Name: In Vivo Tracking of Edema Development and Microvascular Pathology em um Modelo de Malária Cerebral Experimental Usando Ressonância Magnética (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Aprenda a rastrear edema e patologia microvascular em modelo de malária cerebral experimental usando ressonância magnética em camundongos. Esta técnica permite visualizar a progressão da doença e avaliar a eficácia de novas estratégias terapêuticas.

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A assistência técnica especializada de Miriam Reinig é reconhecida com gratidão. AH recebeu financiamento de um salário pós-doutorado da Faculdade de Medicina da Universidade de Heidelberg. O MP é apoiado por um salário memorável da Fundação Else-Kröner-Fresenius. A AKM é destinatária de um salário de licença de maternidade pela Academia DZIF do Centro Alemão de Pesquisa de Infecções (DZIF). JP é o destinatário de um Centro de Pesquisa Heidelberg para Medicina Molecular (HRCMM) Career Development Fellowship. Além disso, agradecemos a Julia M. Sattler e Friedrich Frischknecht pelo fornecimento de um filme exemplar de movimento esporozoítico.

Todos os experimentos com animais relatados neste artigo foram conduzidos de acordo com as diretrizes padrão da Federação para Associações de Ciência Animal de Laboratório (FELASA) e as diretrizes padrão da Sociedade de Ciência Animal de Laboratório (GV-SOLAS) e foram aprovadas pelas autoridades alemãs locais em Karlsruhe (Regierungspräsidium Karlsruhe , Alemanha). Por favor, note que o nível de biossegurança 2 aplica-se ao trabalho de esporozoítas de mosquito e Plasmodium berghei ANKA. 1. Infecção <ol><li> Infecte Anopheles stephensi mosquitos com Plasmodium berghei ANKA alimentando -os por 15 minutos em um mouse gametocitêmico. Mantenha os mosquitos infectados com 80% de umidade e 21 ° C. </li><li> Coletar mosquitos fêmeas de sua gaiola 17 a 22 dias após a refeição de sangue. Coloque-os no gelo para anestesiar-los. </li><li> Usando fórceps, coloque três a quatro mosquitos em um slide de vidro coberto com uma gota de meio RPMI frio. Coloque o slide ao microscópio. </li> &lt;Li&gt; Usando fórceps, estique cuidadosamente o mosquito entre a cabeça e o corpo. Isolar a glândula salivar usando uma seringa e uma agulha. Repita este procedimento com os demais mosquitos. </li><li> Recolher as glândulas salivares da lâmina de vidro, sugando-as com uma pipeta de vidro e recolhê-las em um tubo de centrífuga de 1,5 mL. NOTA: Dependendo das taxas de infecção, geralmente podem ser obtidas 8 000 a 15 000 esporozoítos infecciosos por glândula salivar. </li><li> Por aproximadamente 3 min, esmague as glândulas salivares isoladas dentro do tubo de centrífuga com uma vara pequena e plástica para isolar os esporozoítos do tecido da glândula salivar. </li><li> Centrifugar durante 3 minutos a 1000 xg e 4 ° C para purificar os esporozoítos do tecido restante. </li><li> Pipetar o sobrenadante, que contém os esporozoítos (SPZ), até um novo tubo de centrífuga e contar os esporozoítos purificados em um hemocitômetro Neubauer. </li><li> Ajustar a concentração de esporozoítos purificados para 10 000 / mL adicionando phSolução salina tamponada com osphate. </li><li> Injetar um total de 1.000 esporozoítos (0,1 mL) nas veias da cauda de ratos C57BL / 6 endogâmicos para iniciar a infecção. Para facilitar as injeções, coloque os ratos C57BL / 6 em um dispositivo de retenção e coloque as caudas em água quente (aproximadamente 37 ° C) para auxiliar na visualização das veias da cauda; NOTA: A própria injeção é um procedimento curto que pode ser executado dentro de alguns segundos. </li><li> Uma vez por dia, verifique a parasitemia no estágio sanguíneo em esfregaços sanguíneos a partir do dia 3 após a infecção por SPZ. NOTA: O monitoramento da parasitemia foi previamente visualizado em um artigo JoVE de Mueller et al. 8 </li><li> Avalie os ratos uma vez por dia com a pontuação Rapid Murine Coma e Behavior Scale (RMCBS), a partir do dia 5 após a injeção de esporozoítos. NOTA: Uma descrição detalhada deste procedimento, incluindo uma demonstração de vídeo, foi publicada por Caroll et al. 6 </li><li> AvaliarOs camundongos com imagens de MRI de acordo com o escore do RMCBS e a questão de pesquisa a ser abordada. 6 </li></ol> 2. Configuração de Imagem de Ressonância Magnética <ol><li> Execute a ressonância magnética em um scanner animal pequeno de 9,4T usando um ressonador de volume para transmissão de radiofrequência e uma bobina receptora de superfície de 4 canais com instalação em fase. Ligue o banho de água com temperatura controlada para 42 ° C para manter a temperatura corporal do mouse. </li><li> Induzir anestesia em uma câmara usando 2% de isoflurano e ar comprimido até o mouse não reage mais a uma pitada de dedo do pé. Manter a anestesia em 1-1,5%. </li><li> Coloque um cateter de veia da cauda na veia da cauda do mouse. Posicione o mouse para ressonância magnética, colocando-o propenso e com uma parte traseira crunched em uma cama de animal equipada com um headlock e barra de dentes para minimizar o movimento da cabeça. Tenha cuidado para não endireitar a coluna cervical do mouse. </li><li> Conecte um sistema de injeção do agente de contraste ao cateter da veia da cauda. Use um sistema de injeção feito sob medida preenchido com uma seringa Gd-DTPA (0,3 mmol / kg) ou use um tubo PE conectado a uma seringa Gd-DTPA (0,3 mmol / kg). </li><li> Aplique pomada com o dexpantenol em ambos os olhos. Coloque a bobina do cabeçote do receptor de superfície com 4 canais em fase na cabeça do mouse. Coloque uma almofada de respiração na parte de trás do mouse e conecte-a a um dispositivo de monitoração de respiração. </li></ol> 3. Protocolo de imagem NOTA: Escolha as seqüências de imagens a partir do protocolo listado abaixo de acordo com as questões de pesquisa a serem abordadas. Todos os parâmetros listados são válidos para o software MRI, mas podem ser ajustados se outros programas de software forem usados. <ol><li> Comece executando uma varredura de localização para garantir que o cérebro do mouse esteja no isocentro do ímã. </li><li> Para avaliar qualitativamente o edema vasogênico, use imagem em 3D ponderada em T2, selecionando uma seqüência RAR multi-fatia. <ol><li> Digite o seguinte paAjustes para o software MRI: tempo de repetição = 2.000 ms, tempo de eco = 22 ms, resolução isotrópica = 0.1mm, campo de visão = 20 x 10 x 12 mm 3 ; Matriz = 200 x 100 x 120, ângulo de flip = 90-180 °; (Spin-echo) e fator raro = 8. Inicie a sequência e aguarde 10 min 48 s para adquirir as imagens em bruto. </li></ol></li><li> Para avaliar quantitativamente o edema vasogênico, realize a relaxometria T2 selecionando uma seqüência de eco multi-fatia múltipla. <ol><li> Use os seguintes parâmetros: tempo de repetição = 3.100 ms, tempo de eco = 8-136 ms em incrementos de 8 ms, número de fatias = 17, espessura da fatia = 0,7 mm, resolução do plano = 0.116 mm x 0.116 mm, campo de visão 20 X 20 mm 2 , matriz = 172 x 172, ângulo de flip = 90-180 graus; (Spin-echo). Inicie a sequência e aguarde 8 min 53 s para adquirir as imagens em bruto. </li></ol></li><li> Para avaliar quantitativamente o edema vasogênico e o edema citotóxico, realizar imagens ponderadas por difusão / coeficiente de difusão aparenteFficient (ADC), selecionando uma sequência de difusão de spin-echo EPI. <ol><li> Use os seguintes parâmetros: tempo de repetição = 3.400 ms, tempo de eco = 20 ms, espessura da fatia = 0,7 mm, número de fatias = 17, número de direções sensibilizadas por difusão = 30, valor b = 1.500 s / mm 2 , δ = 3 ms Δ = 9 ms, fator de aceleração de codificação de Fourier parcial = 1,51, campo de visão = 12 x 15 mm 2 , matriz = 96 x 128, resolução no plano = 0,125 mm x 0,117 mm, ângulo de inclinação = 90-180 graus e Número de fatias de saturação (sagital) = 1. Inicie a sequência e aguarde 7 min 56 s até as imagens em bruto forem adquiridas. </li></ol></li><li> Para avaliar microhemorragias, use imagens 3D ponderadas com pontuação. Selecione uma seqüência FLASH com compensação de fluxo. <ol><li> Digite os seguintes parâmetros no software MRI: tempo de repetição = 2.000 ms, tempo de eco = 22 ms, resolução isotrópica 0,08 mm, campo de visão = 32 x 15 x 8 mm 3 , tamanho da matriz = 400 x 188 x 100 e fÂngulo do lábio = 12 graus. Comece a sequência e aguarde 15 min 40 s para adquirir as imagens em bruto. </li></ol></li><li> Para avaliar a permeabilidade arterial, use a angiografia do tempo de vôo, selecionando uma seqüência FLASH 3D. <ol><li> Use os seguintes parâmetros no software MRI: tempo de repetição = 16 ms, tempo de eco = 3,5 ms, espessura da fatia = 0,07 mm, resolução no plano = 0,104 x 0,104 mm, campo de visão = 20 x 20 x 10 mm 3 , matriz = 192 x 192 x 142, e ângulo de inclinação = 15 graus. Comece a seqüência e aguarde 7 min 16 s até as imagens serem adquiridas. </li></ol></li><li> Para avaliar a ruptura da barreira hematoencefálica, use imagens 3D ponderadas T1 antes e após uma injeção de agente de contraste de 0,3 mmol / kg. Selecione uma seqüência FLASH com radiofreqüência com uma excitação de freqüência de rádio global. <ol><li> Use os seguintes parâmetros de seqüência no software MRI: tempo de repetição = 5 ms, tempo de eco = 1,9 ms, resolução isotrópica = 0,156 mm, campo de visão 20 x 18,7X 18,7 mm 3 , matriz 128 x 120 x 120 e ângulo de flip = 8,5 ° ;. Comece a seqüência e aguarde 1 minuto 14 até as imagens serem adquiridas. </li></ol></li></ol> 4. Processamento e Análise de Imagem <ol><li> Para analisar a ruptura da barreira hematoencefálica, subtrai imagens 3D ponderadas T1 não aprimoradas de imagens ponderadas T1 aprimoradas com a ferramenta aritmética ou a ferramenta de calculadora de imagem no ImageJ. Avalie as imagens de subtração para um aumento de sinal, o que corresponde à ruptura da barreira hematoencefálica. 9 </li><li> Para analisar o volume do cérebro, use conjuntos de dados nativos 3D T1 ou 3D ponderados. Delinee o cérebro da lâmpada olfativa ao cerebelo usando o editor de segmentação. 10 </li><li> Edema vasogênico <ol><li> Processe os dados de relaxometria T2 com o software MRI ou use um procedimento não linear de ajuste de mínimos quadrados. 11 Dados ponderados por difusão de processo para obter mapas ADC usando MRI sofTware ou FDT toolbox (veja Tabela de Materiais ). </li><li> Coloque regiões de interesse manualmente nas diferentes regiões anatômicas. NOTA: A colocação automática de regiões de interesse pode se registrar incorretamente devido ao inchaço cerebral significativo. Os valores T2 e ADC das regiões anatômicas escolhidas são obtidos desta forma. </li></ol></li><li> Para analisar o volume de microhemorragia, delinear microhemorragias, que aparecem como focos ovoides e sombrios em conjuntos de dados ponderados T2 *, usando o editor de segmentação. </li></ol>

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<li>Shaw, T. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perivascular+Arrest+of+CD8%2B+T+Cells+Is+a+Signature+of+Experimental+Cerebral+Malaria%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathog%22%5BJournal%5D)">Perivascular Arrest of CD8+ T Cells Is a Signature of Experimental Cerebral Malaria.</a> PLoS Pathog. 11 (11), e1005210(2015).</li>
<li>Potchen, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+brain+MRI+findings+in+120+Malawian+children+with+cerebral+malaria%3A+new+insights+into+an+ancient+disease%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR+Am+J+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">Acute brain MRI findings in 120 Malawian children with cerebral malaria: new insights into an ancient disease.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 33 (9), 1740-1746 (2012).</li>
</ol>

Os autores declaram não ter conflitos de interesse.

Neste artigo, descrevemos um protocolo de MRI em todo o cérebro para delinear mudanças na malária cerebral experimental. Acreditamos que a ressonância magnética foi subutilizada na pesquisa de malária até o momento e espero que nossos protocolos ajudem outros pesquisadores. Gostaríamos de descrever alguns pontos adicionais que podem ser úteis. Se os camundongos gravemente doentes forem fotografados, o posicionamento é crucial. Devido ao aumento da pressão intracraniana, os camundongos são su...

A malária é um problema de saúde global significativo. 1 A malária grave caracteriza-se, em parte, por envolvimento cerebral e muitas vezes é um fraco fator prognóstico. O envolvimento cerebral é comum em crianças menores de cinco anos nas áreas de alta transmissão da malária e representa a principal causa de morte relacionada à malária naquela faixa etária. 1 Embora o tratamento agressivo possa salvar a vida, a detecção da malária cerebral, especialmente nos estágios iniciais, pode ser difícil. Os processos patológicos envolvidos na malária cerebral incluem interrupção microvascular e edema cerebral, o que pode levar ao inchaço cerebral intenso. Neste artigo, apresentamos um protocolo de imagem por ressonância magnética (MRI) que permite a imagem in vivo de cérebro inteiro da malária cerebral experimental (ECM). Os métodos de imagem de alta resolução de cérebro inteiro foram amplamente subutilizados nesta doença, embora pouco se saiba sobre como o ECM inicia no centroSistema nervoso ou quais mecanismos específicos levam à doença. A ressonância magnética in vivo , que cobre todo o cérebro, representa uma ferramenta de pesquisa importante para obter uma melhor compreensão da patologia ECM. A ressonância magnética é capaz de avaliar o inchaço do cérebro cerebral global, que recentemente foi reconhecido como um importante preditor de morte, não apenas no ECM, mas também na malária cerebral humana. 2 , 3 O inchaço cerebral grave ocorre em doenças fatais e representa uma das várias características patológicas entre os modelos ECM e a doença humana, uma doença caracterizada por alterações inflamatórias e microvasculares. 4 O ECM pode ser induzido em camundongos CBA ou C57BL através de infecção com ANKA de Plasmodium berghei letal . 5 O início do ECM ocorre tipicamente entre os dias 6 e 10 após a infecção e resulta em encaixe, ataxia, dificuldade respiratória e coma, o que leva ao rapId death. 4 A Rapid Murine Coma and Behavior Scale (RMCBS) é uma pontuação útil para avaliar os sintomas clínicos da ECM. Consiste em 10 parâmetros, cada um marcou de 0 a 2, com um máximo de 20. 6 Recentemente, apresentamos boa concordância entre a gravidade dos escores do RMCBS em camundongos ECM e as alterações patológicas demonstradas pela RM. 7 Neste protocolo, descrevemos a indução de ECM em camundongos e a ressonância magnética in vivo de camundongos com ECM.

<table><tbody><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter</td><td>1001747</td><td>para anestesia</td></tr><tr><td>Dotarem</td><td>Guebert</td><td>1086923</td><td>Gd-DTPA agente de contraste; 0,5 mmol/mL</td></tr><tr><td>Amira (Programa de Processamento de Imagem)</td><td>FEI Group</td><td></td><td>Version Amira 5.3.2</td></tr><tr><td>MATLAB&nbsp;</td><td>The MathWorks, Inc.,</td><td></td> <td>Lançamento 2012b</td></tr><tr><td>Caixa de ferramentas FDT&nbsp;</td><td>Biblioteca de software do</td> <td>FMRIB<a href="http://www.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fdt/index.html">http://www.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fdt/index.html</a></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo tracking of edema development and microvascular pathology em um modelo de malária cerebral experimental usando ressonância magnética

In Vivo Tracking of Edema Development and Microvascular Pathology in a Model of Experimental Cerebral Malaria Using Magnetic Resonance Imaging

A malária cerebral é um sinal de doença grave da malária e muitas vezes é um prenúncio da morte. Embora o tratamento agressivo possa salvar vidas, a detecção da malária cerebral pode ser difícil. Apresentamos um modelo experimental de camundongo de malária cerebral que compartilha múltiplas características da doença humana, incluindo edema e patologia microvascular. Usando ressonância magnética (MRI), podemos detectar e rastrear a ruptura da barreira hematoencefálica, o desenvolvimento de edema e o subsequente inchaço cerebral. Descrevemos várias técnicas de ressonância magnética que podem visualizar essas alterações patológicas pertinentes. Assim, mostramos que a ressonância magnética representa uma ferramenta valiosa para visualizar e rastrear alterações patológicas, como edema, inchaço cerebral e patologia microvascular, in vivo.

Em ratinhos C57BL / 6, os primeiros sintomas clínicos de ECM podem ser observados entre os dias 6 e 10 após a infecção com esporozoítos de P. berghei ANKA . ECM desenvolve em 60 a 80% dos camundongos infectados e progride rapidamente para coma e morte dentro de 24 a 48 h. Em contraste, os ratos que não desenvolvem ECM morrem após a segunda semana após a infecção por anemia grave por hiperparasitemia. 12 <p class="jove_content" fo:keep-together.within-...

Descrevemos um modelo de camundongo de malária cerebral experimental e mostramos como a patologia inflamatória e microvascular pode ser rastreada in vivo usando ressonância magnética.

In Vivo Tracking of Edema Development and Microvascular Pathology em um Modelo de Malária Cerebral Experimental Usando Ressonância Magnética

Cerebral malaria is a sign of severe malarial disease and is often a harbinger of death. While aggressive management can be life-saving, the detection of ...

O objetivo geral deste método é monitorar alterações patológicas da malária cerebral experimental in vivo. Este método pode ajudar a responder perguntas-chave na patogênese da malária cerebral experimental, pois nos permite visualizar in vivo como a patologia de todo o cérebro evolui no espaço e ao longo do tempo. A técnica permite, assim, uma avaliação detalhada da patologia cerebral e pode ser utilizada para avaliar a eficácia de novas estratégias terapêuticas na malária cerebral.A configuração da RNM será realizada por Manuel Fischer, nosso gerente de laboratório. Comece coletando mosquitos fêmeas a partir de sua gaiola, de 17 a 22 dias após a refeição sanguínea. Use pinças para colocar três a quatro mosquitos em uma lâmina de vidro, combinados com uma gota de meio RPMI frio.Em seguida, coloque a lâmina sob um microscópio. Com cuidado, estique o mosquito entre a cabeça e o corpo usando pinças e utilize uma seringa e agulha para isolar a glândula salivar. Depois, colete as glândulas salivares da lâmina de vidro sugando-as com uma pipeta de vidro e transfira-as para um tubo de centrífuga de 1,5 mililitro.Em seguida, use um pequeno bastão de plástico para esmagar as glândulas salivares isoladas dentro do tubo de centrífuga por três minutos, a fim de isolar os esporozoítos do tecido das glândulas salivares. Centrifugue por três minutos a 1.000 ×g e 4 °C para purificar os esporozoítos do tecido remanescente. Pipete o sobrenadante, que contém os esporozoítos, para um novo tubo de centrífuga e conte os esporozoítos purificados em um hemocitômetro de Neubauer.Os esporozoítos apresentam um movimento típico no sentido anti-horário. Em seguida, ajuste a concentração dos esporozoítos purificados para 10.000 por mililitro adicionando solução salina tamponada com fosfato. Por fim, coloque um camundongo C57BL/6 em um dispositivo de contenção e mergulhe sua cauda em água morna para melhor visualizar a veia da cauda.Em seguida, injete um total de 1.000 esporozoítos, ou 0,1 mililitros, na veia da cauda para iniciar a infecção. Comece trazendo o camundongo para um aparelho de Ressonância Magnética para pequenos animais de 9,4 T, ou MRI, que utiliza um ressonador volumétrico para transmissão de radiofrequência. Depois, aplique pomada oftálmica de dexpanthenol em ambos os olhos.Ligue o banho-maria com controle de temperatura em 42 graus Celsius para manter a temperatura corporal do camundongo. Em seguida, insira um cateter na veia da cauda do camundongo. Depois, posicione o camundongo para a ressonância magnética colocando-o em decúbito ventral e com as costas encolhidas sobre uma maca para animais equipada com suporte para a cabeça e barra dentária para minimizar movimentos da cabeça.Tenha cuidado para não alinhar a coluna cervical do camundongo. Conecte um sistema de injeção de agente de contraste preenchido com 0,3 milimol por quilograma de Gd-DTPA ao cateter da veia da cauda. Em seguida, coloque a bobina de superfície receptora de matriz faseada de 4 canais sobre a cabeça do camundongo.Por fim, coloque uma almofada respiratória nas costas do camundongo e verifique a respiração no dispositivo de monitoramento. Ligue o laser de posicionamento pressionando F2 no painel de controle e mova o camundongo até que o feixe de luz horizontal esteja no centro da parte menor da bobina, que cobre a cabeça do camundongo. Desligue o laser de posicionamento pressionando F2 novamente e, em seguida, mova o camundongo para a posição final pressionando F3 no painel de controle.Inicie realizando uma varredura de localização para garantir que o cérebro do camundongo esteja no isocentro do ímã. Avalie qualitativamente o edema vasogênico utilizando imagens ponderadas em T2 tridimensionais. Selecione uma sequência RARE multisseccional e ajuste a posição dos cortes, assegurando-se de que todo o cérebro, desde o nariz até o cerebelo, seja coberto.Após ajustar as fatias de saturação, inicie a sequência e aguarde 10 minutos e 48 segundos para adquirir as imagens. Em seguida, realize a relaxometria T2 para avaliar quantitativamente o edema vasogênico, selecionando a sequência multifaixa, eco de spin múltiplo. Ajuste a posição da fatia e inicie a aquisição da sequência, que leva oito minutos e 53 segundos.Para avaliar quantitativamente tanto o edema vasogênico quanto o edema citotóxico, realize uma imagem de ponderação em difusão selecionando uma sequência de difusão EPI em eco de spin. Ajuste a posição do corte e o corte de saturação. Em seguida, inicie a sequência e aguarde sete minutos e 56 segundos até que as imagens brutas sejam adquiridas.Em seguida, avalie micro-hemorragias utilizando imagens ponderadas em T2 estrela em 3D. Selecione uma sequência FLASH compensada para fluxo, ajuste a posição do corte e inicie a sequência, que dura 15 minutos e 40 segundos. Posteriormente, avalie a patência arterial utilizando angiografia por tempo de voo, selecionando uma sequência FLASH em 3D.Ajuste a posição do corte, inicie a sequência e, em seguida, aguarde sete minutos e 16 segundos até que as imagens sejam adquiridas. Por fim, avalie a ruptura da barreira hematoencefálica. Selecione uma aquisição tridimensional ponderada em T1 com sequência FLASH, ajuste a posição do corte e inicie a sequência.Aguarde um minuto e 14 segundos até que imagens sem contraste sejam adquiridas. Em seguida, injete contraste de 0,3 milimol por quilograma e repita a medição. Um aumento na ruptura da barreira hematoencefálica e um aumento do líquido indicam edema vasogênico precoce no bulbo olfatório, que já está presente em doenças leves, e começa a se espalhar em direção ao tronco encefálico à medida que a gravidade da doença aumenta.Nos mapas de T2, a gravidade do edema vasogênico pode ser quantificada desenhando regiões de interesse em regiões anatômicas específicas. Para cada região, pode-se obter um tempo de relaxamento T2 que aumenta com o aumento do edema. Além disso, o volume cerebral indicativo de edema começa a aumentar significativamente em camundongos moderadamente doentes em comparação com a linha de base, e aumenta ainda mais em camundongos gravemente doentes.Por fim, a patologia microvascular, evidenciada por micro-hemorragias e aumento do contraste de suscetibilidade vascular, ocorre após os primeiros sinais de ruptura da barreira hematoencefálica no edema vasogênico. Essas micro-hemorragias ocorrem predominantemente no bulbo olfatório. Se todo o protocolo de RNM for realizado, todas as imagens, incluindo o posicionamento, podem ser obtidas em até uma hora, desde que seja executado corretamente.O protocolo mínimo deve incluir uma sequência ponderada em T2 ou relaxometria em T2 e uma sequência ponderada em T2 star para avaliar a presença de edema vasogênico, carga de micro-hemorragias e comprometimento microvascular. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como a ressonância magnética de todo o cérebro visualiza alterações patológicas na malária cerebral experimental, incluindo alterações como inchaço cerebral, que é difícil de detectar ex vivo.

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Medicine

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