Name: Dorsal Root Injection gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento como um modelo para Sensorial Axon Regeneração (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Aprenda a realizar injeção no gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento em ratos adultos para estudar regeneração de axônios sensoriais e aplicações de terapia gênica.

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Este trabalho foi apoiado por bolsas do Christopher e Dana Reeve Foundation, do Medical Research Council, a pesquisa Conselho ECMneuro Europeia, ea Cambridge NHMRC Biomedical Research Center. Nós gostaríamos de expressar nossa mais profunda gratidão a Heleen Merel van &#39;t Spijker e Justyna Barratt para sua assistência técnica durante as filmagens. Gostaríamos de agradecer ao Dr. Elizabeth Moloney e Professor Joost Verhaagen (Netherlands Institute for Neuroscience) para auxiliar na produção de AAV.

Todos os seguintes procedimentos com animais foram conduzidos de acordo com as Unido Animais Unidos (Scientific Procedures) Act 1986. Se não familiarizados com estes procedimentos, por favor, verifique com os regulamentos locais / nacionais e procurar orientação de um veterinário antes de iniciar o protocolo. 1. Escolhendo uma estirpe adequada de Animais NOTA: A raiz dorsal lesão por esmagamento resulta na perda de sensação e pata deafferentation. Os efeitos adversos comuns de deafferentation forepaw pode incluir excesso de preparação, auto-mutilação e autotomy pata. <ol><li> Obter animais para o procedimento. NOTA: Para os ratos, as estirpes mais activas, tais como Lister-Capuz e Wistar, têm uma maior incidência de autotomia pata após desaferentação, em comparação com as estirpes mais dóceis, tais como Lewis e Sprague-Dawley. Se possível, a estirpe mais dócil, Lewis, deve ser sempre considerada em primeiro lugar. No caso de uma estirpe particularmente activo ser necessário para a expericia devido ao m genéticaODIFICAÇÃO ou requisitos específicos de avaliação comportamental, tratamento veterinário deve estar no local para lidar com os efeitos adversos esperados. </li></ol> 2. Preparar o Virus for Injection CUIDADO: Manusear todos os vírus, de acordo com as normas biológicas e laboratoriais de segurança. <ol><li> Diluir ou concentrar-se o vírus a um título de 2 x 10 cópia 12 genoma (GC) / mL seguinte vírus indivíduo protocolos de embalagem 9. NOTA: Aqui, o vírus foi diluído em solução salina tamponada com fosfato de Dulbecco (D-PBS) com 5% de sacarose. O tulo pode ter de ser optimizada, dependendo do tipo de vírus, promotor, construir tamanho e tipo de célula alvo. </li><li> Opcional: adicione 1% de corante de cor (por exemplo, Fast Green) para a solução de vírus para fácil visualização da injeção mais tarde. Misturar a solução muito suavemente. </li><li> Manter a solução em gelo para uso imediato (no prazo de 4 horas) ou em um congelador de -80 ° C para a longoarmazenagem a longo prazo. </li></ol> 3. Realizar a preparação pré-operatória do animal NOTA: Devido à invasão extrema da cirurgia, técnicas de assepsia deve ser usado em todos os momentos. <ol><li> Preparar e esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos e a estrutura estereotáxica espinal antes de iniciar a cirurgia. Por exemplo, as ferramentas de esterilizar em autoclave a 134 ° C. Use um novo conjunto de ferramentas esterilizadas para cada animal. </li><li> Anestesiar o animal. Confirmar anesthetization adequada por beliscar a pata para testar o reflexo de retirada ou tocando a córnea para o reflexo das pálpebras. <ol><li> Para ratos adultos, utilizando anestesia por inalao de isoflurano, tais como, utilizar 4% de isoflurano em 2,0 L / min de oxigénio para a indução. Para a manutenção durante toda a cirurgia, utilizar 2-3% de isoflurano em 1,5 L / min de oxigénio, variando a concentração de isoflurano de acordo com o padrão de respiração do animal a fim de evitar dosagem sub-super ou. </li></ol></li><li> Emce o animal é inicialmente anestesiados, registrar o peso pré-operatória do animal. </li><li> Para a injecção de DRG cervical, raspar a pele no pescoço de entre os ouvidos para apenas distai para as escápulas. Desinfectar a área raspada com um produto anti-séptico. </li><li> Injectar 2 mL de soro fisiológico por via subcutânea no flanco do animal, ao longo com uma dose apropriada de analgésico (por exemplo, 5 mg / kg carprofeno) e antibiótico (por exemplo, 5 mg / kg de enrofloxacina). </li><li> Aplicar pomada para ambos os olhos para evitar a secagem da córnea durante o procedimento. </li><li> Continuar a cirurgia em uma estrutura estereotáxica espinal com uma almofada de aquecimento a 37 ° C, colocado debaixo do animal. </li></ol> 4. Injetar DRG e Execução de uma lesão por esmagamento da raiz dorsal NOTA: Esta é uma cirurgia extremamente delicada. É aconselhável praticar em alguns animais mortos primeiro a se familiarizar com a anatomia antes de avançar para viver a cirurgia animal. <ol><li> euOcate os processos espinhosos C2 e T2 proeminentes sobre a pele. Fazer uma incisão na pele entre as C2 e T2 processos espinhosos com uma lâmina de bisturi no.10 (uma vez que a pele é aberta, uma linha média, fibroso de tecido branco deve ser visível sobre a primeira camada de músculo, a primeira camada de músculo tem um &quot; gelatinosa&quot; textura). </li><li> Fazer uma incisão de tamanho similar sobre a primeira camada de músculo ao longo da linha média branco, utilizando uma lâmina de bisturi. Não vá além do processo espinhoso T2 proeminente, como há um ramo arterial principal da aorta descendente localizado perto de lá. NOTA: sangramento pesado pode ocorrer em qualquer lugar a partir desta etapa em diante. Sempre parar o sangramento e remover o sangue usando cotonetes esterilizados ou esponjas absorvíveis cirúrgicos para permitir a visualização clara em todos os momentos. Prosseguindo com o procedimento &quot;cegamente&quot; podem resultar em dano indesejável para a medula espinhal, DRG, ou raiz dorsal, levando a efeitos adversos inesperados no animal mais tarde. </li><li> retrair oprimeira camada de músculo usando dois afastadores, uma colocados rostral e um caudal; a segunda camada de músculo, com uma aparência estriada, deve ser visível. </li><li> Localizar a linha média da segunda camada de músculo (onde dois músculos longitudinais pode ser observada ligada por um tecido fino, membranosa). Dissecar o tecido membranoso usando um par de microtesouras para separar os dois músculos longitudinais. Evitar o uso de uma lâmina de bisturi, se possível, pois isso pode resultar em lesão muscular desnecessária e sangramento. </li><li> Ajustar os afastadores em conformidade para expor a terceira camada de músculo fino que cobre a lombada. Os processos espinhosos pode ser sentida por tocar levemente com um par de pinças sobre a terceira camada de músculo. </li><li> Fazer uma pequena incisão na terceira camada de músculo usando microtesouras e suavemente raspar o músculo do osso utilizando uma cureta ou um bisturi de forma a expor costado claramente as vértebras. Se necessário, cortar um pouco do músculo ou tendão afastado para fazer o Laminectomy mais fácil. </li><li> Para expor a C5 esquerda - DRGs C8, executar um hemi-laminectomia esquerda no C4 - vértebras T1 removendo cuidadosamente parte da lâmina e pedículo usando um par de fórceps finos. O DRG está localizado perto do forame transversal das vértebras. NOTA: C3 - C7 vértebras não tem um processo espinhoso proeminente. O C5 DRG está localizado entre a C4 e C5 vértebras, o C6 DRG é entre C5 e C6 vértebras, e assim por diante, enquanto o C8 DRG é entre C7 e T1 vértebras. Não há vértebra C8, apesar da presença de um DRG C8 e um segmento espinal medula C8. </li><li> Uma vez suficiente do DRG foi exposta para injecção, preparar a seringa através da colocação da seringa cheia microlitro de vírus equipado com uma agulha 33 de calibre sem corte feito por medida para o suporte de seringa estereotáxico. Antes da injecção, usar uma agulha biselada de calibre 30 para efectuar uma pequena abertura superficial em cada um dos DRG alvo para auxiliar a inserção da agulha de injecção. </li><li> Inserir o 33-gAuge agulha no centro do DRG, rodando os manípulos suavemente para ajustar as coordenadas estereotáxicas. Não excesso de inserir a agulha, uma vez que pode obrigar o fluido para vazar para fora a partir do lado ventral do DRG. Caso ocorra fuga, ajustar a posição da agulha imediatamente. NOTA: As coordenadas estereotáxicas numéricos não são utilizados; no entanto, é útil utilizar a moldura para segurar a agulha para injecção. </li><li> Injectar 1 ul do vírus em cada DRG em 0,2 mL / min utilizando uma bomba de infusão de seringa. Esperar por um período adicional de três minutos antes de se retirar a agulha. Durante a injecção, o DRG irá alterar-se lentamente cor se a solução de vírus contém um corante de cor. </li><li> Para efectuar uma concomitante C5 - C8 lesão por esmagamento da raiz dorsal, raiz esmagar cada três vezes durante 10 s cada um usando um par de fórceps de ponta fina (Bona Micro), opostas às extremidades das pinças completamente; uma linha branca no tecido deve aparecer no local do esmagamento. Não ir mais fundo do que o necessário com o forceps, pois isso pode causar danos à raiz ventral. </li><li> Após a injeção e / ou queda, certifique-se de que não há sangramento ou pequenos pedaços de fragmentos de ossos deixados no local da incisão antes de fechar o animal. Se preferido, coloque um pequeno pedaço de esponja absorvível cirúrgico no topo da medula espinal expostos e DRG. </li><li> Permitir que a terceira camada de músculo para retrair volta naturalmente para a coluna vertebral, sem sutura. Frouxamente suturar os dois músculos longitudinais sobre a segunda camada (3 ≈ suturas interrompidas) com material de sutura absorvível 6-0. Suturar a primeira camada de músculo (≈ 5 suturas interrompidas) com material de sutura absorvível 6-0. </li><li> Suturar a pele com 5-0 material de sutura absorvível (≈ 10 suturas interrompidas). NOTA: Certifique-se de que as suturas não estão muito apertadas. Abaulamento da pele é um sinal de aperto excessivo e pode causar desconforto ao animal. </li><li> Se o sangramento intenso ocorreu durante a cirurgia, por via subcutânea injectar 1-2ml de soro fisiológico para repor a perda de fluido a partir do animal, conforme permitido sob regulamentos locais. </li><li> Fornecer gel hidratante comestível e permitir que o animal a recuperar completamente da anestesia, que executa a monitorização regular durante pelo menos 1 h antes de retornar o animal de volta para a área de exploração. </li><li> Manter o animal, durante pelo menos 3 semanas para a expressão do transgene óptima para avaliar a regeneração axonal sensorial. </li></ol> 5. Realizar cuidados pós-operatórios do animal <ol><li> Fornecer purê de alimentos e roupa de cama de algodão macio para o animal durante o pós-operatório primeira semana. Se necessário, administrar doses adicionais de analgésico e antibiótico para ajudar com a recuperação de acordo com os regulamentos locais / nacionais e orientação de um veterinário. </li><li> Retirar as suturas na pele após 7 - 10 dias. NOTA: Os efeitos adversos comuns da cirurgia incluem a formação de seroma ou hematoma no local da incisão, arranhar marcas na pele devido à coceira causada poras suturas absorvíveis internas, deficits sensoriais ou de locomoção sutis e sinais de auto-mutilação na pata desaferentada após a lesão por esmagamento da raiz dorsal. Para quaisquer questões de bem-estar que são substancialmente mais grave do que o esperado, consultar veterinário imediato. </li></ol> 6. Realizar uma injeção anterógrada CTB para axonal Tracing NOTA: Recomenda-se a realização de cólera subunidade da toxina B (CTB) axonal traçando uma semana antes da coleta de tecido. <ol><li> Preparar solução a 1% CTB como por instruções do fabricante. </li><li> Opcional: adicione 1% de corante colorido para a solução para fácil visualização da injeção mais tarde. Misturar a solução muito suavemente. </li><li> Anestesiar o animal (ver o passo 3.2.1) e estabilizar a pata dianteira esquerda gravando o membro para a mesa. </li><li> Manualmente e injectar lentamente 1 mL de 1% de CTB subcutaneamente no centro da almofada da pata glabra e quatro dígitos usando um wi microlitro seringaTh, uma agulha de calibre 33 curto feito por encomenda. NOTA: Antes da injecção, ele ajuda a primeira usar uma agulha biselada de calibre 30 para efectuar uma pequena abertura superficial sobre a pele, o que ajuda a inserção da agulha de injecção. </li><li> Permitir que o animal se recuperar totalmente da anestesia antes de retornar o animal para a área de exploração. </li></ol> 7. Tecido Recolha <ol><li> Para recolher o DRG injectados com vírus e da medula espinal para imuno-histoquímica, administrar uma sobredose de anestésico e transcardialmente perfundir o animal com soro fisiológico tamponado com fosfato seguido por paraformaldeído a 4% frio. Cuidadosamente executar uma laminectomia completa sobre a coluna vertebral para recolher o tecido fixado sob um microscópio. Continuar com a preparação do tecido, de corte, e processamento tal como exigido para análise 4, 5, 6. NOTA: O local da incisão recuperado deve ser aparente, como observado pela presença de stecido carro. </li><li> Alternativamente, para recolher o DRG injecção de vírus para a cultura in vitro, sacrificar o animal de forma humana com um método aprovado, tal como um aumento da concentração de dióxido de carbono. Cuidadosamente dissecar o DRG sob um microscópio, garantindo condições assépticas, sempre que possível. Continuar com a cultura de tecidos como desejado 4, 5, 6, 10. </li></ol>

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</ol>

James Fawcett é consultor remunerado da Acorda Therapeutics e da Novartis.

Neste artigo, é apresentado um guia de passo-a-passo para realizar uma injecção de DRG e lesão por esmagamento da raiz dorsal da medula espinhal cervical inferior de um rato adulto. Como esta é uma cirurgia extremamente invasivo e delicado, é altamente recomendável que todos os potenciais utilizadores obter treinamento e prática suficiente antes de avançar para viver a cirurgia animal. Os utilizadores devem estar familiarizado, não só com a anatomia espinal medula, mas também com os tecidos circundantes musculares, estr...

Alcançar axônio regeneração após lesão do sistema nervoso é uma tarefa desafiadora 1. Para estudar o fracasso da regeneração axonal no sistema nervoso central (CNS), os pesquisadores usaram uma infinidade de modelos de lesão do nervo. Como regiões do SNC diferentes, é importante o uso de um modelo anatomicamente apropriado para estudar a regeneração de axónios. Usando o modelo apropriado, os investigadores podem formular um tratamento específico com base na gravidade da lesão, o tipo de célula neuronal de interesse, e do tracto espinal desejado para avaliar a regeneração, em oposição a uma estratégia de tratamento &quot;um-para-todos&quot;. Na lesão medular, por exemplo, os sintomas mais debilitantes decorrem da perda de sensação e locomoção. Perda de sensibilidade é causada por danos aos ascendentes vias sensoriais, enquanto a perda de locomoção é causada por danos às vias motoras descendentes. Devido às diferenças celulares e anatômicas entre estes twO caminhos, muitos estudos de regeneração do axônio alvo se concentrar apenas em um ou outro caminho, com a justificativa de que a recuperação bem sucedida de qualquer um seria de grande benefício para os pacientes. Neste artigo, apresenta-se um protocolo que utiliza uma injecção directa dos gânglios da raiz dorsal (DRG) com um vector viral e uma lesão concomitante esmagamento da raiz dorsal da medula espinhal cervical inferior de um rato adulto como um modelo para estudar a regeneração axonal sensorial. DRG neurónios sensoriais são responsáveis ​​pela transmissão de informação sensorial, tais como sensação táctil e dor, desde a periferia até ao sistema nervoso central. As projecções longas axonal de neurónios sensoriais na medula espinal servem como um bom modelo para o estudo de longa distância a regeneração de axónios. Além disso, como os roedores pode sobreviver a uma lesão via sensorial tal como uma lesão por esmagamento da raiz dorsal com complicações mínimas de bem-estar, os investigadores podem estudar a regeneração de axónios do SNC, sem a necessidade da lesão completamente a medula espinhal. Um C5 quádruplo - C8 (l cervicalível 5-8) dorsal lesão por esmagamento raiz tem sido mostrado a ser um modelo útil para a pata dianteira desaferentação 2. Além disso, uma lesão por esmagamento dorsal raiz fornece um modelo mais &quot;limpo&quot; para estudar a regeneração de axónios de uma lesão da medula espinal directa porque não é complicada por outros factores, tais como a formação de cicatriz glial. O uso da terapia de genes virais para reprogramar neurónios num estado regenerativa tem sido cada vez mais considerado como uma estratégia de tratamento promissor para muitas condições neurológicas 3. Estudos têm demonstrado a aplicação de um vector de vírus adeno-associado (AAV) transportando o transgene de uma proteína que promove o crescimento podem atingir robusto regeneração axónio com recuperação comportamental 4, 5, 6. A baixa patogenicidade aparente de AAV na indução de uma resposta imunológica e a capacidade de transduzir células que não se dividem, tais como os neurónios, fazerque o vector óptimo para a terapia genética. Além disso, a forma de AAV recombinante é utilizado para a terapia. Nesta forma, é incapaz de integrar o seu genoma viral no genoma do hospedeiro 7, reduzindo o risco de mutagénese de inserção em comparação com outros vectores virais, tais como lentivírus. Isso faz com que o AAV um cofre escolha para aplicações de terapia génica. Como DRG contém os corpos celulares de neurónios sensoriais, é o alvo anatómica mais apropriado para a administração de vírus para a terapia de gene para o estudo e / ou promover a regeneração axonal sensorial. Num estudo comparativo de diferentes serotipos de AAV e lentivírus, AAV de serotipo 5 (AAV5) mostrou-se o mais eficiente na transdução neurios DRG ao longo de um curso de tempo de pelo menos 12 semanas quando injectado directamente no DRG 8. Além disso, o AAV pode atingir mais de 40% de eficiência de transdução, transduzir todos os subtipos neuronais de DRG, tais como a de grande diâmetro de neurofilamentos de 200 kDa(NF200) neurónios -positivas e o péptido relacionado com o gene da calcitonina de pequeno diâmetro (CGRP) - ou b4 isolectina (IB4) neurónios -positivas 4, 8. Como o procedimento cirúrgico de DRG injeção e lesão por esmagamento da raiz dorsal é extremamente invasiva e delicada, acreditamos que este artigo vai ajudar novos usuários a aprender o procedimento de forma muito eficiente. Neste artigo, que mostra resultados representativos de ratos adultos quatro semanas após a injecção de um vus de controlo AAV5-GFP (proteína fluorescente verde) em C6 - DRGs C7 com um concomitante C5 - C8 raiz dorsal lesão por esmagamento. Este modelo é especialmente adequado para os investigadores que estão a investigar a utilização de terapia de genes virais para promover a regeneração axonal sensorial.

<table><tbody><tr><td>Corante FCF verde rápido</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7258</td><td>Para visualizar solução incolor. Concentração recomendada: 1%</td></tr> <tr>Lista <td>de subunidades da toxina B da cólera</td><td>Laboratórios Biológicos</td><td>104</td><td>Para rastreamento axonal anterógrado. Concentração recomendada: 1%</td></tr> <tr><td>IsoFlo</td><td>Zoetis</td><td>115095</td><td>Anestésico por inalação (ingrediente ativo: isoflurano)</td></tr> <tr><td>Baytril 2,5% injetável</td><td>Bayer</td><td>05032756093017</td><td>Antibiótico (ingrediente ativo: enrofloxacina). Dosagem recomendada pelo fabricante: 10 mg/kg</td></tr><tr><td>Carprieve 5,0% p/v</td><td>Norbrook</td><td>02000/4229</td><td>Analgésico (ingrediente ativo: carprofeno). Dosagem recomendada pelo fabricante: 4 mg/kg</td></tr><tr><td>Lacri-Lube</td><td>Allergan</td><td>PL 00426/0041</td><td>Pomada para os olhos</td></tr><tr><td>Olsen-Hegar Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>FST 12502-12</td><td></td></tr><tr><td>Friedman Pearson Rongeur Curvo 0,7 mm Cup</td><td>Fine Science Tools</td><td>FST 16121-14</td><td></td></tr><tr><td>Bonn Micro Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>FST 11083-07</td><td>Para realizar o esmagamento da raiz dorsal Tesoura</td></tr><tr><td>de separação de tecidos</td> de ferimentos <td>Ferramentas de ciências finas</td><td>FST 14072-10</td><td></td></tr><tr><td>Tesouras finas</td><td>Ferramentas de ciências finas</td><td>FST 14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Pinças</td> de <td>ciências Fine Science Tools</td><td>FST 11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Retrator Goldstein</td><td>Ferramentas de ciências finas</td><td>FST 17003-03</td><td></td></tr><tr><td>Tesouras de mola Vannas (retas)</td> <td>Ferramentas</td> <td>de ciências finasFST 15018-10</td><td></td></tr><tr><td>SURGIFOAM Esponja de Gelatina Absorvível</td><td>Ethicon</td><td>1972</td><td>Para controle de sangramento</td></tr><tr><td>Seringa de Microlitro RN701 (10 &mu; L)</td> <td>Hamilton</td><td>80330</td><td></td></tr><tr><td>Agulha removível feita sob medida (para injeção DRG)</td> <td>Hamilton</td><td>7803-05</td><td>calibre 33, 38 mm, estilo de ponta 3</td></tr><tr><td>Agulha removível feita sob medida (para injeção de CTB)</td> <td>Hamilton</td><td>7803-05</td><td>calibre 33, 10 mm, estilo de ponta 3</td></tr><tr><td>UltraMicroPump com controlador SYS-Micro4</td><td>World Precision Instruments</td><td>UMP3-1</td><td></td></tr></tbody></table>

dorsal root injection gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento como um modelo para sensorial axon regeneração

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Alcançar a regeneração do axônio após lesão do sistema nervoso é uma tarefa desafiadora. Como diferentes partes do sistema nervoso central (SNC) diferem umas das outras anatomicamente, é importante identificar um modelo apropriado a ser usado para o estudo da regeneração do axônio. Usando um modelo adequado, podemos formular um tratamento específico com base na gravidade da lesão, no tipo de célula neuronal de interesse e no trato espinhal desejado para avaliar a regeneração. Dentro da via sensorial, os neurônios DRG são responsáveis por transmitir informações sensoriais da periferia para o SNC. Apresentamos aqui um protocolo que usa uma injeção de DRG com um vetor viral e uma lesão concomitante por esmagamento da raiz dorsal na medula espinhal cervical inferior de um rato adulto como modelo para estudar a regeneração sensorial do axônio. Conforme demonstrado usando um vírus de controle, AAV5-GFP, mostramos a eficácia de uma injeção direta de DRG na transdução de neurônios DRG e no rastreamento de axônios sensoriais na medula espinhal. Também mostramos a eficácia da lesão por esmagamento da raiz dorsal na desnervação da pata dianteira como um modelo de lesão para avaliar a regeneração do axônio. Apesar da necessidade de treinamento especializado para realizar esse procedimento cirúrgico invasivo, o protocolo é flexível e os usuários em potencial podem modificar muitas partes para acomodar seus requisitos experimentais. É importante ressaltar que pode servir de base para aqueles que buscam um modelo animal adequado para seus estudos. Acreditamos que este artigo ajudará os novos usuários a aprender o procedimento de maneira muito eficiente e eficaz.

Como uma representação, uma secção da medula espinal transversal com o DRG ligado é apresentado para mostrar a eficácia deste protocolo na transdução neurónios DRG e rastreio axónios sensoriais na medula espinal quatro semanas após a injecção de um vírus de controlo, AAV5-GFP, directamente para o C7 DRG sem lesão por esmagamento da raiz dorsal (Figura 1A). Axónios em ambos a coluna dorsal e o corno dorsal da medula espinal expressar GFP (Figura 1B), assi...

Este protocolo apresenta o uso de uma injeção de gânglio da raiz dorsal (DRG) com um vetor viral e uma lesão concomitante por esmagamento da raiz dorsal em um rato adulto como modelo para estudar a regeneração sensorial do axônio. Este modelo é adequado para investigar o uso da terapia gênica para promover a regeneração sensorial do axônio.

Dorsal Root Injection gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento como um modelo para Sensorial Axon Regeneração

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

O objetivo desta abordagem cirúrgica é aplicar diretamente tratamentos ao nível do corpo celular neuronal e avaliar a regeneração do axônio após intervenção terapêutica, sem a necessidade de realizar uma lesão mais danosa dentro do sistema nervoso central. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais no campo da regeneração axonal, como, por exemplo, axônios tratados terapeuticamente podem regenerar na medula espinhal e possivelmente alcançar os alvos no tronco encefálico? A principal vantagem desta técnica é que os pesquisadores podem examinar a regeneração de axônios do SNC sem ter que lesionar diretamente a medula espinhal.Isso reduz complicações pós-cirúrgicas e melhora o bem-estar animal. Comece anestesiando adequadamente o animal. Confirme o plano cirúrgico de anestesia pela ausência de reação ao aperto dos dedos dos pés.Em seguida, pese o animal e registre o peso pré-operatório. Para uma injeção cirúrgica no gânglio da raiz dorsal, retire a pelagem do pescoço desde entre as orelhas até logo abaixo das escápulas. Desinfete a área depilada com um produto antisséptico.Administre dois mililitros de soro fisiológico por via subcutânea na região lombar do animal, jun

dorsal-root-ganglion-injection-dorsal-root-crush-injury-as-model-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Nós apresentamos um método para imunoprecipitação da cromatina do tecido da raiz dorsal após lesão axonal gânglios. A abordagem pode ser usada para identificar locais de transcrição específicos fator determinante e importante modificação epigenética de histonas e DNA para a regeneração de axônios lesados ​​tanto no sistema nervoso periférico e central.

Cromatina imunoprecipitação de Tissue Dorsal Root Gânglios seguintes Lesão Axonal

Imagens ao vivo de axônios da raiz dorsal após rizotomia

Neste relatório nós descrevemos um método para esmagamento do nervo ciático do rato. Este método usa prontamente disponíveis pinça hemostática e facilmente reproduzível e produz esmagamento do nervo ciático completa. Além disso, nós descrevemos um método para preparar montagens de músculos inteiros adequados para análise da regeneração do nervo após esmagamento do nervo ciático.

Reprodutível mouse esmagamento do nervo ciático e subsequente avaliação de Regeneração por Análise Whole Mount muscular

Estudo genético da regeneração do axônio com cultivadas Adulto neurônios do gânglio da raiz dorsal

Fonte: Li, Q., et al. Investigando a regeneração do axônio de mamíferos: eletroporação in vivo do gânglio da raiz dorsal de camundongos adultos. J. Vis. Exp. (2018)Este vídeo demonstra o processo de regeneração axonal em um nervo ciático de camundongo após uma lesão por esmagamento. O nervo isolado é fixado e preparado para imagens, com proteínas fluorescentes expressas em neurônios para visualizar o crescimento do axônio. Usando um microscópio de epifluorescência, a regeneração do axônio é...

Regeneração axonal no nervo ciático de um camundongo após uma lesão por esmagamento

Fonte: Cheah, M., et al. Injeção do gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento da raiz dorsal como modelo para regeneração sensorial do axônio. J. Vis. Exp. (2017). Este vídeo demonstra um procedimento passo a passo para injetar uma suspensão viral nos gânglios da raiz dorsal (DRGs) e induzir uma lesão axonal controlada por meio de um esmagamento da raiz dorsal em um rato anestesiado. O protocolo envolve a exposição dos DRGs, a entrega de um vetor viral promotor de crescimento para...

Modelagem da regeneração sensorial do axônio em um rato usando injeção do gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento da raiz dorsal

Fonte: Li, Q. et al. Investigando a regeneração do axônio de mamíferos: eletroporação in vivo do gânglio da raiz dorsal de camundongos adultos. J. Vis. Exp. (2018)Este vídeo demonstra a transfecção mediada por eletroporação de neurônios DRG de camundongos para estudar a regeneração do axônio. Ele descreve as etapas para fornecer construções de ácido nucleico aos neurônios DRG, induzir lesão do nervo ciático e avaliar a regeneração axonal.

Transfecção mediada por eletroporação de gânglios da raiz dorsal de camundongos para promover a regeneração sensorial do axônio

Larvas de Drosophila são um sistema modelo atraente para geração de imagens ao vivo devido à sua cutícula translúcido e genética poderosas. Este protocolo descreve como utilizar um dispositivo de PDMS de camada única, o chamado "chip larva 'para geração de imagens ao vivo de processos celulares dentro de neurônios do 3 º instar as larvas Drosophila.

O uso de chips microfluídicos para Imagens ao vivo e estudo das respostas Lesão em<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvas

Aqui, apresentamos um protocolo utilizando a drosófila neurônio sensorial - modelo de lesão do neurônio arborização dendrítica (da), que combina na vivo ao vivo de imagens, dois fotões do laser axotomy/dendriotomy e poderoso toolbox genético mosca, como uma plataforma para a seleção de potenciais promotores e inibidores de Epilepsias.

Um modelo de lesão in vivo em Drosophila para estudar a neuroregeneração do sistema nervoso periférico e central

Eletroporação é uma abordagem eficaz para entregar genes de interesse em células. Aplicando-se esta abordagem na vivo sobre os neurônios do gânglio de raiz dorsal do rato adulto (DRG), descrevemos um modelo para estudo de regeneração do axônio em vivo.

Investigação regeneração do axônio mamíferos: In Vivo Electroporation do gânglio de raiz Dorsal do rato adulto

Aprenda a realizar injeção no gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento em ratos adultos para estudar regeneração de axônios sensoriais e aplicações de terapia gênica.

Dorsal Root Injection gânglio da raiz dorsal e lesão por esmagamento como um modelo para Sensorial Axon Regeneração

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