Name: Combinando imagem Raman e análise multivariada para visualizar Lignina, celulose e hemicelulose no muro celular da planta (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Aprenda a visualizar lignina, celulose e hemicelulose em paredes celulares de plantas usando imagem Raman e análise multivariada. Este método não destrutivo permite mapear a composição química da biomassa vegetal com mínima preparação.

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Agradecemos ao Ministério da Ciência e Tecnologia da China (2016YDF0600803) o apoio financeiro.

1. Preparação da amostra <ol><li> Corte um pequeno bloco de tecido (cerca de 3 mm x 3 mm x 5 mm) da amostra da planta ( por exemplo, uma haste de álamo). </li><li> Mergulhe o tecido em água desionizada fervente durante 30 min. Imediatamente transferi-lo para água desionizada à temperatura ambiente (RT) durante 30 min. Repita este passo até o tecido escorrer no fundo do recipiente, indicando que o ar no tecido foi removido e que o tecido se amaciou. Nota: Para as amostras que afundam no fundo antes desta etapa, geralmente repita este ciclo 3-5 vezes. </li><li> Prepare as alíquotas 20, 50, 70, 90% (v / v) de polietileno glicol (PEG) em água desionizada, bem como PEG puro e mantenha as soluções a 65 ° C. </li><li> Incube o tecido em uma série de banhos graduados de PEG para deslocar a água e permitir que o PEG se infiltre. Nota: Tipicamente, PEG com um peso molecular de 2.000 (PEG2000) é usado para incorporação. <ol><li> Processar o tecido com gPEG radiado num forno de secagem da seguinte forma: (a) 20% de PEG durante 1 h, (b) 50% de PEG durante 1,5 h, (c) 70% de PEG durante 2 h, (d) 90% de PEG durante 2 h e (E) 100% de PEG por 10 h. </li></ol></li><li> Pré-aqueça uma cassete a 65 ° C no forno. Despeje o PEG que contém o bloco na cassete e, em seguida, coloque o bloco de tecido em uma posição desejada usando pinças pré-aquecidas ou agulhas. </li><li> Lixar lentamente a cassete e armazenar o tecido à TA até o uso. </li><li> Disseca o bloco de PEG contendo o tecido alvo em um pequeno bloco (cerca de 1 cm x 1 cm x 2 cm) usando uma lâmina afiada e montá-lo no microtomo. </li><li> Corte seções finas do bloco PEG (tipicamente 3-10 μm). </li><li> Enxague a seção com água desionizada em um vidro de relógio 10 vezes para remover o PEG do tecido. </li><li> Mergulhe as secções com tolueno / etanol (2: 1, v / v) durante 6 h para remover os extrativos. Prepare o líquido de reação misturando 65 mL de água desionizada, 0,5 mL de ácido acético e 0,6 g de chlo de sódioRito em um copo. Adicione uma seção e 3 mL de líquido de reação a um frasco de 5 mL. Aperte o topo do frasco. </li><li> Aqueça o frasco em banho-maria a 75 ° C durante 2 h para remover a lignina do tecido. Enxague a seção com água desionizada em um vidro de relógio 10 vezes. </li><li> Transfira a seção não tratada / desligada para uma lâmina de microscópio de vidro. Desdobre a seção com cuidado usando escovas ou agulhas. Remova a água extra desionizada com papel de seda. </li><li> Mergulhe a seção em D 2 O. Cubra a amostra com uma cobertura de vidro. Selar a tampa com esmalte para evitar a evaporação do D 2 O. </li></ol> 2. Aquisição espectral <ol><li> Abra o software de operação do instrumento do microscópio Raman confocal. Ligue o laser (comprimento de onda = 532 nm), foco na superfície do silício cristalino com um objetivo de microscópio 100X e clique no botão de calibração para calibrar o instrumento. </li><li> Mude o instrumentoPara o modo microscópio óptico e acenda a lâmpada do microscópio. Monte o escorredor do microscópio no palco, com a tampa deslizante voltada para o objetivo. </li><li> Veja a amostra com um objetivo de microscópio 20X e localize a área de interesse. Aplique óleo de imersão na lamínula e mude para o objetivo do microscópio de imersão (60X, abertura numérica NA = 1.35). Concentre-se na superfície da amostra. </li><li> Mude o instrumento para o modo de teste Raman e desligue a lâmpada do microscópio. </li><li> Escolha uma área de mapeamento usando uma ferramenta retangular. Altere o tamanho do passo para determinar o número de espectros obtidos. Nota: Esteja ciente do tamanho do passo (geralmente maior do que o diâmetro do ponto calculado pela abertura numérica do objetivo, teoricamente 1,22λ / NA). Tamanhos abaixo disso resultarão em oversampling. </li><li> Defina os parâmetros espectrais ótimos para obter a melhor relação sinal-ruído (SNR) e qualidade espectral em um tempo de aquisição apropriado (geralmente &lt;8 h), depeCom base na adequação da amostra. Em geral, insira os parâmetros de imagem no software do instrumento da seguinte forma: laser (532 nm), filtro (100%), furo (300), fenda (100), espectrômetro (1.840 cm -1 ), sulcos (1200t), objetivo ( Óleo 60X) e tempo de aquisição (2 s). </li><li> Salve os dados espectrales antes do processamento de dados e converta-os em um formato universal ( por exemplo, arquivos TXT). </li></ol> 3. Análise de dados <ol><li> Carregue os dados espectrales (arquivos TXT) no software de análise de dados ( por exemplo, Matlab). Aplique uma técnica de redução de ruído no conjunto de dados para melhorar o SNR ( por exemplo, o algoritmo Savitzsky-Golay ou o algoritmo wavelet) </li><li> Use amostras não tratadas para produzir imagens de lignina e polissacarídeos. Para a imagem de lignina, considere o pico espectral em torno de 1.600 cm -1 devido à vibração de alongamento simétrica do anel aromático. Para imagens de polissacarídeos (incluindo celulose e hemicelulose), use o pico espectral aRodada 2.889 cm -1 por causa dos trechos CH e CH 2 . </li><li> Use amostras deslocadas para gerar imagens de celulose e hemicelulose. Execute a resolução da curva de auto-modelagem (SMCR) nos espectros adquiridos para discriminar os espectros de celulose e hemicelulose e para a imagem de suas distribuições. </li><li> Execute análise de componentes principais (PCA) e análise de agrupamento nos dados adquiridos para distinguir os espectros Raman de camadas de parede celular diferentes. </li></ol>

<ol><li>Gonzalo, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+Enzymes+Involved+in+Lignin+Degradation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Bacterial Enzymes Involved in Lignin Degradation.</a> J. Biotechnol. 236, 110-119 (2016).</li>
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</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

A parede celular da planta é um composto que é organizado em várias camadas, incluindo o canto da célula (CC), a parede secundária (SW, com as camadas S1, S2 e S3) e a lamela intermediária composta (LMC, lamela média mais a primária adjacente Parede), o que dificulta a obtenção de uma superfície plana durante a preparação da amostra. Assim, as amostras de plantas, especialmente a grama, que tem uma estrutura mais complicada do que a madeira, muitas vezes precisam ser solidificadas para permitir a separação fina. O PEG é...

A biomassa vegetal é o recurso renovável mais abundante na Terra; é composta principalmente de lignina, celulose e hemicelulose; e é considerada uma fonte atraente de bioenergia e produtos químicos de base biológica1. Infelizmente, pode resistir à degradação e conferir estabilidade hidrolítica ou robustez estrutural à parede celular da planta. Essa resistência é atribuível à área de superfície acessível, tamanho de partícula de biomassa, grau de polimerização, cristalinidade da celulose e lignina protetora2. Uma compreensão abrangente da natureza estrutural e química da parede celular vegetal é, portanto, significativa do ponto de vista da biologia e química vegetal, bem como da utilização comercial. As análises de química úmida comumente usadas, como cromatografia, espectrometria de massa e espectroscopia de ressonância magnética nuclear, fornecem apenas dados de composição médios da amostra medida. Além disso, esses métodos são invasivos e destroem a estrutura original do tecido vegetal3. 
A técnica de imagem Raman é uma ferramenta poderosa para a visualização não destrutiva de informações químicas espacialmente resolvidas4. Ele usa uma luz laser para causar espalhamento inelástico com um fóton e depende de mudanças na polarizabilidade decorrentes das vibrações moleculares. Nesse caso, a água causa um fraco espalhamento Raman, o que torna essa abordagem adequada para investigações in situ de amostras biológicas5. A aplicação da técnica de imagem Raman à parede celular vegetal pode elucidar a estrutura e composição das paredes celulares vegetais em seu estado nativo, com a resolução na escala da célula única e até mesmo das camadas da parede celular6. Uma análise típica de imagem Raman da parede celular de uma planta geralmente consiste em três etapas: 1) preparação da amostra, 2) aquisição espectral e 3) processamento de dados. 
Embora uma das principais vantagens da imagem Raman seja a capacidade de obter espectros livres de rótulos e não destrutivos com preparação mínima de amostras, o corte físico da amostra ainda é necessário para expor a superfície de interesse. Este processo deve ser realizado com cuidado para obter uma superfície plana, uma vez que a técnica depende da manutenção do foco óptico7. A aquisição espectral requer um equilíbrio entre qualidade de imagem e tempos de aquisição extensos8. O processamento de dados visa extrair efetivamente as informações químicas dos dados de imagem, especialmente para os componentes com estruturas químicas semelhantes, como celulose e hemicelulose. Devido à forte sobreposição espectral, os espectros exatos são difíceis de discernir. Nesse caso, a análise multivariada é uma abordagem direta para descobrir efetivamente as informações estruturais e químicas ocultas9. Este trabalho apresenta um protocolo geral que descreve o uso de imagens Raman para visualizar os principais componentes das paredes celulares vegetais, incluindo lignina, celulose e hemicelulose.

<table><tbody><tr><td>Microtomo</td><td>Thermo Scientific</td><td>Microm HM430</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio Raman Confocal</td><td>Horiba Jobin Yvon</td><td>Xplora</td><td></td></tr><tr><td>Forno</td><td>Shanghai ZHICHENG</td><td>ZXFD-A5040</td><td></td></tr></tbody></table>

combinando imagem raman e análise multivariada para visualizar lignina, celulose e hemicelulose no muro celular da planta

Combining Raman Imaging and Multivariate Analysis to Visualize Lignin, Cellulose, and Hemicellulose in the Plant Cell Wall

A aplicação da imagem de Raman para planta de biomassa está aumentando porque pode oferecer informações espaciais e de composição sobre soluções aquosas. A análise geralmente não requer preparação extensiva de amostras; As informações estruturais e químicas podem ser obtidas sem rotulagem. No entanto, cada imagem Raman contém milhares de espectros; Isso levanta dificuldades ao extrair informações ocultas, especialmente para componentes com estruturas químicas semelhantes. Este trabalho apresenta uma análise multivariada para resolver esta questão. O protocolo estabelece um método geral para visualizar os principais componentes, incluindo lignina, celulose e hemicelulose dentro da parede celular da planta. Neste protocolo, são descritos os procedimentos para preparação de amostras, aquisição espectral e processamento de dados. É altamente dependente da habilidade do operador na preparação da amostra e análise de dados. Ao usar essa abordagem, uma investigação Raman pode ser realizada por um usuário não especialista para adquirirDados de qualidade h e resultados significativos para análise de parede celular vegetal.

A Figura 1 apresenta uma visão geral de um sistema típico de micro-Raman para a imagem de Raman de uma parede celular de planta. Por exemplo, os espectros de Raman originais do álamo ( Populus nigra L.) têm derivações e espigas de linha de base significativas ( Figura 2a ). Depois de executar o método de pré-processamento automático para o conjunto de dados de imagem Raman (APRI), esses dois contaminantes espectrales sã...

Este protocolo visa apresentar um método geral para visualizar lignina, celulose e hemicelulose em paredes celulares de plantas usando imagem de Raman e análise multivariada.

Combinando imagem Raman e análise multivariada para visualizar Lignina, celulose e hemicelulose no muro celular da planta

The application of Raman imaging to plant biomass is increasing because it can offer spatial and compositional information on aqueous solutions. The ...

O objetivo geral deste experimento é apresentar um método geral para visualizar lignina, celulose e hemicelulose na parede celular vegetal por meio de imagem Raman e análise multivariada. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de biomassa vegetal, como a distribuição dos principais componentes químicos na parede celular vegetal. A principal vantagem dessa técnica é que informações isentas de manipulação e não destrutivas sobre a amostra podem ser obtidas com preparação mínima da amostra.Para começar, corte um pequeno bloco de tecido da amostra vegetal. Mergulhe o tecido em água desionizada fervente por 30 minutos. Em seguida, transfira-o imediatamente para água desionizada à temperatura ambiente por 30 minutos.Repita este passo até que o tecido afunde até o fundo do recipiente, indicando que o ar presente no tecido foi removido e que o tecido amaciou. Prepare alíquotas de 20%, 50%, 70% e 90% de PEG e água deionizada, bem como PEG puro. Mantenha as soluções a 65 graus Celsius.Incube o tecido em uma série de banhos de PEG com concentrações crescentes para deslocar a água e permitir a infiltração do PEG. Seque em 20% PEG por uma hora, 50% PEG por uma hora e meia, 70% PEG por duas horas, 90% PEG por duas horas e 100% PEG por 10 horas. Em seguida, aqueça previamente uma cassete a 65 graus Celsius em uma estufa.Despeje o bloco de tecido contendo PEG na cassete e, em seguida, posicione o bloco de tecido em uma posição desejada usando pinças ou agulhas pré-aquecidas. Resfrie lentamente a cassete e armazene o tecido à temperatura ambiente até o uso. Disseque o bloco de PEG contendo o tecido-alvo em um bloco menor usando uma lâmina de barbear afiada.Monte o pequeno bloco de PEG no micr&otom;o e corte se&ccedil;&otilde;es finas do bloco de PEG. Em seguida, lave as se&ccedil;&otilde;es com &aacute;gua desionizada em um copo de rel&oacute;gio 10 vezes para remover o PEG do tecido. A seguir, imerja as se&ccedil;&otilde;es em tolueno e etanol por seis horas para remover os extrativos.Prepare o líquido da reação misturando 65 mL de água desionizada, 0,5 mL de ácido acético e 0,6 g de cloreto de sódio em um béquer. Adicione uma seção e 3 mL do líquido da reação a um vial de 5 mL. Parafuse a tampa do vial.Em seguida, aqueça o tubo em banho-maria a 75 graus Celsius por duas horas para remover a lignina do tecido. Enxágue a seção com água deionizada em uma cápsula de vidro dez vezes. A seguir, transfira a seção não tratada e deslignificada para uma lâmina de microscópio de vidro.Desdobre a seção cuidadosamente usando pincéis ou agulhas. Remova a água desionizada em excesso com papel-toalha. Em seguida, imerja a seção em óxido de deutério.Cubra a amostra com uma lamínula de vidro. Selle a lamínula com esmalte para unhas para evitar a evaporação do óxido de deutério. Abra o software operacional do microscópio Raman confocal.Ligue o laser e foque na superfície do cristal e do silício com uma objetiva de microscópio de 100x. Clique no botão de calibração para calibrar o instrumento. Altere o instrumento para o modo de microscópio óptico e ligue a lâmpada do microscópio.Coloque a lâmina do microscópio sobre a platina, com a lamínula voltada para a objetiva. Observe a amostra com a objetiva de 20x e localize a área de interesse. Troque para a objetiva de imersão.Aplicar óleo de imersão sobre a lamínula e, em seguida, focalizar a superfície da amostra. Em seguida, mudar o instrumento para o modo de teste Raman e desligar a lâmpada do microscópio. Escolher uma área de mapeamento utilizando uma ferramenta retangular.Altere o tamanho do passo para determinar o número de espectros obtidos. Esteja ciente de que o tamanho do passo deve ser maior que o diâmetro do ponto, calculado pela abertura numérica do objetivo. Tamanhos abaixo desse valor resultarão em superamostragem.Defina os parâmetros espectrais ideais para obter a melhor relação sinal-ruído e qualidade espectral, bem como um tempo de aquisição apropriado, dependendo da adequação da amostra. Geralmente, insira os parâmetros de imagem no software do instrumento utilizando um comprimento de onda do laser de 532 nanômetros, um filtro de 100%a abertura de 300, uma fenda de 100, um espectrômetro de 1840 centímetros inversos, ranhuras de 1200T, uma objetiva de imersão em óleo de 60x e um tempo de aquisição de dois segundos. Salve os dados espectrais antes do processamento dos dados e converta os dados para um formato universal antes de prosseguir para a análise de dados, conforme descrito no protocolo textual.Os espectros Raman originais da parede celular do álamo são mostrados aqui. Dois ruídos principais, incluindo desvios de linha de base e picos cósmicos, se sobrepõem aos canais juntamente com os sinais reais. Estes devem ser removidos antes da análise dos dados.Pode-se aplicar uma técnica de redução de ruído, como o algoritmo de Savitzky-Golay ou o algoritmo de wavelet, para eliminar esses sinais de ruído. Para a imagem da lignina, considere o pico espectral em torno de 1600 centímetros inversos devido à vibração de alongamento simétrico do anel aromático. Para a imagem de polissacarídeos, utilize o pico espectral em torno de 2889 centímetros inversos em razão dos alongamentos de CH e CH2.No entanto, imagens Raman da celulose e da hemicelulose não podem ser geradas diretamente. A delignificação é um procedimento necessário para expor as características espectrais delas. Geralmente, somos novos nesse método.Nós enfrentamos dificuldades, pois isso exige treinamento no manuseio e na aparência do seccionamento de amostras, bem como na análise de dados. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como obter informações químicas sobre a parede celular vegetal utilizando métodos in situ. Após este procedimento, outros métodos, como pré-tratamentos químicos, podem ser realizados para responder perguntas adicionais, como a recalcitrância da parede celular vegetal.Embora este método possa fornecer informações sobre a natureza estrutural interna e a topoquímica da parede celular vegetal, ele também pode ser aplicado a outras amostras biológicas.

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Research

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

Biomassa vegetal é um recurso de carbono neutro principais renováveis, que poderiam ser usados ​​para a produção de biocombustíveis. Biomassa vegetal consiste principalmente das paredes das células, um material estruturalmente complexo composto chamado lignocelulose. Aqui nós descrevemos um protocolo para uma análise abrangente do conteúdo e composição da lignina polifenólicos.

Análise da composição completa de paredes celulares das plantas (biomassa lignocelulósica) Parte I: A lignina

Biomassa vegetal é um recurso de carbono neutro principais renováveis, que poderiam ser usados ​​para a produção de biocombustíveis. Biomassa vegetal consiste principalmente das paredes das células, um material estruturalmente complexo composto chamado lignocelulose. Aqui nós descrevemos um protocolo para uma análise abrangente do conteúdo e composição dos carboidratos da parede derivadas.

Análise da composição completa de paredes celulares das plantas (biomassa lignocelulósica) Parte II: Os hidratos de carbono

Um método baseado em microscopia confocal Raman é apresentado que proporciona rótulo sem visualização de lignina na parede celular das plantas e comparação de lignificação em diferentes tecidos, amostras ou espécies.

Label-free In situ Imaging de lignificação na parede celular das plantas

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Rastreio de alto rendimento de Variações recalcitrância da biomassa lignocelulósica em: Total lignina, a lignina monómeros, e enzimática Sugar lançamento

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