Name: Análise cinemática da Divisão Celular e Expansão: Quantificar a base celular de crescimento e de amostragem de desenvolvimento zonas em Zea mays Folhas (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-02T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Aprenda a quantificar divisão e expansão celular em folhas de Zea mays para estudar biologia do desenvolvimento vegetal. Este método permite mapear processos bioquímicos e fisiológicos em zonas de crescimento específicas.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de doutoramento da Universidade de Antuérpia para VA; uma bolsa de doutoramento do Flamengo Science Foundation (FWO, 11ZI916N) para KS; subvenções de projectos do FWO (G0D0514N); uma bolsa de investigação actividades de investigação concertada (GOA), &quot;A Biologia de Sistemas Abordagem de Folha Morfogênese&quot; do conselho da Universidade de Antuérpia pesquisa; eo Interuniversitário de atração poloneses (IUAP VII / 29, MARS), &quot;Milho e Arabidopsis raízes e parte aérea&quot; do Escritório Belga Federal de Ciência Política (BELSPO) para GTSB Han Asard, Bulelani L. Sizani e Hamada AbdElgawad contribuíram para o vídeo .

NOTA: O protocolo a seguir para análise cinemática é válida apenas para as folhas durante o crescimento em estado estacionário. Tal implica uma taxa de alongamento foliar estável e padrões espaciais de comprimento e expansão celular em uma folha durante um período de vários dias 6. 1. crescimento da planta e Medidas de alongamento foliar Rate (LER) <ol><li> Escolha uma folha em crescimento em estado estacionário e um estágio de desenvolvimento de interesse. NOTA: Há uma diferença entre o crescimento do steady-state e crescimento repetitivo, o que implica padrões espaciais semelhantes nas folhas sucessivas no mesmo eixo. Durante as fases iniciais de crescimento das mudas, folhas sucessivas normalmente crescem cada vez mais rápido devido ao tamanho crescente da zona de crescimento de 7. Embora algumas posições folha superior pode ter um padrão de crescimento semelhante 8, isto é uma fase transitória que podem ser afectados pelos tratamentos sob investigação. Por isso, é importante comparar as linhas e tr<html> eatments estritamente na mesma posição da folha, mesmo que possa ser desenvolvimento em um momento diferente. Mesmo a uma taxa de alongamento constante, o perfil da taxa de crescimento não é necessariamente a mesma em diferentes fases de desenvolvimento. Portanto, é importante analisar as folhas no mesmo estágio de desenvolvimento 8, normalmente definido pelo número de dias após a emergência. </li><li> Para executar uma análise cinemática cheia de crescimento da folha em monocotiledôneas, crescer pelo menos 15 plantas para cada tratamento eo genótipo sob condições controladas em sala de crescimento. </li><li> No momento em que a folha de interesse é exibida (surgimento do verticilo de folhas vizinhas), iniciar a medição do comprimento da folha diariamente com uma régua até que a folha seja totalmente expandida (Figura 1-I). comprimento da folha implica o comprimento a partir do nível do solo para a ponta da folha. Tenha cuidado para não quebrar ou danificar a folha, uma vez que este possa alterar o seu crescimento. </li></ol>re 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54887 / 54887fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1:. Visão esquemática de uma análise cinemática de folhas de milho A folha de interesse é medida com uma régua por três dias consecutivos para calcular o alongamento foliar Rate (LER). Em seguida, a folha é colhida e um segmento de três centímetros é usada para a determinação do tamanho de meristema. Isto é feito através da medição do comprimento desde a base até a figura mitótico mais distal, após coloração com DAPI. (A) Os exemplos de figuras de mitose proliferativa e (B) figuras de mitose formativos. As primeiras onze centímetros da base da folha do outro lado da veia meados são usados ​​para cortar dez segmentos de um centímetro de comprimento para medições de células. Essas medições fornecem a base para a criação do perfil de comprimento celular, que serve para determinar o comprimento maduro de células (l MAT) e o comprimento das células que saem do meristema (l div). o <em&gt; l e LER esteira são utilizados para calcular a taxa de produção de células (P), enquanto que L e L div mer são utilizadas para calcular o número de células no meristema (mer N). Por sua vez, P e N mer são utilizadas para calcular a taxa de divisão celular média (D), que é o inverso da duração do ciclo celular (t c). Setas da mesma cor indicam parâmetros que são usados ​​para calcular o parâmetro a seguir nesses flechas. Barras de escala = 40 uM. Algarismos romanos são usados para se referir a procedimentos experimentais específicos descritos no protocolo. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 2. A colheita <ol><li> Na fase de desenvolvimento de interesse (por exemplo, no terceiro dia após a emergência), escolher pelo menos cinco representante plantes do lote em que a condução da análise cinemática. Continuar a medir o resto das plantas, tal como explicado no passo 1.3 para determinar o comprimento da folha final. </li><li> Corte a parte aérea da planta. Para manter a parte meristematic intacta, corte o mais próximo possível às raízes (Figura 1ii). </li><li> A partir das folhas externas, remover todos deixa-se à folha de interesse delicadamente desenrolando-los um por um. Se necessário, remover alguns milímetros adicionais a partir da base para separar as folhas. Também remover as folhas apicais e pequenas fechados pela folha de interesse (Figura 1iii). </li><li> Cortar um segmento de 3 cm, a partir da base de um lado da veia meio, e armazená-la num tubo de 1,5 ml de teste preenchido com 3: 1 (v: v) de etanol absoluto: uma solução de ácido acético (CUIDADO: usar luvas) a 4 ° C durante 24 horas até vários meses (Figura 1iv). Este segmento será mais tarde utilizada para determinar o comprimento do meristema. </li><li> Deoutro lado da veia, cortar um segmento de 11 centímetros a partir da base (Figura 1 v) e colocá-lo em um tubo de 15 ml cheio com etanol absoluto a 4 ° C durante pelo menos 6 horas para remover pigmentos (Figura 1 VI). NOTA: Mais tarde, usar apenas os primeiros 10 cm para determinar o perfil de comprimento celular (ver Discussão). </li><li> Renovar o etanol absoluto para outra rodada de limpeza a 4 ° C durante pelo menos 24 horas (Figura 1vi). </li><li> Finalmente, a substituição de etanol absoluto com ácido láctico puro (CUIDADO: usar luvas) para a limpeza e armazenagem a 4 ° C durante 24 h ou até à sua utilização (Figura 1vi). </li></ol> 3. das medições de comprimento meristema <ol><li> Preparar um tampão de lavagem contendo 50 mM de cloreto de sódio (NaCl), ácido etilenodiaminotetra-acético 5 mM (EDTA; CUIDADO: usar luvas) e 10 mM de Tris (hidroximetil) aminometano-ácido clorídrico (Tris-HCl; pH 7). </li><li> Leve o segmento de 3 cm do ponto 2.4 e assimak-lo no tampão durante 20 minutos (Figura 1vii). </li><li> Enquanto espera, usar o tampão de lavagem para preparar uma solução de coloração 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindole (DAPI) de 1 ug / ml, mantendo-o em gelo e no escuro. </li><li> Manchar os núcleos através da colocação do segmento de meristema para 2-5 min em solução de coloração DAPI. Trabalhar no gelo e no escuro (Figura 1vii). </li><li> Verifique se há sinal de fluorescência por rapidamente a montagem do segmento em um vidro microscopia e cobrindo-o com uma tampa de vidro. As células epidérmicas deve mostrar fluorescência, enquanto que as camadas de células subjacentes não deveria. </li><li> Se a coloração não é suficiente, colocar o segmento de volta na solução de coloração DAPI durante alguns minutos adicionais. </li><li> Para parar a coloração, montar os segmentos em uma gota de tampão de lavagem em uma lâmina de microscopia e cubra com uma tampa de vidro. </li><li> Usar um microscópio equipado com UV de fluorescência com uma ampliação de 20X, permitindo a visualização de cerca de 1,000 epidermecélulas ao mesmo tempo. Rolar em todo o segmento e procurar números de proliferação de mitose (metáfase, anáfase, telófase e citocinese), mas evitar a divisão celular formativa dos estômatos em desenvolvimento (Figura 1viii) 9. Definir onde a figura mitótico mais distal está localizado. </li><li> Determinar o comprimento do meristema através da medição da distância entre a base da folha e a figura mitótico mais distai epidérmica. Use um software de análise de imagens (por exemplo, ImageJ) para medir o comprimento total do quadro da imagem. <ol><li> Contar o número de quadros que cobrem o comprimento total meristema (a partir da base da folha a figura mitótico mais distal) e multiplicando este número pelo comprimento de um quadro para obter o comprimento meristema completo (Figura 1ix). </li></ol></li></ol> 4. celular Comprimento Perfil <ol><li> Leve o segmento que é armazenado em ácido lático (passo 2.5) e colocá-lo cuidadosamente no banco. Corte a sagacidade segmentosha bisturi em 10 segmentos de aproximadamente 1 cm de cada (Figura 1x). </li><li> Montar os segmentos de folhas sucessivas sobre uma lâmina de microscópio em uma pequena gota de ácido láctico. Certifique-se para enfrentar de forma consistente ou o adaxial ou abaxial para cima. Em princípio, não existe uma preferência para um lado particular. </li><li> Usar um microscópio equipado com contraste de interferência diferencial (DIC) a óptica, para analisar os segmentos, a partir da base da folha. Medida com um software de análise de imagem do comprimento de pelo menos 20 células epidérmicas replicar em ficheiros directamente adjacentes aos ficheiros estomática, a fim de seleccionar de forma consistente o mesmo tipo de célula. <ol><li> Faça isso em posições igualmente espaçadas ao longo de cada um dos segmentos (4 posições por bastam segmento), e certifique-se de anotar a posição correspondente para cada medição em toda a folha (Figura 1xi). </li></ol></li><li> Determinar o comprimento médio de célula a cada mm ao longo do eixo da folha usando um local de polinomial suavização pROCEDIMENTO, implementado em um R-script (Figura 1xii; Documento Suplementar 1). NOTA: O R-script fornece uma série de dados com o aumento da suavização. A quantidade de suavização necessário é um pouco arbitrária e, idealmente, deve apenas remover o ruído local, mas não afeta a curva geral. Certifique-se de usar a mesma quantidade de suavização para todas as amostras dentro de um experimento. </li><li> Calcular a média dos comprimento de célula em cada posição de entre plantas e calcular o erro padrão para criar um perfil de comprimento de célula ao longo do eixo da folha. </li></ol> 5. Cálculos de cinemáticas parâmetros (veja Documento Suplementar 2) <ol><li> Calcular a LER tomando a mudança no comprimento da folha entre os dois pontos de tempo sucessivos (por exemplo, 24 horas, tal como no passo 1.3) e dividindo-a pelo intervalo de tempo. </li><li> Calcular o comprimento da zona de crescimento (G GZ) correspondente à posição distai a partir da base em que as células atingem a 95% do seu ce maduracomprimento LL do perfil de comprimento celular smoothened. <ol><li> Aqui, para cada posição sobre o perfil smoothened comprimento célula 95% da média de todos os comprimentos de células seguintes que a posição (Figura 2). </li><li> Comparar os comprimentos de células smoothened (passo 4.4) com o comprimento de células 95%, calculado em cada posição. A partir da base da folha, a zona de crescimento termina na posição onde o comprimento real da célula é igual a 95% dos seguintes comprimentos de células (Figura 2; ver Dados Suplementar 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54887/54887fig2.jpg" /> Figura 2:. Determinar o final da zona de crescimento do meristema: na posição indicada com um asterisco vermelho, o tamanho real da célula é mais pequeno do que 95% (linha pontilhada vermelho) do tamanho de célula médio de todas as células que se segue nesta posição (sólido vermelho linha). A extremidade da zona de crescimento (G GZ; indicada com abestrela lue) está localizado em que 95% (linha pontilhada azul) do tamanho de célula médio de todas as células que se segue nesta posição (linha azul sólido) é igual ao tamanho real da célula. Divisão zona (D), zona de alongamento (E), e zona madura (M). As setas tracejadas indicam a convergência entre a dimensão local e 95% do tamanho médio sobre a porção distal da folha quando se deslocam a partir das posições basal até a ponta da folha. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="3"><li> Calcular o comprimento da zona de alongamento (L EL) como a diferença entre o comprimento da zona de crescimento (G GZ) e o tamanho do meristema (L mer; determinado no passo 3). </li><li> Calcular o comprimento da célula madura (l MAT) como o comprimento médio de célula na zona madura. </li><li> Divida a LER por l tapete para obter otaxa de produção de células (P). </li><li> Calcular o número de células na zona de alongamento (N EL) como a diferença entre o N e N GZ mer. O número de células do meristema (mer N) é igual ao número total de células localizadas nos intervalos correspondentes ao meristema. O número de células na zona de crescimento (GZ N) é igual ao número cumulativo de células localizadas nos intervalos correspondentes à zona de crescimento. </li><li> Calcula-se a taxa de divisão celular média (D) como mer P / N. A duração do ciclo celular (t c) é igual a ln (2) / D. </li><li> Calcular o tempo na zona de alongamento (t el) dividindo N el por P. O tempo na zona de divisão igual a 2 log (N mer) * T c. O comprimento de células que saem do meristema (l div)é igual ao comprimento da célula a partir do perfil de comprimento smoothened celular no final do meristema. </li><li> Calcular a taxa média de expansão celular (R el) usando seguinte fórmula: ln (l mat) -ln (l div)] / T el. </li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Uma análise cinemática em folhas de milho integral permite a determinação da base celular de crescimento da folha e permite a concepção de estratégias de amostragem eficientes. Embora o protocolo é relativamente simples, alguma cautela é recomendado nas seguintes passos críticos: (1) É importante destacar as, folhas mais jovens fechados (passo 2.3), sem danificar o meristema, uma vez que a determinação comprimento meristema (passo 3) requer a completa meristema de estar presente. Alguma prática de antemão pode ser neces...

Análise de crescimento depende de um conjunto de ferramentas que são comumente usados ​​por cientistas de planta para descrever as diferenças de crescimento genótipo determinado e / ou respostas fenotípicas a fatores ambientais. Eles incluem tamanho e peso medições da planta inteira ou um órgão e cálculos de taxas de crescimento para explorar os mecanismos subjacentes de crescimento. Crescimento dos órgãos é determinada por divisão celular e de expansão ao nível celular. Portanto, incluindo a quantificação desses dois processos no crescimento análises é fundamental para compreender as diferenças no crescimento do órgão inteiro 1. Por conseguinte, é fundamental ter uma metodologia adequada para determinar os parâmetros de crescimento celular que é relativamente fácil de usar por laboratórios não especializados. A análise cinemática já foi estabelecida como uma abordagem fornecendo uma estrutura poderosa para o desenvolvimento de modelos de crescimento de órgãos 2. A técnica foi optimizado para sistemas lineares,tais como raízes e folhas de Arabidopsis thaliana monocotiledóneas, mas também para os sistemas não lineares, tais como folhas dicotiledóneas 3. Hoje em dia, esta metodologia está cada vez mais sendo usado para estudar como genética, hormonal, de desenvolvimento e fatores ambientais influenciam a divisão celular e expansão em vários órgãos (Tabela 1). Além disso, também fornece uma estrutura para conectar processos celulares aos seus regulamentos bioquímicas, moleculares e fisiológicos subjacentes (Tabela 2), embora as limitações podem ser impostas por tamanho do órgão e da organização espacial para técnicas que exigem maiores quantidades de material vegetal (por exemplo, metabólitos medições, proteômica, etc.). Folhas de monocotiledóneas, como o milho (Zea mays) da folha, representam sistemas lineares em que as células se movem a partir da base da folha em direcção a ponta, passando sequencialmente através da zona de meristema e alongamento para atingir a maturidadezona. Isto o torna um sistema modelo ideal para estudos quantitativos dos padrões espaciais de crescimento de 4. Além disso, folhas de milho têm zonas de grande crescimento (meristema e zona de alongamento abrangendo vários centímetros 5) e proporcionar possibilidades para estudos em outros níveis organizacionais. Isto permite a investigação dos mecanismos de regulação (putativos) que controlam a divisão celular e expansão, quantificada por análise cinemática através de uma série de técnicas moleculares, medições fisiológicas e abordagens de biologia celular (Tabela 2). Aqui, nós fornecemos um protocolo para a realização de uma análise cinemática em folhas de monocotiledôneas. Em primeiro lugar, vamos explicar como conduzir uma análise adequada de ambos divisão celular e alongamento celular como uma função da posição ao longo do eixo da folha e como calcular parâmetros cinemáticos. Em segundo lugar, também mostrar como este pode ser usado como uma base para a concepção de amostragem. Aqui, discutimos dois casos: de alta resolução de uma amostragemd focado amostragem, permitindo uma melhor interpretação dos dados e economia de tempo / dinheiro, respectivamente. Tabela 1. Visão Geral de cinemática analisa métodos de quantificação da divisão celular e expansão em vários órgãos. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> órgão </td><td> referência </td></tr><tr><td> folhas monocotiledôneas </td><td> 16, 20, 21, 22 </td></tr><tr><td> dicas de raiz </td><td> 2, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29 </td></tr><tr><td> folhas de dicotiledôneas </td><td> 21, 30, 31 </td></tr><tr><td> atirar meristema apical </td><td> 32 </td></tr></tbody></table> Tabela 1. Visão Geral de cinemática analisa métodos de quantificação da divisão celular e expansão em vários órgãos. Tabela 2. A ligação entre os processos celulares quantificados pela análise cinemática a sua regulação ao nível molecular. As referências a diversos estudos de ligação a quantificação de processos celulares com os resultados de ensaios bioquímicos e moleculares em várias espécies e órgãos. Endotransglucosylase xiloglucano (XET), malondialdeído (MDA), quinases dependentes da ciclina (CDK). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887table2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta tabela.</a>

<table><tbody><tr><td>Utilizamos</td><td></td><td></td><td>vasos com as seguintes medidas, mas podem ser diferentes dependendo do tratamento/estudo: diâmetro do fundo: 11 cm, diâmetro da abertura: 15 cm, altura: 12 cm. Cultivamos uma planta de milho por vaso.</td></tr><tr><td>Substrato de plantio</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>Usamos meio de envasamento (Jiffy, Holanda), mas outros substratos podem ser usados, dependendo do tratamento/estudo.</td></tr><tr><td>Régua</td><td>Any</td><td>Any</td><td>Uma régua de extensão que cubra pelo menos 1,5 metros é necessária para medir o comprimento final das folhas das plantas.</td></tr><tr><td>Sementes</td><td>Qualquer</td><td>NA</td><td>Seeds pode ser encomendada a um criador.</td></tr><tr><td>Bisturi</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>O bisturi é usado durante a colheita de folhas para destacar a folha de interesse de suas folhas circundantes e logo após a colheita para cortar uma amostra adequada para medições de comprimento de célula e comprimento de meristema.&nbsp;</td></tr><tr><td>Tubos de falcão de 15 mL</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>Os tubos de falcão de 15 mL são usados para armazenar amostras usadas para medições de comprimento celular durante a limpeza de amostras com etanol absoluto e ácido lático.</td></tr><tr><td>Tubos Eppendorf</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>Os tubos eppendorf são usados para armazenar amostras usadas para medições de comprimento de meristema em solução de etanol:ácido acético 3:1 (v:v).</td></tr><tr><td>Luvas</td><td>Qualquer</td><td>Luvas</td><td>de látex, que protegem contra reagentes corrosivos.</td></tr><tr><td>Ácido acético</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>CUIDADO: Corrosivo para metais, categoria 1 Corrosão da pele, categorias 1A,1B,1C Lesões oculares graves, categoria 1; Líquidos inflamáveis, categorias 1,2,3</td></tr><tr><td>Etanol absoluto</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>CUIDADO: Perigoso em caso de contato com a pele (irritante), de contato com os olhos (irritante), de inalação. Ligeiramente perigoso em caso de contato com a pele (permeador), de ingestão</td></tr><tr><td>de ácido lático&nbsp; >98%</td><td>Qualquer</td><td>CUIDADO</td><td>: Corrosivo para metais, categoria 1 Corrosão cutânea, categorias 1A,1B,1C Lesões oculares graves, categoria 1</td></tr><tr><td>Cloreto de sódio (NaCl)</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer Ácido</td><td></td></tr><tr><td>etilenodiaminotetracético (EDTA)</td><td>Qualquer</td><td>Qualquer</td><td>CUIDADO: Toxicidade aguda (oral, dérmica, inalatória), categoria 4 Irritação cutânea, categoria 2 Irritação ocular, categoria 2 Sensibilização cutânea, categoria 1 Toxicidade para órgãos-alvo específicos &ndash; Exposição única, categoria 3</td></tr><tr><td>Cloridrato de Tris(hidroximetil)aminometano (Tris-HCl)</td><td>Qualquer</td><td>Este</td><td>material pode ser irritante, o contato com os olhos e a pele deve ser evitado. A inalação de poeira pode ser irritante para o trato respiratório.</td></tr><tr><td>4&prime;,6-Diamidine-2&prime;-fenilindol dicloridrato (DAPI)</td><td>Qualquer</td><td></td><td>sonda de ligação de sulco menor fluorescente permeável a qualquer célula para DNA. Causa irritação na pele. Pode causar uma reação alérgica na pele. Pode causar irritação respiratória.</td></tr><tr><td>Gelo</td><td>Qualquer</td><td>NA</td><td>A solução DAPI deve ser mantida no gelo.</td></tr><tr><td>Microscópio fluorescente</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 da Zeiss ou outro</td><td></td><td>Qualquer microscópio fluorescente pode ser usado para determinar o comprimento do meristema.</td></tr><tr><td>Lâmina microscópica</td><td>Qualquer</td><td>Tampa</td><td></td></tr><tr><td>de vidro</td><td>Qualquer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinça</td><td>Qualquer</td><td>Pinça</td><td>Qualquer pinça é necessária para desdobrar a folha de milho enrolada logo após a colheita, a fim de cortar uma amostra adequada para medições de comprimento de célula e comprimento de meristema.&nbsp;</td></tr><tr><td>Software de análise de imagem</td><td>Axiovision (Release 4.8) da Zeiss</td><td>NA</td><td>O software pode ser baixado em: http://www.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/axiovision.html. Outros softwares, como o ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/), também podem ser usados.</td></tr><tr><td>Microscópio equipado com DIC</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 da Zeiss ou outro</td><td></td><td>Qualquer microscópio, equipado com contraste de interferência diferencial (DIC) pode ser usado para medir o comprimento das células.</td></tr><tr><td>R software de análise estatística</td><td>R Foundation for Statistical Computing</td><td>NA</td><td>Open source; Pode ser baixado em https://www.r-project.org/</td></tr> <tr><td>R script</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Usamos a função de suavização do kernel locpoly do pacote Kern Smooth (Wand MP, Jones MC.&nbsp; Suavização do kernel: Chapman & Hall/CRC (1995)). O script está disponível para Mac e Windows mediante consulta ao autor correspondente.</td></tr></tbody></table>

análise cinemática da divisão celular e expansão: quantificar a base celular de crescimento e de amostragem de desenvolvimento zonas em<em&gt; zea mays</em&gt; folhas

Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

As análises de crescimento são frequentemente usadas na ciência das plantas para investigar genótipos contrastantes e o efeito das condições ambientais. O aspecto celular dessas análises é de importância crucial, porque o crescimento é impulsionado pela divisão celular e alongamento celular. A análise cinemática representa uma metodologia para quantificar esses dois processos. Além disso, essa técnica é fácil de usar em laboratórios não especializados. Aqui, apresentamos um protocolo para a realização de uma análise cinemática em folhas de milho monocotiledôneas (Zea mays). Dois aspectos são apresentados: (1) a quantificação dos parâmetros de divisão e expansão celular e (2) a determinação da localização das zonas de desenvolvimento. Isso pode servir como base para o projeto de amostragem e/ou pode ser útil para a interpretação de dados de medições bioquímicas e moleculares com alta resolução espacial na zona de crescimento foliar. A zona de crescimento das folhas do milho é colhida durante o crescimento em estado estacionário. Folhas individuais são usadas para determinação do comprimento do meristema usando uma coloração DAPI e perfis de comprimento de células usando microscopia DIC. O protocolo é adequado para folhas monocotiledôneas emergidas colhidas durante o crescimento em estado estacionário, com zonas de crescimento abrangendo pelo menos vários centímetros. Para melhorar a compreensão da regulação do crescimento das plantas, os dados sobre crescimento e estudos moleculares devem ser combinados. Portanto, uma vantagem importante da análise cinemática é a possibilidade de correlacionar mudanças no nível molecular a estágios bem definidos do desenvolvimento celular. Além disso, permite uma amostragem mais focada de estágios de desenvolvimento especificados, o que é útil em caso de orçamento ou tempo limitados.

Aqui, mostramos uma comparação entre as plantas bem irrigadas (controle, o conteúdo de água no solo de 54%, (SWC)) e plantas submetidas a condições de seca de stress (seca, 34% SWC) em termos de crescimento da folha. Todas as plantas foram cultivadas numa câmara de crescimento, sob condições controladas (16 h dia / noite de 8 h, 25 ° C / 18 ° C dia / noite, 300-400 μEm -2 seg -1 radiação fotossinteticamente activa (PAR). As condições de seca foram estabelecidos pela...

Quantificar a divisão e expansão celular é de importância crucial para a compreensão do crescimento de toda a planta. Aqui, apresentamos um protocolo para calcular parâmetros celulares que determinam as taxas de crescimento foliar do milho e destacamos o uso desses dados para investigar mecanismos regulatórios de crescimento molecular, direcionando estratégias de amostragem específicas do estágio de desenvolvimento.

Análise cinemática da Divisão Celular e Expansão: Quantificar a base celular de crescimento e de amostragem de desenvolvimento zonas em<em&gt; Zea mays</em&gt; Folhas

Growth analyses are often used in plant science to investigate contrasting genotypes and the effect of environmental conditions. The cellular aspect of ...

Os objetivos gerais desta análise são determinar a base celular do crescimento da folha de milho e utilizar esses dados para investigar mecanismos moleculares reguladores do crescimento, realizando estratégias de amostragem específicas por estágio de desenvolvimento. Este método pode ajudar a responder uma questão fundamental na biologia do desenvolvimento de plantas: como a divisão celular e a expansão celular contribuem para as diferenças no crescimento de órgãos inteiros?Essa abordagem permite a investigação e a mapeamento espacial de processos moleculares bioquímicos e fisiológicos subjacentes ao crescimento de órgãos inteiros da planta. Embora este sistema possa fornecer informações sobre o crescimento da folha de milho, a técnica pode ser utilizada em outros sistemas, incluindo outras espécies de gramíneas e órgãos.A demonstração visual desses métodos é fundamental. As etapas de colheita, biopsia dupla da amostra e medição são difíceis de realizar sem essa demonstração. A demonstração do procedimento será feita por Katrien Sprangers e Viktoriya Avramova.Dois alunos de doutorado do meu laboratório. Para realizar uma análise completa da cinemática do crescimento foliar em monoc

kinematic-analysis-cell-division-expansion-quantifying-cellular-basis

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nós descrevemos um protocolo com lâminas de câmara e de mídia para imobilizar cotilédones de plantas para imagem confocal da epiderme durante vários dias de desenvolvimento, documentação diferenciação estomática. Proteínas fluoróforo com a tag pode ser monitorado de forma dinâmica por expressão e localização subcelular, aumentando a compreensão de seus possíveis papéis durante a divisão celular e diferenciação do tipo de célula.

Longo prazo, de alta resolução de imagem Lapse Confocal Tempo de<em&gt; Cotilédone Arabidopsis</em&gt; Epiderme durante a germinação

Aqui é mostrado como rastrear e quantificar os processos de desenvolvimento em C. elegans. Os métodos apresentados são baseados em ferramentas de código aberto que podem ser facilmente implementadas. É demonstrado como reconstruir modelos 3D de forma celular, como rastrear manualmente estruturas subcelulares e como analisar o fluxo contrátil cortical.

Rastreamento e quantificação processos de desenvolvimento em<em&gt; C. elegans</em&gt; Como usar as ferramentas de código aberto

A mitose é crítica para todos os organismos vivos e os defeitos geralmente levam ao câncer e distúrbios do desenvolvimento. Usando este protocolo de imagem e o peixe-zebra como sistema modelo, os pesquisadores podem visualizar a mitose em um organismo vertebrado vivo e a infinidade de defeitos que surgem quando os processos mitóticos são defeituosos.

Observando mitótico Division e Dinâmica em um embrião de peixe-zebra ao vivo

Muitos genes importantes para o desenvolvimento têm padrões de expressão específicos de células ou tecidos. Este artigo descreve experimentos de LM RNA-seq para identificar genes que são diferencialmente expressos no limite lâmina da folha do milho e em mutantes lg1-R em comparação com o tipo selvagem. As considerações experimentais discutidas aqui se aplicam a análises transcriptômicas de outros fenômenos de desenvolvimento.

Projeto Experimental de Laser Microdissecção RNA-Seq: Lições de uma análise do desenvolvimento foliar do milho

imagem confocal ao vivo fornece biólogos com uma ferramenta poderosa para estudar o desenvolvimento. Aqui, apresentamos um protocolo detalhado para a imagem confocal ao vivo de desenvolver flores Arabidopsis.

Viva Imagem Confocal de Desenvolvimento de Arabidopsis Flores

Apresenta-se aqui uma técnica simples para imagens em tempo real confocal de alta resolução de desenvolvimento de raiz e hipocótilo por até 3 dias utilizando objectivos de elevada abertura numérica e perfluorodecalina como meio de imersão.

Uma câmara simples para a imagem confocal a longo prazo do desenvolvimento da raiz e do hipocótilo

Este protocolo apresenta como viver a imagem e analisar os meristemas apical de tiro de diferentes espécies de plantas usando laser, microscopia confocal.

Confocal ao vivo de imagens de Shoot sub-apical de diferentes espécies de plantas

Aqui descrevemos um protocolo para imagens de células vivas do citoesqueleto de microtúbulos cortical no meristem apical de tiro e monitorando sua resposta às mudanças nas forças físicas.

Imagem celular ao vivo do citoesqueleto microtubulo e manipulação micromecânica da Arabidopsis Shoot Apical Meristem

A clareza óptica é uma grande vantagem para o trabalho biológico e fisiológico celular no peixe-zebra. Métodos robustos para a medição do crescimento celular em animais individuais são descritos que permitem novos insights sobre como o crescimento do músculo esquelético e dos tecidos vizinhos são integrados com o crescimento de todo o corpo.

Medição em tempo real e repetida do crescimento muscular esquelético em peixes-zebra vivos individuais submetidos a atividade elétrica alterada

Os primórdios das folhas de milho são profundamente embainhados e enrolados, tornando-os difíceis de estudar. Aqui, apresentamos métodos para preparar cortes transversais e montagens inteiras de primórdios foliares de milho para fluorescência e imagens confocais.

Métodos aprimorados para preparar seções transversais e montagens inteiras não enroladas de primordia de folhas de milho para fluorescência e imagens confocais

Esse processo utiliza microscopia confocal em conjunto com um núcleo e linha marcadora de cromatina marcados fluorescentemente em Arabidopsis thaliana para registrar simultaneamente a dinâmica do núcleo e da cromatina nas raízes de Arabidopsis e investigar mudanças nessas dinâmicas em resposta a sinais de desenvolvimento e ambientais.

Imagem quantitativa de células vivas da forma nuclear e dinâmica da cromatina durante o desenvolvimento e estresse ambiental na raiz de Arabidopsis thaliana

Aprenda a quantificar divisão e expansão celular em folhas de Zea mays para estudar biologia do desenvolvimento vegetal. Este método permite mapear processos bioquímicos e fisiológicos em zonas de crescimento específicas.

Análise cinemática da Divisão Celular e Expansão: Quantificar a base celular de crescimento e de amostragem de desenvolvimento zonas em Zea mays Folhas (Vídeo) | JoVE Journal

Análise cinemática da Divisão Celular e Expansão: Quantificar a base celular de crescimento e de amostragem de desenvolvimento zonas em

Explorar mais vídeos