Name: Um método baseado em flutuabilidade da determinação dos níveis de gordura no Drosophila (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-01T11:15:00.000+00:00
Duration: 8 min
Description: Aprenda a medir níveis de gordura em larvas de Drosophila melanogaster usando um método baseado em flutuabilidade. Esta técnica rápida e econômica permite triagem eficiente de alterações no armazenamento de gordura.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

K.E.H. foi apoiado pela Bolsa de Treinamento em Biologia Molecular NIH-T32-GM08730. Este trabalho foi apoiado pelo NIH, NIDDK Grant 5K01DK095932 e AHA Award 12BGIA11930014 para T.R.

1. recolher os ovos das moscas com genótipos de interesse NOTA: cruzes Ideal consistem de 150 moscas virgens e, pelo menos, 75 do sexo masculino. colecções de material deve ser composto de pelo menos 200 moscas. <ol><li> Prepare placas de uva. <ol><li> Adicionar 37,5 g de agar a 1,5 L de água destilada num balão de 4 L. </li><li> Autoclave mistura agar / água durante 50 minutos a 121 ° C (250 ° F). </li><li> Enquanto a água / mistura de ágar é autoclave, adicionar 50 g de sacarose e 500 ml de sumo de uva e agita-se com uma barra de agitação numa placa de agitação aquecida até que a sucrose é dissolvido. </li><li> Desligue o fogo e continue mexendo para esfriar a mistura de suco de uva / sacarose para abaixo de 70 ºC. Teste a temperatura interna com um termómetro de álcool. </li><li> Adicionar 3 g de Drosophila agente anti-fúngicos (por exemplo, Tegosept) para aquecer o sumo de uva mistura / sacarose e agitar para dissolver. </li><li> Quando a água / mistura de ágar está fora da autoclave, permitir que o balão arrefecer ao toque agitando ocasionalmente. </li><li&gt; Combinar / mistura de ágar água e suco de uva mistura / sacarose e mexa até ficar bem misturado. </li><li> Usar uma pipeta serológica para adicionar 8 - 10 ml da mistura de uva para a tampa de uma pequena placa de petri (estilo 35 x 10 mm). Permitir que a mistura para coroar maior do que a altura das paredes da tampa para formar uma forma convexa. </li><li> Permitir placas de uva arrefecer durante 2 horas à temperatura ambiente e, em seguida, armazenar em um recipiente hermético a 4 ºC. </li></ol></li><li> Prepare pasta de levedura. <ol><li> Adicionar 6 ml de solução tampão de fosfato (PBS) a 4 g de fermento seco activo vivo em um tubo de 50 ml e misturar com uma espátula até ficar liso. </li><li> levedura loja colar a 4 ºC. </li></ol></li><li> Adicionar uma pequena dose (cerca de 1/8 colher de chá) de pasta de levedura para o meio de uma placa de uva. Alisar quaisquer arestas com uma espátula. </li><li> Coloque placas de uva em uma incubadora até que tenham atingido a temperatura ambiente. </li><li> Transferir moscas de interesse em uma placa da câmara de coleta de ovos e local de uva wpasta de levedura om virada para dentro na parte superior. Tape placa de uva para a câmara de coleta de ovos para evitar que a placa cair. Certifique-se de escrever informações importantes sobre o genótipo e data na parte inferior da placa de uva. </li><li> Derrubar a câmara de coleta de ovos para permitir que as moscas colocar ovos na placa de uva. </li><li> Coloque uma caixa ou cobertura sobre as câmaras de coleta de ovos e colocá-los em uma incubadora a 25 ºC. </li><li> Permitir moscas colocar ovos para 4-6 hr. </li><li> Terminar a recolha, tendo a placa de uva para fora da câmara de coleta de ovos e transferir as moscas de volta para a sua garrafa de alimentos. Use uma espátula para limpar qualquer pasta levedura excesso da placa de uva. Loja placa de uva em um prato maior petri em uma incubadora umidificada a 25 ºC durante ~ 24 h. </li></ol> 2. Transferência de larvas para Experimental Food <ol><li> Preparar alimentos experimental. NOTA: Esta receita de alimentos baseia-se no estoque Bloomington receita center 18. mudanças importantesincluem a quantidade de levedura para optimizar o valor nutritivo dos alimentos aumentou como avaliado pela temporização de vagar fase (entre 112-120 horas após a recolha de ovos a 25 ° C). Embora tenhamos encontrado esta receita ideal para a saúde e desenvolvimento da nossa larvas experimental, qualquer receita comida é dada calibração aceitável com controlos positivos e negativos, cujos exemplos estão listados na etapa 3.10. <ol><li> Meça 1.600 ml de água destilada. </li><li> Misturar 134 g de farinha de milho, 10,6 g de Drosophila Agar de Tipo II, e uma parte da água (~ 500 ml) numa proveta de 1 L. Misturar durante 2 minutos com um misturador da mão motorizado. </li><li> Misturar 70 g vivo de levedura activa seca, 18,4 g de farinha de soja, 84,8 g de extracto de malte, e uma parte da água (~ 500 ml) em 1 L de outra proveta. Misturar durante 2 minutos com um misturador da mão motorizado. </li><li> Redemoinho cada copo e despeje em um frasco de 4 L. Use água restante para lavar os copos e adicione para o balão. </li><li> Medir 140 ml de xarope de milho claro e adicionar ao frasco, misture agitando. &lt;/ Li&gt; <li> Autoclave durante 50 min a 121 ° C (250 ° F) no ambiente líquido. </li><li> Após autoclavagem, despeje comida em um 4 L copo e deixe esfriar. Ajudar o processo de resfriamento através de mistura com um misturador da mão motorizado. </li><li> Depois do arrefecimento do balão suficiente para tocar, adicionar 8,8 ml de ácido propiônico e 16,8 ml de solução de agente / etanol Drosophila anti-fúngicos. Misture bem. (Adicione solução de agente de Drosophila anti-fúngicos, adicionando 380 g Drosophila agente anti-fúngico a 1 L 200 etanol de prova e mexendo em uma placa quente até dissolver, certificando-se a solução não exceda 70 ºC.) </li><li> Pour alimentos em frascos até que o alimento é de aproximadamente 1 polegada de profundidade e deixa-se arrefecer à TA, durante 2-3 h. Ligue frascos e armazenar em uma incubadora a 25 ºC. Use dentro de uma semana. </li></ol></li><li> Mergulhar uma espátula várias vezes para a camada de topo do frasco de alimento a nota. Isso vai ajudar as larvas de toca e alimentar. </li><li> 22-24 horas após a coleta de ovos temended, use um pincel pequeno para recolher 50 primeiro instar larvas (L1) do mesmo tamanho aproximado. Coloque as larvas no alimento experimental. Limpe o pincel em um laboratório de limpeza e garantir que não há nenhuma larva restante no pincel antes de continuar para outro genótipo. </li><li> Coloque frasco de larvas numa incubadora a 25 ° C e deixa-se desenvolver. </li></ol> 3. Determinar os níveis de gordura em larvas <ol><li> Preparar soluções. <ol><li> Prepare 1 L de 10x estoque PBS. <ol><li> Adicionar 80 g de NaCl, 2 g de KCl, 14,4 g de Na 2 HPO 4, e 2,4 g de KH 2 PO 4 a 800 ml de água num copo de 2 L contendo uma barra de agitação. Mexa com nenhum calor até que todos os sais são incorporados. Traga o pH a 7,4. Aumenta o volume a 1 litro com água. </li></ol></li><li> Preparar 2 L de PBS 1x. Adicionar 200 ml de solução 10x estoque PBS a 1.800 ml de água. </li><li> Utilize este estoque de 1x PBS para fazer 20% w / v de sacarose. </li></ol></li><li> Retire o frasco de larvas doincubadora uma vez lá são 20 - 40 larvas andando até as laterais do frasco (geralmente no quinto dia após a coleções de ovos). Gravar a data e o tempo do ensaio, bem como o número de larvas errante. </li><li> Preparar a solução experimental por adição de 11,5 ml de PBS e 9 ml de sacarose a 20% a um tubo de 50 ml. </li><li> Adicionar 20% de sacarose para o frasco até que seja 0,5-1 polegada a partir do topo do frasco. </li><li> Use uma espátula para mexa delicadamente até a camada superior de alimento para as larvas livres que ainda estão escavando no alimento. Todas as larvas vão subir até a superfície da solução de sacarose. </li><li> Utilize uma pinça para gentilmente transferir as larvas para a concentração inicial de sacarose a partir do passo 3.3. </li><li> Usar uma espátula para agitar suavemente as larvas nesta solução. </li><li> Tapar o tubo cónico e upend várias vezes para misturar bem a solução. </li><li> Destape o tubo cônico e agite para criar um vórtice suave. </li><li> Permitir que as larvas de resolver, ou flutuar para o topo a solução ou SiNKing para a parte inferior. Espere 2-5 min para as larvas para resolver. NOTA: Se ainda houver larvas que são definitivamente não quer flutuar ou afundar, escolher uma linha para usar como ponto de corte para rotular as larvas ou como um floater ou uma chumbada. Aplicar este mesmo critério a todos os genótipos. Usamos o ângulo na parte inferior do tubo cónico como a fronteira. ADP ou SIR2 17 larvas mutante pode ser utilizado como um controlo positivo e 19 LSD2 mutantes pode ser usado como um controlo negativo para a calibração do ensaio. </li><li> Grave o número de larvas flutuante e a concentração específica testada. </li><li> Adicionar 1 ml de sacarose a 20% à solução experimental para aumentar a sua densidade. </li><li> Repita os passos 3,7-3,10. Grave o número de larvas flutuante e esta nova concentração. </li><li> Continuar passos 3.12 e 3.13 até, pelo menos, 95% das larvas são flutuante. </li><li> Use uma pinça para recolher todas as larvas em um prato dissecção preenchido com PBS. </li><li> Obslarvas Erve sob um microscópio e nota se houver qualquer pequena larva, pré-pupa, pupa, ou quaisquer outras diferenças entre genótipos. NOTA: O ideal é que todas as larvas devem aparecer homogênea e, ao mesmo estágio de desenvolvimento. Nós só temos observado medições de gordura consistentes nestas condições. </li><li> Registe o número total de larvas. </li><li> Utilizando uma pinça, transferir 10 larvas para um laboratório limpe para secar. Rotular um tubo de microcentrífuga e colocar 10 larvas no tubo. </li><li> Flash congelar as larvas em nitrogénio líquido. Armazenar o tubo à temperatura de -20 ºC. </li></ol>

<ol><li>Bier, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila%2C+the+golden+bug%2C+emerges+as+a+tool+for+human+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics.</a> Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).</li>
<li>Liu, Z., Huang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid+metabolism+in+Drosophila+development+and+disease+Using+Drosophila+System+to+Study+Lipid+Metabolism+Lipids+Function+in+Drosophila+Early+Development%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biochim+Biophys+Sin%22%5BJournal%5D)">Lipid metabolism in Drosophila development and disease Using Drosophila System to Study Lipid Metabolism Lipids Function in Drosophila Early Development.</a> Acta Biochim Biophys Sin. 45 (1), 44-50 (2013).</li>
<li>Ruden, D. M., Lu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+conservation+of+metabolism+explains+howDrosophila+nutrigenomics+can+help+us+understand+human+nutrigenomics%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Nutr%22%5BJournal%5D)">Evolutionary conservation of metabolism explains howDrosophila nutrigenomics can help us understand human nutrigenomics.</a> Genes Nutr. 1 (2), 75-84 (2006).</li>
<li>Wolf, M. J., Rockman, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila%2C+genetic+screens%2C+and+cardiac+function%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Res%22%5BJournal%5D)">Drosophila, genetic screens, and cardiac function.</a> Circ. Res. 109, 794-806 (2011).</li>
<li>Trinh, I., Boulianne, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+obesity+and+its+associated+disorders+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%29%22%5BJournal%5D)">Modeling obesity and its associated disorders in Drosophila.</a> Physiology (Bethesda). 28 (2), 117-124 (2013).</li>
<li>Azeez, O. I., Meintjes, R., Chamunorwa, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fat+body%2C+fat+pad+and+adipose+tissues+in+invertebrates+and+vertebrates%3A+the+nexus%5BTitle%5D)+AND+%22Lipids+Health+Dis%22%5BJournal%5D)">Fat body, fat pad and adipose tissues in invertebrates and vertebrates: the nexus.</a> Lipids Health Dis. 13, 71(2014).</li>
<li>Dourlen, P., Sujkowski, A., Wessells, R., Mollereau, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fatty+acid+transport+proteins+in+disease%3A+New+insights+from+invertebrate+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Lipid+Res%22%5BJournal%5D)">Fatty acid transport proteins in disease: New insights from invertebrate models.</a> Prog. Lipid Res. 60, 30-40 (2015).</li>
<li>Hildebrandt, A., Bickmeyer, I., Kühnlein, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliable+Drosophila+body+fat+quantification+by+a+coupled+colorimetric+assay%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Reliable Drosophila body fat quantification by a coupled colorimetric assay.</a> PLoS One. 6 (9), e23796(2011).</li>
<li>Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+studying+metabolism+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Methods for studying metabolism in Drosophila.</a> Methods. 68, 105-115 (2014).</li>
<li>Al-Anzi, B., Zinn, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorimetric+measurement+of+triglycerides+cannot+provide+an+accurate+measure+of+stored+fat+content+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Colorimetric measurement of triglycerides cannot provide an accurate measure of stored fat content in Drosophila.</a> PLoS One. 5 (8), e12353(2010).</li>
<li>Thanh, N. T. K., Stevenson, G., Obatoml, D., Bach, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+Lipids+in+Animal+Tissues+by+High-Performance+Thin-Layer+Chromatography+with+Densitometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Planar+Chromatogr%22%5BJournal%5D)">Determination of Lipids in Animal Tissues by High-Performance Thin-Layer Chromatography with Densitometry.</a> J. Planar Chromatogr. 13, 375-381 (2000).</li>
<li>Borrull, A., Lopez-Martinez, G., Poblet, M., Cordero-Otero, R., Rozes, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+the+separation+and+quantification+of+neutral+lipid+species+using+GC-MS%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Lipid+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">A simple method for the separation and quantification of neutral lipid species using GC-MS.</a> Eur. J. Lipid Sci. Technol. 117, 274-280 (2015).</li>
<li>Shui, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+one+step+analysis+of+cellular+lipidomes+using+liquid+chromatography+coupled+with+mass+spectrometry%3A+application+to+Saccharomyces+cerevisiae+and+Schizosaccharomyces+pombe+lipidomics%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biosyst%22%5BJournal%5D)">Toward one step analysis of cellular lipidomes using liquid chromatography coupled with mass spectrometry: application to Saccharomyces cerevisiae and Schizosaccharomyces pombe lipidomics.</a> Mol. Biosyst. 6, 1008-1017 (2010).</li>
<li>Farvid, M. S., Ng, T. W. K., Chan, D. C., Barrett, P. H. R., Watts, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+adiponectin+and+resistin+with+adipose+tissue+compartments%2C+insulin+resistance+and+dyslipidaemia%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes.+Obes.+Metab%22%5BJournal%5D)">Association of adiponectin and resistin with adipose tissue compartments, insulin resistance and dyslipidaemia.</a> Diabetes. Obes. Metab. 7 (4), 406-413 (2005).</li>
<li>Urbanchek, M. G., Picken, E. B., Kalliainen, L. K., Kuzon, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+force+deficit+in+skeletal+muscles+of+old+rats+is+partially+explained+by+the+existence+of+denervated+muscle+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gerontol.+A.+Biol.+Sci.+Med.+Sci%22%5BJournal%5D)">Specific force deficit in skeletal muscles of old rats is partially explained by the existence of denervated muscle fibers.</a> J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 56A (5), B191-B197 (2001).</li>
<li>Mosher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+between+Drosophila+Arc1+and+a+specific+population+of+brain+neurons+regulates+organismal+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Coordination between Drosophila Arc1 and a specific population of brain neurons regulates organismal fat.</a> Dev. Biol. 405 (2), 280-290 (2015).</li>
<li>Reis, T., van Gilst, M. R., Hariharan, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+buoyancy-based+screen+of+drosophila+larvae+for+fat-+storage+mutants+reveals+a+role+for+Sir2+in+coupling+fat+Storage+to+Nutrient+Availability%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">A buoyancy-based screen of drosophila larvae for fat- storage mutants reveals a role for Sir2 in coupling fat Storage to Nutrient Availability.</a> PLoS Genet. 6 (11), e1001206(2010).</li>
<li>Current Bloomington Recipe for Drosophila Medium. , Bloomington Drosophila Stock Center at Indiana University. Available from:
 <a target="_blank" href="http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/bloomfood.htm">http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/bloomfood.htm</a> (2014).</li>
<li>Teixeira, L., Rabouille, C., Rørth, P., Ephrussi, A., Vanzo, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Perilipin%2FADRP+homologue+Lsd2+regulates+lipid+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Mech.+Dev%22%5BJournal%5D)">Drosophila Perilipin/ADRP homologue Lsd2 regulates lipid metabolism.</a> Mech. Dev. 120 (9), 1071-1081 (2003).</li>
<li>Perez, C. L., Van Gilst, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+13C+Isotope+Labeling+Strategy+Reveals+the+Influence+of+Insulin+Signaling+on+Lipogenesis+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metab%22%5BJournal%5D)">A 13C Isotope Labeling Strategy Reveals the Influence of Insulin Signaling on Lipogenesis in C. elegans.</a> Cell Metab. 8, 266-274 (2008).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Há uma grande variedade de técnicas que têm sido desenvolvidos para medir os níveis de lípidos 8-10. No entanto, cada um destes métodos é fornecido com alguns dos principais inconvenientes que são resolvidos pelo ensaio baseado em flutuabilidade descrito acima. Em primeiro lugar, este ensaio é extremamente rápida. O teste de um gradiente de concentração total não leva mais de 30 - 60 min. Esta é uma grande melhoria sobre a maioria das técnicas correntemente em uso. Por exemplo, a quantif...

Drosophila melanogaster tem sido usado por mais de um século no estudo da genética e outras questões biológicas básicas. Nas últimas décadas, tem-se tornado claro que a Drosophila é uma ferramenta poderosa para o estudo de muitas doenças humanas. Como 70 - 80% de genes associados a doenças humanas têm uma mosca ortólogo identificado 1-4, um sistema de Drosophila fornece ainda traduzível simplificado em que para estudar doenças complexas. Metabolismo, em particular, beneficiou de tal estudo. Não só são os genética do metabolismo bem conservadas entre moscas e seres humanos, mas os órgãos e tipos de células relevantes são também muito semelhantes 2,5. Por exemplo, o corpo de gordura das lojas da mosca ambos triacilglicerídeos (TAG) e de glicogênio, funções análogas às realizadas no fígado de mamíferos e adiposo branco tecido 6. Usando Drosophila como modelo para a obesidade humana melhorou muito a nossa compreensão dos lípidosmetabolismo e a genética da obesidade 7. A fase larval de desenvolvimento é particularmente útil para o estudo da segregação de nutrientes para o armazenamento ou utilização, uma vez que é dedicado a alimentação e o armazenamento de energia para ser usado durante pupariation. Atualmente, existem muitos métodos quantitativos diferentes de determinar os níveis de armazenamento de gordura em Drosophila. O método mais amplamente utilizado é o ensaio colorimétrico acoplado (CCA) 8,9. CCA foi desenvolvido para determinar os níveis no soro humano TAG e opera-se na premissa de que o glicerol libertado a partir da espinha dorsal de triglicéridos vai passar por várias reacções, resultando numa reacção de acoplamento de redox gerar um produto colorido. Absorbância de comprimentos de onda específicos da luz é então medido para determinar a quantidade inicial de glicerol presente. No entanto, o glicerol pode também ser libertada da mono e diacilglicï¿½idos além de TAG e, portanto, pode não ser uma medida precisa da stored gordura corporal 9. Além disso, o pigmento do olho de moscas adultas esmagadas podem interferir com algumas leituras de absorbância e complicar resultados 9,10. Portanto, a CCA deve ser acompanhado e validado por cromatografia em camada fina (TLC), que permite a separação da maior parte das famílias de lípidos que podem ser quantificados por densitometria 10,11. Contudo, algumas classes de lípidos como os esteróis não podem ser analisadas e deve ser quantificado de forma diferente 12. Espectrometria de massa (MS) é uma maneira precisa para quantificar todas as classes principais de lípidos celulares 12,13. No entanto, os processos de extracção de lípidos necessários para analisar por MS são tanto demorado (mais levando quase completo de um dia) e dispendioso. Aqui apresentamos um método alternativo para determinar rápida e barata níveis do organismo de gordura nas larvas L3 de Drosophila melanogaster. O método apresentado a seguir explora a diferença de densidade entre o tecido gordo e de tecido magro. fa MammalianT tecido tem uma densidade de aproximadamente 0,9 g / mL, enquanto 14 músculo esquelético como uma densidade de 1,06 g / mL de 15. Esta diferença significa que os animais com lojas mais elevados de gordura terá densidade mais baixa do que os animais com lojas mais baixos de gordura, o que permitirá que eles flutuem melhor numa solução de densidade fixa. Esta propriedade permite a triagem extremamente rápido de um grande número de animais, enquanto sendo tanto barato e não-invasiva. Análise à base de flutuabilidade foi usado tanto para confirmar os fenótipos de alterar reguladores conhecidos de níveis de gordura, bem como para identificar novos reguladores genéticos neurológicos e da obesidade 16,17.

<table><tbody><tr><td>Bacto Agar</td><td>VWR</td><td>214030</td><td></td></tr><tr><td>Welch's Original 100% Suco de Uva</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sacarose</td><td>Fisher</td><td>S512</td><td></td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Genesee Scientific</td><td>20-259</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td></td><td></td><td>200 prova</td></tr><tr><td>Levedura de padeiro</td><td>Fleichmann's</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yellow Farinha de Milho</td><td>Quaker</td><td></td><td>Enriquecida Degerminada</td></tr><tr><td>Drosophila Agar Tipo II</td><td>Apex</td><td>66-104</td><td></td></tr><tr><td>Farinha de Soja</td><td>ADM Specialty Ingredients</td><td>062-100</td><td></td></tr><tr><td>Extrato de Malte</td><td>Breiss</td><td>5748</td><td></td></tr> Light <tr><td>Xarope de Milho</td><td>Karo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ácido Propiônico</td><td>VWR</td><td>U330-09</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de sódio</td><td>Fisher</td><td>50147491</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de potássio monobásico</td><td>Sigma</td><td>P5655-100G</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de sódio anidro</td><td>Fisher</td><td>S3933</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de potássio</td><td>Fisher</td><td>P330-500</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri de 35 x 10 mm</td><td>Fisher</td><td>08-757-100A</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Cônico</td><td>Fisher</td><td>50-869-569</td><td></td></tr></tbody></table>

um método baseado em flutuabilidade da determinação dos níveis de gordura no<em&gt; drosophila</em

A Buoyancy-based Method of Determining Fat Levels in Drosophila

Drosophila melanogaster é um sistema experimental chave no estudo da regulação da gordura. Atualmente, existem inúmeras técnicas para medir os níveis de gordura armazenada em Drosophila, mas a maioria é cara e / ou trabalhosa e tem limitações claras. Aqui, apresentamos um método para determinar de forma rápida e barata os níveis de gordura do organismo em larvas de Drosophila L3. A técnica baseia-se nas diferenças de densidade entre tecidos gordurosos e magros e permite a detecção rápida de fenótipos gordurosos e magros. Verificamos a acurácia desse método por comparação com o percentual de gordura corporal determinado por extração lipídica neutra e cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas (GCMS). Além disso, descrevemos protocolos detalhados para a coleta e sincronização de larvas, bem como receitas experimentais relevantes. A técnica apresentada abaixo supera as principais deficiências nos métodos de quantificação de lipídios mais amplamente utilizados e fornece uma maneira poderosa de rastrear larvas L3 de forma rápida e sensível para fenótipos de regulação de gordura, mantendo a integridade das larvas. Este ensaio tem amplas aplicações para o estudo do metabolismo e regulação da gordura usando Drosophila.

A Figura 1 representa um exemplo de como o ensaio baseado em flutuabilidade pode detectar ambas as lojas mais elevados e mais baixos de gordura em larvas geneticamente manipuladas. A Figura 1A mostra que a excitação ou silenciamento de um certo subconjunto de neurónios (E347) no cérebro das larvas induz menor teor em gordura e maior lojas, respectivamente. O mesmo fundo genético de controlo foi utilizado em ambos os casos. A Figura 1B mo...

Aqui apresentamos um método para medir os níveis de gordura organismais no terceiro estádio (L3) fase larval de Drosophila melanogaster. Este método explora a relativamente baixa densidade de tecido adiposo para diferenciar entre as larvas com reservas de gordura alterados. A análise à base de empuxo é uma valiosa ferramenta para a triagem rápida, reprodutível e econômico.

Um método baseado em flutuabilidade da determinação dos níveis de gordura no<em&gt; Drosophila</em

Drosophila melanogaster is a key experimental system in the study of fat regulation. Numerous techniques currently exist to measure levels of stored fat ...

O objetivo geral deste ensaio é determinar quaisquer alterações nos níveis de armazenamento de gordura que possam ser causadas por uma mudança na genética, na dieta ou em um tratamento. Esses métodos podem ajudar a responder perguntas fundamentais na área do metabolismo, como as contribuições genéticas ou neuronais para a predisposição à obesidade. A principal vantagem dessa técnica é que ela é rápida, econômica e altamente reprodutível em comparação com outros métodos atualmente utilizados.Indivíduos novos neste método ou com pouca experiência no manuseio de larvas em estágio errante podem ter dificuldades com este protocolo, pois a linha do tempo de desenvolvimento de diferentes genótipos pode ser altamente variável. Para iniciar este procedimento, adicione uma pequena porção de pasta de levedura ao centro de uma placa com grade. Alise as bordas irregulares com uma espátula.Em seguida, transfira as moscas de interesse para uma câmara de coleta de ovos e coloque a placa gradeada com pasta de levedura por cima, voltada para dentro. Em seguida, fixe a placa gradeada à câmara de coleta de ovos com fita adesiva para evitar que caia. Certifique-se de anotar as informações importantes sobre genótipo e data na parte inferior da placa gradeada.Posteriormente, vire o compartimento de coleta de ovos de cabeça para baixo para permitir que as moscas depositem ovos na placa com grade. Em seguida, cubra o compartimento de coleta de ovos com uma caixa aberta e coloque o compartimento coberto no incubador a 25 graus celsius por quatro a seis horas, para permitir que as moscas depositem os ovos. Quando concluído, retire a placa com grade do compartimento de coleta de ovos e devolva as moscas ao seu frasco original de alimento.Use uma espátula para remover qualquer excesso de pasta de levedura da placa de grade. Posteriormente, armazene a placa de grade em uma placa de Petri maior, em um incubador umidificado a 25 graus celsius, por 24 horas. Neste procedimento, faça ranhuras na camada superior do alimento inserindo a espátula várias vezes, permitindo que as larvas se enterrem e se alimentem.22 a 24 horas após a coleta dos ovos, use um pincel pequeno para coletar 50 larvas de primeiro estágio com tamanho aproximadamente semelhante e coloque-as no frasco com alimento experimental. É muito importante selecionar e transferir larvas de tamanho aproximadamente igual para o alimento experimental. Isso garantirá uma coordenação precisa do desenvolvimento larval.Em seguida, limpe o pincel com um lenço de laboratório e certifique-se de que não haja larvas remanescentes no pincel antes de prosseguir para outro genótipo. Depois disso, coloque o frasco com as larvas em uma incubadora a 25 graus celsius e permita que se desenvolvam. Retire o frasco com as larvas da incubadora quando houver de 20 a 40 larvas subindo pelas paredes do frasco.Registre a data e a hora do ensaio, bem como o número de larvas errantes. Em seguida, prepare a solução experimental adicionando 11,5 mililitros de PBS e nove mililitros de sacarose a 20% em um tubo cônico de 50 mililitros. Adicione sacarose a 20% ao frasco até que atinja um centímetro do topo do frasco.Use uma espátula para misturar suavemente a camada superior do alimento, soltando as larvas que ainda estão se enterrando nela. Todas as larvas subirão à superfície da solução de sacarose. Em seguida, transfira cuidadosamente as larvas para a solução inicial de sacarose e misture-as suavemente.Ao transferir as larvas para a solução experimental, tenha cuidado para não comprimir ou perfurar as larvas. Isso pode alterar os resultados do ensaio. Tampe o tubo cônico e vire-o de cabeça para baixo várias vezes para misturar completamente a solução.Em seguida, remova a tampa do tubo cônico e gire suavemente para criar um vórtice suave. Aguarde de dois a cinco minutos para que as larvas sedimentem, flutuando até a superfície da solução ou afundando até o fundo. Registre o número de larvas flutuantes e a concentração específica de sacarose testada.Em seguida, adicione um mililitro de sacarose a 20% à solução experimental para aumentar sua densidade. Posteriormente, use uma espátula para mexer suavemente as larvas. Após isso, tampe o tubo cônico e vire-o de cabeça para baixo várias vezes para misturar completamente a solução.Em seguida, remova a tampa do tubo cônico e gire suavemente para criar um vórtice suave. Registre o número de larvas flutuantes e a nova concentração. Continue este processo até que pelo menos 95% das larvas estejam flutuando.Adicione 20% de sacarose ao tubo cônico até que atinja um centímetro da borda superior. Em seguida, colete todas as larvas em uma placa de dissecação contendo PBS. Examine as larvas ao microscópio em busca de larvas pequenas, pré-pupas, pupas ou quaisquer outras diferenças entre os genótipos para garantir que os procedimentos foram realizados adequadamente.Em seguida, registre o número total de larvas. Depois, transfira 10 larvas para uma toalha de laboratório para secagem. Rotule um tubo de microcentrifugação e coloque as larvas dentro do tubo.Posteriormente, congele rapidamente as larvas em nitrogênio líquido e armazene o tubo a menos 20 graus celsius. É mostrado aqui um exemplo de como o ensaio baseado em flutuabilidade pode detectar tanto maior quanto menor acúmulo de gordura nas larvas geneticamente manipuladas. Esta figura mostra que a excitação ou silenciamento de um determinado subconjunto de neurônios no cérebro larval induz, respectivamente, menor e maior acúmulo de gordura.O mesmo controle de background genético foi utilizado em ambos os casos. A seguir, um exemplo de como esse fenótipo obtido pelo ensaio de densidade é corroborado pela extração de lipídios neutros e quantificação por GCMS. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em até 30 minutos, se adequadamente executada, e pode ser realizada em paralelo com outros genótipos.Ao realizar este procedimento, é importante lembrar-se de sincronizar ao máximo o desenvolvimento das larvas experimentais. Após este procedimento, as larvas podem ser congeladas rapidamente em nitrogênio líquido para serem usadas em outros métodos, como cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas, a fim de obter informações adicionais, como as classes específicas de tipos de lipídios nas larvas. Após seu desenvolvimento, esta técnica abriu caminho para pesquisadores no campo do metabolismo explorarem as contribuições genéticas e/ou neuronais para a obesidade em Drosophila.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar rapidamente a triagem de genótipos para detectar alterações nos níveis de gorduras armazenadas.

a-buoyancy-based-method-of-determining-fat-levels-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Este vídeo demonstra um ensaio para monitorar a acidificação intestinal em moscas Drosophila. Após a ingestão de alimentos suplementados com um corante indicador de pH, a acidificação do lúmen intestinal resulta em uma mudança na cor do corante. A inspeção visual do trato digestivo das moscas para examinar a mudança de cor fornece evidências de acidificação.

Ensaio de Monitoramento da Acidificação Intestinal: Uma Técnica para Estudar a Acidificação do Lúmen Intestinal em Drosophila usando Corante Azul de Bromofenol

Nós apresentamos robustos métodos bioquímicos e microscópicos para...

Bioquímica e Alto Rendimento Avaliação microscópica de massa gorda em<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Aqui nós descrevemos um método para a medição rápida e precisa do desempenho de vôo em Drosophila, permitindo seleção de alto rendimento.

Um método melhorado para rápido e preciso de medição de desempenho em vôo<em&gt; Drosophila</em

Distúrbios metabólicos estão entre uma das doenças mais comuns em humanos. O modelo de organismo geneticamente tratável D. melanogaster pode ser utilizado para identificar novos genes que regulam o metabolismo. Este artigo descreve um método relativamente simples, que permite estudar a taxa metabólica em moscas, medindo a sua produção de CO2.

A medição da taxa metabólica em<em&gt; Drosophila</em&gt; Usando respirometria

O peixe-zebra está emergindo como um modelo valioso de processamento de lipídios na dieta e doenças metabólicas. São descritos protocolos de alimentação de larvas ricas em lipídios, imagens ao vivo de análogos lipídicos fluorescentes da dieta e quantificação da ingestão de alimentos. Essas técnicas podem ser aplicadas a uma variedade de técnicas de triagem, imagem e investigação orientada por hipóteses.

Alto teor de gordura Alimentação Paradigma para larval Zebrafish: Alimentação, Imagens ao vivo, e quantificação da ingestão de alimentos

O ensaio CApillary FEeder (CAFE) é um método simples, econômico e altamente confiável para investigar os mecanismos subjacentes à ingestão de alimentos. Usado com o organismo modelo genético altamente versátil Drosophila melanogaster, ele fornece um meio poderoso de obter novos insights sobre os mecanismos regulatórios da ingestão de alimentos.

O capilar alimentador ensaio mede ingestão alimentar em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Este trabalho apresenta um método para quantificar rápida e precisamente a pigmentação abdominal de Drosophila melanogaster usando a análise de imagem digital. Este método simplifica os procedimentos entre aquisição de fenótipo e análise de dados e inclui montagem de espécimes, aquisição de imagem, extração de valor de pixel e medição de características.

Quantificando pigmentação abdominal em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Esta é uma dieta de alta gordura protocolo para induzir obesidade em Drosophila, um modelo para a compreensão fundamental molecular os mecanismos implicados na lipotoxicity de alimentação. Ele também fornece um ensaio de triacilglicerol alto throughput para medir o acúmulo de gordura em Drosophila e potencialmente outros modelos (insetos) sob diferentes condições de dieta, ambientais, genéticas ou fisiológicas.

Dieta de alta gordura alimentar e ensaio de triacilglicerol alto Throughput em Drosophila Melanogaster.

Aqui são apresentados métodos detalhados para a dissecação e mancha de gotícula lipídica de estenocitos em larvas de Drosophila usando BODIPY 493/503, um corante fluorescente específico da gotícula lipídica.

Cotocação e gota lipídica manchando de enocitos nas larvas de Drosophila

Descrito aqui é um protocolo que permite a quantificação colorimétrica da quantidade de alimentos comidos dentro de um intervalo definido de tempo por larvas de melanogaster Drosophila expostas a dietas de diferentes qualidades macronutrientes. Esses ensaios são conduzidos no contexto de uma tela termogenética neuronal.

Quantificação da ingestão de Macronutrientes em uma Tela Neuronal Termogenética usando Larvas de Drosophila

O presente protocolo descreve a indução de autofagia no corpo adiposo de larvas de Drosophila melanogaster via depleção de nutrientes e analisa as alterações na autofagia utilizando linhagens de moscas transgênicas.

Análise da Autofagia Induzida pela Inanição no Corpo Gorduroso de Larvas de Drosophila melanogaster

Aprenda a medir níveis de gordura em larvas de Drosophila melanogaster usando um método baseado em flutuabilidade. Esta técnica rápida e econômica permite triagem eficiente de alterações no armazenamento de gordura.

Um método baseado em flutuabilidade da determinação dos níveis de gordura no

Explorar mais vídeos