Name: Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Aprenda a desenvolver tabelas de vida baseadas em coortes para insetos sésseis em campo, utilizando Bemisia tabaci em algodão como modelo. Este método permite quantificar taxas de mortalidade e identificar suas causas em ecossistemas agrícolas.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Agradecemos a D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, Jara C., D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, Sonoqui r., M. Stefanek, Stuart B., J. Trejo, r. Slade e E. Yescas para obter assistência técnica. Suporte parcial foi fornecida pelo USDA-Service, USDA-nacional Instituto de investigação agrícola para alimentos e agricultura extensão IPM programa e Pest Management alternativas especiais projetos, Cotton Incorporated, Arizona Associação de produtores de algodão, algodão Fundações, USDA-achas, NAPIAP (região oeste) e projetos especiais de região oeste IPM.

Nota: as técnicas descritas abaixo são consideradas tabelas de vida parcial porque eles não incluem explicitamente reprodução ou mortalidade dos estágios adultos. A coorte de termo é equivalente a geração porque ele examina a mortalidade do ovo à fase adulta.
 1. estabelecer campo Sites <ol><li>conduta tabelas de vida a qualquer momento durante o crescimento da safra, uma vez que os insetos estão presentes. A escolha de quando iniciar estudos vai depender as metas e objetivos da pesquisa.</li>
	<li>Selecionar duas linhas de colheita, perto do centro da trama para minimizar os efeitos de borda do entorno terrenos ou áreas não cultivadas. Marcar a cabeça de cada linha com uma bandeira de arame ou uma estaca de madeira para facilitar a recolocação fácil uma vez que a colheita obtém grande.</li>
	<li>Entrem 3-4 m da borda do enredo paralelo à linha. Use uma linha para estabelecer coortes de ovo e o segundo para estabelecer coortes ninfa</li></ol> 2. Estabelecer coortes de ovo <ol><li>usar uma lente de mão de 8x para procurar recém colocados ovos na parte inferior das folhas, perto do topo da haste principal da planta do algodão (geralmente o segundo ou terceiro nó de cima). 
	Nota: Fases da vida de b. tabaci geralmente são distribuídos de verticalmente no dossel vegetal com ovos perto do topo da planta e progressivamente mais velhas ninfal etapas abaixo. Isto resulta porque 1 st ínstar ninfas resolver sobre a mesma folha como o ovo e a planta adiciona folhas acima do local de oviposição inicial como ele cresce.
	<ol><li>Uso um poder superior 15 X lente observar ovos frescos e verifique se a identificação antes de usar a lente de 8x para marcar o inseto. Ovos frescos têm uma coloração branca brilhante sob a lente e destacam-se os ovos que são mais velhos (Figuras 1A e 1B). Ovos escurecem uma cor Torlone, medida que amadurecem.</li>
	</ol></li> <li>, Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor do ovo. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a possibilidade de uma fêmea pondo outro ovo dentro do círculo adiante.
	<ol><li>Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outros ovos, marcar um total de não mais que quatro ovos em uma única folha e não mais do que um ovo por cada sector da folha. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).</li>
	<li>Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo egg(s) marcado. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).</li>
	<li>Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.</li>
	Número de <li>folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ovos nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).</li>
	<li>Estabelecer cada coorte em um único dia. 
	Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ovos totais.
	<ol><li>Não mais do que uma folha de uso por planta para distribuir melhor os membros da coorte. 
		Nota: Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3 a 4 ovos cada ou 50 folhas com um ovo em cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto.</li>
	</ol></li></ol> 3. Estabelecer a ninfa coortes <ol><li>uso uma lente de mão para procurar recentemente resolvido 1 st de 8x ínstar ninfas na parte de baixo das folhas sobre o 3-5 folhas para baixo da parte superior da haste principal da planta do algodão. Use uma lente X 15 para verificar identificação antes de marcação usando o 8 X lente.</li>
	<li>Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor da ninfa. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a chance de um rastreador, fixando-se mais tarde dentro do círculo. 
	Nota: Recém-eclodidos 1 st ínstar ninfas são chamadas crawlers, que podem se mover vários centímetros durante as primeiras horas após a escotilha de ovo. É então &#34; resolve &#34; em um site onde vai alimentar e muda sem nunca se mover novamente até que o adulto emerge. Estes se estabeleceram 1 st ínstar ninfas ( Figura 1) são distintas das esteiras rolantes. Primeiro, eles são imóveis e o segundo, são mais 2-dimensional e leigos apertados e plana na folha e tem uma cor ligeiramente mais translúcida e âmbar.
	<ol><li>Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outras ninfas, não mais que quatro ninfas em uma única folha e não mais de uma ninfa por setor de folha de marcação. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).</li>
	<li>Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo a ninfa marcada. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).</li>
	<li>Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.</li>
	Número de <li>folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ninfas nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).</li>
	<li>Para garantir que se instalaram 1 st ínstar ninfas e rastreadores não são marcados, voltar a cada folha marcada e observar o inseto marcado cerca de 1-2h após a instalação inicial. Remarcação de resolvido ninfas podem ser necessárias.</li>
	<li>Estabelecer cada coorte em um único dia. 
	Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ninfas totais. Não mais do que uma folha é usada por planta para distribuir melhor os membros da coorte. Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3-4 ninfas cada ou 50 folhas com uma ninfa cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto. Por causa de 1 st ínstar rastreador fase, os ovos marcados no protocolo 2 não são os insetos mesmos que depois são seguidos como ninfas. assim, nenhuma mortalidade de rastreador é medida e a tabela de vida é ligeiramente separada no tempo porque o ovo e a ninfa coortes são normalmente estabelecidas no mesmo dia. A pesquisa mostrou o rastreador mortalidade é insignificante e pode ser essencialmente ignorado 30.</li>
</ol> 4. Observação e gravação de ovo Hatch e mortalidade <ol><li>depois de 8-10 d (28-32 ° C; médias condições de Verão do Arizona) após o estabelecimento das coortes de ovo, recolher folhas que contenham ovos marcados e retornar para o laboratório para observação sob uma microscópio de dissecção. Os ovos são muito pequenos para avaliar claramente a mortalidade e causas de mortalidade no campo.</li>
	<li>Determinar as causas de morte para os ovos e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1). 
	Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, predação ou inviabilidade. Desalojamento: o ovo está ausente devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar a predação. Predação: predadores chupando deixam para trás um córion recolhido ( Figura 4 K). Podem aparecer ovos eclodidos recolhidos, mas vai haver um corte vertical no córion ovo. Use um alfinete minuten para arreliar o córion na folha ao microscópio para procurar essa fenda. Inviabilidade: ovos não eclodem após o período de 8 a 10 d e são uma cor marrom escura. Sob Arizona ovos de condições (28-32 ° C) de verão eclodiriam normalmente em 5-7 dias. Isto pode ser diferente em outras regiões e podem ser necessários na hora da coleta do campo ajustes.</li>
</ol> 5. Observação e gravação de desenvolvimento ninfal e mortalidade <ol><li>um a dois dias após o estabelecimento da coorte, usar uma lente X 15 para avaliar o desenvolvimento de ninfas e atribuir uma causa de mortalidade se morto. Fazer observações pelo menos três vezes por semana (todos os dias).
	<ol><li>Uso tamanho relativo ( Figura 1 -G) e depois o estabelecimento para avaliar ínstar. 
		Nota: Existem quatro ínstares ninfal e desenvolvimento é rápido em condições de Verão do Arizona (28-32 ° C) com cada um dos três primeiros estágios durando cerca de 2 d e fase final dura 3-5 d (total desenvolvimento ninfal wk 2 ou menos). Novos observadores devem aprender ínstar tamanhos pela observação de insetos criados em laboratório ou estufa sobre a planta hospedeira de interesse. O volume relativo no abdômen da bacteriosomes (simbionte abrigando os órgãos da mosca branca), em relação ao tamanho total do corpo é um indicador útil de ínstar ninfal ( Figura 1 -G). As ninfas recém derretidas são muito plana e translúcido. Pronto para muda de ninfas são mais inchado, abobadado no perfil e opacos.</li>
		<li>Determinar as causas da morte de ninfas e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1). 
		Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, parasitismo, predação ou desconhecido dependendo ínstar ( Figura 4). Desalojamento: ninfas de qualquer estágio estão desaparecidas devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar predação. Estime a fase das ninfas desalojadas como estágio médio de ninfas de vivo e mortos em uma data determinada observação. Parasitismo: só observável em 4 th ínstar ninfas. Os bacterisomes amarelados emparelhados são deslocadas pela larva de parasitoides em desenvolvimento ( Figura 4A); a fase larval é às vezes visível ( Figura 4). O estágio de pupa do parasitoide é distinto e gêneros específicos ( Figura 4B , 4D). Predação: chupando predadores irá evacuar o conteúdo da ninfa e deixar para trás um cadáver recolhido ( Figura 4 -4I). Raramente, um predador de mastigação pode deixar evidências ( Figura 4J). Desconhecido: morte que não pode ser atribuída a uma das causas acima. Em ambientes úmidos, doença fúngica pode ser uma causa adicional da morte. Esta categoria também pode incluir ninfas mortas pelo parasitoide hospedeiro-alimentação. Ninfas que sobrevivem emergem como adultos, deixando um slot distintivo em forma de t na exúvia ( Figura 1 H)</li></ol></li> <li>gravar o estágio de desenvolvimento (se vivo) e da causa da morte e palco no caderno iniciado na coorte estabelecimento (tabela 1).</li>
	<li>, Uma vez que todas as ninfas sendo observadas em uma única folha tem também morreu ou emergiu como uma mosca adulta, coleta a folha e retorna para o laboratório. Use a maior ampliação de um microscópio de dissecação para confirmar que a causa da morte observada no campo é precisa e fazer as correções. 
	Nota: Nem todo inseto morto não-desalojado permanecerá na folha ao longo do período de observação típica de duas semanas e então algumas verificações não será possíveis.</li>
</ol> 6. Resumo de dados e análises <ol><li>Consult recursos disponíveis para ajudar na construção de tabelas de vida a partir dos dados coletados de 8 , 2 , 11 , 31. Um exemplo de tabela de vida é apresentado como a tabela 2. 
	Nota: Análises de tabela de vida robusta exigem várias tabelas de vida independente, realizadas ao longo do tempo e/ou sites diferentes. Para um inseto multivoltine como b. tabaci pode ser várias tabelas de vida ao longo de uma única temporada e/ou várias temporadas e sites.
	<ol><li>Estimativa de mortalidade real (d x/l 0) com base no número de insetos estabelecida no início da geração. 
		Mortalidade real = (d x/l 0) onde d x é o número de mortos durante a fase x e l 0 é o número de insetos no início da geração. Estas taxas de mortalidade são aditivo e a soma de d x sobre estimativas de estágios a total taxa de mortalidade para a geração (tabela 2).</li>
		<li>Estimar a mortalidade aparente dentro de um estágio (q x) com base no número de insetos vivos no início de um estágio específico (tabela 2). Estimar a fase específica q x ou fator dentro estágio específico q x. Estas taxas são aditivo somente dentro de um estágio.</li>
		<li>Determinar mortalidade marginal, usando a fórmula: 
		M B = d B / (1-d A) onde M B é a taxa marginal de fator de mortalidade B, d, B é a aparente taxa de mortalidade de fator B e d A é a taxa aparente de mortalidade somada para todos os fatores de mortalidade que podem outcompete fator B 13 , 32 (tabela 3). 
		Nota: Para insetos sessile como whiteflies e muitos outros insetos, as múltiplas causas de morte dentro de um estágio de vida particular não são sequenciais. Em vez disso, eles agem simultaneamente e então estimativa das taxas marginais é necessário estimar com precisão estágio específico taxas de mortalidade por qualquer um causam 32 , 34. Por exemplo, um parasitoide pode atacar uma ninfa da mosca branca. O parasitoide ovo pode eclodem e as larvas podem se desenvolver no hospedeiro. Esta atividade, inicialmente assintomática para o observador, faz, ou seria mais provável, matar o inseto hospedeiro e devem ser creditados como a causa da morte. Mas em alguns casos, um predador pode atacar esta mesma ninfa ou a ninfa pode ser desalojada da folha levando o observador notar a causa da morte como predação ou desalojamento. Mortalidade marginal corrige para isto.
		<ol><li>Converter marginais taxas de estágio específico para valores de k 35 como k = - ln (1 - M), onde ln é o logaritmo natural e M é a taxa de mortalidade marginal de interesse. valores de k são aditivo e isto simplifica ainda mais análises. k-valores podem ser convertidos de volta para as taxas de mortalidade proporcional por 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Estimar a mortalidade insubstituível como [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{falar - kvalue eu })]. 
		Nota: Isto dá a parte da mortalidade total de geracional que não poderia ser realizada se um fator de mortalidade específica foi removido. Por exemplo, quanto geracional mortalidade pode ser perdida se predação ou parasitismo foram removido por causa de um spray de inseticida? Insubstituível mortalidade estimada desta forma assume que não há nenhuma dependência de densidade na mortalidade.</li>
		Fatores <li>chave <ol><li>usam uma simples análise gráfica para plotar o valor de k para qualquer um estágio, ou qualquer um fator de mortalidade (ou um fator de mortalidade dentro de um estágio) contra o valor Total-K para a geração inteira (K Total = soma de todos os k-valores individuais). 
			Nota: O fator de mortalidade que mais estreitamente imita o padrão de Total-K o melhor é o factor chave, o fator que mais contribuem para mudanças na mortalidade geracional 35. Um método mais quantitativo regride k-valores individuais no Total-K e identifica o fator-chave como aquele com a maior inclinação valor 3.</li>
		</ol></li> <li>Teste de dependência de densidade por regressão-valores de k para fatores de interesse sobre o log natural de densidade de população de insetos medido de forma independente (por exemplo, 13). Uma inclinação positiva significativa sugere dependência direta de densidade e uma dependência inversa de inclinação negativa. 
		Nota: com informações de tabela de vida adicional no adulta sobrevivência e reprodução, muitos parâmetros adicionais (por exemplo, tempo de geração, taxa líquida de reprodução, instantâneas taxas de aumento, a expectativa de vida em uma determinada fase, etc.) e análises (matrix modelos e análises de elasticidade 36 , 37 podem ser conduzidos.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Deevey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+tables+for+natural+populations+of+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Quart.+Rev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Life tables for natural populations of animals.</a> Quart. Rev. Biol. 22, 283-314 (1947).</li>
<li>Southwood, T. R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSouthwood%2C+TRE+%22Ecological+Methods%22">Ecological Methods</a>. , 2nd Ed, Chapman and Hall. (1978).</li>
<li>Podoler, H., Rogers, D. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3853">A new method for the identification of key factors from life-table data.</a> J Anim Ecol. 44, 85-114 (1975).</li>
<li>Stiling, P. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4926">Density-dependent processes and key factors in insect populations.</a> J Anim Ecol. 57, 581-593 (1988).</li>
<li>Cornell, H. V., Hawkins, B. A. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2462969">Survival patterns and mortality sources of herbivorous insects: some demographic trends.</a> Am Nat. 145, 563-593 (1995).</li>
<li>Morris, R. F. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/canadian-entomologist/article/the-interpretation-of-mortality-data-in-studies-on-population-dynamics1/E32F7C2D2471C976AF5880E8B22D37DB">The interpretation of mortality data in studies on population dynamics.</a> Can Entomol. 89, 49-69 (1957).</li>
<li>Morris, R. F. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/1929811">Single-factor analysis in population dynamics.</a> Ecology. 40, 580-588 (1959).</li>
<li>Varley, G. C., Gradwell, G. R., Hassell, M. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVarley%2C+GC+%22Insect+Population+Ecology%3A+An+Analytical+Approach%22">Insect Population Ecology: An Analytical Approach</a>. , Blackwell Sci. Pub. London. 212(1973).</li>
<li>Southwood, T. R. E., Reader, P. M. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3782">Population census data and key factor analysis for the viburnum whitefly, Aleurotrachelus jelinekii, on three bushes.</a> J Anim Ecol. 45, 313-325 (1976).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2937325">Fundamental concepts and methodologies for the analysis of animal population dynamics, with particular reference to univoltine speices.</a> Ecol Monogr. 51, 473-493 (1981).</li>
<li>Carey, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+multiple+decrement+life+table%3A+a+unifying+framework+for+cause-of-death+analysis+in+ecology%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">The multiple decrement life table: a unifying framework for cause-of-death analysis in ecology.</a> Oecologia. 78, 131-137 (1989).</li>
<li>Hawkins, B. A., Mills, N. J., Jervis, M. A., Price, P. W. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3546654">Is the biological control of insects a natural phenomenon?</a> Oikos. 86, 493-506 (1999).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.2005.00297.x/abstract">Mortality dynamics and population regulation in Bemisia tabaci.</a> Entomol Exp Appl. 116, 93-108 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S104996440900214X">The contribution of conservation biological control to integrated control of Bemisia tabaci in cotton.</a> Biol Control. 51, 458-470 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Applied+Demography+for+Biologist%3A+With+Special+Emphasis+on+Insects%22">Applied Demography for Biologist: With Special Emphasis on Insects</a>. Carey, J. R. , Oxford, NY. (1993).</li>
<li>Dinsdale, A., Cook, L., Riginos, C., Buckley, Y. M., De Barro, P. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/an09061">Refined global analysis of Bemisia tabaci (Hemiptera: Sternorrhyncha: Aleyrodoidea: Aleyrodidae) Mitochondrial cytochrome oxidase 1 to identify species level genetic boundaries.</a> Ann Entomol Soc Am. 103, 196-208 (2010).</li>
<li>Oliveira, M. R. V., Henneberry, T. J., Anderson, P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0261219401001089">History, current status, and collaborative research projects for Bemisia tabaci.</a> Crop Protect. 20, 709-723 (2001).</li>
<li>Jones, D. R. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1022846630513">Plant viruses transmitted by whiteflies.</a> Eur J Plant Pathol. 109, 195-219 (2003).</li>
<li>United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Sticky+Cotton+-+Causes%2C+Impacts+and+Prevention%22">Sticky Cotton - Causes, Impacts and Prevention</a>. Hequet, E. F., Henneberry, T. J., Nichols, R. L. , Technical Bulletin No. 1915 (2007).</li>
<li>Palumbo, J. C., Horowitz, A. R., Prabhaker, N. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S026121940100117X">Insecticidal control and resistance management for Bemisia tabaci.</a> Crop Protect. 20, 739-765 (2001).</li>
<li>Horowitz, A. R., Kontsedalov, S., Khasdan, V., Ishaaya, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biotypes+B+and+Q+of+Bemisia+tabaci+and+their+relevance+to+neonicotinoid+and+pyriproxyfen+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Insect+Biochem+Physiol%22%5BJournal%5D)">Biotypes B and Q of Bemisia tabaci and their relevance to neonicotinoid and pyriproxyfen resistance.</a> Arch Insect Biochem Physiol. 58, 216-225 (2005).</li>
<li>Nauen, R., Denholm, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+of+insect+pests+to+neonicotinoid+insecticides%3A+current+status+and+future+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Insect+Biochem+Physiol%22%5BJournal%5D)">Resistance of insect pests to neonicotinoid insecticides: current status and future prospects.</a> Arch Insect Biochem Physiol. 58, 200-215 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+years+of+the+integrated+control+concept%3A+moving+the+model+and+implementation+forward+in+Arizona%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manage+Sci%22%5BJournal%5D)">Fifty years of the integrated control concept: moving the model and implementation forward in Arizona.</a> Pest Manage Sci. 65, 1267-1286 (2009).</li>
<li>Palumbo, J. C., Castle, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IPM+for+fresh-market+lettuce+production+in+the+desert+southwest%3A+the+produce+paradox%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manage+Sci%22%5BJournal%5D)">IPM for fresh-market lettuce production in the desert southwest: the produce paradox.</a> Pest Manage Sci. 65, 1311-1320 (2009).</li>
<li>Ellsworth, P. C., Martinez-Carrillo, J. L. <a target="_blank" href="http://profyh.com/assets/uploads/990613566d8e6d5a827b5d0ac3f1a27d.pdf">IPM for Bemisia tabaci: a case study from North America.</a> Crop Protect. 20, 853-869 (2001).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C., Cañas, L. <a target="_blank" href="http://www.nhm.ac.uk/resources/research-curation/projects/chalcidoids/pdf_X/NaranjCaEl2008.pdf">Mortality and populations dynamics of Bemisia tabaci within a multi-crop system</a>. , USDA Forest Service (2009).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0046-225X%282005%29034%5B1211%3ALAOTEO%5D2.0.CO%3B2">Long-term assessment of the effects of transgenic Bt cotton on the function of the natural enemy community.</a> Environ Entomol. 34, 1211-1223 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/295962538_Establishment_and_impact_of_exotic_aphelinid_parasitoids_in_arizona_A_life_table_approach">Establishment and impact of exotic Aphelinid parasitoids in Arizona: A life table approach.</a> J Insect Sci. 8, 36(2008).</li>
<li>Asiimwe, P., Ellsworth, P. C., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/een.12340/abstract">Natural enemy impacts on Bemisia tabaci (MEAM1) dominate plant quality effects in the cotton system.</a> Ecol Entomol. 41, 642-652 (2016).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.ars.usda.gov/research/publications/publication/?seqNo115=199997">Survival and movement of Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae) crawlers on cotton.</a> Southwest Entomol. 32, 17-23 (2007).</li>
<li>Bellows, T. S., Van Driesche, R. G., Elkinton, J. S. <a target="_blank" href="http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.en.37.010192.003103">Life-table construction and analysis in the evaluation of natural enemies.</a> Annu Rev Entomol. 37, 587-614 (1992).</li>
<li>Buonaccorsi, J. P., Elkinton, J. S. <a target="_blank" href="http://meme.biology.tohoku.ac.jp/POPECOL/RP%20PDF/32(1)/pp.151.pdf">Estimation of contemporaneous mortality factors.</a> Res Popul Ecol. 32, 151-171 (1990).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2937326">Evaluation of mortality factors in insect life table analysis.</a> Ecol Monogr. 51, 495-505 (1981).</li>
<li>Elkinton, J. S., Buonaccorsi, J. P., Bellows, T. S., Van Driesche, R. G. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF02513520">Marginal attack rate, k-values and density dependence in the analysis of contemporaneous mortality factors.</a> Res. Pop. Ecol. 34, 29-44 (1992).</li>
<li>Varley, G. C., Gradwell, G. R. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2213">Key factors in population studies.</a> J Anim Ecol. 29, 399-401 (1960).</li>
<li>Caswell, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCaswell%2C+H+%22Matrix+population+models%22">Matrix population models</a>. , 2nd ed, Sinauer Associates, Inc. Publishers. (2001).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1049964405000484">Selecting effective parasitoids for biological control introductions: Codling moth as a case study.</a> Biol Control. 34, 274-282 (2005).</li>
<li>Foltyn, S., Gerling, D. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1985.tb03527.x/abstract">The parasitoids of the aleyrodid Bemisia tabaci in Israel: development, host preference and discrimination of the aphelinid wasp Eretmocerus mundus.</a> Entomol Exp Appl. 38, 255-260 (1985).</li>
<li>Headrick, D. H., Bellows, T. S., Perring, T. M. <a target="_blank" href="http://digitalcommons.calpoly.edu/cgi/viewcontent.cgi?article=1006&context=hcs_fac">Behaviors of female Eretmocerus sp nr californicus (Hymenoptera: Aphelinidae) attacking Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae) on sweet potato.</a> Environ Entomol. 24, 412-422 (1995).</li>
<li>Liu, T. X., Stansly, P. A. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/aesa/article-abstract/89/1/96/13893/Oviposition-Development-and-Survivorship-of">Oviposition, development, and survivorship of Encarsia pergandiella (Hymenoptera: Aphelinidae) in four instars of Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae).</a> Ann Entomol Soc Am. 89, 96-102 (1996).</li>
<li>Ardeh, M. J., deJong, P. W., vanLenteren, J. C. <a target="_blank" href="http://library.wur.nl/WebQuery/wurpubs/343851">Selection of Bemisia nymphal stages for oviposition or feeding, and host-handling times of arrhenotokous and thelytokous Eretmocerus mundus and arrhenotokous E-eremicus.</a> BioControl. 50, 449-463 (2005).</li>
<li>Zang, L. S., Liu, T. X. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.2008.00667.x/abstract">Host-feeding of three parasitoid species on Bemisia tabaci biotype B and implications for whitefly biological control.</a> Entomol Exp Appl. 127, 55-63 (2008).</li>
<li>Hagler, J. R., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1994.tb01802.x/full">Determining the frequency of heteropteran predation on sweetpotato whitefly and pink bollworm using multiple ELISAs.</a> Entomol Exp Appl. 72, 63-70 (1994).</li>
<li>Hagler, J. R., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/48856005_Qualitative_Survey_of_Two_Coleopteran_Predators_of_Bemisia_tabaci_Homoptera_Aleyrodidae_and_Pectinophora_gossypiella_Lepidoptera_Gelechiidae_Using_a_Multiple_Prey_Gut_Content_ELISA">Qualitative survey of two Coleopteran predators of Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) and Pectinophora gossypiella (Lepidoptera, Gelechiidae) using a multiple prey gut content ELISA.</a> Environ Entomol. 23, 193-197 (1994).</li>
<li>Hagler, J. R., Jackson, C. G., Isaacs, R., Machtley, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Foraging+behavior+and+prey+interactions+by+a+guild+of+predators+on+various+lifestages+of+Bemisia+tabaci%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Foraging behavior and prey interactions by a guild of predators on various lifestages of Bemisia tabaci.</a> J Insect Sci. 4, (2004).</li>
<li>Price, J. F., Taborsky, D. <a target="_blank" href="http://www.jstor.org/stable/3495495">Movement of immature Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) on poinsettia leaves.</a> Florida Entomol. 75, 151-153 (1992).</li>
<li>Simmons, A. M. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0013-8746(2002)095%5B0464:SOCOBT%5D2.0.CO%3B2">Settling of crawlers of Bemisia tabaci (Homoptera : Aleyrodidae) on five vegetable hosts.</a> Ann Entomol Soc Am. 95, 464-468 (2002).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2265658">A fundamental problem in key factor analysis.</a> Ecology. 77, 87-93 (1996).</li>
<li>Stiling, P., Throckmorton, A., Silvanima, J., Strong, D. R. <a target="_blank" href="http://www.jstor.org/stable/1941566">Does spatial scale affect the incidence of density dependence - A field test with insect parasitoids.</a> Ecology. 72, 2143-2154 (1991).</li>
<li>Hassell, M., Latto, J., May, R. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/5130">Seeing the wood for the trees: detecting density dependence from existing life table studies.</a> J Anim Ecol. 58, 883-892 (1989).</li>
<li>Berryman, A. A. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1034/j.1600-0706.2002.12106.x/abstract">Population regulation, emergent properties, and a requiem for density dependence.</a> Oikos. 99, 600-606 (2002).</li>
<li>Sibly, R. M., Smith, R. H. <a target="_blank" href="https://eurekamag.com/research/008/812/008812476.php">Identifying key factors using lambda contribution analysis.</a> J Anim Ecol. 67, 17-24 (1998).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Normalmente, o desenvolvimento da vida tabelas para insetos multivoltine com amplamente sobreposição de gerações são restritas a uma abordagem vertical, onde uma população é amostrada várias vezes ao longo do tempo e várias técnicas gráficas e matemáticas são usados para estimar o recrutamento para as várias fases e inferir as taxas de mortalidade alterem as densidades da vida vários estágios2. A força da abordagem aqui é que ele navega esta limitação isolando um grupo de insectos de igual idade i...

Tabelas de vida são uma ferramenta comum com uma longa história na ecologia1,2. Tabelas de vida são que essencialmente uma agenda dos nascimentos e mortes em uma população ao longo do tempo e esses dados pode ser usada para quantificar um número de parâmetros importantes para compreender e predizer a dinâmica populacional. Tabelas de vida podem também fornecer informações sobre as causas da morte que são importantes para a compreensão de interações tróficas e no desenvolvimento de estratégias de controle para gestão de pragas em sistemas agrícolas e naturais. Numerosas tabelas de vida baseada em campo foram construídas por insetos3,4,5, e análises forneceram importantes insights sobre a dinâmica, regulamento e previsão das populações de insectos em muitos gerenciado e sistemas naturais6,7,8,9,10,11,12,13,14. A tabela de vida do termo é também frequentemente usada para descrever estudos de laboratório com base que em grande parte, examinar programações de nascimentos e mortes, mas sob condições artificiais que não exponha o inseto para forças de mortalidade natural e realistas variáveis ambientais. Geralmente, o objetivo dos estudos de laboratório é estimar o potencial biótico comparativo de uma espécie. O foco dos métodos descritos aqui é para campo com base em investigações que definem perceberam o potencial relativo para o ambiente.
Tabelas de vida podem ser caracterizadas como horizontal, em que um grupo real de indivíduos de idade iguais são seguido desde o início de suas vidas até à morte, ou vertical, onde frequentes amostras através do tempo de uma população com uma estrutura de idade estável assumida e então taxas vitais são inferidas coortes matematicamente construído2,15. O tipo de tabela de vida que pode ser implantado depende da natureza do inseto. Tabelas de vida horizontal muitas vezes podem ser desenvolvidas para insetos univoltine (uma geração por ano), enquanto essa abordagem pode ser muito desafiador para um inseto multivoltine com múltiplos e amplamente sobreposição de gerações por ano. Uma série de métodos analíticos foram propostos e utilizados para o desenvolvimento de tabelas de vida vertical para as populações de insetos (ver Southwood2 para exemplos). A metodologia demonstrada aqui permite o desenvolvimento de tabelas de vida baseado em coorte, horizontal no campo para insetos multivoltine com características específicas de história de vida, nomeadamente, a presença de estágios de vida séssil. O método é demonstrado por uma praga chave no algodão como um sistema modelo.
A mosca branca, Bemisia tabaci biótipo B (= Bemisia argentifolii, Médio Oriente-Ásia menor 116) é uma praga global da agricultura que impacta negativamente o rendimento e a qualidade em muitas culturas agronômicas e horticultura, incluindo protegido por sistemas agrícolas em regiões temperadas17. Impactos ocorrem devido ao floema alimentação que interrompe o fluxo de nutrientes, distúrbios de etiologia desconhecida, causada por alimentação ninfal, transmissão de numerosos vírus de planta e efeitos de qualidade de colheita devido a deposição de melada18,19 . O inseto tem uma gama ampla de anfitrião e multivoltine, tendo até 12-13 gerações por ano, dependendo da região e alimentos disponíveis recursos20. Desafios de gerenciamento também são exacerbados por seu alto potencial reprodutivo, sua capacidade de dispersar e migrar dentro e entre sistemas agrícolas, a falta de uma fase quiescente (diapausa ou estivation) e sua disposição para desenvolver rapidamente a resistência aos inseticidas usadas para supressão21,22.
Progresso considerável tem sido feito no desenvolvimento de estratégias de protecção integrada de gestão (IPM) gerenciem eficazmente e economicamente as populações desta praga em culturas afetadas23,24,25. Estes sistemas de gestão foram baseados em uma sólida compreensão fundamental da dinâmica das populações de b. tabaci e tabelas de vida têm sido uma técnica de chave que permitiram esse entendimento. No Arizona, tabelas de vida permitiram a estimativa e identificação de mortalidade importantes forças de b. tabaci em várias culturas sistemas13,26, permitiram a medição da dinâmica de mortalidade relativo a estratégias de gestão, incluindo não-alvo os efeitos de inseticidas14, forneceram um meio de estimar potenciais efeitos funcionais do não-alvo de algodão transgênico produzem proteínas insecticidas27, apoiaram rigorosas avaliação de um programa de clássico controle biológico28 (Naranjo, dados não publicados) e ajudou a explorar os efeitos comparativos dos efeitos top-down e ascendente em pragas dinâmica29. Todas essas aplicações têm implantado a metodologia descrita aqui. A abordagem pode ser útil para o estudo da ecologia de população de insetos em um número de sistemas naturais e gerenciados.

<table><tbody><tr><td>Fita de sinalização</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin EUA</td><td>52273</td><td>Etiquetas de mercadorias de Manila em cinco cores</td></tr><tr><td></td><td>American Tag Company, Pico Rivera, Califórnia EUA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Marcador de ponto ultra fino</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, EUA</td><td>451898</td><td>Disponível no Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Loupe 8X</td><td>Adorama, Nova York, NY EUA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Lupa Peak 15X</td><td>Adorama, Nova York, NY EUA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tabelas de vida fornecem um meio de medir as listas de nascimento e morte de populações ao longo do tempo. Eles também podem ser usados para quantificar as fontes e as taxas de mortalidade nas populações, que tem uma variedade de aplicações em ecologia, incluindo ecossistemas agrícolas. Horizontal, ou com base em coorte, vida tabelas fornecem para o método mais direto e preciso para quantificar taxas de população vital, porque eles seguem um grupo de indivíduos em uma população desde o nascimento até a morte. Aqui, os protocolos são apresentados para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo que aproveita a natureza séssil das fases imaturas de vida de uma praga de insetos global, Bemisia tabaci. Insetos individuais estão localizados na parte inferior das folhas de algodão e são marcados por um pequeno círculo ao redor do inseto de desenho com uma caneta de tóxicos. Este inseto pode então ser observado repetidamente ao longo do tempo com o auxílio de lentes de mão para medir desenvolvimento de uma fase para a próxima e para identificar as causas específicas do estágio da morte associada com mortalidade natural e introduziu as forças. Análises explicam como medida corretamente mortalidade várias forças que atuam simultaneamente dentro de cada fase e como usar esses dados para fornecer métricas dinâmicas de população significativa. O método não conta diretamente para adulta sobrevivência e reprodução, o que limita a inferência a dinâmica dos estágios imaturos. Um exemplo é apresentado que focado em medir o impacto das (planta qualidade) de baixo para cima e de cima para baixo (inimigos naturais) efeitos sobre a dinâmica da mortalidade de b. tabaci no sistema de algodão.

Uma coorte de exemplo é apresentado na tabela 2 para mostrar uma apresentação típica e cálculo dos resultados de tabela de vida. Os dados mais úteis são capturados nas taxas de mortalidade marginal para cada fator dentro de cada estágio. Convertendo essas taxas a valores de k (protocolo seção 6), mortalidade fase específica sobre todos os factores e mortalidade de fator específico sobre todas as etapas podem ser facilmente estimados, como pode total mortalidade geracional...

Tabelas de vida permitem a quantificação das fontes e as taxas de mortalidade nas populações de insetos e contribuam para a compreensão, previsão e manipulação dinâmica populacional em agroecossistemas. São apresentados métodos para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo para um inseto com estágios de vida imatura séssil.

Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

O objetivo geral dessa abordagem baseada em tabela de vida por coorte é quantificar diretamente a taxa de mortalidade de uma população de insetos em campo e identificar a origem da mortalidade. Este método pode nos ajudar a responder perguntas fundamentais em dinâmica populacional, como compreender os fatores que contribuem para a mortalidade em populações e, por fim, a taxa na qual as populações crescem e declinam. A principal vantagem dessa técnica é que ela mede diretamente as fontes e taxas de mortalidade por múltiplas causas em condições realistas de campo.Tivemos pela primeira vez a ideia deste método quando descobrimos que o inseto é imóvel em seus estágios imaturos. Isso nos permite acompanhar diretamente o destino de insetos individuais. A demonstração do procedimento será feita por Isadora Bordini, estudante de pós-graduação, e Francisco Bojorquez, técnico de laboratório.Prepare tabelas de vida a qualquer momento durante o crescimento da cultura, assim que os insetos estiverem presentes. A escolha do momento para iniciar os estudos dependerá dos objetivos e metas da pesquisa. Selecione duas fileiras da cultura próximas ao centro da parcela para minimizar os efeitos de borda provenientes de parcelas vizinhas ou áreas não cultivadas.Marque a extremidade de cada fileira com uma bandeira de arame ou uma estaca de madeira. Escolha um local de amostragem a três ou quatro metros de distância dentro da fileira. Para simplificar observações posteriores, selecione uma fileira para estabelecer cohortes de ovos e a segunda para estabelecer cohortes de ninfas.Um grupo de ovos deve incluir pelo menos 50 ovos. Como consequência do comportamento e do crescimento da planta, as fases de vida de Bemisia tabaci são geralmente distribuídas verticalmente na copa, com os ovos próximos ao topo e estágios ninfais progressivamente mais velhos abaixo. Utilize uma lente de aumento 8x para procurar ovos recém-postos na face inferior das folhas.Idealmente, a lente de aumento deve ter um orifício lateral por onde a caneta possa passar. Encontre uma folha com ovos para cada planta no estudo. Em seguida, use uma lente de 15x para realizar uma análise mais cuidadosa.Os ovos escurecem, adquirindo uma coloração acastanhada, à medida que amadurecem, de modo que ovos frescos terão uma coloração branco-claro e se destacarão dos ovos mais velhos. O aspecto mais crítico deste protocolo é identificar corretamente os ovos recém-postos e as ninfas de primeiro ínstar recém-estabelecidas. É essencial que as observações da tabela de vida comecem exatamente no início de cada estágio de vida para obter resultados precisos.Após encontrar um ovo, use uma caneta permanente preta de ponta fina e não tóxica para desenhar um pequeno círculo ao redor do ovo. Mantenha o círculo pequeno para que nenhum outro ovo seja depositado dentro dele. Na mesma folha, marque até quatro ovos nos quatro setores diferentes.Em uma folha de algodão, existem quatro setores divididos pelas nervuras principais da folha. Selecione apenas um ovo por setor da folha. Identifique a folha marcada utilizando uma pequena etiqueta de papelão leve ao redor do pecíolo da folha, com anotação do número da parcela ou do tratamento, dependendo do delineamento experimental.Em seguida, prenda uma bandeira altamente visível próximo ao topo da planta. Agora, passe a procurar ovos na próxima planta ao longo da fileira. Estabeleça a coorte em um único dia.Sob condições normais de verão no Arizona, as folhas estarão prontas para coleta em oito a dez dias, porque os ovos eclodem em cinco a sete dias. Ajuste o momento da coleta para garantir que todos os ovos saudáveis já tenham eclodido. No campo, os ovos são pequenos demais para avaliar claramente a mortalidade e as causas da morte in loco.Portanto, as causas de mortalidade, como desalojamento, predação ou inviabilidade, são determinadas em laboratório com o auxílio de um microscópio estereoscópico. É fundamental identificar corretamente a causa da morte do ovo ou da ninfa, pois isso afeta as inferências ecológicas que podem ser feitas sobre os fatores que influenciam o crescimento e a regulação da população. Se o ovo estiver ausente devido ao clima ou à predação por mastigação, então ele foi desalojado.Se um ovo foi reduzido a um corion colapsado, isso é classificado como predação. Ovos eclodidos também parecem colapsados, mas apresentam uma fenda vertical no corion, que pode ser identificada com um alfinete minúsculo. Se um ovo não eclodiu, classifique-o como não viável.Use uma lente de aumento 8x para procurar ninfas de primeiro ínstar recém-instaladas na face inferior das folhas. Essas folhas estarão localizadas de três a cinco nós abaixo do topo de uma planta de algodão. Quando ninfas forem encontradas, verifique seu estágio utilizando uma lente de aumento 15x.Encontre pelo menos 50 ninfas para cada estudo. Selecione plantas que estejam bem distribuídas ao longo da fileira e estabeleça a coorte em um único dia. Como antes, desenhe um pequeno círculo ao redor da ninfa identificada.Marque até quatro ninfas por folha, cada uma em um setor diferente, e depois prossiga para a próxima planta. Esteja ciente de que ninfas recém-eclodidas do primeiro ínstar podem se mover alguns centímetros antes de se fixarem, o que pode levar algumas horas. Ninfas fixadas podem ser diferenciadas das ninfas rastejantes porque são imóveis, aderem mais firmemente à folha e apresentam uma coloração âmbar mais translúcida.Ninfas de primeiro estágio mais velhas parecem inchadas e túrgidas à medida que se aproximam da muda. Marque uma etiqueta com a anotação do número do parcelamento ou tratamento e fixe-a ao pecíolo da folha. Em seguida, prenda uma bandeira altamente visível próximo ao topo da planta.Faça anotações detalhadas da posição da ninfa, incluindo informações sobre o setor da folha. Após uma ou duas horas identificando ninfas, verifique novamente para garantir que ninfas rastejantes não foram circuladas. Marque novamente as ninfas fixadas conforme necessário.Um a dois dias após o estabelecimento do grupo, utilize uma lente de 15x para avaliar o desenvolvimento dos ninfas e determinar a causa da mortalidade, caso estejam mortos. Realize observações pelo menos três vezes por semana ou aproximadamente a cada dois dias. A morte é caracterizada como desprendimento, parasitismo, predação ou desconhecida, dependendo do estágio ninfal.Uma tabela de vida típica de uma coorte fornece as taxas marginais de mortalidade para cada fator em cada estágio de vida. Ao converter essas taxas em valores K, pode-se estimar facilmente a mortalidade específica por estágio em todos os fatores, bem como a mortalidade específica por fator em todos os estágios, além da mortalidade total por geração. Utilizando essas técnicas em um estudo de três anos, verificou-se que as taxas marginais de predação por predadores sugadores diminuíram significativamente quando inseticidas de amplo espectro foram aplicados.Os padrões de mortalidade irreplaceável foram semelhantes. Normalmente, a predação proporcionava o maior nível de mortalidade irreplaceável, mas isso diminuiu significativamente com o uso de inseticida. O parasitismo também proporcionou baixos níveis de mortalidade irreplaceável.A análise dos fatores principais realizada com base nos dados de quatro parcelas replicadas foi combinada em um total de nove coortes ao longo do estudo de três anos. Em última análise, a predação foi a que mais se associou às alterações na mortalidade geracional. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em cerca de 30 minutos por parcela, embora isso possa variar bastante dependendo da densidade de insetos.Ao realizar este procedimento, é importante lembrar-se de minimizar o estresse na folha que está sendo manipulada, para que a qualidade da planta não seja alterada. Além disso, um único observador deve ser utilizado por repetição para controlar os efeitos do observador, e todos os observadores devem se reunir com frequência para aprimorar a uniformidade dos critérios de observação. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como montar uma tabela de vida para um inseto imóvel no campo, incluindo a localização, marcação e observação dos insetos para determinar as causas da morte.Não se esqueça de que trabalhar no campo por longos períodos, especialmente durante os meses de verão, pode ser difícil e que o uso de vestimentas apropriadas e a hidratação são necessários para realizar o trabalho com segurança.

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

Research

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Este manuscrito demonstra e discute técnicas usadas para pesquisa susceptibilidade de pesticidas e detectar a resistência ao contato e pesticidas sistêmicos em pragas artrópodes.

Bioensaios de Resistência a Inseticidas Monitoramento

Oral e intra infecção haemocolic de larvas de traça da...

O inseto<em&gt; Galleria mellonella</em&gt; Como um modelo de infecção poderosa para investigar Patogênese Bacteriana

Este vídeo demonstra um método para estabelecer um modelo de infecção por Mycobacterium bovis nas larvas da mariposa-da-cera, Galleria mellonella. Uma cepa bioluminescente de Mycobacterium bovis BCG é injetada na hemolinfa da larva para estabelecer a infecção, e a bioluminescência é medida em intervalos predefinidos para estudar o progresso da infecção.

Uma técnica para estabelecer um modelo de infecção bacteriana em larvas de insetos

Drosophila melanogaster é um organismo modelo eficaz para explorar a base molecular da regulação da longevidade. Este protocolo irá discutir as etapas envolvidas na criação de um reprodutível, medição de base populacional de longevidade, bem como potenciais armadilhas e como evitá-los.

Medição do Tempo de vida em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

avaliações de inseticidas são muitas vezes alvo contra insetos adultos, em vez de estágios imaturos. Aqui, apresentamos um protocolo para avaliar inseticidas contra ovos de percevejos com uma comparação à primeira fase de percevejos de ninfa. Estes protocolos pode ser modificada para outros insetos para avaliar a eficácia do inseticida nas fases da vida não-adultos.

Um método para avaliar Inseticida Eficácia contra Bed Bug,<em&gt; Cimex lectularius</em&gt;, Ovos e primeiros estádios

Aqui, apresentamos um protocolo para investigar a distribuição de tecido hospedeiro, o modo de transmissão, eo efeito sobre a aptidão anfitrião de um densovírus dentro de uma espécie de lepidópteros, a lagarta do algodão. Este protocolo pode também ser utilizado para estudar a interacção entre outros vírus oralmente transmitidos e os seus hospedeiros de insecto.

Protocolos para investigar a distribuição Host-tecido, de modo Transmissão e Efeito sobre a aptidão do host de um densovírus na lagarta do algodão

Aqui, apresentamos um protocolo para isolar os endossimbionetas da mosca branca Bemisia tabaci através da dissecção e filtração. Após a amplificação, as amostras de DNA são adequadas para posterior seqüenciamento e estudo do mutualismo entre endosimbiontes e mosca branca.

Métodos para a extração de endossimbiontes da mosca branca<em&gt; Bemisia tabaci</em

Apresentamos uma técnica citogenética simples usando ′ 4, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) para determinar a taxa de fertilização e principal razão sexual do haplodiploid invasiva Praga Bemisia tabaci.

Determinação da taxa de fertilização do ovo de Bemisia tabaci usando uma técnica citogenética

Descrevemos a metodologia e a importância do bioensaio de aplicação tópica para medir a suscetibilidade de inseticidas em mosquitos e moscas frutíferas. O ensaio apresentado é de alto rendimento, utiliza massa de insetos - permitindo assim calcular uma dose letal relativizada em massa em vez de concentração - e provavelmente tem menor variabilidade do que outros métodos semelhantes.

Bioensaio de aplicação tópico para quantificar toxicidade de inseticida para mosquitos e moscas de frutas

Este protocolo descreve o ensaio alimentar obrigatório para avaliar o efeito potencialmente tóxico de um fitoquímico sobre as larvas de insetos lepidópteros. Este é um bioensaio de insetos altamente escalável, fácil de otimizar a dose subletal e letal, atividade dissuasora e efeito fisiológico. Isso poderia ser usado para a triagem de inseticidas ecológicos.

Desenvolvimento de um Sistema de Ensaio Alimentar para Avaliação do Efeito Inseticida de Fitoquímicos sobre Helicoverpa armigera

Aprenda a desenvolver tabelas de vida baseadas em coortes para insetos sésseis em campo, utilizando Bemisia tabaci em algodão como modelo. Este método permite quantificar taxas de mortalidade e identificar suas causas em ecossistemas agrícolas.

Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema (Vídeo) | JoVE Journal

Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema

Explorar mais vídeos