Name: Dissecção e Observação de Honey Bee Dorsal navio de Estudos da função cardíaca (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Aprenda a dissecar o vaso dorsal de abelhas para estudar a função cardíaca aplicando agentes cardiomoduladores. Este método simples permite observar alterações na frequência cardíaca e contribui para pesquisas sobre saúde de polinizadores.

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Os autores agradecem aos Drs. Jeffrey Bloomquist e Daniel Swale por seus comentários técnicos e sugestões. Este projeto foi parcialmente financiado pelo Departamento de Entomologia e pela Faculdade de Agricultura e Ciências da Vida da Virginia Tech.

1. Recolha e Preparação de assuntos de teste <ol><li> Coletar o número apropriado de abelhas da colônia. NOTA: O número necessário depende não só do tamanho e escopo do experimento, mas também da habilidade do investigador. Por exemplo, se existem 2 grupos de tratamento com um tamanho de amostra desejada de 10 abelhas em cada grupo, um investigador razoavelmente habilidoso pode recolher pelo menos 30 abelhas para explicar dissecções sem sucesso e acabar com 20 vídeos úteis para marcar. </li><li> Minimizar a quantidade de tempo que passa entre a recolha e dissecção. Nota: Embora as abelhas podem ser alojados no laboratório para os dias anteriores à dissecção, a taxa de sucesso de dissecção (isto é, a probabilidade de manter uma taxa cardíaca estável num vaso dorsal dissecados) foi observada para diminuir em relação à quantidade de tempo que abelhas estão alojados longe da colônia. <ol><li> Fornecer abelhas com uma fonte de água e comida, enquanto alojada no laboratório. para example, no mínimo, proporcionar o acesso a uma 50% de solução de sacarose em água (v / W) (isto é suficiente para durações de menos de 6 horas). Para períodos mais longos, fornecer abelhas acesso ao mel. </li><li> abelhas casa na noite de laboratório a uma temperatura de aproximadamente 32 ° C e 60-80% de umidade relativa para reduzir o estresse e evitar a desidratação. </li></ol></li><li> Antes de dissecação, anestesiar abelhas brevemente para auxiliar no manuseio. NOTA: Isso pode diminuir a taxa de sucesso das dissecções e reduzir a taxa de transferência. <ol><li> Relaxar as abelhas, quer por colocá-los em gelo ou em uma geladeira por apenas o tempo suficiente para reduzir o movimento, a fim de auxiliar no manuseio. </li><li> Alternativamente, expor brevemente abelhas ao CO 2, a fim de auxiliar no manuseio. NOTA: A exposição prolongada ao frio pode reduzir a taxa de sucesso de dissecações. Estendida ou repetida exposição ao CO 2 também pode reduzir a taxa de sucesso de dissecações. </li></ol></li></ol> 2. Dissecçãoda Dorsal da parede abdominal NOTA: As abelhas devem estar vivo no momento da dissecção. <ol><li> Utilizando uma pinça e / ou tesoura de microdissecção, retire as pernas e asas para facilitar a dissecção do abdômen. Manter um pequeno copo ou recipiente semelhante preenchido com água destilada nas proximidades para fins de enxaguamento instrumentos entre dissecações. </li><li> Enquanto restringem a abelha com uma pinça, utilizar a tesoura para cortar microdissecção lateralmente ao longo da parede abdominal dorsal entre as primeira e segunda tergites (ver Figura 1). </li></ol><img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> Figura 1: Vista dorsal do abdômen abelha. A incisão inicial pode ser feita entre os primeiro e segundo tergites, como indicado pela linha vermelha. Escala da barra = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, clique dela</a>e para ver uma versão maior desta figura. <ol start="3"><li> Enquanto levemente agarrando a borda posterior do segundo tergito com a pinça, cortado longitudinalmente ao longo de cada lado da abelha da incisão inicial para o aguilhão (ver Figura 2). Tenha cuidado ao cortar para evitar a perfuração do trato gastrointestinal. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> Figura 2: Vista lateral do abdômen abelha. Os segundo e terceiro incisões devem ser feitas ao longo de cada lado do abdómen, como indicado pela linha vermelha. Escala da barra = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="4"><li> Trocar a tesoura para um segundo conjunto de pinça fina e utilizá-los para separar cuidadosamente parede abdominal dorsal do resto of abdômen. Suavemente remover o ferrão e qualquer parte do tracto gastrintestinal que se mantém ligado à parede abdominal dorsal. Evitar a ruptura do intestino, como o conteúdo pode revestir a parede abdominal e impedir a visualização do vaso dorsal. </li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> Figura 3: Vista do vaso dorsal. Uma vez que o intestino e ferrão ter sido removida, o vaso dorsal é visível ao longo da linha média da parede abdominal dorsal dissecados. Escala da barra = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="5"><li> Organizar a parede abdominal dorsal na orientação desejada por baixo da câmara de modo que o vaso dorsal é visível (veja a Figura 3). Utilizar a tesoura de microdissecção para aparar qualquer excesso de abdominal parede impede que a visualização do vaso dorsal. A forma da parede abdominal dorsal deve se assemelhar a um copo ou tigela rasa quando bem situado. <ol><li> Uma vez que o vaso dorsal não se estender para o segmento abdominal mais atrás da abelha, remover o tergito final a fim de melhorar a visualização do vaso dorsal. </li></ol></li><li> Utilizando uma micropipeta de volume ajustável, cobrir o vaso dorsal com 10 ml de uma solução isotônica para manter as condições fisiológicas e facilitar uma pulsação constante. NOTA: A solução recomendada é de solução de Ringer força trimestre (0,120 g de cloreto de / L de cálcio, 0,105 g / L de cloreto de potássio, 0,050 g / L de bicarbonato de sódio e 2,250 g / L de cloreto de sódio), o qual foi encontrado para facilitar um estábulo, batimento cardíaco contínuo. </li></ol> 3. Observação e Modulação de Frequência Cardíaca <ol><li> Permitir que o vaso dorsal para repousar até que um batimento cardíaco estável, contínua é alcançada(Geralmente dentro de 300 segundos). NOTA: A pulsação do coração é visualizado como contrações rítmicas do vaso dorsal. Inicialmente, pode não parecem ser batimento cardíaco, especialmente se a abelha foi anestesiado, mas o coração bater normalmente será retomada após o repouso em solução isotónica durante vários minutos, e pode continuar a bater por hora, desde que se mantenha banhadas em solução. </li><li> Medir o ritmo cardíaco em termos do número de batimentos por minuto (BPM). <ol><li> Grave o número de contrações observados durante um período de 60 segundos. Use um contador de contagem de mão e um temporizador para facilitar este processo. </li></ol></li><li> Medir a alteração da frequência cardíaca pelo registro da BPM observados antes e após o tratamento com um composto cardiomodulatory. Nota: Embora o tempo necessário para se observar um efeito sobre a frequência cardíaca pode variar dependendo do composto a ser testado, as mudanças no ritmo cardíaco pode tipicamente ser observado no prazo de minutos. <ol><li> Determinar a frequência cardíaca basal imediatamente antes daa adição de qualquer composto de ensaio. NOTA: frequência cardíaca pós-tratamento geralmente pode ser determinada após 90 a 120 segundos. </li><li> Prepare cardiomodulators potenciais (por exemplo, octopamina) por dissolução do composto na mesma solução isotónica utilizados para banhar o vaso dorsal. </li><li> Adicionar os compostos de teste para a solução envolvente do vaso dorsal utilizando um micropipetter. </li></ol></li><li> Para maior precisão e maior rendimento, faça uma gravação de vídeo de cada assunto de teste e, em seguida, usar os vídeos para marcar frequência cardíaca em um momento posterior. NOTA: Este permite que um único investigador para escalonar dissecações, a fim de facilitar a produção quase contínua de vídeos. Ao gravar vídeos, o comprimento mínimo recomendado é de aproximadamente 240 segundos com qualquer composto de teste que está sendo adicionado à marca dos 60 segundos. Isso garante que o investigador tem uma janela 60 seg para conseguir frequência cardíaca linha de base e, em seguida, uma outra janela 60 seg para conseguir pós-tratamento taxa cardíaca de 120 segdepois do tratamento. </li></ol>

<ol><li>Klowden, M. J. Circulatory Systems. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlowden%2C+MJ+%22Physiological+Systems+in+Insects%2C+3rd+Edition%22">Physiological Systems in Insects, 3rd Edition</a>. , 3rd, 365-413 (2013).</li>
<li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li>
<li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee%2C+Apis-Mellifera%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B-Biochem+Syst+Environ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li>
<li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees%5BTitle%5D)+AND+%22Apidologie%22%5BJournal%5D)">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+%28Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae%29%3A+Acceleration+vs.+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li>
<li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso%2C+Ethanol%2C+Tween-20%2C+Tween-80%2C+and+Emulphor-620%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz%5BTitle%5D)+AND+%22Pestic+Biochem+Phys%22%5BJournal%5D)">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li>
<li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine+in+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li>
<li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B%22%5BJournal%5D)">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

O protocolo apresentado aqui fornece uma abordagem simples e eficaz para testar compostos farmacológicos quanto aos seus efeitos na frequência cardíaca das abelhas. Conforme observado em experimentos anteriores que seccionam o cordão nervoso ventral de um inseto vivo5 ou dissecam o cordão nervoso ventral ao expor o vaso dorsal7, a perda da regulação do sistema nervoso central resulta em um batimento cardíaco estável e de baixa frequência. A baixa frequência dos batimentos permite que o investigador ...

O objetivo geral desta metodologia é permitir que o investigador rapidamente e facilmente observar e quantificar o efeito que um agente farmacológico tem sobre o ritmo cardíaco das abelhas. As abelhas, como outros insectos, tem um sistema circulatório aberto que divulga hemolinfa, o equivalente de insectos de sangue, através da cavidade corporal, conhecido como o hemocelo. A circulação de hemolinfa é essencial para o transporte de nutrientes, factores do sistema imunológico, produtos de resíduos, bem neuro-hormonas e outras moléculas de sinalização 1. A circulação é facilitada pelo vaso dorsal, que se estende ao longo da linha média dorsal de insecto, bem como órgãos acessórios pulsáteis. O vaso dorsal é dividida em duas partes funcionalmente distintas, designou o coração no abdômen e na aorta no tórax e na cabeça. contrações propagadas na hemolinfa bomba do coração em direção ao tórax e cabeça, enquanto órgãos pulsátil acessórias garantir o fluxo de hemolinfa para as extremidades. <pclasse = &quot;jove_content&quot;&gt; função cardíaca insecto pode ser observada usando uma variedade de métodos, dependendo do tamanho, fisiologia fase, ou de vida do insecto. Uma abordagem comum para a observação da frequência cardíaca em larvas ou insetos menores é o uso de imagens intravital 2. Este método é menos útil em abelhas adultas, no entanto, uma vez que pode ser difícil de visualizar claramente o vaso dorsal através da parede abdominal. Uma abordagem estabelecida para gravar a frequência cardíaca em uma variedade de insectos, incluindo abelhas, é o uso de termografia de contacto, que utiliza termistores aplicado ao exterior do insecto para detectar pulsações cardíacas 3,4. A frequência cardíaca em abelhas adultas também foi gravada usando uma técnica eletrofisiológica para medir um sinal de 4,5 impedância elétrica. Esta técnica requer a inserção dos eléctrodos no animal ao lado do coração e a utilização de um conversor de impedância para gravar pulsações 4. Da mesma forma, electrocardiogramas foram usadas para detect sinais elétricos produzidos pelo coração e combinados com gravação de vídeo da abelha para observar mudanças na atividade cardíaca 6. Uma vantagem distinta para estas abordagens é que a frequência cardíaca é avaliada em, uma abelha viva intacta, em vez de em um espécime dissecado, que contribui para garantir a disponibilidade de toda a gama de respostas fisiológicas do sujeito. Os desafios destas abordagens incluem contabilidade para imobilização ou anesthetization do assunto, a necessidade de limitar as variáveis ​​externas e estímulos que podem alterar o ritmo cardíaco, bem como para determinar um método de entrega adequado ao testar agentes farmacológicos. Outra abordagem que tem sido utilizado para estudar a atividade cardíaca abelha é dissecar parcialmente o inseto, a fim de expor o coração, em seguida medir contrações vaso dorsal, utilizando uma força de deslocamento transdutor 7. Neste protocolo, o coração é continuamente banhado com soro fisiológico em execução e co testempounds pode ser dissolvido nesta solução para aplicação sobre o assunto 7. Uma diferença significativa entre este método e os anteriormente descritos é que o cordão nervoso ventral é removido, eliminando o papel que o sistema nervoso central tem mostrado desempenhar na modulação da frequência cardíaca 5. O resultado é que a pulsação da linha de base, o qual geralmente é bastante errático, estabiliza a uma frequência muito mais baixa e a amplitude do que o tipicamente observado em um insecto vivo 5,7. O que todos estes métodos têm em comum é que eles exigem equipamento altamente especializado e, muitas vezes caros, além de um certo nível de perícia, a fim de ser conduzido. Talvez a maior desvantagem é que nenhuma destas abordagens são particularmente bem adequado para experiências que envolvem o teste de um grande número de sujeitos, tais como o rastreio de uma biblioteca de compostos potencialmente cardiomodulatory. A maior força da abordagem aqui descritaé a sua simplicidade. O protocolo é relativamente fácil de dominar, a instalação requer pouco espaço, e apenas uma entrada financeiro mínimo é necessário. O método requer pouco mais de cerca de abelhas, alguns instrumentos cirúrgicos, uma solução isotónica, e quer um microscópio digital ou um microscópio tradicional com uma câmara digital. As abelhas são dissecados para visualizar o vaso dorsal e vídeos digitais são usados ​​para gravar a frequência cardíaca antes e após o tratamento com agentes farmacológicos. Embora a gravação de vídeo não é realmente necessário observar alterações do ritmo cardíaco, ele irá aumentar o rendimento muito (ou seja, o número de indivíduos que podem ser processados em um determinado período de tempo). O investigador pode maximizar a eficiência através da gravação de um grande número de vídeos de uma só vez e depois marcando esses vídeos em um momento mais conveniente. Outra vantagem dessa abordagem é que os vídeos permitem que o investigador de começar de novo, deve o processo de pontuação ser interrompido, e torná-lo mais fácil para o viewer ser cegos para o tratamento, a fim de reduzir o desvio.

<table><tbody><tr><td>Microscópio digital USB Dino-Lite</td> Edge <td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Qualquer microscópio digital ou configuração semelhante será suficiente</td></tr><tr><td>Suporte para microscópio</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Qualquer suporte apropriado para o microscópio digital</td></tr><tr><td>Laptop ou PC</td><td></td><td></td><td>Necessário para microscópio digital</td></tr><tr><td>Tesoura de microdissecação (Vannas, 8 cm, Reta, lâminas de 5 mm)</td><td>Instrumentos de Precisão Mundial</td><td>14003</td><td>Qualquer tesoura semelhante adequada para microdissecação será suficiente</td></tr><tr><td>Pinça de Microdissecação, 10,2 cm, Angular (2 pares)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Qualquer pinça semelhante adequada para microdissecação será suficiente</td></tr><tr><td>Solução de Ringers 1/4 comprimidos de força&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr>Bandeja <td></td><td></td><td>de dissecação</td><td>Qualquer superfície adequada para microdissecação</td></tr><tr><td>Canal único 10 &micro; l pipeta</td><td></td><td></td><td>Qualquer dispositivo capaz de fornecer com precisão 10 &micro; l volume</td></tr><tr><td>Pontas</td><td></td><td></td><td></td>de pipeta</tr><tr><td>Copo pequeno ou recipiente de água</td><td></td><td></td><td>Usado para enxaguar instrumentos entre sujeitos</td></tr><tr><td>Contador de contagem manual</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Qualquer produto similar será suficiente</td></tr><tr><td>Temporizador</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Qualquer produto similar será suficiente</td></tr><tr><td>Água</td><td></td><td></td> <td>deionizadaPreparação da solução de Ringers e instrumentos de enxágue</td></tr></tbody></table>

dissecção e observação de honey bee dorsal navio de estudos da função cardíaca

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

A abelha europeia, Apis mellifera L., é um valioso recurso agrícola e comercial conhecido por produzir mel e fornecer serviços de polinização de culturas, bem como um importante modelo de inseto social usado para estudar memória e aprendizado, envelhecimento e muito mais. Aqui descrevemos um protocolo detalhado para a dissecção da parede abdominal dorsal de uma abelha, a fim de visualizar seu vaso dorsal, que desempenha o papel do coração no inseto. Uma dissecção bem-sucedida exporá um coração funcional que, sob as condições adequadas, pode manter um batimento cardíaco estável por um longo período de tempo. Isso permite que o investigador manipule a frequência cardíaca por meio da aplicação de compostos cardiomoduladores no vaso dorsal. Usando um microscópio digital ou um microscópio equipado com uma câmera digital, o investigador pode fazer gravações de vídeo do vaso dorsal antes e depois do tratamento com compostos de teste. Os vídeos podem então ser pontuados em um momento conveniente para o usuário, a fim de determinar mudanças na frequência cardíaca, bem como mudanças no padrão de batimentos cardíacos, após o tratamento. As vantagens deste protocolo são que ele é relativamente barato de configurar, fácil de aprender, requer pouco espaço ou equipamento e leva muito pouco tempo para ser conduzido.

Uma vez que muitos dos compostos farmacologicamente activos que podem ser testados utilizando este protocolo não são solúveis em água, é necessário ter um solvente fiável que permita que os compostos de teste a ser entregue através da solução isotónica utilizados para banhar o vaso dorsal. Dimetil sulfóxido (DMSO) é um solvente que é comumente utilizado como um veículo para a entrega de drogas e outros compostos experimentais em animais 8, e que tem sido usado com sucesso para...

O vaso dorsal abdominal da abelha e de outros insetos serve como o equivalente funcional do coração dos mamíferos e desempenha um papel importante no transporte de nutrientes, remoção de resíduos, função imunológica e muito mais. Aqui descrevemos um protocolo para a visualização e manipulação farmacológica da frequência cardíaca das abelhas.

Dissecção e Observação de Honey Bee Dorsal navio de Estudos da função cardíaca

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

O objetivo geral deste protocolo é observar alterações na frequência cardíaca das abelhas, resultantes da aplicação direta de agentes cardiomoduladores no vaso dorsal. Este método pode responder a questões-chave sobre a fisiologia dos insetos, especialmente aquelas relacionadas à saúde dos polinizadores. A principal vantagem desta técnica é a sua simplicidade, o que a torna econômica e fácil de executar.Colete o número apropriado de abelhas da colônia. Uma medida prudente seria incluir um excedente de 50% para contabilizar as dissecações fracassadas, que até mesmo investigadores qualificados devem planejar. Forneça às abelhas uma fonte de água e comida enquanto estiverem alojadas no laboratório.Para durações de alojamento inferiores a seis horas, no mínimo forneça acesso a uma solução de sacarose a 50%. Por períodos mais longos, também forneça acesso ao mel. Alojar as abelhas durante a noite a aproximadamente 32 graus Celsius com 60 a 80 por cento de umidade relativa.As abelhas recém-coletadas são mais fáceis de dissecar, portanto, prossiga com a dissecação o mais rápido possível. Antes das dissecações, anestesie as abelhas apenas o suficiente para reduzir seu movimento, expondo-as brevemente ao dióxido de carbono. A profundidade da anestesia pode dificultar a dissecção, portanto, use o mínimo de gás possível.As abelhas devem estar vivas no momento da dissecação. Para começar, use uma pinça ou tesoura de microdissecção para remover as pernas e asas. Após cada manipulação, enxágue as ferramentas em água destilada.Em seguida, prenda a abelha com uma pinça e use a tesoura para cortar lateralmente ao longo da parede abdominal dorsal, entre o primeiro e o segundo tergitos. Em seguida, segure levemente a borda posterior do segundo tergito com a pinça e corte cuidadosamente longitudinalmente ao longo de cada lado da abelha, desde a incisão inicial até o ferrão. Não perfure o trato digestivo.Em seguida, use uma pinça fina para separar cuidadosamente a parede abdominal dorsal do resto do abdômen. Em seguida, remova suavemente o ferrão e remova cuidadosamente qualquer parte do trato digestivo que permaneça presa à parede abdominal dorsal. Não libere o conteúdo do intestino, pois eles podem obscurecer a visualização do vaso dorsal.Agora remova o turgita final para melhorar a visualização do vaso dorsal. O próximo passo é ajustar o estágio para visualizar o vaso dorsal e aparar qualquer excesso de parede abdominal que impeça sua visão. A forma da parede abdominal dorsal deve se assemelhar a um copo ou tigela rasa quando devidamente situada.Cubra o vaso dorsal com 10 microlitros da solução isotônica recomendada para manter suas condições fisiológicas e remova qualquer membrana remanescente que impeça a visualização do vaso dorsal. A adição da solução isotônica pode fazer com que a membrana frouxa flutue e obscureça a visão do vaso dorsal. Essas peças de membrana podem ser removidas com pinças finas, mas tenha cuidado para evitar danificar o vaso dorsal.Inicialmente, pode parecer que não há batimentos cardíacos, mas em poucos minutos em solução isotônica, o coração geralmente retoma os batimentos. Se mantido banhado em solução, o coração pode continuar batendo por horas. Deixe o vaso dorsal descansar sem ser perturbado até que um batimento cardíaco estável e contínuo seja alcançado.Isso geralmente ocorre em cinco minutos. Meça a frequência cardíaca basal usando um contador de contagem manual ou, para obter mais precisão, faça uma gravação de vídeo do experimento e faça as medições mais tarde. Registre pelo menos um minuto de batimentos cardíacos estáveis antes do primeiro tratamento.Agora, prepare-se para aplicar os potenciais cardiomoduladores, que são idealmente dissolvidos na mesma solução isotônica do banho. Por esse motivo, a solução recomendada contém algum DMSO, o que permite que a maioria dos compostos seja solubilizada. Depois de adicionar um composto de teste, espere pelo menos um minuto antes de medir a mudança na frequência cardíaca.Para obter uma medida precisa da frequência cardíaca, é necessário pelo menos um minuto de dados e vários minutos de dados geralmente são necessários. Uma variedade de soluções isotônicas contendo uma variedade de concentrações de DMSO foram testadas para qualquer efeito na frequência cardíaca. O DMSO de cinco por cento e 10 por cento diminuiu significativamente a frequência cardíaca, enquanto uma solução isotônica de DMSO de um por cento não.Portanto, a solução de um por cento foi usada para experimentos. A octopamina, um demodulador bem caracterizado em invertebrados, foi testada contra o veículo. Concentrações mais altas de octopamina aumentaram significativamente a frequência cardíaca, demonstrando assim a utilidade do ensaio.Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como realizar uma dissecção para visualizar o vaso dorsal, bem como testar os efeitos de potenciais cardiomoduladores na frequência cardíaca das abelhas. Uma vez que essa técnica tenha sido dominada, uma dissecção pode ser concluída em questão de minutos, se realizada corretamente.

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Apresentado aqui é um protocolo para estudar a microcirculação coronária no tecido cardíaco murino vivo por ex vivo monitoramento da pressão e fluxo de perfusão arterial que mantém a pressão, bem como componentes de árvores vasculares, incluindo os leitos capilares e pericitos, já que a artéria septal é canulada e pressurizada.

Medição dinâmica e imagem de capilares, arterioles e pericias em coração de rato

Devido à anatomia complexa, um protocolo de dissecção e colheita consistentemente reprodutível para amostras cardíacas pode ser difícil de implementar. Este manuscrito apresenta os elementos-chave de alguns protocolos padrão de dissecção cardíaca, destacando tanto as abordagens de exame macroscópica quanto os locais de amostragem comumente utilizados para o exame histopatológico.

Técnicas de Dissecção e Amostragem Histológica do Coração em Modelos de Grandes Animais para Doenças Cardiovasculares

O protocolo de corte cardíaco e imagem de fluorescência da Drosophila simplifica o estudo da estrutura e patologias do coração. Essa abordagem envolve seccionamento, coloração e imagem simples, ignorando o conhecimento técnico necessário para a dissecção tradicional. Aumenta a acessibilidade, tornando a Drosophila um modelo mais amplamente utilizável para pesquisas cardíacas dentro da comunidade científica mais ampla.

Método novo e eficiente para coloração de fluorescência cardíaca de Drosophila com crioseccionamento

Aprenda a dissecar o vaso dorsal de abelhas para estudar a função cardíaca aplicando agentes cardiomoduladores. Este método simples permite observar alterações na frequência cardíaca e contribui para pesquisas sobre saúde de polinizadores.

Dissecção e Observação de Honey Bee Dorsal navio de Estudos da função cardíaca

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