Name: Um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Aprenda a bloquear a condução nervosa em ratos diabéticos usando ultrassom de alta intensidade focado. Esta técnica oferece uma abordagem localizada e repetível para analgesia em neuropatia diabética periférica.

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O estudo foi apoiado pelo Ministério da ciência e tecnologia (projeto mais 105-2221-E-400-001) e os institutos nacionais de saúde pesquisa (projeto BN-105-PP-10), Taiwan.

o cuidado Animal institucional e uso Comitê dos institutos nacionais de pesquisa de saúde em Taiwan aprovaram todos os protocolos animais.
 1. indução de modelo diabético no masculino adulto Sprague - Dawley (SD) ratos <ol><li>remover pelotas de comida de rato da gaiola para ratos de SD rápido macho (300-350 g) para 6 h antes da indução de STZ.</li>
	Buffer de <li>preparar citrato de sódio (0,1 M, pH 4.5).
	<ol><li>Dissolver 1,05 g ácido cítrico monoidratado (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; Astyanax peso 210.14) em 50 mL de água para fazer uma solução de ácido cítrico 0,1 M destilada.</li>
		<li>Dissolver 1,47 g citrato trissódico dihidratado (C 8 H 5 O 7 at 3 · 2 H 2 O; Astyanax peso 294.12) em 50 mL água destilada água para fazer uma solução de citrato de sódio 0,1 M.</li>
		<li>Adicionar 25 mL de solução de ácido cítrico a 25 mL de solução de citrato de sódio. Monitorar o pH do tampão de citrato de sódio (pH 4.5) usando um medidor de pH. 
		Nota: A reserva é feita isotônica por adição de um volume adequado de solução de citrato de sódio 0,1 M.</li>
	</ol></li> <li>STZ dissolver em tampão de citrato de sódio 0,1 M para produzir um 50 mg/mL solução STZ. 
	Nota: A solução STZ é sensível à luz, portanto, cobrir a solução STZ com folha de alumínio e usar dentro de 15-20 min.</li>
	<li>Desenhar a solução STZ 50mg/kg em uma seringa de insulina ou tuberculina 1 mL com agulha de 26 a 28-calibre. Limpe o local da injeção com um pad de etanol e injetar a solução STZ intraperitonealmente o quadrante inferior direito do abdômen para não danificar órgãos abdominais. </li> <li>Fornecer ratos com água de 10% de sacarose como a fonte de água exclusiva para 48 h após a injeção de STZ para prevenir hipoglicemia.</li></ol>
 2. confirmação do Diabetes em ratos induzido por STZ <ol><li>Monitor a concentração de glicose plasmática jejum de todos os ratos injetados por STZ post 72 h com um medidor de glicose.
	<ol><li>Rápido os ratos diabéticos induzido por STZ para 15 h antes de medir o jejum nível de glicose do sangue.</li>
		<li>Conter os ratos em um saco de contenção e expor as caudas para coleta de sangue durante as medições de glicose do sangue.</li>
		<li>Usar uma lanceta de sangue para picar a ponta da cauda para obter uma pequena gota de sangue. Coloque a gota de sangue em uma tira de teste de glicose. Gravar os níveis de glicose do plasma jejum. 
		Nota: O medidor de glicose detecta e exibe o nível de glicose no sangue em unidades de mg/dL. Excluir os ratos com níveis de glicose jejum abaixo de 150 mg/dL após 2 semanas da STZ-indução.</li>
	</ol></li></ol> 3. Avaliação da neuropatia diabética periférica em ratos diabéticos <ol><li>avaliar a alodinia mecânica com eletrônica von Frey.
	<ol><li>Resposta de retirada de pata de ratos diabéticos habituate STZ induzida em uma gaiola em um piso de malha de metal de diâmetro 1cm por 30 min antes de avaliando o hind.</li>
		<li>Usar uma sonda de von Frey eletrônico com ponta rígida (0,8 mm de diâmetro) para aplicar manualmente a pressão à superfície plantar da pata traseira dos ratos e aumentar gradualmente a pressão até que uma resposta de retirada de pata é vista.</li>
		<li>Gravar a pressão que mostra sobre o sistema e repita a medição 5 vezes por rato, com um intervalo de 30 s entre cada medição.</li>
	</ol></li> <li>Avaliar a hiperalgesia térmica com um prato quente.
	<ol><li>Se habituar os ratos diabéticos induzido por STZ na chapa quente (24 ± 0,5 ° C) por 10 min antes de avaliar a resposta de dor.</li>
		<li>Remover e colocar os ratos volta em suas gaiolas depois de habituação, aqueça a chapa e manter a chapa &#39; temperatura s 55 ± 0,5 ° C.</li>
		<li>Coloque o rato sobre a chapa aquecida ao iniciar simultaneamente o cronômetro.</li>
		<li>Quando o rato exibe comportamentos distintos, tais como lamber o hind pata ou anormalmente flicking o hind pata, parar o cronômetro e grava a latência de retirada. 
		Nota: Se um rato não expressa comportamentos distintos após 20 s (tempo de corte 20 s), terminar o teste de placa quente e retire a chapa do rato.</li>
	</ol></li></ol> 4. Na Vivo Bloqueio de condução com o transdutor de HIFU do nervo Nota: O experimento na vivo começa na semana 5 após injeção de STZ 50mg/kg.
<ol><li>Executar procedimentos animais antes de bloquear dos CMAPs com sonication HIFU.
	<ol><li>Esterilizar os instrumentos cirúrgicos (bisturi, tesouras, pinças e gancho de vidro) em um autoclave antes da cirurgia.</li>
		<li>Anestesiar os ratos com injeção intraperitoneal de tiletamina/eficiente mistura (40 mg/kg) e xilazina (10mg/kg) ou através da inalação de 1,75% de isoflurano através de vaporizador de isoflurano. Coloque os ratos em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura do corpo.</li>
		<li>Posicionar os ratos para cirurgia em prostração ventral. Aplica a pomada. Estique a perna do rato e beliscar a superfície plantar do pé com unhas para determinar a profundidade da anestesia. Se os ratos mostram respostas de retirada, aplicar anestesia adicional.</li>
		<li>Remover os pelos da coxa e abaixe para trás os ratos com uma tosquiadeira elétrica. Aplique iodo líquido com gaze limpa no local cirúrgico e circularmente, mover a gaze para o exterior do local cirúrgico. Use uma compressa embebida em álcool para limpar o iodo líquido com o mesmo movimento circular. Esta experiência é realizada no site da esquerda e direita cirúrgica. Repita o procedimento em outro local cirúrgico quando executar o próximo passo do processo.</li>
		<li>Use uma tesoura cirúrgica estéril ou bisturi para fazer uma incisão da pele na coxa dorsal. Use uma tesoura cirúrgica romba cuidadosamente separe o tecido debaixo da pele e proteger a pele com pele ganchos. O fêmur pode ser visto dentro dos músculos.</li>
		<li>Usar a tesoura para separar cuidadosamente os músculos paralelos ao fêmur até as fibras do nervo ciático de meio da coxa que são incorporadas nos músculos são visíveis. Com cuidado, usar um gancho de vidro para separar o nervo ciático do meio da coxa dos músculos e tecidos conectivos circundantes.</li>
	</ol></li> <li>Posicionar o nervo ciático na zona focal HIFU usando um fixador de nervo sob medida ( Figura 1 e Figura 3). 
	Nota: O fixador de nervo sob medida consiste de 3 componentes ( Figura 3). Todos os componentes são feitos de polimetilmetacrilato (PMMA), transparente. A rosca externa da estrutura superior do componente é 2,5 milímetros de altura e M10XP0.7 ( Figura 4A). O poço central é um 4.0 mm de diâmetro do furo através da componente eu. A abertura do fundo do poço é selada por uma folha de fita. O diâmetro do slot é 1,2 mm e a distância entre o plano central do slot e a superfície superior do componente I é 3,1 mm. II componente consiste em um corpo principal, quatro patas e a estrutura de fundo ( Figura 4B). A rosca interna da estrutura inferior é de 2,5 milímetros de altura e M10XP0.7 para caber o segmento externo do componente eu. O diâmetro do furo central é o mesmo que o poço central de componente eu. As dimensões do corpo principal são 32 mm de diâmetro e 5,4 mm de espessura. Quatro pernas simetricamente são implantadas. Duas pernas curtas idênticas são projetadas para alinhamento e duas pernas longas idênticas trabalham para prender na componente III. O diâmetro externo e a altura do componente III são 41 mm e 9,2 mm. A rosca interna é M36XP1.0 e o furo é 27,5 mm de diâmetro (< forte classe = "xfig"> Figura 4). O cone é um cone oco com a abertura superior de 84 mm de diâmetro e a abertura inferior de 27,5 mm de diâmetro. A altura é de 57,5 mm ( Figura 5A).
	<ol><li>Antes do experimento, mergulhe o fixador de nervo sob medida de acrílico em solução de água sanitária para 30-60 min, seguido por imersão em água estéril.</li>
		<li>Usando um gancho de vidro, levante o nervo cuidadosamente e colocá-lo na ranhura do componente I.</li>
		<li>Componente de parafuso II a componente I. preenchimento central bem do componente com Ringer &#39; s solução para preservação de propagação e nervo ultra-sônica.</li>
		<li>Parafuso componente III para o cone de habitação HIFU. Componente de doca III com componente II por entre as quatro pernas do componente II. 
		Nota: O centro geométrico de três componentes e o transdutor estão alinhados. A distância entre o nervo e o transdutor é igual ao comprimento focal, que garante que o nervo está dentro da zona focal HIFU.</li>
	</ol></li> <li>Inserir um par de agulhas de acupuntura na origem do nervo ciático e o outro par no músculo gastrocnêmio. Conecte cada par de agulhas para o sistema de aquisição de eletrofisiologia através de um cabo coaxial elétrico ( Figura 1). 
	Nota: Em uma extremidade do cabo são dois clipes jacaré para juntar duas agulhas separadamente e na outra extremidade do cabo é um conector BNC para ligar o sistema. Os pares de agulhas de acupuntura funcionam como estimulantes eletrodos no nervo ciático e os eletrodos de gravação no músculo gastrocnêmio.
	<ol><li>Definir a taxa de amostragem e largura de banda do sistema de aquisição de eletrofisiologia para 50 kHz e 70 Hz - 3 kHz, respectivamente. Aplicar um estímulo máximo supra com uma largura de pulso de 0,1 ms para os eletrodos de estimulação na origem do nervo ciático.</li>
		<li>Gravar os CMAPs de eletrodos a gravação e amplificar os CMAPs com o amplificador incorporado no sistema de aquisição de eletrofisiologia. 
		Nota: Utilize o amplificador incorporado no sistema de aquisição de eletrofisiologia para amplificar os sinais nervosos e gravar os CMAPs dos eléctrodos de gravação com o sistema de aquisição de eletrofisiologia.</li>
	</ol></li> <li>Usar um transdutor HIFU comercial 2,68 MHz para suprimir os CMAPs em ratos neuropáticas diabéticos. 
	Nota: As especificações do transdutor são descritas da seguinte forma: uma tigela de elemento único esférica com diâmetro de abertura de 6 cm e distância focal de 5 cm e uma zona de elipsoide focal de 4 mm de profundidade e 0,8 mm de largura em espaço livre.
	<ol><li>Mergulhar o cone esférico, o transdutor HIFU e o cone de cobrem no tanque cheio de água desgaseificada. Coloque o transdutor HIFU no cone da esférico e fixar a tampa do cone para a abertura superior do cone esférico de 6 parafusos ( Figura 5B). Depois que as bolhas no cone esférico são expelidas naturalmente devido à baixa densidade de bolhas em comparação com água, sele a abertura front-end do cone por uma fita grossa transparente 0,03 mm. Componente de parafuso III sobre o espremedor esférico.</li>
		<li>Tirar o transdutor HIFU com o cone esférico e o componente III do tanque de água desgaseificado. 
		Nota: A água de osmose reversa utilizada no estudo é a água purificada pelo processo de osmose reversa. A água de osmose reversa é fervida para expelir o gás. Após arrefecimento, a água desgaseificada é obtida em um tanque selado individual.</li>
	</ol></li> <li>Colocar o componente eu para o espaço entre o nervo e o músculo cuidadosamente e posicione o nervo a lacuna do componente I. executar as etapas 4.2.3 e 4.2.4 para garantir que o nervo está dentro da zona focal do HIFU ( Figura 3A < / forte >).</li>
	<li>Link um gerador de função e um amplificador de potência de radiofrequência. Ligue o amplificador de potência para o transdutor HIFU para geração do feixe de HIFU. Defina manualmente a saída de tensão do gerador de função para o HIFU transdutor através do amplificador de potência. Manualmente desliga o gerador de função, quando terminar o tempo de exposição de HIFU. Observar o tempo usando um timer. 
	Nota: A intensidade e a energia do feixe HIFU utilizado neste estudo são 2.810 W/cm 2 e 84 J/mm 2, respectivamente.</li>
	<li>Simultaneamente, fornecer o estímulo através do sistema de aquisição de eletrofisiologia (passo 4.3) e feixe HIFU através do sistema de HIFU (etapa 4.6) ao nervo ciático enquanto gravava os CMAPs. Gradualmente aumentar a exposição HIFU no nervo ciático de 3 s, 5 s, 8 s até observa-se diminuição ou inibição da amplitude do CMAPs.
	<ol><li>Registro os CMAPs uma vez por segundo durante a entrega de HIFU o feixe. Depois de observar a mudança na amplitude de CMAPs, desligue o sistema HIFU e manualmente, clique no ícone do registro do software de aquisição de eletrofisiologia para registro CMAPs cada 2 min nos primeiros 10 min, cada 5 min em consecutivo 30 min e a cada 10 minutos na última fase até o tempo de gravação atinge 2 h.</li>
	</ol></li> <li>Componente separado II e III do fixador nervo ( Figura 3) para remover o transdutor HIFU do local da incisão. Componente separado II e para liberar o nervo ciático protegido. Sutura do local cirúrgico do rato diabético por suturas de catgut crómico 4-0 depois de gravar os CMAPs. Aplica iodo líquido para o sítio cirúrgico para prevenir a infecção.
	<ol><li>Coloque as gaiolas na rampa de aquecimento e deixe que os ratos recuperar em suas gaiolas antes de retorná-los para as instalações de animais. Fornecer os ratos com ibuprofeno em água potável para 3 dias ou injeção intraperitoneal de buprenorfina (0,05 - 0,1 mg/kg).</li>
	</ol></li> <li>Inserir eletrodos estimulantes e gravação na origem do nervo ciático e os músculos gastrocnêmio de ratos anestesiados de neuropáticas diabéticos, conforme descrito nas etapas 4.1.2 e 4.3 nos dias 7, 14 e 28 após o inicial sonication HIFU. Repita as etapas para 4.3.1 4.3.2.
	<ol><li>Coloque as gaiolas na rampa de aquecimento e deixe que os ratos recuperar em suas gaiolas antes de mover as gaiolas para as instalações de animais.</li>
	</ol></li> <li>Eutanásia em ratos após o experimento. Coloque o rato em uma câmara de dióxido de carbono. Espere cerca de 5 min para os ratos parar de respirar. Certifique-se de que o coração parou de bater.</li>
</ol>

<ol><li>Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupuncture+for+the+treatment+of+chronic+painful+peripheral+diabetic+neuropathy%3A+A+long-term+study%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study.</a> Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).</li>
<li>Hamza, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+electrical+nerve+stimulation%3A+A+novel+analgesic+therapy+for+diabetic+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain.</a> Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).</li>
<li>Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/13686380">Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound.</a> J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+high-intensity+focused+ultrasound+for+conduction+block+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves.</a> Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-intensity+focused+ultrasound+attenuates+neural+responses+of+sciatic+nerves+isolated+from+normal+or+neuropathic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats.</a> Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).</li>
<li>Young, R. R., Henneman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+block+of+nerve+conduction+by+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Neurol%22%5BJournal%5D)">Reversible block of nerve conduction by ultrasound.</a> Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).</li>
<li>Lele, P. P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0014488663900086">Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating.</a> Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).</li>
<li>Hong, C. Z. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1846738">Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage.</a> Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).</li>
<li>Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+magnetic+resonance-guided+focused+ultrasound+treatment+of+uterine+fibroids+in+a+large+Japanese+population%3A+impact+of+the+learning+curve+on+patient+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome.</a> Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).</li>
<li>Huisman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+consensus+on+use+of+focused+ultrasound+for+painful+bone+metastases%3A+current+status+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperthermia%22%5BJournal%5D)">International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions.</a> Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).</li>
<li>Dickinson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medium-term+Outcomes+after+Whole-gland+High-intensity+Focused+Ultrasound+for+the+Treatment+of+Nonmetastatic+Prostate+Cancer+from+a+Multicentre+Registry+Cohort%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort.</a> Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+high-intensity+focused+ultrasound+on+nerve+conduction%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction.</a> Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+conduction+block+in+diabetic+rats+using+high-intensity+focused+ultrasound+for+analgesic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications.</a> Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).</li>
<li>Donoff, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+regeneration%3A+basic+and+applied+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Oral+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Nerve regeneration: basic and applied aspects.</a> Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).</li>
<li>Fawcett, J. W., Keynes, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve regeneration.</a> Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).</li>
<li>Nightingale, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuropathic+pain+market%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The neuropathic pain market.</a> Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).</li>
<li>Lipton, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-pulse+transcranial+magnetic+stimulation+for+acute+treatment+of+migraine+with+aura%3A+a+randomised%2C+double-blind%2C+parallel-group%2C+sham-controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial.</a> Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Supressão parcial e temporária de action potentials dos nervos neuropáticas de ratos diabéticos na vivo e ocorrência instantânea do efeito de bloqueio após o tratamento de HIFU, que ambos foram observados. O estudo de acompanhamento de 28 dias na CMAPs demonstrou que um bloqueio seguro de condução do nervo pode efectuar-se em uma exposição adequada de HIFU. Como resultado, o protocolo acima do tratamento HIFU pode fornecer uma solução alternativa para o bloqueio reversível da condução dos nervos isquiático em ra...

Medicações orais, acupuntura1, e de estimulação elétrica nervosa2 têm sido utilizados para o tratamento da polineuropatia diabética dolorosa. No entanto, os efeitos secundários dos medicamentos orais, operação invasiva de acupuntura e estimulação elétrica nervosa dificultam a eficácia terapêutica e aderência do paciente. Bloco de ultra-som de nervos periféricos em modelos animais foi investigado por décadas3,4,5. A condução de em vitro nervos ciático do grande sapo verde foi inibida reversível após o tratamento de pulsos de 10-20 da exposição de ultra-som para 0,4 - 1,0 s6. Um fator de bloquear a condução nervosa é o aumento de temperatura induzido por ultrassom7. Para pacientes com polineuropatia, a supressão dos potenciais de ação muscular composto (CMAPs) realizou-se no nervo peroneal exposto ao ultra-som de baixa intensidade para min 28. O tempo de recuperação completa foi dentro de 5 min.
Recentemente, a Food and Drug Administration dos Estados Unidos aprovaram HIFU como um tratamento não invasivo para miomas uterinos9, palliations dor de metástases ósseas10, e câncer de próstata11. Um transdutor HIFU emite raios acústicos fora do corpo, e os feixes transmitem em várias mídias de tecido e convergem para o tumor do alvo no foco. A zona focal é imediatamente formada para gerar efeitos localizados em tumores de destino sem danificar os tecidos circundantes. HIFU também tem sido aplicada para inibir a condução nervosa ou causar denervação de nervo em experimentos na vivo de normal de ratos Sprague-Dawley (SD)12. Além disso, os efeitos a curto e a longo prazo de HIFU neuropática nervos foram investigadas13. Resultados anteriores demonstraram que o bloco permanente ou reversível da condução nervosa sensorial poderia ser alcançado por HIFU com parâmetros apropriados. Além de aplicações analgésicas, HIFU pode ser usado como uma ferramenta para investigar a contribuição relativa dos componentes periféricos e centrais de bloqueio de condução do nervo para a pesquisa básica de Neurologia e desenvolvimento de medicamentos para as dores. Portanto, carece de uma plataforma de tecnologia bloqueio HIFU específica para nervos periféricos em modelos animais. O objetivo deste artigo é demonstrar os procedimentos para bloquear parcialmente ou completamente aos potenciais de ação dos nervos periféricos em ratos neuropáticas diabéticos por HIFU. Estabeleceram-se modelos do rato diabético e avaliação dos sintomas neuropáticas periféricas. Uma plataforma HIFU e processos experimentais específicos para tratamento de nervos ciático de ratos são apresentados.

<table><tbody><tr><td>estreptozotocina</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>ácido cítrico monohidratado&nbsp;</td>Citrato trissódico <td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>di-hidratado</td><td>Medidores</td><td>de glicose Sigma W302600</td><td></td></tr> Dispositivo eletrônico de von Frey <tr><td></td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td></td><td>IITC Placa quente de ciências da vida</td><td>2390</td><td></td></tr> Sistema de aquisição <tr><td></td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac MP36 Biopac</td><td>Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transdutor HIFU</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>gerador de função</td><td>Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td>amplificador de potência</td><td>Eletrônica & Ratos Innovation</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube pomada veterinária</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>vaporizador de isoflurano</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saco de contenção (Decapicones)</td> <td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos

An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Bloqueio de condução do nervo com um transdutor de ultra-som centradas em intensidade elevada (HIFU) tem sido realizado recentemente em modelos animais diabéticos e normais. HIFU reversível pode bloquear a condução dos nervos periféricos sem danificar os nervos, enquanto usando um parâmetro apropriado ultra-sônico. Bloco parcial e temporário dos potenciais de ação dos nervos mostra que HIFU tem potencial para ser um tratamento clínico útil para alívio da dor. Este trabalho demonstra os procedimentos para suprimir os potenciais de ação dos nervos neuropáticas em ratos diabéticos na vivo usando um transdutor HIFU. O primeiro passo é gerar ratos neuropáticas diabéticos macho adulto por injeção de estreptozotocina (STZ). O segundo passo é avaliar a neuropatia diabética periférica em ratos diabéticos induzido por STZ por uma sonda de von Frey eletrônico e um prato quente. A etapa final é recorde na vivo extracelular potenciais de ação do nervo exposto a sonication HIFU. O método mostrou aqui pode beneficiar o estudo das aplicações analgésicas de ultra-som.

O estudo na vivo demonstrou que, com uma dose HIFU de 3 sonication s em uma intensidade de 2.810 W/cm2, os CMAPs foram suprimidos por 20% da linha de base, mas eles foram completamente recuperados após 30 min (Figura 2A, diamantes) e foram quase constante no período de 28 dias (Figura 2B, diamantes). Para a exposição HIFU de s 5 na mesma intensidade, os CMAPs diminuíram para 65,4% (9,5%) da linha de base em 4 ...

Este trabalho apresenta a metodologia de aplicação de alta intensidade com foco ultra-som para bloquear os potenciais de ação dos nervos neuropáticas diabéticos.

Um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

O objetivo geral dessa técnica de ultrassom é realizar um bloqueio temporário da condução nervosa periférica utilizando o efeito térmico do ultrassom. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de controle da dor, como a analgesia na neuropatia periférica diabética. A principal vantagem dessa técnica é que a exposição ao ultrassom no nervo-alvo é localizada e repetível.As implicações dessa técnica são voltadas para a analgesia da dor neuropática humana, porque o tratamento com ultrassom é um processo longo e muito seguro. O procedimento será demonstrado por Cheng Jung-Sung e Tan Joo-Shin, além de assistentes de pesquisa de um laboratório. Após o jejum de ratos machos Sprague-Dawley ou SD e o preparo da solução de STZ de acordo com o protocolo descrito, utilize uma agulha de 26 ou 28 gauge para aspirar a solução de STZ de 50 miligramas por quilograma em uma seringa de insulina ou tuberculina de um mililitro.Use um disco de etanol para limpar o local da injeção nos ratos e injete a solução de STZ no abdômen do animal. Após 72 horas da injeção, meça a concentração plasmática de glicose em jejum de todos os ratos injetados, utilizando uma lanceta para furar a ponta da cauda e obter uma pequena gota de sangue. Coloque a gota de sangue em uma tira reagente de glicose e insira-a em um glicosímetro antes de registrar os níveis plasmáticos de glicose em jejum.Para habituar uma rata induzida com STZ a diabetes, transfira-a para uma gaiola com piso de malha metálica de um centímetro de diâmetro por 30 minutos. Em seguida, para avaliar a resposta de retirada da pata traseira, utilize uma sonda eletrônica de Von Frey com ponta rígida para aplicar manualmente pressão à superfície plantar da pata traseira dos ratos e aumente gradualmente a pressão até que seja observada uma resposta de retirada da pata. Registre a pressão e aguarde 30 segundos antes de repetir a medição novamente.Cinco semanas após a injeção de STZ, após anestesiar os ratos e realizar uma pinça na superfície plantar do pé de acordo com o protocolo descrito, utilize uma tesoura elétrica para remover os pelos da coxa e da região lombar. Aplique iodo líquido na pele da área cirúrgica. Em seguida, use um disco de álcool para remover o iodo líquido.Com um escalpe estéril, faça uma incisão na pele na região posterior da coxa. Use tesoura cirúrgica para afastar o tecido sob a pele e utilize ganchos de pele para fixar a pele. Com a tesoura, separe cuidadosamente os músculos paralelamente ao fêmur até que as fibras do nervo ciático na metade da coxa, embutidas nos músculos, fiquem visíveis.Use cuidadosamente um gancho de vidro para separar o nervo ciático da região média da coxa do tecido conjuntivo e dos músculos circundantes. Em seguida, para posicionar o nervo ciático na zona focal de ultrassom focalizado de alta intensidade, ou HIFU, utilizando um fixador de nervo personalizado, use um gancho de vidro para levantar cuidadosamente o nervo e colocá-lo no encaixe do componente um do dispositivo. A seguir, parafuse o componente dois ao componente um.Em seguida, utilize a Solução de Ringer para encher o poço central do componente um, para propagação ultrassônica e preservação do nervo. Parafuse o componente três ao cone do alojamento de HIFU. Em seguida, através das quatro pernas do componente dois, acople o componente três ao componente dois.Após inserir um par de agulhas de acupuntura na origem do nervo ciático e o outro par no músculo gastrocnêmio, conecte cada par de agulhas ao sistema de aquisição de eletrofisiologia por meio de um cabo coaxial elétrico. Configure a taxa de amostragem e a largura de banda do sistema de aquisição de eletrofisiologia para 50 quilohertz e 70 hertz a três quilohertz, respectivamente. Em seguida, na origem do nervo ciático, aplique um estímulo supramáximo com largura de pulso de 0,1 milissegundo aos eletrodos estimuladores.No sistema de aquisição de eletrofisiologia, registre os potenciais de ação musculares compostos ou CMAPs a partir dos eletrodos de registro e amplifique os CMAPs com o amplificador embutido. Para usar um transdutor HIFU comercial de 2,68 milihertz para suprimir os CMAPs em ratos com neuropatia diabética, imerja o cone esférico, o transdutor HIFU e a tampa do cone no tanque preenchido com água desgaseificada. Coloque o transdutor HIFU dentro do cone esférico e use seis parafusos de cabeça para fixar a tampa do cone à abertura superior do cone esférico.Após as bolhas no cone esférico serem expelidas naturalmente devido à baixa densidade das bolhas em comparação com a água, utilize uma fita transparente com espessura de 0,03 milímetro para selar a abertura na extremidade frontal do cone. Em seguida, parafuse o componente três ao cone esférico e remova o transdutor de HIFU com o cone esférico e o componente três do tanque de água desgaseificada. Insira cuidadosamente o componente um no espaço entre o nervo e o músculo e posicione o nervo na abertura do componente um.Para garantir que o nervo esteja dentro do foco do HIFU, como demonstrado anteriormente, parafuse o componente dois ao componente um. Após parafusar o componente três ao cone do alojamento do HIFU, através das quatro pernas do componente dois, acople o componente três ao componente dois e utilize solução de Ringer para preencher o poço central do componente um, a fim de permitir a propagação ultrassônica e a preservação do nervo. Conecte um Gerador de Funções e um amplificador de potência de radiofrequência.Conecte o amplificador de potência ao transdutor de HIFU para gerar o feixe de HIFU. Em seguida, defina manualmente a tensão de saída do Gerador de Funções para o transdutor de HIFU por meio do amplificador de potência e configure um temporizador para medir o tempo de exposição ao HIFU. Desligue manualmente o Gerador de Funções assim que o tempo de exposição ao HIFU terminar.Aplicar simultaneamente o estímulo por meio do sistema de aquisição de eletrofisiologia e o feixe de USF pelo sistema de USF ao nervo ciático, enquanto registra os PCMAs. Aumentar gradualmente a exposição ao USF no nervo ciático de três segundos, cinco segundos e depois oito segundos, até que seja observada uma diminuição ou inibição da amplitude dos PCMAs. Registrar os PCMAs uma vez por segundo durante a aplicação do feixe de USF.Após observar a alteração na amplitude dos CMAPs, desligue o sistema de HIFU e clique manualmente no ícone Gravar no software de aquisição de eletrofisiologia para registrar os CMAPs durante duas horas. Após remover os componentes do fixador nervoso, suturar o local cirúrgico da rata diabética e permitir que os animais se recuperem, nos dias sete, 14 e 28 após a sonicação inicial com HIFU, insira eletrodos estimuladores e de registro nas ratas neuropáticas diabéticas anestesiadas, como antes, e registre CMAPs adicionais conforme demonstrado anteriormente neste vídeo. O estudo in vivo demonstrado neste vídeo mostrou que, com uma dose de ultrassom focalizado de alta intensidade, ou HIFU, de três segundos de sonicação a uma intensidade de 2810 watts por centímetro quadrado, os CMAPs foram suprimidos em 20 por cento em relação à linha de base, mas se recuperaram completamente após 30 minutos.Após a exposição de cinco segundos ao HIFU na mesma intensidade, os PAMCs diminuíram para 65,4 por cento do valor basal aos quatro minutos e recuperaram-se para 73,7 por cento do valor basal aos 120 minutos. Os PAMCs não retornaram aos níveis basais até o dia 14. Quando o tempo de sonicação com HIFU foi aumentado para 8 segundos sob a mesma intensidade, os PAMCs foram reduzidos a 26 por cento do valor basal aos quatro minutos, aumentaram para 38 por cento do valor basal aos 120 minutos e aumentaram gradualmente para 74 por cento do valor basal até o dia 28.Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em uma hora, se for executada corretamente. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de tratar o nervo com muita delicadeza. Após este procedimento, outros métodos, como a detecção fácil da marca, podem ser realizados para responder perguntas adicionais, como a interação sensorial periférica.Após seu desenvolvimento, esta técnica abriu caminho para pesquisadores na área de controle da dor explorarem uma nova modalidade energética para a acupuntura na neuropatia periférica. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como analisar a condução nervosa em ratos com neuropatia diabética utilizando ultrassom. Não se esqueça de que trabalhar com o amplificador de potência pode ser extremamente perigoso e que precauções, como o uso de luvas de trabalho isolantes, devem sempre ser tomadas ao realizar este procedimento.

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Research

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Aqui, nós descrevemos um procedimento rápido, simples e confiável para determinar a menor temperatura em que ratos ou camundongos mostram comportamento...

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Fonte: Lee, Y. F., et al. Uma ferramenta ultrassônica para bloqueio de condução nervosa em modelos de ratos diabéticos. J. Vis. Exp. (2017)Este vídeo demonstra o uso de ultrassom focalizado de alta intensidade (HIFU) para bloquear os potenciais de ação do nervo ciático para o músculo gastrocnêmio em um modelo de rato diabético. Ao entregar o feixe HIFU ao nervo, uma diminuição no sinal muscular confirma o potencial do HIFU como terapia não invasiva para o alívio da dor neuropática diabética.

Ultrassom focalizado de alta intensidade para bloquear potenciais de ação nervosa em um modelo de rato diabético 

Medições das propriedades de condução nervosa em vivo exemplificar uma ferramenta poderosa para caracterizar vários modelos animais de doenças neuromusculares. Aqui, apresentamos um protocolo de fácil e confiável pelo qual análise eletrofisiológica em nervo ciático de ratos anestesiados pode ser realizada.

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Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

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Aqui, apresentamos um método para avaliar a ativação e o bloqueio dos axônios sensoriais nos nervos periféricos em experimentos agudos, anestesiados e in vivo com ratos, utilizando dois tipos de medições eletrofisiológicas da coluna vertebral que podem discriminar a atividade dos subtipos de fibras nervosas: Potenciais de Campo Local e registros de neurônios únicos em Faixa Dinâmica Ampla.

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Aprenda a bloquear a condução nervosa em ratos diabéticos usando ultrassom de alta intensidade focado. Esta técnica oferece uma abordagem localizada e repetível para analgesia em neuropatia diabética periférica.

Um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos

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