Name: Dissecção e Observação de Honey Bee Dorsal navio de Estudos da função cardíaca (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Aprenda a dissecar o vaso dorsal de abelhas para estudar a função cardíaca aplicando agentes cardiomoduladores. Este método simples permite observar alterações na frequência cardíaca e contribui para pesquisas sobre saúde de polinizadores.

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Os autores agradecem aos Drs. Jeffrey Bloomquist e Daniel Swale por seus comentários técnicos e sugestões. Este projeto foi parcialmente financiado pelo Departamento de Entomologia e pela Faculdade de Agricultura e Ciências da Vida da Virginia Tech.

1. Recolha e Preparação de assuntos de teste <ol><li> Coletar o número apropriado de abelhas da colônia. NOTA: O número necessário depende não só do tamanho e escopo do experimento, mas também da habilidade do investigador. Por exemplo, se existem 2 grupos de tratamento com um tamanho de amostra desejada de 10 abelhas em cada grupo, um investigador razoavelmente habilidoso pode recolher pelo menos 30 abelhas para explicar dissecções sem sucesso e acabar com 20 vídeos úteis para marcar. </li><li> Minimizar a quantidade de tempo que passa entre a recolha e dissecção. Nota: Embora as abelhas podem ser alojados no laboratório para os dias anteriores à dissecção, a taxa de sucesso de dissecção (isto é, a probabilidade de manter uma taxa cardíaca estável num vaso dorsal dissecados) foi observada para diminuir em relação à quantidade de tempo que abelhas estão alojados longe da colônia. <ol><li> Fornecer abelhas com uma fonte de água e comida, enquanto alojada no laboratório. para example, no mínimo, proporcionar o acesso a uma 50% de solução de sacarose em água (v / W) (isto é suficiente para durações de menos de 6 horas). Para períodos mais longos, fornecer abelhas acesso ao mel. </li><li> abelhas casa na noite de laboratório a uma temperatura de aproximadamente 32 ° C e 60-80% de umidade relativa para reduzir o estresse e evitar a desidratação. </li></ol></li><li> Antes de dissecação, anestesiar abelhas brevemente para auxiliar no manuseio. NOTA: Isso pode diminuir a taxa de sucesso das dissecções e reduzir a taxa de transferência. <ol><li> Relaxar as abelhas, quer por colocá-los em gelo ou em uma geladeira por apenas o tempo suficiente para reduzir o movimento, a fim de auxiliar no manuseio. </li><li> Alternativamente, expor brevemente abelhas ao CO 2, a fim de auxiliar no manuseio. NOTA: A exposição prolongada ao frio pode reduzir a taxa de sucesso de dissecações. Estendida ou repetida exposição ao CO 2 também pode reduzir a taxa de sucesso de dissecações. </li></ol></li></ol> 2. Dissecçãoda Dorsal da parede abdominal NOTA: As abelhas devem estar vivo no momento da dissecção. <ol><li> Utilizando uma pinça e / ou tesoura de microdissecção, retire as pernas e asas para facilitar a dissecção do abdômen. Manter um pequeno copo ou recipiente semelhante preenchido com água destilada nas proximidades para fins de enxaguamento instrumentos entre dissecações. </li><li> Enquanto restringem a abelha com uma pinça, utilizar a tesoura para cortar microdissecção lateralmente ao longo da parede abdominal dorsal entre as primeira e segunda tergites (ver Figura 1). </li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> Figura 1: Vista dorsal do abdômen abelha. A incisão inicial pode ser feita entre os primeiro e segundo tergites, como indicado pela linha vermelha. Escala da barra = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, clique dela</a>e para ver uma versão maior desta figura. <ol start="3"><li> Enquanto levemente agarrando a borda posterior do segundo tergito com a pinça, cortado longitudinalmente ao longo de cada lado da abelha da incisão inicial para o aguilhão (ver Figura 2). Tenha cuidado ao cortar para evitar a perfuração do trato gastrointestinal. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> Figura 2: Vista lateral do abdômen abelha. Os segundo e terceiro incisões devem ser feitas ao longo de cada lado do abdómen, como indicado pela linha vermelha. Escala da barra = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="4"><li> Trocar a tesoura para um segundo conjunto de pinça fina e utilizá-los para separar cuidadosamente parede abdominal dorsal do resto of abdômen. Suavemente remover o ferrão e qualquer parte do tracto gastrintestinal que se mantém ligado à parede abdominal dorsal. Evitar a ruptura do intestino, como o conteúdo pode revestir a parede abdominal e impedir a visualização do vaso dorsal. </li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> Figura 3: Vista do vaso dorsal. Uma vez que o intestino e ferrão ter sido removida, o vaso dorsal é visível ao longo da linha média da parede abdominal dorsal dissecados. Escala da barra = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="5"><li> Organizar a parede abdominal dorsal na orientação desejada por baixo da câmara de modo que o vaso dorsal é visível (veja a Figura 3). Utilizar a tesoura de microdissecção para aparar qualquer excesso de abdominal parede impede que a visualização do vaso dorsal. A forma da parede abdominal dorsal deve se assemelhar a um copo ou tigela rasa quando bem situado. <ol><li> Uma vez que o vaso dorsal não se estender para o segmento abdominal mais atrás da abelha, remover o tergito final a fim de melhorar a visualização do vaso dorsal. </li></ol></li><li> Utilizando uma micropipeta de volume ajustável, cobrir o vaso dorsal com 10 ml de uma solução isotônica para manter as condições fisiológicas e facilitar uma pulsação constante. NOTA: A solução recomendada é de solução de Ringer força trimestre (0,120 g de cloreto de / L de cálcio, 0,105 g / L de cloreto de potássio, 0,050 g / L de bicarbonato de sódio e 2,250 g / L de cloreto de sódio), o qual foi encontrado para facilitar um estábulo, batimento cardíaco contínuo. </li></ol> 3. Observação e Modulação de Frequência Cardíaca <ol><li> Permitir que o vaso dorsal para repousar até que um batimento cardíaco estável, contínua é alcançada(Geralmente dentro de 300 segundos). NOTA: A pulsação do coração é visualizado como contrações rítmicas do vaso dorsal. Inicialmente, pode não parecem ser batimento cardíaco, especialmente se a abelha foi anestesiado, mas o coração bater normalmente será retomada após o repouso em solução isotónica durante vários minutos, e pode continuar a bater por hora, desde que se mantenha banhadas em solução. </li><li> Medir o ritmo cardíaco em termos do número de batimentos por minuto (BPM). <ol><li> Grave o número de contrações observados durante um período de 60 segundos. Use um contador de contagem de mão e um temporizador para facilitar este processo. </li></ol></li><li> Medir a alteração da frequência cardíaca pelo registro da BPM observados antes e após o tratamento com um composto cardiomodulatory. Nota: Embora o tempo necessário para se observar um efeito sobre a frequência cardíaca pode variar dependendo do composto a ser testado, as mudanças no ritmo cardíaco pode tipicamente ser observado no prazo de minutos. <ol><li> Determinar a frequência cardíaca basal imediatamente antes daa adição de qualquer composto de ensaio. NOTA: frequência cardíaca pós-tratamento geralmente pode ser determinada após 90 a 120 segundos. </li><li> Prepare cardiomodulators potenciais (por exemplo, octopamina) por dissolução do composto na mesma solução isotónica utilizados para banhar o vaso dorsal. </li><li> Adicionar os compostos de teste para a solução envolvente do vaso dorsal utilizando um micropipetter. </li></ol></li><li> Para maior precisão e maior rendimento, faça uma gravação de vídeo de cada assunto de teste e, em seguida, usar os vídeos para marcar frequência cardíaca em um momento posterior. NOTA: Este permite que um único investigador para escalonar dissecações, a fim de facilitar a produção quase contínua de vídeos. Ao gravar vídeos, o comprimento mínimo recomendado é de aproximadamente 240 segundos com qualquer composto de teste que está sendo adicionado à marca dos 60 segundos. Isso garante que o investigador tem uma janela 60 seg para conseguir frequência cardíaca linha de base e, em seguida, uma outra janela 60 seg para conseguir pós-tratamento taxa cardíaca de 120 segdepois do tratamento. </li></ol>

<ol><li>Klowden, M. J. Circulatory Systems. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlowden%2C+MJ+%22Physiological+Systems+in+Insects%2C+3rd+Edition%22">Physiological Systems in Insects, 3rd Edition</a>. , 3rd, 365-413 (2013).</li>
<li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li>
<li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee%2C+Apis-Mellifera%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B-Biochem+Syst+Environ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li>
<li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees%5BTitle%5D)+AND+%22Apidologie%22%5BJournal%5D)">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+%28Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae%29%3A+Acceleration+vs.+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li>
<li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso%2C+Ethanol%2C+Tween-20%2C+Tween-80%2C+and+Emulphor-620%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz%5BTitle%5D)+AND+%22Pestic+Biochem+Phys%22%5BJournal%5D)">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li>
<li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine+in+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li>
<li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B%22%5BJournal%5D)">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

O protocolo apresentado aqui fornece uma abordagem simples e eficaz para testar compostos farmacológicos quanto aos seus efeitos na frequência cardíaca das abelhas. Conforme observado em experimentos anteriores que seccionam o cordão nervoso ventral de um inseto vivo5 ou dissecam o cordão nervoso ventral ao expor o vaso dorsal7, a perda da regulação do sistema nervoso central resulta em um batimento cardíaco estável e de baixa frequência. A baixa frequência dos batimentos permite que o investigador ...

O objetivo geral desta metodologia é permitir que o investigador rapidamente e facilmente observar e quantificar o efeito que um agente farmacológico tem sobre o ritmo cardíaco das abelhas. As abelhas, como outros insectos, tem um sistema circulatório aberto que divulga hemolinfa, o equivalente de insectos de sangue, através da cavidade corporal, conhecido como o hemocelo. A circulação de hemolinfa é essencial para o transporte de nutrientes, factores do sistema imunológico, produtos de resíduos, bem neuro-hormonas e outras moléculas de sinalização 1. A circulação é facilitada pelo vaso dorsal, que se estende ao longo da linha média dorsal de insecto, bem como órgãos acessórios pulsáteis. O vaso dorsal é dividida em duas partes funcionalmente distintas, designou o coração no abdômen e na aorta no tórax e na cabeça. contrações propagadas na hemolinfa bomba do coração em direção ao tórax e cabeça, enquanto órgãos pulsátil acessórias garantir o fluxo de hemolinfa para as extremidades. <pclasse = &quot;jove_content&quot;&gt; função cardíaca insecto pode ser observada usando uma variedade de métodos, dependendo do tamanho, fisiologia fase, ou de vida do insecto. Uma abordagem comum para a observação da frequência cardíaca em larvas ou insetos menores é o uso de imagens intravital 2. Este método é menos útil em abelhas adultas, no entanto, uma vez que pode ser difícil de visualizar claramente o vaso dorsal através da parede abdominal. Uma abordagem estabelecida para gravar a frequência cardíaca em uma variedade de insectos, incluindo abelhas, é o uso de termografia de contacto, que utiliza termistores aplicado ao exterior do insecto para detectar pulsações cardíacas 3,4. A frequência cardíaca em abelhas adultas também foi gravada usando uma técnica eletrofisiológica para medir um sinal de 4,5 impedância elétrica. Esta técnica requer a inserção dos eléctrodos no animal ao lado do coração e a utilização de um conversor de impedância para gravar pulsações 4. Da mesma forma, electrocardiogramas foram usadas para detect sinais elétricos produzidos pelo coração e combinados com gravação de vídeo da abelha para observar mudanças na atividade cardíaca 6. Uma vantagem distinta para estas abordagens é que a frequência cardíaca é avaliada em, uma abelha viva intacta, em vez de em um espécime dissecado, que contribui para garantir a disponibilidade de toda a gama de respostas fisiológicas do sujeito. Os desafios destas abordagens incluem contabilidade para imobilização ou anesthetization do assunto, a necessidade de limitar as variáveis ​​externas e estímulos que podem alterar o ritmo cardíaco, bem como para determinar um método de entrega adequado ao testar agentes farmacológicos. Outra abordagem que tem sido utilizado para estudar a atividade cardíaca abelha é dissecar parcialmente o inseto, a fim de expor o coração, em seguida medir contrações vaso dorsal, utilizando uma força de deslocamento transdutor 7. Neste protocolo, o coração é continuamente banhado com soro fisiológico em execução e co testempounds pode ser dissolvido nesta solução para aplicação sobre o assunto 7. Uma diferença significativa entre este método e os anteriormente descritos é que o cordão nervoso ventral é removido, eliminando o papel que o sistema nervoso central tem mostrado desempenhar na modulação da frequência cardíaca 5. O resultado é que a pulsação da linha de base, o qual geralmente é bastante errático, estabiliza a uma frequência muito mais baixa e a amplitude do que o tipicamente observado em um insecto vivo 5,7. O que todos estes métodos têm em comum é que eles exigem equipamento altamente especializado e, muitas vezes caros, além de um certo nível de perícia, a fim de ser conduzido. Talvez a maior desvantagem é que nenhuma destas abordagens são particularmente bem adequado para experiências que envolvem o teste de um grande número de sujeitos, tais como o rastreio de uma biblioteca de compostos potencialmente cardiomodulatory. A maior força da abordagem aqui descritaé a sua simplicidade. O protocolo é relativamente fácil de dominar, a instalação requer pouco espaço, e apenas uma entrada financeiro mínimo é necessário. O método requer pouco mais de cerca de abelhas, alguns instrumentos cirúrgicos, uma solução isotónica, e quer um microscópio digital ou um microscópio tradicional com uma câmara digital. As abelhas são dissecados para visualizar o vaso dorsal e vídeos digitais são usados ​​para gravar a frequência cardíaca antes e após o tratamento com agentes farmacológicos. Embora a gravação de vídeo não é realmente necessário observar alterações do ritmo cardíaco, ele irá aumentar o rendimento muito (ou seja, o número de indivíduos que podem ser processados em um determinado período de tempo). O investigador pode maximizar a eficiência através da gravação de um grande número de vídeos de uma só vez e depois marcando esses vídeos em um momento mais conveniente. Outra vantagem dessa abordagem é que os vídeos permitem que o investigador de começar de novo, deve o processo de pontuação ser interrompido, e torná-lo mais fácil para o viewer ser cegos para o tratamento, a fim de reduzir o desvio.

<table><tbody><tr><td>Microscópio digital USB Dino-Lite</td> Edge <td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Qualquer microscópio digital ou configuração semelhante será suficiente</td></tr><tr><td>Suporte para microscópio</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Qualquer suporte apropriado para o microscópio digital</td></tr><tr><td>Laptop ou PC</td><td></td><td></td><td>Necessário para microscópio digital</td></tr><tr><td>Tesoura de microdissecação (Vannas, 8 cm, Reta, lâminas de 5 mm)</td><td>Instrumentos de Precisão Mundial</td><td>14003</td><td>Qualquer tesoura semelhante adequada para microdissecação será suficiente</td></tr><tr><td>Pinça de Microdissecação, 10,2 cm, Angular (2 pares)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Qualquer pinça semelhante adequada para microdissecação será suficiente</td></tr><tr><td>Solução de Ringers 1/4 comprimidos de força&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr>Bandeja <td></td><td></td><td>de dissecação</td><td>Qualquer superfície adequada para microdissecação</td></tr><tr><td>Canal único 10 &micro; l pipeta</td><td></td><td></td><td>Qualquer dispositivo capaz de fornecer com precisão 10 &micro; l volume</td></tr><tr><td>Pontas</td><td></td><td></td><td></td>de pipeta</tr><tr><td>Copo pequeno ou recipiente de água</td><td></td><td></td><td>Usado para enxaguar instrumentos entre sujeitos</td></tr><tr><td>Contador de contagem manual</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Qualquer produto similar será suficiente</td></tr><tr><td>Temporizador</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Qualquer produto similar será suficiente</td></tr><tr><td>Água</td><td></td><td></td> <td>deionizadaPreparação da solução de Ringers e instrumentos de enxágue</td></tr></tbody></table>

dissecção e observação de honey bee dorsal navio de estudos da função cardíaca

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

A abelha europeia, Apis mellifera L., é um valioso recurso agrícola e comercial conhecido por produzir mel e fornecer serviços de polinização de culturas, bem como um importante modelo de inseto social usado para estudar memória e aprendizado, envelhecimento e muito mais. Aqui descrevemos um protocolo detalhado para a dissecção da parede abdominal dorsal de uma abelha, a fim de visualizar seu vaso dorsal, que desempenha o papel do coração no inseto. Uma dissecção bem-sucedida exporá um coração funcional que, sob as condições adequadas, pode manter um batimento cardíaco estável por um longo período de tempo. Isso permite que o investigador manipule a frequência cardíaca por meio da aplicação de compostos cardiomoduladores no vaso dorsal. Usando um microscópio digital ou um microscópio equipado com uma câmera digital, o investigador pode fazer gravações de vídeo do vaso dorsal antes e depois do tratamento com compostos de teste. Os vídeos podem então ser pontuados em um momento conveniente para o usuário, a fim de determinar mudanças na frequência cardíaca, bem como mudanças no padrão de batimentos cardíacos, após o tratamento. As vantagens deste protocolo são que ele é relativamente barato de configurar, fácil de aprender, requer pouco espaço ou equipamento e leva muito pouco tempo para ser conduzido.

Uma vez que muitos dos compostos farmacologicamente activos que podem ser testados utilizando este protocolo não são solúveis em água, é necessário ter um solvente fiável que permita que os compostos de teste a ser entregue através da solução isotónica utilizados para banhar o vaso dorsal. Dimetil sulfóxido (DMSO) é um solvente que é comumente utilizado como um veículo para a entrega de drogas e outros compostos experimentais em animais 8, e que tem sido usado com sucesso para...

O vaso dorsal abdominal da abelha e de outros insetos serve como o equivalente funcional do coração dos mamíferos e desempenha um papel importante no transporte de nutrientes, remoção de resíduos, função imunológica e muito mais. Aqui descrevemos um protocolo para a visualização e manipulação farmacológica da frequência cardíaca das abelhas.

Dissecção e Observação de Honey Bee Dorsal navio de Estudos da função cardíaca

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

O objetivo geral deste protocolo é observar alterações na frequência cardíaca das abelhas, resultantes da aplicação direta de agentes cardiomoduladores no vaso dorsal. Este método pode responder a questões-chave sobre a fisiologia dos insetos, especialmente aquelas relacionadas à saúde dos polinizadores. A principal vantagem desta técnica é a sua simplicidade, o que a torna econômica e fácil de executar.Colete o número apropriado de abelhas da colônia. Uma medida prudente seria incluir um excedente de 50% para contabilizar as dissecações fracassadas, que até mesmo investigadores qualificados devem planejar. Forneça às abelhas uma fonte de água e comida enquanto estiverem alojadas no laboratório.Para durações de alojamento inferiores a seis horas, no mínimo forneça acesso a uma solução de sacarose a 50%. Por períodos mais longos, também forneça acesso ao mel. Alojar as abelhas durante a noite a aproximadamente 32 graus Celsius com 60 a 80 por cento de umidade relativa.As abelhas recém-coletadas são mais fáceis de dissecar, portanto, prossiga com a dissecação o mais rápido possível. Antes das dissecações, anestesie as abelhas apenas o suficiente para reduzir seu movimento, expondo-as

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