Name: Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Aprenda a medir a excitabilidade axonal do nervo ulnar em ratos anestesiados usando eletrofisiologia in vivo. Este método permite avaliar alterações patofisiológicas antes de eventos neurodegenerativos irreversíveis.

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O projeto foi apoiado pela Lundbeck Foundation, Fundação Novo Nordisk, o dinamarquês Medical Research Council, o Ludvig e Sara Elsass Foundation, Fundação para a investigação em neurologia e Bárbara e Kaj Dahlboms Foundation. Ramalho é apoiada por um precoce carreira Doctoral Fellowship do nacional de saúde e medicina Conselho de pesquisa da Austrália (#1091006)

Todos os procedimentos experimentais descritos aqui respeitadas o cuidado Animal e o Comitê de ética da UNSW Sydney e foram realizados em conformidade com a saúde nacional e Conselho de pesquisa médica (NHMRC) dos regulamentos de Austrália a experimentação animal.
1. experimental instituído
Nota: ratos de Long-Evans 12 semanas de idade, do sexo femininos foram utilizados neste procedimento.
<ol><li>Anestesia o rato em uma câmara de indução usando 4% de isoflurano e 1L por min O caudal de2 . Confirmar a anestesia suficiente por meio de testes para o braço endireitante reflexo e certifique-se de sua ausência antes de retirar o animal da câmara de indução. Observe que vários agentes anestésicos têm efeitos diferenciais no nervo excitabilidade10.</li>
	<li>Com segurança, coloque o focinho do animal no nariz cone acessório e entregar uma dose de manutenção de 2,5% de isoflurano e 1 L por taxa de fluxo de2 min O.</li>
	<li>Confirme anestesia adequada, verificando para retirada de pedal e reflexos da córnea beliscar os dedos do pé do animal e tocando suavemente seu olho. Nota: Aplicação de vet pomada nos olhos, para evitar ressecamento enquanto sob anestesia, é recomendado, mas não essenciais, como o processo normalmente demora 30 min por animal.</li>
	<li>Manter a temperatura do corpo do rato a 37 ° C com o uso de um tapete de aquecimento controlado de gabarito e uma sonda termômetro retal. Defina a esteira de aquecimento e sensor de temperatura do corpo integrado a 40 ° C, para evitar qualquer dano da pele que ocorre com temperaturas mais elevadas. Nota: Recomenda-se monitorar e gravar medidas fisiológicas (frequência cardíaca, saturação de oxigênio, temperatura corporal e frequência respiratória) cada 10s com a utilização de um sistema de monitorização fisiológica animal. Procedimentos de gravação ideal devem incluir medição local da temperatura do membro, como a temperatura periférica pode ser mais fria do que a temperatura de núcleo11 (Figura 1).</li>
	<li>Usar luvas de anti-séptico e sempre usar instrumentos que tenham sido limpos com etanol a 70%, para manter um ambiente livre de patógeno durante todo o procedimento.</li>
</ol>2. eletrofisiológico configurar
<ol><li>Use eléctrodos de agulha de platina eletroencefalograma (EEG) de baixa impedância para este procedimento.</li>
	<li>Preparar os eletrodos de agulha de gravação, inserindo o eletrodo de agulha de gravação (Figura 1; indicado em roxo) através do músculo hipotenar e o eletrodo de referência através do aspecto dorsal do dígito 4 (Figura 1; indicado no laranja) para registrar os potenciais de ação muscular composto (CMAPs).</li>
	<li>Coloque o eléctrodo de terra através da pele na face superior do antebraço, entre o estímulo e gravação eletrodos (Figura 1; indicada em verde). Tenha cuidado ao inserir os eletrodos para evitar o tecido muscular.</li>
	<li>Preparar os eletrodos de agulha percutânea estimulante, inserindo o cátodo (Figura 1; rotulado de azul) túnel de aproximadamente 4 mm distal para o cubital no cotovelo. Inserir o ânodo (Figura 1; rotulado de vermelha) aproximadamente 1 cm proximalmente através da pele da região axilar.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Figura 1: um diagrama esquemático das colocações de eletrodo de agulha no membro anterior de rato. O cátodo (azul) é inserido aproximadamente 4 mm distal do túnel cubital no cotovelo e o ânodo (vermelho) é inserido aproximadamente 1 cm proximalmente através da pele da região axilar. O eléctrodo de agulha de terra (verde) é inserido através da pele na face superior do antebraço, entre o estímulo e gravação eletrodos. A gravação (roxa) e eletrodos de agulha de referência (laranja) são inseridos através do músculo hipotenar e a face dorsal do dígito 4th . A sonda de temperatura (cinza) é colocada na face superior da musculatura Tenar. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
3. axonal excitabilidade procedimentos
<ol><li>Executar o protocolo TRONDNF usando um semi-automático de nervos motores roedores, programa de computador controlado excitabilidade axonal (consulte a tabela de materiais) ligado a um amplificador e um estimulador de corrente constante. Remova o excesso ruído elétrico 50 Hz usando um eliminador de ruído de 50/60 Hz.<ol>
<li>Gravar o CMAP do músculo hipotenar simultaneamente Visualizar a morfologia do CMAP e aplicando um 1 pulso de onda quadrada de ms para o nervo ulnar com eletrodo de agulha o cátodo.<ol>
<li>Para alcançar o ideais gravações, cuidadosamente, ajuste o ângulo e/ou posição do cátodo até uma curva de resposta bifásica ideal com amplitude constante é alcançado (Figura 2A.). Uma vez que foi determinada a posição ideal, estabilize o cátodo com um eléctrodo repositionable. Nota: O software usado automaticamente fornece os estímulos do teste, descritos abaixo e aumenta ou diminui a corrente necessária para atingir o limiar.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Gravar uma curva de estímulo-resposta aumentando gradualmente a intensidade do estímulo de um 1 ms impulso por 1 mA até que uma resposta máxima é alcançada. Nota: A linha roxa e verde na figura 2B e 2C representa o aumento incremental da intensidade do estímulo e o sistema automatizado, respectivamente. A amplitude de alvo para rastreamento de limiar é definida automaticamente para 40% da amplitude máxima correspondente à área da encosta mais íngreme da curva de estímulo-resposta. A mudança de 'limite' (ou seja, o estímulo necessário para eliciar 40% CMAP) induzida por vários estímulos do teste é a variável de obtidos no restante do protocolo.</li>
		<li>Gravar vários parâmetros de excitabilidade axonal, incluindo electrotonus de limiar (TE), limite de corrente (eu / V) (RC), conforme descrito na referência12ciclo de relacionamento e recuperação. Nota: O programa de computador controlado excitabilidade axonal avalia o limiar (TE) com um 100 ms abaixo do limite despolarizantes e hiperpolarização correntes que é definido em ± 20% e ± 40% do limiar controle atual. A mudança no limiar após despolarizante e relação de correntes é automaticamente gravada no tempo 14-pontos durante os 12 pontos e 100 ms corrente de polarização após a corrente de polarização. Electrotonus de limiar indiretamente avalia os conductances internodal e é um indicador do potencial de membrana. O que / é determinada relação V com correntes de condicionamento abaixo do limite de 200 ms que se alternam em intensidade de + 50% para -100% do limiar controle em incrementos de 10%. O eu / relação V difere para TE em que as correntes são mais longos em duração, a intensidade de polarização é progressivamente alterada de + 50% para -100% e a mudança do limiar é avaliado em cada intensidade 1 ms após a corrente de polarização ter cessado. I / V relação fornece insights sobre as propriedades de rectificação do axônio1. O RC é avaliado com um paradigma de pulso pareado, onde um estímulo condicionado de supramaximal inicial é aplicado seguido por uma série de estímulos de teste em intervalos específicos de 2,5 ms de 200 ms. este parâmetro testa uma série bem definida de eventos que ocorrem no nodal região do axônio após estimulação supramaximal. Estes eventos incluem, a inativação dos canais de Na+ de voltagem-dependente que torna mais difícil eliciar uma resposta subsequente e é quantificada por refratariedade e o período refratário relativo 1. Isto é seguido por um carregamento do entrenó e um período de elevada excitabilidade mediada pelos canais de potássio rápido, quantificadas pelo superexcitability. Finalmente, lentamente ativando canais de potássio mediam um período tardio da excitabilidade reduzida, quantificada como subexcitability.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Figura 2: dados brutos de um teste de excitabilidade axonal Painel A demonstra a curva de resposta CMAP abiphasic após aumento incremental da estimulação do nervo ulnar. Os painéis B e C representam a intensidade do estímulo (mA) e a amplitude do CMAP (mV), respectivamente. O componente verde de B e C retrata a diminuição incremental automatizada de intensidade do estímulo e com a diminuição em forma sigmoide associada no CMAP exigido para o limite de controle.
4. publicar procedimentos de eletrofisiologia
<ol><li>Transferi o rato para uma gaiola separada até que recuperou a consciência suficiente para manter a prostração esternal. Não deixe um animal sozinho e em companhia de outros animais até recuperou totalmente da anestesia. Uma vez que o rato se recuperou totalmente da anestesia, transferi-lo volta para sua gaiola original.</li>
	<li>Após a conclusão do estudo, eutanásia o rato sem dor para a animal, por exemplo, letal injeção intraperitoneal de barbitúricos (por exemplo, lethabarb).</li>
</ol>

<ol><li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside%3A+a+translational+neuroscience+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+neurobiol%22%5BJournal%5D)">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li>
<li>Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+neurol%22%5BJournal%5D)">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li>
<li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li>
<li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li>
<li>Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1%28G93A%29+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li>
<li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+motor+axons+of+SOD1%28G127X%29+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li>
<li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li>
<li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li>
<li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li>
<li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy%3A+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+%28Neurodiab%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li>
<li>Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Peripher.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li>
<li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb%3A+a+technique+to+improve+translational+utility%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li>
<li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li>
<li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li>
<li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Na%2B%2FK%2B+pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

O procedimento descrito demonstra uma maneira simples e confiável, técnica minimamente invasiva que permite a avaliação das propriedades biofísicas e potencial de membrana do axônio em um curto período de tempo. Em comparação com outras técnicas mais invasivas, que exigem a exposição do nervo, o presente método de teste de excitabilidade axonal induz dano mínima dos tecidos, permitindo avaliação na vivo que preserva as condições fisiológicas do nervo de interesse e permite para medidas repetidas.
<p class="j...

O uso de técnicas eletrofisiológicas é uma ferramenta essencial para a investigação na vivo da função do nervo periférico em doenças neurológicas. Métodos de condução do nervo convencionais utilizam estímulos supramaximal para gravar a latência e amplitude do potencial de ação motor. Essas técnicas, portanto, fornecem informações úteis sobre o número de fibras de condução e a velocidade de condução das fibras mais rápidas. Uma ferramenta complementar valiosa é a do teste de excitabilidade axonal. Esta técnica utiliza padrões de estimulação eletrofisiológica sofisticado indiretamente, avaliar as propriedades biofísicas de nervos periféricos, tais como a atividade de canais iônicos, bombas dependentes de energia, processos de troca iônica e o potencial de membrana 1.
Teste de excitabilidade axonal é comumente utilizado na prática clínica para investigar processos fisiopatológicos e efeitos de intervenções terapêuticas em várias doenças neurológicas. Importante, medidas de excitabilidade axonal são sensíveis a intervenções terapêuticas que afetam a função do nervo periférico como terapia de imunoglobulina intravenosa (IVIg)2,3 e calcineurina inibidor (CNI) quimioterapia 4. embora estes estudos forneceram introspecções importantes, estudos clínicos muitas vezes impedem a investigação dos primeiros traços da doença e novas opções terapêuticas5. Portanto, o uso desses métodos em modelos animais de doenças neurológicas recentemente ganhou tração6,7,8,9. Com efeito, esses métodos fornecem uma oportunidade para compreender as alterações de excitabilidade do nervo específico associadas com esses transtornos, avançando assim pesquisa translacional.
O procedimento descrito aqui é um método simples e confiável para medidas de registro axonal excitabilidade dos nervos ulnar do rato intacta.

<table><tbody><tr><td>Programa QTracS</td><td>Digitimer Ltd.</td><td></td><td>Programa de excitabilidade axonal</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, Isolador de Estímulo Analógico, 2200V/50Hz</td><td>SDR Estimulador</td><td>de 850005</td><td></td>Científico</tr><tr><td>Amplificador AC de Alto Desempenho Modelo LP511</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>Amplificador</td></tr><tr><td>Humbug 50/60Hz Eliminador de Ruído</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Eliminador de Ruído</td></tr><tr><td>Agulha Subdérmica Monopolar de Platina de Baixa Impedância </td><td>Eletrodos Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Eletrodos de gravação, 10 mm de comprimento, calibre 30</td></tr><tr><td>Eletroencefalografia de platina de baixa impedância Eletrodos de agulha</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Eletrodos estimulantes, comprimento de 10 mm, calibre 30</td></tr> Modelo <tr><td>de dispositivo de E/S multifuncional USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Dispositivo multifuncional de entrada/saída</td></tr><tr><td>Placa de base de ferro IP</td><td>Laboratório de Instrumentos Científicos Narishige</td><td>Usado para manter o eletrodo de agulha estimulante no lugar</td>Bloco X rotativo X-4 Laboratório de Instrumentos Científicos Narishige Usado para segurar o eletrodo de agulha estimulante no lugar Suporte magnético GJ-8 Laboratório de Instrumentos Científicos Narishige Usado para segurar o eletrodo de agulha estimulante no lugar Micromanipulador M-3333 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Laboratório de Instrumentos Científicos Narishige</td><td>Usado para manter o eletrodo de agulha estimulante no lugar</td><td></td></tr></tbody></table>

na vivo medida eletrofisiológica do nervo ulnar rato com teste de excitabilidade axonal

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Eletrofisiologia permite a avaliação objetiva da função de nervo periférico em vivo. Condução nervosa tradicionais medidas como amplitude e latência detectar perda crônica axônio e desmielinização, respectivamente. Técnicas de excitabilidade axonal "pelo limite de rastreamento" expandem-se sobre estas medidas, fornecendo informações sobre a atividade dos canais iônicos, bombas e trocadores que se relacionam com função aguda e podem preceder eventos degenerativas. Como tal, o uso de excitabilidade axonal em modelos animais de doenças neurológicas pode fornecer uma medida útil na vivo para avaliar novas intervenções terapêuticas. Aqui nós descrevemos uma instalação experimental para várias medidas de técnicas de excitabilidade axonal motor no nervo ulnar de rato.
Os animais são anestesiados com isoflurano e cuidadosamente monitorizados para assegurar profundidade constante e adequada de anestesia. Temperatura corporal, taxa de respiração, frequência cardíaca e saturação de oxigênio no sangue são monitorados continuamente. Estudos de excitabilidade axonal são executados usando estimulação percutânea do nervo ulnar e gravação de musculatura hipotenar da pata membro anterior. Com a colocação do eletrodo correto, um potencial de ação muscular composto claro que aumenta em amplitude com o aumento da intensidade do estímulo é gravado. Um programa automatizado é então utilizado para entregar uma série de pulsos elétricos que geram 5 medidas específicas excitabilidade na seguinte sequência: comportamento de resposta de estímulo constante de tempo de duração de força, electrotonus limite, limite de corrente relacionamento e o ciclo de recuperação.
Dados aqui apresentados indicam que estas medidas são repetidas e mostram a semelhança entre esquerda e direita ulnar nervos quando avaliados no mesmo dia. Uma limitação dessas técnicas neste cenário é o efeito da dose e tempo sob anestesia. Cuidadoso monitoramento e gravação dessas variáveis devem ser realizadas a título oneroso no momento da análise.

Medidas eletrofisiológicas do nervo ulnar rato foram obtidas com o presente protocolo. A Figura 3 demonstra um representante gravação do nervo ulnar esquerdo de 12 semanas de idade feminino longo Evans rato. Potencial de ação muscular composto refere-se ao número de realização de fibras que são ativadas simultaneamente. O pico de resposta supramaximal (mV) (Figura 3A) demonstra a resposta de pico alcançada quando incrementalmente...

Técnicas de excitabilidade axonal fornecem uma poderosa ferramenta para examinar a fisiopatologia e alterações biofísicas que precedem eventos degenerativas irreversíveis. Este manuscrito demonstra a utilização destas técnicas no nervo ulnar de ratos anestesiados.

Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

O objetivo geral desta técnica é determinar uma faixa de propriedades de excitabilidade para o nervo ulnar em ratos vivos. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais na área de neurociência, como, por exemplo, é possível medir alterações patológicas na função nervosa antes de eventos neurodegenerativos irreversíveis? A principal vantagem desta técnica é que ela permite a avaliação indireta da função do nervo periférico in vivo, possibilitando medições repetidas para a caracterização da progressão da doença.Antes de iniciar o procedimento, confirme o nível apropriado de sedação por meio do reflexo de retirada do pedal e do reflexo córneo em uma rata fêmea Long-Evans de 12 semanas de idade. Coloque a rata sobre um tapete térmico com controle de feedback e insira uma sonda de termômetro retal para manter a temperatura corporal em 37 graus Celsius. Para registrar o potencial de ação muscular composto, insira o eletrodo de referência através da face dorsal do quarto dígito e o eletrodo de registro através do músculo hipotenar.Posicione o eletrodo de terra através da pele na face superior do antebraço, entre os eletrodos de estimulação e registro. Em seguida, insira a cát

in-vivo-electrophysiological-measurement-rat-ulnar-nerve-with-axonal

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este resumo descreve um novo método para avaliar o desenvolvimento de neurotoxicidade em pacientes que receberam tratamento de quimioterapia. Enquanto os métodos de avaliação convencionais são limitados em sua capacidade de detectar precocemente alterações em função dos nervos, as técnicas de excitabilidade nervosa fornecer a identificação precoce de pacientes em risco de neurotoxicidade grave e insights sobre a fisiopatologia.

Avaliação do nervo Excitabilidade em induzida por quimioterapia Neurotoxicidade

Este vídeo demonstra o procedimento para registrar o potencial de ação muscular composto (CMAP) em ratos, aplicando estímulos elétricos ao nervo ulnar, ajustando eletrodos para sinal ideal e aumentando a estimulação para avaliar a funcionalidade do nervo. Este método permite a investigação in vivo das funções dos nervos periféricos em distúrbios neurológicos.

Medição in vivo do potencial de ação muscular composto em um rato

Este vídeo demonstra uma gravação de fibra única da condução nervosa da fibra C em ratos. Um rato anestesiado é incisado para expor o nervo ciático, que fornece suprimento sensorial e motor aos membros inferiores. As fibras C individuais são então expostas. A estimulação elétrica é fornecida usando eletrodos de estímulo implantados no pé e uma resposta é registrada a partir de uma única fibra nervosa.

Registro in vivo de fibras C do nervo ciático em ratos

Medições das propriedades de condução nervosa em vivo exemplificar uma ferramenta poderosa para caracterizar vários modelos animais de doenças neuromusculares. Aqui, apresentamos um protocolo de fácil e confiável pelo qual análise eletrofisiológica em nervo ciático de ratos anestesiados pode ser realizada.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

Este trabalho apresenta a metodologia de aplicação de alta intensidade com foco ultra-som para bloquear os potenciais de ação dos nervos neuropáticas diabéticos.

Um instrumento ultra-sônico para condução nervosa bloquear em modelos de ratos diabéticos

A medição da condução nervosa é uma ferramenta útil para avaliar modelos de rato de neurodegeneração, mas frequentemente é aplicado apenas para estimular o nervo ciático em membros traseiros. Aqui, descrevemos uma técnica para medir os compostos muscular potencial de ação (CMAP) na vivo dos músculos do membro anterior de rato inervados pelo plexo braquial.

Na Vivo Eletrofisiológica medição do potencial de ação muscular composto de membros dianteiros em modelos de Mouse de degeneração do neurônio Motor

A gravação da único-fibra é uma técnica eletrofisiológicos eficaz que seja aplicável aos sistemas nervosos centrais e periféricos. Junto com a preparação de DRG intact com o nervo ciático Unido, o mecanismo da falha da condução é examinado. Ambos os protocolos melhoram a compreensão da relação do sistema nervoso periférico com a dor.

Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

Apresenta-se um protocolo para produzir diferentes tipos de lesões nervosas medianas (MN) e reparar no rato. Além disso, o protocolo mostra como avaliar a recuperação funcional do nervo utilizando vários testes comportamentais não invasivos e medidas fisiológicas.

Métodos funcionais e fisiológicos de avaliação da regeneração do nervo mediano no rato

A avaliação clínica da espasticidade baseada no reflexo de Hoffmann (reflexo H) e utilizando a estimulação elétrica de nervos periféricos é um método estabelecido. Aqui, nós fornecemos um protocolo para uma estimulação nervosa terminal e direta para quantificação do reflexo H na pata dianteira de camundongos.

Medições do reflexo H terminal em camundongos

Este artigo detalha como realizar a miografia de impedância elétrica in vivo (usando matrizes de eletrodos de superfície e agulha) e ex vivo (usando uma célula dielétrica) no músculo gastrocnêmio de roedores. Ele demonstrará a técnica em camundongos e ratos e detalhará as modificações disponíveis (ou seja, animais obesos, filhotes).

Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores

Este protocolo descreve a preparação de tecido nervoso ciático inteiro de rato para estimulação eletrofisiológica ex vivo e registro em um banho salino ambientalmente regulado, com dois compartimentos e perfumado.

Preparação do Nervo Ciático de Ratos para Neurofisiologia Ex Vivo

Aprenda a medir a excitabilidade axonal do nervo ulnar em ratos anestesiados usando eletrofisiologia in vivo. Este método permite avaliar alterações patofisiológicas antes de eventos neurodegenerativos irreversíveis.

Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal

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