Name: Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
Description: Aprenda uma nova abordagem de bypass cardiopulmonar em ratos para investigar mecanismos moleculares de dano cardíaco. Este modelo agudo não de sobrevivência facilita estudos sobre cirurgia cardíaca e comorbidades relacionadas.

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Os autores têm sem agradecimentos.

todas as experiências em animais foram realizadas em conformidade com a lei alemã de proteção Animal (TierSchG) e foram aprovadas pelo Comitê de bem-estar dos animais locais (Baixa Saxônia Secretaria de defesa do consumidor e da segurança alimentar, protocolo TSA 14/1556). O peso mínimo de mouse apropriado para este modelo é de 25 g.
 1. preparativos pré-operatório Nota: todos os procedimentos são realizados sob condições limpas, não estéril, com instrumentos esterilizados.
<ol><li>Lugar 50-60 8 cm longo propileno oco fibras em paralelo em um tubo e se conectar com um adaptador T em ambos os lados. Preencher o espaço entre as fibras ocas e o ramo externo do adaptador em T com cola.
	<ol><li>Permitir pelo menos 24 h para a cola endurecer. Cortar as fibras ocas que se estendem do T-adaptador usando um micrótomo padrão e encostar o tubo do silicone para os sites de conexão.</li>
	</ol></li> <li>Agulha 27G metal (a partir de um branule de 26G) Introduza uma cânula de poliuretano 2 Fr. Use uma lâmina cirúrgica e microtesoura sob um microscópio (ampliação de X 8-12), para fazer três ou quatro fenestrações de cerca de 0,15 cm cada dentro do terço distal da cânula para assegurar ideal venoso retorna fluxo.
	<ol><li>Remover o fio quando concluído. Use cotonetes para dissecção romba e retração de estruturas. Usar compressas de gaze (2 de 5 x 5 cm) para absorver o excesso de líquido para evitar a desidratação do tecido.</li>
	</ol></li> <li>Preparar o volume de escorva. Conclusão, adicione 30 UI de heparina por mL de solução e 2,5% v/v de uma solução de 8,4% de NaHCO 3 para o buffer de escorva. Armazene esta solução a 4 ° C até usado.</li>
	<li>Encher o circuito de CEC (ou seja,, bomba, caçador de ar, tubulação e ambas as cânulas) com solução de escorva µ l 850 através da cânula venosa. Uma vez preenchido, mantenha o CPB circular até que o animal está pronto para canulação.</li>
</ol> 2. Anestesia animal <ol><li>para administrar anestesia, coloque o animal em uma câmara de indução abaixo dos 2,5% mistura de isoflurano/oxigênio v/v. Confirme a anestesia adequada avaliando o reflexo de retirada de pedal, reflexo de pitada de cauda e reflexo de piscar de olhos. Aplicar a pomada veterinária para evitar ressecamento do olho.</li>
	<li>Colocar o animal sobre uma almofada de aquecimento com função de regulação de temperatura. Medir a temperatura do corpo com uma sonda inserida no reto e conectado ao sistema de aquisição de dados.</li>
	<li>Após anestesia completa é alcançada, entubar o animal orotracheally usando um braunule de plástico de 20G, inseri-lo oralmente e empurrá-lo para a traqueia sob controle visual. Inicie ventilação mecânica usando um vaporizador de isoflurano, ligado a um ventilador de rato. Dependendo do peso do animal, ajustar a ventilação para que seja alcançado um volume tidal de 250-350 µ l.</li>
	<li>Para garantir a completa analgesia, injetar carprofeno animais de peso corporal de 5 mg/kg por via subcutânea. É recomendável que a concentração de isoflurano ser mantido entre 1,3-2,5% de oxigênio. Concentração de isoflurano pode ser ajustada manualmente dependendo da fase do procedimento.</li>
</ol> 3. Procedimentos cirúrgicos <ol><li>após intubação e anestesia completa é alcançada, realizar uma incisão de pele no pescoço com uma tesoura bem afiada, separe os músculos de forma contundente e expor o direito de veia jugular e carótida esquerda. Durante a preparação, coagular pequenos vasos usando um Coagulador veterinário ligado a pinça bipolar para garantir a perda de sangue mínima.</li>
	<li>Após a preparação dos vasos jugular, cranialmente ligate do segmento distal da artéria carótida comum esquerda até sua bifurcação usando suturas de seda de 8-0.</li>
	<li>Conectar-se a extremidade distal de uma cânula de 27 G para a tubagem de influxo arterial usando um conector de silicone (ID de 0,5 mm, 1 mm OD), deslizamento de sutura seda lugar 8-0 nós no segmento proximal da artéria e inserir a ponta da cânula na artéria carótida.</li>
	<li>Após o correto posicionamento da ponta da cânula, avançar a ponta da cânula para que ela põe de 3 a 4 mm proximal para o arco aórtico. Fixar a ponta da cânula fixando com nodos seda 8-0.</li>
	<li>Usando microcirúrgico fórceps e a tesoura, faz dissecação romba e afiada, expor a veia jugular direita por uma preparação sem corte de tecido lateralmente ao músculo esternocleidomastoideo, perto da clavícula e coloque um nó de seda de 8-0 na extremidade distal e um 8-0 laço na extremidade proximal.</li>
	<li>Depois da ligadura da extremidade distal da veia jugular, coloque a ponta da cânula venosa na veia jugular certa e progresso para o átrio direito e fixá-lo com o nó de seda. Para retorno venoso ideal, pode ser necessário avançar a ponta venosa no ventrículo direito.</li>
	<li>Uma vez que a posição correta da cânula é alcançada, realizar heparinização sistémica adicionando 2,5 UI de heparina por grama do peso do corpo animal através de injeção intravenosa direta na veia jugular.</li>
	<li>Para monitorização de pressão invasiva em tempo real, Canule a artéria femoral esquerda. Expor a zona da virilha e suavemente separar a artéria femoral comum a veia femoral e o nervo femoral sob 25 ampliação X.
	<ol><li>Ligam a parte distal da artéria femoral. Temporariamente occlude a parte proximal com um deslizamento-nó e faça uma pequena incisão na parede anterior usando microfórceps.</li>
		<li>Depois, introduza uma cânula de poliuretano 1 Fr na artéria femoral e fixe-o com uma seda sutura de 10-0. Esta cânula é usada para extrair amostras de sangue para gasometria arterial.</li>
	</ol></li> <li>Após a colocação do sucesso das cânulas arteriais e venosas, iniciar extracorpórea por ligar a bomba. O tempo de intubação para arranque do CPB é aproximadamente 45 min. iniciar usando uma taxa de fluxo de 0,5 mL/min, dependendo as medições da pressão sistêmica e aumento do fluxo sanguíneo dentro de 2 min para o fluxo total (4-6 mL/min), aumentando a velocidade da bomba.</li>
	<li>Sob monitoramento completo, para executar uma esternotomia superior usando a tesoura afiada, a partir do manúbrio e indo 5 mm na direção caudal. Coagular as bordas esternais imediatamente para evitar sangramento. Expor o arco aórtico, puxando a artéria carótida direita em direção cranial.</li>
	<li>Controle ótimo, circunferencialmente gratuitamente o arco aórtico do Timo e do tecido circundante, para facilitar a fixação. Coloque um laço de seda de 8-0 em torno da aorta ascendente. Para colocar a braçadeira transversal para cardioplegia, puxe o laço de seda na direção cranial para expor melhor a aorta ascendente.</li>
</ol> 4. Bypass cardiopulmonar e gasometria arterial <ol><li>para gasometria arterial (BGA), usar tubos capilares de vidro para coletar sangue arterial de 60-90 µ l através do cateter de artéria femoral.
	<ol><li>Usar uma pinça pequena do tubo do silicone e retire o tubo do cateter. Liberar a pressão lentamente sobre a mordaça para permitir o enchimento controlado do tubo capilar.</li>
		<li>Reanexar o tubo do silicone para o cateter. Inserir os tubos capilares o analisador de gás do sangue para medições nos seguintes pontos tempo: 10 min após início da CEC com ventilação (BGA1) após 25 min de CEC e a 15 min de parada respiratória (BGA2) após 40 min de CEC e 30 min de parada respiratória (BGA3) após 55 min de CEC, 45 min de respiratória e 20 min de parada cardíaca (BGA4)</li></ol></li> <li>sob fluxo estável do CPB, initia parada respiratória te parando ventilação.</li>
	<li>Após o término da ventilação, conjunto a almofada de aquecimento para 28 ° c e começar a refrigeração topicamente o animal à temperatura de 28 º c dentro o primeiro 20 min de parada respiratória, usando gaze embebida em soro fisiológico frio.</li>
	<li>Uma vez atingida uma temperatura de 28 º c e depois de um total de 30 min de parada respiratória, administrar 0,3 mL de solução de KCl de 7,45% no circuito CPB para iniciar cardioplégica.</li>
	<li>Para cruzar o aperto da aorta, puxe o laço de seda previamente colocado (etapa 3.10) na direção cranial para melhor exposição e coloque uma pinça de micro-serrefine na parte ascendente da aorta.</li>
	<li>Realizar um total de 60 min de parada respiratória e 30 min de parada cardíaca. Retire o grampo de micro-serrefine para iniciar a reperfusão do coração, a aorta ascendente. Simultaneamente, re-ventilar e aquecer o animal a 37 ° C.</li>
	<li>Após a reperfusão é concluída e o animal chegou a normotermia, encerrar o CPB, desligando a bomba e continuar a monitorar medidas fisiológicas (por exemplo, a temperatura do corpo, ECG e pressão arterial invasiva) por 20 min.</li>
	<li>No final do experimento, extrair sangue do animal sob anestesia completa (5% de isoflurano) e coletar sangue e órgãos para ainda mais análise 14.</li>
</ol>

<ol><li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li>
<li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li>
<li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cardiothorac.+Vasc.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li>
<li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+literature+review+of+cardiopulmonary+bypass+models+for+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Perfusion%22%5BJournal%5D)">A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats.</a> Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).</li>
<li>Jungwirth, B., de Lange, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+cardiopulmonary+bypass%3A+development%2C+applications%2C+and+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Cardiothorac.+Vasc.+Anesth%22%5BJournal%5D)">Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact.</a> Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).</li>
<li>Günzinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+cardioplegic+arrest+and+hemodynamic+assessment+by+conductance+catheter+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique.</a> Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).</li>
<li>Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+for+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).</li>
<li>Schnoering, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+developed+miniaturized+heart-lung+machine-expression+of+inflammation+in+a+small+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Artif.+Organs%22%5BJournal%5D)">A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model.</a> Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).</li>
<li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+responses+of+tissues+from+the+brain%2C+heart%2C+kidney%2C+and+liver+to+resuscitation+following+prolonged+cardiac+arrest+by+examining+mitochondrial+respiration+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Oxid.+Med.+Cell.+Longev%22%5BJournal%5D)">The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats.</a> Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).</li>
<li>Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+obstructive+uropathy+in+severe+combined+immunodeficient+%28SCID%29+mice%3A+lymphocyte+infiltration+is+not+required+for+progressive+tubulointerstitial+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Soc.+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 9 (6), 1008-1017 (1998).</li>
<li>Majzoub, J. A., Muglia, L. J. <a target="_blank" href="http://web.mit.edu/hst.160/www/Knockout.pdf">Knockout mice.</a> N. Engl. J. Med. , 904-907 (1996).</li>
<li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Res%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).</li>
<li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+cardiovascular+disease%3A+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome%2C+dyslipidemia%2C+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).</li>
<li>Iurascu-Gagea, M., Craig, S. Euthanasia and necropsy. <a target="_blank" href="https://books.google.com/books?id=HhEs-xsYp6IC&lpg=PP1&ots=kQsV14dfx9&dq=%22The%20laboratory%20rabbit%2C%20guinea%20pig%2C%20hamster%2C%20and%20other%20rodents%22&lr&pg=PP1#v=onepage&q=%22The%20laboratory%20rabbit,%20guinea%20pig,%20hamster,%20and%20other%20rodents%22&f=false">The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents</a>. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. , Academic Press (Elsevier). 117-141 (2012).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Nós desenvolvemos um modelo clinicamente relevante pleno funcionamento da CEC em um rato. Com mais de 30 cepas de ratos a ter doenças cardiovasculares, nosso modelo poderia ser um ponto de partida para o desenvolvimento de novos protocolos potenciais relacionados à CEC. Além disso, devido a infinidade de reagentes específicos de rato e camundongos nocaute-para fora, este modelo não pode apenas substituir o actual modelo de rato da CEC, mas irá facilitar a dissecação dos mecanismos moleculares envolvidos em danos nos órgã...

Desde a introdução do extracorpórea (CEC), para a clínica, ele tem desempenhado um papel essencial na cirurgia cardíaca1. Na moderna cirurgia cardíaca, prolongado tempo de CEC é essencial para realizar procedimentos combinados e extensas reconstruções da aorta. Embora os avanços tecnológicos têm sido tremendos, o uso de circulação extracorporais é associado com intra e pós-operatória sistêmica e órgão local danificar2,3.
Grandes modelos animais foram desenvolvidos para investigar o papel da CEC em processos fisiológicos4,5. Embora estes modelos forneceu insights sobre alguns do CPB associada a complicações, eles são extremamente caros e ferramentas moleculares (por exemplo, anticorpos) são muito limitadas. Desenvolveu-se uma alternativa mais custo-eficiente em pequenos animais. Desde o seu desenvolvimento, vários estudos têm sido realizados para otimizar um modelo CPB em ratos e coelhos5,6,7,8,9. Esses modelos fornecem uma boa base para medições de processos fisiopatológicos da doença; no entanto, eles são ainda insuficientes para investigar Imunologia celular e humoral, devido à falta de reagentes e anticorpos pertinentes. Isto prejudica o seu papel neste campo de pesquisa.
Recentemente desenvolvemos um modelo do rato do CPB. Devido a uma grande variedade de reagentes específicos de rato e camundongos geneticamente modificados, modelos de mouse são, em geral, o modelo de escolha para a pesquisa fisiológica, molecular e imunológico10,11. Portanto, nosso modelo facilitará o estudo da CEC em relação a várias comorbidades, como existem muitas cepas de ratos disponíveis com doenças clinicamente relevante12,13. Nesse sentido, este paper descreve, em detalhes, como executar CPB em camundongos. Oxigênio e parâmetros hemodinâmicos são monitorados de perto após a detenção de fundo respiratória e circulatória.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>volume de escorva, 1:1 com Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>volume de escorva, 1:1 com Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2,5 UI por ml de solução de escorva</td></tr><tr><td>NaHCO3 Solução a 8,4%</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% em solução de primer</td></tr><tr><td>KCL 7,45% Solução</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0,1 mL para cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofeno</td><td>Zoetis Inc., EUA</td><td>PZN: 00289615 08859153</td><td>5 mg / kg / BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., EUA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>artéria carótida</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., EUA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>veia jugular</td></tr><tr><td>Vasofix Cateter de segurança 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>intubação orotraqueal</td></tr><tr><td>8-0 Sutura de seda trançada</td><td>Ashaway Line & Twine Mfg. Co., EUA</td><td>75290</td><td>ligadura</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcose</td></tr><tr><td>CLINITUBES capilares sanguíneos</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>amostragem de sangue 60 - 95 microlitros</td></tr><tr><td>Tesoura de mola - lâminas de 6 mm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instrumentos</td></tr><tr><td>Tesoura de mola - lâminas de 2 mm</td><td>Ferramentas de ciência fina Instrumentos de GmbH</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Ferramentas</td> de <td>Fine Science GmbH</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Instrumentos de Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulhas Castroviejo Micro - 9cm</td><td>Ferramentas de Belas Ciências GmbH</td><td>12060-02</td><td>instrumentos</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>Instrumentos</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instrumentos</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilador para Ratos (Modelo 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>ventilação mecânica</td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano Drager 19.1</td><td>Dr&auml; gerwerk AG & Co. KGaA</td><td></td><td>anestesia 1,3 - 2,5%</td></tr><tr><td>Dispositivo de aquisição de dados PowerLab 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, Nova Zelândia</td><td>PL3504</td><td>pressão invasiva, ECG, temperatura</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>análise de gases sanguíneos</td></tr><tr><td>NMRI camundongos</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>macho, 30 - 35 g, 12 semanas de idade, alojado pelo menos 1 semana antes do experimento</td></tr></tbody></table>

bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Como extracorpórea prolongada torna-se mais essencial durante intervenções cardíacas, uma crescente demanda clínica surge para otimização do processo e para minimizar danos nos órgãos resultantes de circulação extracorporais prolongada. O objetivo deste trabalho foi demonstrar um modelo totalmente funcional e clinicamente relevante de bypass cardiopulmonar em um rato. Relatamos o dispositivo design, otimização do circuito de perfusão e técnicas microcirúrgicos. Este modelo é um modelo agudo, que não é compatível com a sobrevivência, devido à necessidade de vários desenhos de sangue. Devido a gama de ferramentas disponíveis para ratos (por exemplo, marcadores, nocautes, etc), este modelo facilitará a investigação sobre os mecanismos moleculares de danos nos órgãos e o efeito de bypass cardiopulmonar em relação a outros comorbidades.

Este protocolo descreve o circuito de perfusão, procedimentos cirúrgicos e monitoramento de parâmetros fisiológicos durante a CEC de um rato. Quando realizada por um micro-cirurgião adequadamente qualificado, os resultados são consistentemente e reproducibly obtidos.
Para manter a perfusão adequada do tecido, a pressão arterial média é sempre mantida entre 40 e 60 mmHg, ajustando o fluxo de sangue do CPB e adicionando de volume ...

Este artigo descreve como realizar bypass cardiopulmonar em ratos. Este novo modelo facilitará a investigação dos mecanismos moleculares envolvidos na lesão de órgão.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

O objetivo geral deste procedimento é fornecer uma nova abordagem para a circulação extracorpórea em camundongo, a fim de aprimorar as investigações sobre os mecanismos moleculares subjacentes aos danos cardíacos. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na cirurgia cardíaca, especialmente aquelas relacionadas ao prolongamento da circulação extracorpórea e ao tempo prolongado de cardioplegia. A principal vantagem deste novo modelo agudo não sobrevivente é que ele facilita o estudo dos mecanismos moleculares na cirurgia cardíaca e sua relação com outras comorbidades.Primeiro, prepare uma cânula francesa número dois de poliuretano para a cirurgia. Insira uma agulha metálica de calibre 27 na cânula e, sob microscópio, utilize uma lâmina cirúrgica e tesoura microcirúrgica para fazer três ou quatro janelas no terço distal da cânula. Isso garantirá um fluxo ideal de retorno venoso.Prepare a solução de priming para o circuito de CEC. Primeiro, adicione Sterofundin e depois Tetraspan ao tubo. Para completar, adicione heparina e, para tamponamento, bicarbonato de sódio.Armazene a solução a quatro graus Celsius até o momento do uso. Para escorvar o circuito de CEC, adicione 850 microlitros da solução de escorva por meio da cânula venosa. Após o escorvamento, mantenha a solução em circulação até que o animal esteja pronto para a cânulação.Realize a cânula na artéria femoral esquerda para análise sanguínea. Primeiro, exponha a região inguinal e, em seguida, separe suavemente a artéria femoral comum da veia femoral e do nervo femoral. Após a indução completa da anestesia e entubação, realize uma incisão mediana na pele do pescoço utilizando tesoura fina e afiada.Em seguida, separe os músculos de forma romba para expor a veia jugular direita e a artéria carótida esquerda. Conforme necessário, coagule os vasos pequenos utilizando um coagulador veterinário conectado a pinças bipolares. Após o preparo dos vasos jugulares, ligue cranialmente o segmento distal da artéria carótida comum esquerda até sua bifurcação usando suturas de seda 8-0.Em seguida, utilizando pin&ccedil;as e tesouras microcir&uacute;rgicas, realize uma disseca&ccedil;&atilde;o romba do tecido lateralmente ao m&uacute;sculo esternocleidomastoideo para expor a veia jugular direita pr&oacute;xima &agrave; clav&iacute;cula. Em seguida, ligue as extremidades distal e proximal da veia jugular utilizando seda 8-0. Ap&oacute;s a ligadura, insira a ponta da cânula venosa na jugular direita e avance-a at&eacute; o &aacute;trio direito, ent&atilde;o d&ecirc; um n&oacute; na sutura para fixar a cânula.Em seguida, posicione nós deslizantes de sutura de seda 8-0 no segmento proximal da artéria e insira a ponta da cânula na artéria carótida. Para obter uma retornada venosa ideal, pode ser necessário avançar a ponta venosa até o ventrículo direito. Uma vez alcançada a posição correta da cânula, realize uma heparinização sistêmica adicionando 2,5 unidades de heparina por grama do peso corporal do animal por injeção intravenosa direta na veia jugular.Em seguida, ligue a parte distal da veia femoral e oclua temporariamente a parte proximal com um nó deslizante. Depois, faça uma pequena incisão na parede anterior utilizando pin&ccedil;as microcir&uacute;rgicas para encaixar a cânula. Agora, insira uma cânula de poliuretano de n&uacute;mero um franc&ecirc;s e fixe-a com um ponto de seda 10-0.Para iniciar a CPB, ligue a bomba a cerca de 0,5 mililitros por minuto. Dentro de dois minutos, aumente o fluxo para 46 mililitros por minuto. Em seguida, realize uma esternotomia superior com monitorização completa.Use uma tesoura afiada iniciando pelo manúbrio e avance cinco milímetros na direção caudal. Coagule imediatamente as bordas esternais e exponha o arco aórtico puxando a artéria carótida direita na direção cranial. Para controle ideal, libere circunferencialmente o arco aórtico do timo e dos tecidos circundantes para facilitar a colocação do clamp.Em seguida, coloque um laço de seda 8-0 ao redor da aorta ascendente e puxe o laço de seda em direção cranial. Deve haver exposição suficiente da aorta ascendente para posicionar o grampo transversal para cardioplegia. Para amostras de BGA, use um tubo capilar de vidro para coletar de 60 a 90 microlitros de sangue arterial por meio do cateter na artéria femoral.Para preencher um tubo, libere lentamente o clipe no tubo de silicone e, em seguida, transfira o sangue da seringa para o capilar. Sob um fluxo estável de CEC, inicie a parada respiratória interrompendo a ventilação. Nos primeiros 20 minutos de parada respiratória, resfrie o animal topicamente usando gaze embebida em solução salina fria.Uma vez que a temperatura corporal atinja 28 graus Celsius e após 30 minutos de parada respiratória, administre 0,3 mililitros de cloreto de potássio a 7,45% no circuito de CEC para iniciar a cardioplegia. Para pinçar a aorta, puxe o laço previamente colocado no sentido cranial e aplique um clamp micro-serrefine na parte ascendente da aorta. Realize um total de 60 minutos de parada respiratória e 30 minutos de parada cardíaca.Para iniciar a reperfusão do coração, remova o grampo e simultaneamente reventile e aqueça o animal até 37 graus Celsius. Após a conclusão da reperfusão e quando o animal atingir a normotermia, interrompa a CEC desligando a bomba. Utilizando o protocolo descrito, resultados reprodutíveis puderam ser consistentemente obtidos.Os parâmetros fisiológicos foram avaliados utilizando a GSA em quatro momentos diferentes durante um procedimento bem-sucedido. As medidas de hematócrito mostraram hemodiluição devido à adição do volume de priming ao circuito. No entanto, não houve necessidade de transfusão sanguínea, pois os níveis de hemoglobina foram mantidos em valores suficientes ao longo do experimento.A GAB também forneceu informações sobre o estado metabólico dos animais. Após a iniciação da CEC com ventilação, o pH arterial estava elevado. Como esperado, uma redução gradual do pH arterial foi observada durante a parada respiratória.Apesar de sua complexidade, uma vez dominado, este método pode ser realizado com todas as etapas concluídas em três a quatro horas. Ao realizar este procedimento, é muito importante praticar a técnica de cânula e monitorar cuidadosamente os parâmetros hemodinâmicos e de oxigenação durante o experimento. Em última análise, este modelo inovador pode ajudar a investigar os mecanismos moleculares de lesão aguda de órgãos durante a circulação extracorpórea.Nosso próximo passo é estabelecer um modelo clínico de sobrevivência de bypass cardiopulmonar em camundongos que possa fomentar uma nova técnica de microcirurgia em modelos murinos.

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Medicine

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O modelo de transplante de coração de murídeo cervical é bem adequado para imunológico, bem como estudos de lesão de reperfusão de isquemia. Nós modificamos o procedimento usando uma técnica cuff não sutura e realizou mais de 1.000 transplantes de sucesso com essa abordagem.  Aqui, nós fornecemos mais detalhes desta técnica para complementar o vídeo.

Murino Cervical Modelo de coração Transplante usando uma técnica Cuff Modificado

Uma técnica é demonstrada para o procedimento microcirúrgico para transplante heterotópico de corações em camundongos, incluindo métodos simplificados para coleta de doadores e anastomose de vasos receptores.

Um método modificado para heterotópico Rato coração transplante

Para estudar o alotransplante combinado de órgãos sólidos e compostos vascularizados, descrevemos um novo modelo heterotópico de transplante de parede torácica, timo e coração em camundongos usando uma técnica de manguito cervical sem sutura.

A Microsurgical Modelo Novel para heterotópico, em bloco da parede torácica, Thymus, e Transplante Cardíaco em Ratos

Aqui, apresentamos um protocolo para descrever um modelo de recuperação simples extracorpórea sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de bypass cardiopulmonar.

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Aqui nós apresentamos um protocolo descreve a técnica de oxigenação de membrana extracorpórea veno-venosa (ECMO) em um não-intubado, espontaneamente respiração mouse. Este modelo murino de ECMO pode ser efetivamente implementado em estudos experimentais de aguda e doenças pulmonares de estágio final.

Oxigenação de membrana extracorpórea veno-venosa em um rato

Uma nova técnica para reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de camundongo heterotópico é demonstrada.

Reconstrução do circuito sanguíneo em um modelo de transplante de coração de rato abdominal

Aqui descrevemos uma análise de loop de volume de pressão cardíaca sob doses crescentes de isoproterenol infundido por via intravenosa para determinar a função cardíaca intrínseca e a reserva β-adrenérgica em camundongos. Utilizamos uma abordagem de peito aberto modificada para as medições de loop de volume de pressão, nas quais incluímos ventilação com pressão final-expiratória positiva.

Resposta cardíaca à estimulação β-adrenérgica determinada pela análise do loop de pressão-volume

No presente protocolo, um modelo de transplante cardíaco em camundongos é utilizado para investigar o mecanismo de rejeição do enxerto cardíaco. Neste modelo heterotópico de transplante cardíaco, a eficiência da operação é melhorada, e a sobrevida dos enxertos cardíacos é garantida por uma anastomose cervical término-terminal do implante cardíaco usando uma técnica de Cuff modificada.

Técnica de Cuff Modificada para Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Cervical:

Modelos de transplante cardíaco de camundongos representam valiosas ferramentas de pesquisa para o estudo da imunologia do transplante. O presente protocolo detalha o transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongos que envolve a colocação de manguitos na artéria carótida comum do receptor e no tronco da artéria pulmonar do doador para permitir o fluxo sanguíneo laminar.

Transplante cardíaco cervical heterotópico de camundongo utilizando manguitos vasculares

Este protocolo descreve um modelo neonatal de circulação extracorpórea (CEC), com parada circulatória e cardíaca como ferramenta para o estudo de danos cerebrais graves e outras complicações secundárias à CEC.

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Aprenda uma nova abordagem de bypass cardiopulmonar em ratos para investigar mecanismos moleculares de dano cardíaco. Este modelo agudo não de sobrevivência facilita estudos sobre cirurgia cardíaca e comorbidades relacionadas.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

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