 23 graus Celsius com o lado do ágar voltado para baixo e deixe incubando por três dias para germinar as sementes.Após a germinação das sementes, utilize pin&ccedil;as esterilizadas em chama para remover as pl&acirc;ntulas correspondentes a cada tratamento. Selecione 30 pl&acirc;ntulas de cada quadrante, totalizando 180 por tratamento. Capture imagens das pl&acirc;ntulas em um microsc&oacute;pio estereosc&oacute;pico ou com uma c&acirc;mera digital de alta resolu&ccedil;&atilde;o, sobre um fundo preto e ao lado de uma r&eacute;gua para escala.Em seguida, meça o comprimento do hipocótilo utilizando o software ImageJ. Usando a ferramenta reta, meça 10 milímetros e selecione Definir Escala na guia Analisar para estabelecer a escala. Depois, use a ferramenta Segmentada localizada abaixo da ferramenta Linha Reta para medir cada hipocótilo e pressione M para calcular seus comprimentos.O ensaio de película é uma ferramenta padrão de análise para a produção de celulose bacteriana. A análise de pH e morfológica é detalhada no protocolo seis. Como preparação, colete células de culturas iniciadoras em triplicata e quantifique as células utilizando uma câmara de contagem Petroff-Hauser.Em seguida, prepare quatro misturas-mestres de meio com diferentes concentrações de CEPA. Para cada mistura-mestre, alíquota 60 mililitros de meio SH pH 7 e adicione 120 microlitros de solução estoque de CEPA zero, cinco, 50 ou 500 milimolar para obter concentrações finais de CEPA de zero, 01, 0,1 ou 1,0 milimolar. Misture esses meios agitando os frascos em movimentos circulares.É necessário um conjunto de meios para cada uma das triplicatas e um quarto conjunto é necessário para funcionar como controle estéril. Portanto, divida cada preparação de meio de 60 mililitros em quatro alíquotas de 14 mililitros. Em seguida, resfrie previamente as alíquotas de 14 mililitros antes de inoculá-las com suas respectivas culturas iniciadoras para uma concentração final de 100.000 células por mililitro.Mantenha todos os tubos inoculados no gelo para evitar a produção de celulose. Utilize os 14 mililitros restantes dos eluatos para os poços controle estéreis. Agora, a partir de cada mistura mestra de 14 mililitros, carregue alíquotas de dois mililitros em seis poços de uma placa estéril de 24 poços, totalizando quatro placas carregadas por cultura inicial analisada.Sobreponha cuidadosamente as placas com filme de parafina e incube-as estaticamente por sete dias a 30 graus Celsius. Durante a incubação, incube um cultivo líquido de 25 mililitros em paralelo para medir periodicamente a acidez do meio. Se a acidez cair abaixo de um pH de cinco, o crescimento do organismo inibirá a decomposição de CEPA em etileno e, portanto, será incompatível com este ensaio.Uma semana depois, colete e meça o peso úmido, a espessura, o peso seco e a cristalinidade do películo. Para coletar um películo da placa, pressione um lado do películo para elevar a borda oposta e levante-o com pinça. Enquanto mantém a pinça firme, coloque-o sobre uma toalha de papel limpa por três segundos para remover o excesso de meio.Em seguida, pese cada película e registre esse valor como o peso úmido. Depois, alinhe as películas ao longo de uma régua e fotografe-as de lado usando uma câmera digital de alta resolução. Analise essas fotos para determinar as espessuras das películas.Em seguida, transfira individualmente as películas para os poços de uma placa de seis poços. Trate-as com 12 mililitros de hidróxido de sódio 0,1 normal a 80 graus Celsius por 20 minutos para lisar as células. Em seguida, remova o hidróxido de sódio e neutralize as películas tratadas lavando-as completamente com 12 mililitros de água ultrapura por 24 horas com agitação em uma placa de seis poços.Durante esta incubação, troque a água a cada seis horas. Ao final da incubação, as películas devem estar brancas. Em seguida, coloque as películas sobre tapetes de silicone e seque-as a 50 graus Celsius por 48 horas para prepará-las para a medição da massa seca.A cristalinidade das películas pode ser analisada utilizando espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier. Plântulas escuras de Arabidopsis thaliana exibiram o fenótipo de resposta tripla de um hipocótilo curto e espesso com um gancho apical exagerado na presença de ACC e na presença de etileno produzido pela decomposição de CEPA em meio SH, mas não em condições não tratadas. Claramente, o comprimento do hipocótilo das sementes tratadas foi significativamente menor do que os controles não tratados.Assim, o etileno foi liberado do CEPA no meio SH em uma concentração fisiologicamente relevante. Todas as concentrações de etileno derivado do CEPA reduziram significativamente o peso úmido do películo, mas não afetaram a espessura do películo, e todas as concentrações de etileno derivado do CEPA aumentaram significativamente o peso seco do películo. Além disso, a hidratação do películo foi reduzida por todas as concentrações de etileno derivado do CEPA.Ao realizar este procedimento, é importante medir o pH do meio de crescimento para garantir que o pH não caia abaixo de cinco, de modo que a degradação do CEPA em etileno não seja inibida. Lembre-se de que o CEPA em pó é extremamente perigoso para as membranas mucosas. Sempre devem ser tomados os devidos cuidados ao executar este protocolo.Essa técnica permitirá que pesquisadores interessados nas interações entre plantas e bactérias explorem com segurança respostas mediadas por etileno in vitro. Isso ajudará a esclarecer como os sinais das plantas medeiam a colonização e a adesão bacterianas. Atualmente, essa área tem sido pouco estudada.

utilizing-ethylene-releasing-compound-2-chloroethylphosphonic-acid-as

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

Nós desenvolvemos um protocolo simples e reprodutível para acessar a resposta estomática ao bactérias vivas. Este método minimiza ferimento e manipulação da folha, em comparação com o uso de peelings epidérmicos relatado anteriormente.

Avaliar a resposta estomática ao vivo células bacterianas usando imagens Folha Inteira

Fonte: Nathoo, N., et al. Um sistema de co-cultivo hidropônico para análise simultânea e sistemática de interações moleculares e sinalização planta/micróbio. J. Vis. Exp. (2017).Este vídeo demonstra um sistema de co-cultivo hidropônico para estudar as interações planta-bactéria em condições estéreis. As mudas das plantas são transferidas para um meio de crescimento ácido estéril, incubadas e inspecionadas quanto à contaminação antes da inoculação com Agrobacterium. As bactérias ativadas se...

Um sistema de co-cultivo para estudar as respostas moleculares de hospedeiros vegetais e bactérias em interação

Fonte: Augimeri, R. V. et. al., Utilizando o composto liberador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico, como uma ferramenta para estudar a resposta do etileno em bactérias. J. Vis. Exp. (2016)Este vídeo demonstra o efeito do etileno gerado pelo ácido 2-cloroetilfosfônico (CEPA) no crescimento bacteriano e na produção de celulose. O etileno ativa vias de sinalização que estimulam a síntese de celulose, resultando em maior formação de películas. Esses resultados destacam a resposta bacteriana ao...

Investigando a resposta bacteriana ao etileno usando um composto liberador de etileno

A quantificação do crescimento de patógenos é uma ferramenta poderosa para caracterizar várias respostas imunes de Arabidopsis thaliana (doravante: Arabidopsis). O método descrito aqui apresenta um ensaio otimizado de infiltração de seringa para quantificar a Pseudomonas syringae pv. maculicola ES4326 crescimento em folhas adultas de Arabidopsis.

Bacteriana Folha Infiltração Ensaio para Belas Caracterização das respostas de defesa da planta usando o<em&gt; Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae</em&gt; Patossistema

Descrevemos um método simples de triagem de culturas bacterianas para a produção de compostos inibidores de outras bactérias.

Uso da técnica de sobreposição de Soft-agar para triagem de compostos inibidores produzida por bactérias

Abordagens de baseados em proteína fluorescentes para monitorar efetores secretadas pelas bactérias em células hospedeiras são desafiadores. Isto é devido à incompatibilidade entre proteínas fluorescentes e o sistema de secreção do tipo III. Aqui, é utilizado um sistema GFP de superfolder de separação otimizada para visualização de efetores secretada pelas bactérias para a célula da planta hospedeira.

Sistema de proteína verde fluorescente Split Visualizar efetores entregue de bactérias durante a infecção

O objetivo deste manuscrito é apresentar um esboço para os estudos bioquímicos e funcionais abrangentes das ligaduras de ubiquitina ring-tipo E3. Este pipeline multipasso, com protocolos detalhados, valida uma atividade enzimática da proteína testada e demonstra como vincular a atividade à função.

Caracterização funcional do RING-Tipo E3 Ubiquitin Ligases In Vitro e In Planta

Aqui, apresentamos um protocolo passo-a-passo para a realização do experimento de marcação por proximidade (PL) em pepino (Cucumis sativus L.) usando AT4G18020 (APRR2)-proteína AirID como modelo. O método descreve a construção de um vetor, a transformação de um construto através de agroinfiltração, infiltração de biotina, extração de proteínas e purificação de proteínas marcadas com biotina através da técnica de purificação por afinidade.

Marcação de proximidade baseada em AirID para interação proteína-proteína em plantas

O presente protocolo descreve um método que permite a análise da expressão gênica unicelular em populações de Pseudomonas syringae cultivadas dentro do apoplasto vegetal.

Análise Unicelular da Expressão de Genes de Seringas de Pseudomonas syringae no Tecido Vegetal

Esse protocolo descreve uma abordagem de alto rendimento para avaliar vazamento de íons da planta, atividade da peroxidase e produção de calosas na mesma amostra.

Avaliação das Respostas Foliares a Metabólitos Secundários Microbianos Usando um Formato de Alta Produção

Aprenda a estudar respostas bacterianas ao etileno usando ácido 2-cloroetilfosfônico (CEPA). Este método seguro elimina a necessidade de manipular etileno gasoso e permite investigar interações planta-microorganismo em laboratório.

Utilizando o composto libertador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico, como uma ferramenta para estudar a resposta do etileno em bactérias (Vídeo) | JoVE Journal

Utilizando o composto libertador de etileno, ácido 2-cloroetilfosfônico, como uma ferramenta para estudar a resposta do etileno em bactérias

Explorar mais vídeos