Name: Preciso, elevado-throughput análise do crescimento bacteriano (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Aprenda análise precisa de crescimento bacteriano em alta vazão para fisiologia microbiana usando E. coli e outras cepas. Este método permite avaliar taxas máximas de crescimento e densidade populacional simultaneamente.

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Os autores não têm nada para divulgar.

1. preparar o meio de crescimento Nota: A composição química do mínimo M63 médio é a seguinte: 62 mM K 2 HPO 4, 39 milímetros KH 2 PO 4, 15mm (NH 4) 2 SO 4, 1,8 µM Filipa 4, 15 µM tiamina-HCl, 0,2 mM de MgSO 4 e glicose de 22 mM. M63 é feita pela mistura de três soluções estoque: solução X cinco, 20% de glicose e MgSO 4 solução de tiamina. Armazene todas as soluções a 4 ° C.
<ol><li>Preparar a solução de 5 X <ol><li>para preparar a solução de 4 Filipa, use uma pipeta elétrica e uma pipeta sorológica descartável para adicionar ddH 2 O tubo de centrífuga de 50 mL. Use um P-200 para adicionar 0,06 mL HCl para obter 0,01 M HCl. Adicione 36 mg Filipa Ferreira 4-7 H 2 O e misturar bem.</li>
		<li>Medir 160 mL ddH 2 O em uma proveta graduada e adicioná-lo para um copo de 500 mL. Adicione o seguinte nesta ordem: 10,72 g K 2 HPO 4, g 5,24 KH 2 PO 4, 2,0 g (NH 4) 2 SO 4 e 0,5 mL de solução de 4 de Filipa (preparada na etapa 1.1.1).</li>
		<li>Usando um medidor de pH de precisão, ajustar o pH a 7,0 adicionando 2 M KOH. Despeje a solução em uma proveta graduada e adicionar O ddH 2 para um volume total de 200 mL. Esterilizar a solução usando uma unidade de filtração de 250 mL (PVDF, 0,22 µM).</li>
	</ol></li> <li>Preparar a solução de glicose 20% <ol><li>medir 200ml ddH 2 O em uma proveta graduada e derramá-lo para um copo de 500 mL. Enquanto mistura utilizando um agitador magnético, adicione 50 g de glicose. Dilua a solução em uma proveta graduada para um volume total de 250 mL. Esterilizar a solução, conforme descrito na etapa 1.1.3.</li>
	</ol></li> <li>Preparar a solução de tiamina MgSO 4 <ol><li>Adicionar 150 mL ddH 2 O para um copo de 500 mL. Enquanto mistura com um agitador magnético, adicione 1,0 g de tiamina-HCl e 10 g de MgSO 4-7 H 2 O. Dilua a solução em uma proveta graduada para um volume total de 200 mL. Esterilizar a solução, conforme descrito na etapa 1.1.3.</li>
	</ol></li> <li>M63 médio mínimo de preparação <ol><li>Coloque a solução de 5 X, a solução de glicose de 20%, a solução de tiamina MgSO 4, uma pipeta eletrônica, uma pipeta P-200 e pontas de pipetas de 200 µ l sobre uma bancada limpa.</li>
		<li>Medir 155,8 mL ddH 2 O em uma proveta graduada e despeje em um copo de 500 mL.</li>
		<li>Usando a pipeta eletrônica e pipeta sorológica descartável, adicionar 40 mL de solução X 5 e 4 mL de solução de glicose 20% para o ddH medido 2 O. Em seguida, adicione 0,2 mL de solução de tiamina MgSO 4 com o P-200. Esterilizar a solução, conforme descrito na etapa 1.1.3.</li>
	</ol></li></ol> 2. Preparando o estoque de glicerol cultura <ol><li>celular Nota: as cepas bacterianas (por exemplo, W3110 e seus genomas reduzidas) estão disponíveis a partir de organizações bancárias de estirpe. As cepas são geralmente obtidas sob a forma de colônias em placas de ágar.
	<ol><li>Coloque cinco tubos de vidro esterilizado com rolhas de borracha de silicone, uma pipeta eletrônica, P-1,000, pontas de pipetas de 1.000 µ l, P-200, pontas de pipetas de 200 µ l e as estirpes alvo (colônias em placas) sobre uma bancada limpa.</li>
		<li>Expor a boca do tubo de vidro para um bico de Bunsen antes de abrir a tampa de borracha do silicone. Expor a rolha de borracha do silicone da chama depois que o tubo é aberto e em seguida levemente Coloque a tampa de volta no tubo de vidro.</li>
		<li>Usar o eletrônica pipeta e pipeta sorológica descartável para adicionar 5ml M63 para um dos tubos de vidro e 4,5 mL M63 aos outros quatro tubos.</li>
		<li>Use a ponta de P-200 para escolher uma colônia e inoculá-lo no tubo de vidro contendo 5ml M63.</li>
		<li>o tubo de vórtice tornar-se uma suspensão. Em seguida, diluir a solução 10-fold ao transferir 0,5 mL desta solução para um dos quatro tubos contendo 4,5 mL M63.</li>
		<li>Repetir o processo descrito na etapa 2.1.5 para os tubos restantes. Uma série de diluição com cinco diferentes concentrações (diluições de 1, 10, 100, 1000 e 10.000) está agora pronto.</li>
		<li>Esterilizar as bocas dos tubos de vidro e as rolhas de borracha do silicone, conforme descrito na etapa 2.1.2. Tampa os tubos com as rolhas. Evitar a contaminação por não enrugar-se as rolhas de borracha de silicone.</li>
		<li>Coloque os cinco tubos numa incubadora de agitação previamente aquecido a 37 ° C e agitar a 200 rpm. Incubar a cultura durante a noite ou para 10 a 30 h.</li>
	</ol></li> <li>Seleção da cultura para o estoque de glicerol <ol><li>Coloque o médio pré-aquecido temperatura M63, P-1,000, pontas de pipetas de 1.000 µ l e uma cubeta descartável sobre uma bancada limpa.</li>
		<li>Adicionar 1000 µ l M63 para uma cubeta descartável com uma P-1, 000. Coloque a cubeta descartável em um espectrofotômetro, iniciar o programa em um comprimento de onda fixo de 600 nm e medir o espaço em branco.</li>
		<li>Mover os tubos de vidro de cinco de incubadora tremendo para o banco limpo.</li>
		<li>M63 descartar da cubeta descartável e adicionar 1.000 cultura µ l para a mesma cubeta descartável com uma P-1, 000. Medir a turbidez óptica da cultura de pilha (OD 600), conforme descrito na etapa 2.2.2. 
		Nota: Para evitar qualquer contaminação e para conseguir uma medição precisa, expor os tubos de vidro e as rolhas à chama conforme descrito e vórtice a cultura antes da amostragem. Para garantir resultados confiáveis, medidas repetidas são recomendadas, particularmente quando a densidade celular é baixa.</li>
		<li>Dos cinco culturas de células, escolha um que está em fase inicial de crescimento exponencial (OD 600 = 0,01 - 0,05) para o estoque de glicerol. 
		Nota: Se múltiplas culturas têm densidade dentro da faixa ideal, o mais próximo de 0,05 é comumente selecionado.</li>
	</ol></li> <li>As existências de glicerol para testes repetidos. 
	Nota: Isto é descrito para a preparação de dez ações. Quantidades maiores ou menores podem ser feitas de acordo com as condições experimentais.
	<ol><li>Coloque a solução de glicerol 60% esterilizada, dez esterilizados microtubos de 1,5 mL, P-1,000 e P-200, pontas de pipetas de 1.000 e 200 µ l e um microtubo pisar um banco limpo.</li>
		<li>Adicionar 250 µ l esterilizado 60% solução de glicerol e 750 µ l a cultura de célula selecionada para o microtubo de 1,5 mL e misture pipetando. 
		Nota: O volume de ações é variável, mas sempre manter uma relação de 1:3 de 60% de glicerol para cultura de células; Isso resulta em uma concentração final de 15% de glicerol.</li>
		<li>Coloque os restantes nove microtubos no stand microtubo e dispensar 100 µ l da mistura preparada na etapa 2.3.2 a cada tubo. Agora, existem dez unidades populacionais de glicerol idênticos para uso futuro.</li>
		<li>Armazenar os estoques em um congelador a -80 ° C.</li>
	</ol></li></ol> 3. Adquirindo as curvas de crescimento <ol><li>configurar o leitor de microplacas. 
	Nota: Os termos mostrados em aspas mostrar o fraseado específico usado na leitora de placa usado aqui (veja a tabela de materiais).
	<ol><li>Abrir o software. Aberto &#34; protocolos de &#34; em &#34; Gerenciador de tarefas &#34; e escolha &#34; criar nova &#34;. Escolha &#34; protocolo padrão &#34;.</li>
		<li>Open &#34; procedimento &#34; e ajustar as configurações. Aberto &#34; temperatura definida &#34; e selecione &#34; incubadora na &#34;. Conjunto &#34; temperatura &#34; a 37 ° C e &#34; gradiente &#34; para 0 ° C. Check &#34; Preaqueça &#34; antes de continuar com a próxima etapa. Aberto &#34; começar a cinética &#34;, conjunto &#34; tempo de execução &#34; para 24:00:00 ou 48:00:00, e &#34; intervalo de &#34; para 00:30:00 ou 01:00. 
		Nota: Demora cerca de 1 min para ler um inteiro 96 placa bem.</li>
		<li>Open &#34; Shake &#34; e defina &#34; Shake modo &#34; como &#34; Linear &#34;. Verificar &#34; Cosalvaguardar o Shake &#34; e defina &#34; frequência &#34; em 567 cpm. Aberto &#34; leitura &#34;, verificar &#34; absorvância &#34;, &#34; Endpoint/cinética &#34;, e &#34; Monochromators. &#34; conjunto &#34; comprimento de onda &#34; a 600.</li>
		<li>Clique &#34; Validate &#34; para confirmar que o procedimento está correto. Clique em &#34; salvar &#34; para salvá-lo como um novo programa para uso futuro.</li>
	</ol></li> <li>Em tempo real, gravação de crescimento <ol><li>desenhar um pictograma placa de 96 poços (8 × 12 tabela) para indicar as posições das amostras de cultura inoculado na placa de 96 poços. Imprima a tabela e usá-lo como uma referência para o experimento. 
		Nota: Os poços localizados nas bordas do microplate devem conter apenas médio em branco por causa da evaporação.</li>
		Microplacas de fundo <li>lugar um apartamento 96 poços esterilizado com tampa, P-1000, pontas de pipetas de 1000 µ l, P-200, pontas de pipetas de 200 µ l, vários microtubos de 1,5 mL, uma pipeta multicanal-8, um reservatório de reagente esterilizado, temperatura M63 e o glicerol estoques (preparados no passo 2.3) sobre uma bancada limpa.</li>
		<li>Adicionar cerca de 25 mL M63 para o reservatório de reagente. Use este estoque de reservatório para todas as etapas a seguir.</li>
		<li>µ L adicionar 900 M63 para os microtubos em preparação para fazer diluições em série.</li>
		<li>Descongelar o estoque de glicerol em temperatura ambiente. Adicionar 900 µ l M63 para o estoque de glicerol descongeladas e vortex. Isso resulta em uma diluição de 10 vezes da unidade populacional de glicerol original.</li>
		<li>Transferir 100 µ l da diluição 10 vezes para outro microtubo contendo 900 µ l de M63 e vortex. Isso resulta em uma diluição de 100 vezes.</li>
		<li>Repita o passo 3.2.6 até o número desejado de diluições é alcançado.</li>
		<li>Encher os poços na borda do microplate com 200 µ l M63 usando uma pipeta de 8 canais (P-200). 
		Nota: Estes poços podem ser usados como o espaço em branco.</li>
		<li>Carga 200 µ l de cada diluído amostra preparada em etapas 3.2.4 - 3.2.7 para os poços da microplaca de acordo com a tabela de referência (passo 3.2.1). Vórtice a prévia de amostras diluídas para carga e carga a mesma amostra em vários poços em variados locais na placa.</li>
		<li>Coloque o leitor de microplacas de 96 poços.</li>
		<li>Open &#34; Leia agora &#34; em &#34; Gerenciador de tarefas &#34; e escolha o programa (seção 3.1). Clique &#34; Okey &#34; para iniciar a medição. Salve a gravação como um novo arquivo experimental para análise de dados (seção 4).</li>
	</ol></li></ol> 4. Análise de dados <ol><li>exportação dos resultados dos dados em tempo real de taxa de crescimento (seção 3.2) para uma memória USB vara como um arquivo de texto. 
	Nota: Um resultado formatado 96 poços (curvas) irá exibir na leitora de placa em tempo real. Os registros de hora em hora (valores de OD) podem ser exportados como uma tabela; as linhas e colunas representam os números bem (por exemplo, A1, B1) e o tempo de medição (por exemplo, 00:00:59), respectivamente.</li>
	<li>Abrir o arquivo de texto com um software de planilha eletrônica.</li>
	<li>Copie o lê de 600 OD horário de microplacas de 96 poços para uma nova planilha para uma análise mais aprofundada.</li>
	<li>Subtrair o fundo lê no tempo zero das leituras horárias de cada amostra bem. 
	Nota: Para sua conveniência, o valor médio do branco poços contendo M63 (etapa 3.2.8) pode ser usada como o valor de background.</li>
	<li>Calcular a média de cinco consecutivos OD 600 leituras para estimar a densidade populacional máxima. 
	Nota: O maior valor médio das cinco leituras consecutivas de 600 OD é definido como o máximo de OD 600 da curva de crescimento correspondente.</li>
	<li>Calcular a taxa de crescimento, μ (h -1), aplicando-se a seguinte equação para todos os pares de valores consecutivos de OD 600: 
	<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/56197/56197eq1.jpg" /> Nota: nesta equação, C eu e C i + 1 representam os valores de 600 de OD de quaisquer dois pontos de tempo consecutivos (t eu e t i + 1, respectivamente). LN indica o logaritmo natural.</li>
	<li>Calcular as alterações na taxa de crescimento ao longo do tempo com base na cada hora OD 600 lê conforme item 4.6. Calcular a média e o desvio padrão das taxas de crescimento consecutivo cinco para estimar a taxa de crescimento máxima. 
	Nota: A maior média com o menor desvio padrão é definida como a taxa de crescimento máxima da curva de crescimento correspondente.</li>
</ol> 5. Confirmando o viés Global das leituras de 96 poços (opcional) Nota: tanto a placa leitor e a placa de 96 poços consumível podem causar medições tendenciosas. Para conseguir resultados quantitativos altamente precisos e reprodutíveis, confirmando a tendência global da placa de 96 poços é altamente recomendado.
<ol><li>Preparar a placa de 96 poços e o leitor para o teste de bias, conforme descrito na seção 3.2.2.</li>
	<li>Adicionar 20 mL M63 para um tubo de centrífuga de 50 mL esterilizado. Adicione o caldo de glicerol para o mesmo tubo de centrífuga e vortex. Transferir a solução de suspensa para um reservatório de reagente esterilizado.</li>
	<li>Utilizar uma pipeta de 8 canais para transferir 200 µ l da solução de suspensão para a placa de 96 poços.</li>
	<li>Colocar a placa de 96 poços na leitora de placa e iniciar a medição.</li>
	<li>Registro de hora em hora OD 600 lê e analisar como descrito na seção 4. Comparar a densidade de população e taxa de crescimento máximo calculado de cada poço para determinar a localização viés das leituras de 96 poços.</li>
</ol>

<ol><li>Kovarova-Kovar, K., Egli, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+kinetics+of+suspended+microbial+cells%3A+from+single-substrate-controlled+growth+to+mixed-substrate+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol+Mol+Biol+Rev%22%5BJournal%5D)">Growth kinetics of suspended microbial cells: from single-substrate-controlled growth to mixed-substrate kinetics.</a> Microbiol Mol Biol Rev. 62 (3), 646-666 (1998).</li>
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</ol>

Agradecemos Kohei Tsuchiya fornecendo o exemplo de ensaio de UFC. Este trabalho foi parcialmente financeiramente apoiado por um subsídio para investigação científica (C) no. 26506003 (para BWY) do Ministério da educação, cultura, esportes, ciência e tecnologia, Japão.

Passos críticos no protocolo incluem a preparação de um estoque comum de células e a replicação das mesmas amostras em vários poços em várias posições na microplate exponencialmente crescentes. Anteriormente, microbiólogos começaram a cultura de uma pre-cultura durante a noite. Enquanto este método pode reduzir o tempo de retardo de crescimento bacteriano, é difícil conseguir-se curvas de crescimento podem ser reproduzidos. Como mostrado na Figura 2, as medições independentes usando as ações...

Estudos microbiológicos muitas vezes começam com a cultura de células bacterianas e a avaliação das curvas de crescimento bacteriano, que representam um fenômeno fundamental da fisiologia bacteriana1,2,3. Princípios básicos de cultura estão amplamente disponíveis na literatura de pesquisa publicados e livros didáticos, porque a cultura bacteriana é uma metodologia fundamental. No nível do banco, substancial atenção tradicionalmente tem sido focada na otimização de meios de crescimento e condições de cultivo, mas controlando a taxa de crescimento, que provavelmente proporcionará maior compreensão da fisiologia microbiana, não foi extensivamente estudados4. Para bactérias de crescimento exponencial, um parâmetro chave do estado celular é a taxa de crescimento, o que foi relatada para ser coordenado com o genoma, transcriptoma e proteoma5,6,7,8 . Assim, a avaliação quantitativa do crescimento bacteriano é crucial para a compreensão fisiologia microbiana.
Para avaliar o crescimento bacteriano, os métodos experimentais utilizados para estimar a biomassa são bem estabelecida9,10 e baseiam-se na detecção de parâmetros bioquímicos, físicos ou biológicos, tais como turbidez óptica. Além disso, os métodos analíticos utilizados para capturar as propriedades dinâmicas de mudanças de crescimento comumente são baseados em modelos não-lineares estabelecida11,12,13, por exemplo, as equações logísticas. Dinâmica de crescimento geralmente é adquirida por amostragem cronometrada do crescimento celular em cultura por medição óptica turbidez ou realizando ensaios de unidade (CFU) formadoras. A limitação destes métodos de cultivo e deteção é que os pontos de dados não são um verdadeiro reflexo da dinâmica populacional, porque os intervalos de medição são muitas vezes em horas e a condição da cultura (por exemplo, mudanças na temperatura e aeração) é perturbada no momento da amostragem. Técnicas de cultura e análise devem ser atualizadas usando o desenvolvimentos recentes na tecnologia e na compreensão. Avanços recentes em leitores de microplacas permitem a observação em tempo real de crescimento bacteriano e diminuem significativamente os custos trabalhistas. Usando estes dispositivos avançados, os últimos estudos sobre crescimento bacteriano relataram métodos analíticos para medições de alta produtividade14,15.
O propósito do presente protocolo é avaliar a dinâmica de crescimento precisa de uma forma de alto rendimento, que será valiosa para estudos quantitativos que, finalmente, abordar as questões de como a taxa de crescimento é determinada e que fatores afetam a taxa de crescimento. O protocolo aborda todos os fatores que devem ser tomados em consideração para a quantificação precisa e repetível de crescimento bacteriano. O método experimental e a análise são descritas em detalhes no texto principal. Este método permite a análise precisa e reprodutível de crescimento bacteriano de uma forma de alta produtividade. Microbiologistas podem usar este protocolo para derivar resultados quantitativos adicionais de suas evidências experimentais. Este protocolo também pode ser usado para estudos em biologia de sistemas que tentam tirar conclusões conceituais ou para alcançar uma visão teórica de crescimento.

<table><tbody><tr><td>K2HPO4</td><td>Wako</td><td>164-04295</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Wako</td><td>166-04255</td><td></td></tr><tr><td>(NH4)2SO4</td><td>Wako</td><td>019-03435</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4-7H2O</td><td>Wako</td><td>138-00415</td><td></td></tr><tr><td>Tiamina-HCl</td><td>Wako</td><td>201-00852</td><td></td></tr><tr><td>glicose</td><td>Wako</td><td>049-31165</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Wako</td><td>080-01066</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de ferro (II) heptahidratado (FeSO4-7H2O)</td><td>Wako</td><td>094-01082</td><td></td></tr><tr><td>KOH</td><td>Wako</td><td>168-21815</td><td></td></tr> Tubo de centrífuga <tr><td>Glycerol</td><td></td><td>Wako 075-00611</td><td></td></tr><tr><td>(50 mL, esterilizado)</td> Pontas de pipeta <td>WATSON</td><td>1342-050S</td><td></td></tr><tr><td>, 200 &micro; L</td><td>WATSON</td><td>110-705Y</td><td></td></tr><tr><td>Ponteiras de Pipeta, 1.000 &micro; L</td><td>WATSON</td><td>110-8040</td><td></td></tr><tr><td>Microtubo (1,5 mL)</td><td>WATSON</td><td>131-715C</td><td></td></tr><tr><td>8 pipeta multicanal</td><td>WATSON</td><td>NT-8200</td><td></td></tr><tr><td>AGITADOR PASORINA</td><td>AS ONE</td><td>2-4990-02</td><td></td></tr><tr><td>Cilindro de vidro (200 mL)</td><td>AS ONE</td><td>1-8562-07</td><td></td></tr><tr><td>Precision pH mater</td><td>AS ONE</td><td>AS800 / 1-054-01</td><td></td></tr><tr><td>Pipetman P-200</td><td>GILSON</td><td>1-6855-05</td><td></td></tr><tr><td>Pipetman P-1000</td><td>GILSON</td><td>1-6855-06</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas Sorolocicais Descartáveis (10 mL)</td><td>SANPLATEC</td><td>SAN27014</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas Sorolocicais Descartáveis (25 mL)</td>Suporte de microtubo <td>SANPLATEC</td><td>SAN27015</td><td></td></tr><tr><td></td><td>BM Bio</td><td>801-02Y</td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td>BM Bio</td><td>BM-V1</td><td></td></tr><tr><td>Microplaca Corning Costar de 96 poços com tampa (fundo plano, transparente)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Corning, reservatório de reagente 3370</td><td></td></tr><tr><td>Corning Costar (50 mL)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Corning, 4870</td><td></td></tr><tr><td>Stericup GV PVDF (250 mL, 0,22 &micro; M)</td> <td>Merck Millipore</td><td>SCGVU02RE</td><td></td></tr><tr><td>Pipet-Aid XP</td><td>DRUMMOND</td><td>4-000-101</td><td></td></tr><tr><td>Bioshaker (BR-23UM MR)</td> <td>TAITEC</td><td>0053778-000</td><td></td></tr><tr><td>Célula de descarte (1,5 mL)</td> <td>Kartell</td><td>1938 / 2-478-02</td><td></td></tr><tr><td>DU 730 Life Science UV/Vis Espectrofotômetro</td><td>Beckman Coulter</td><td>A23616</td><td></td></tr><tr><td>EPOCH2</td><td>BioTek</td><td>2014- EP2-002 / EPOCH2T</td><td></td></tr><tr><td>Copo (500 mL)</td><td>IWAKI</td><td>82-0008</td><td></td></tr><tr><td>BIO bancada limpa</td><td>Panasonic</td><td>MCV-B131F</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de vidro</td><td>NICHIDEN RIKA GLASS</td><td>P-10M~P-30 /101019</td><td></td></tr><tr><td>Rolhas de borracha de silicone</td><td>ShinEtsu Polymer</td><td>T-19</td><td></td></tr><tr><td>Cepas bacterianas</td><td>Organização do banco de cepas; Projeto Nacional de Recursos Biológicos (NBRP) no Japão</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

preciso, elevado-throughput análise do crescimento bacteriano

Precise, High-throughput Analysis of Bacterial Growth

Crescimento bacteriano é um conceito central no desenvolvimento da moderna fisiologia microbiana, bem como na investigação da dinâmica celular a nível de sistemas. Estudos recentes têm relatado correlações entre o crescimento bacteriano e eventos de todo o genoma, tais como reorganização de redução e transcriptoma do genoma. Analisar corretamente o crescimento bacteriano é crucial para a compreensão da coordenação de crescimento dependente de gene funções e componentes celulares. Nesse sentido, a avaliação quantitativa precisa de crescimento bacteriano em forma de alto rendimento é necessária. Desenvolvimentos tecnológicos emergentes oferecem novas ferramentas experimentais que permitem atualizações dos métodos utilizados para estudar o crescimento bacteriano. O protocolo introduzido aqui emprega um leitor de microplacas com um procedimento experimental altamente otimizado para a avaliação do crescimento bacteriano preciso e reprodutível. Este protocolo foi utilizado para avaliar o crescimento de vários descrito anteriormente estirpes de Escherichia coli . As principais etapas do protocolo são os seguintes: a preparação de um grande número de ações de célula em pequenos frascos para testes repetidos com resultados reprodutíveis, o uso de placas de 96 poços para avaliação de crescimento elevado-throughput e o cálculo manual de duas principais parâmetros (ou seja, densidade de população e taxa de crescimento máxima) que representa a dinâmica de crescimento. Em comparação com o tradicionais formadoras unidade (CFU) do ensaio, que conta as células que são cultivadas em tubos de vidro ao longo do tempo em placas de ágar, o presente método é mais eficiente e fornece registros temporais mais detalhados das alterações de crescimento, mas tem um mais rigorosas limite de deteção em densidades de população baixas. Em resumo, o método descrito é vantajoso para a análise da elevado-produção precisa e reprodutível de crescimento bacteriano, que pode ser usado para tirar conclusões conceituais ou fazer observações teóricas.

O método descrito fornece um meio de capturar dinâmico crescimento bacteriano de forma contínua, alta produtividade, utilizando um leitor de formato de 96 poços que leva várias medições de densidade óptica em vários intervalos de tempo (de minutos a horas e dias). As curvas de crescimento de uma variedade de cepas de Escherichia coli expressando vários genomas podem ser adquiridas precisamente em uma única experiência (figura 1A). Em comparação com o...

Avaliação quantitativa do crescimento bacteriano é essencial para a fisiologia microbiana como um fenômeno de sistemas-nível de compreensão. Um protocolo para uma abordagem analítica e manipulação experimental são introduzidos, permitindo a análise precisa, elevado-throughput de crescimento bacteriano, que é um tema chave de interesse em biologia de sistemas.

Preciso, elevado-throughput análise do crescimento bacteriano

Bacterial growth is a central concept in the development of modern microbial physiology, as well as in the investigation of cellular dynamics at the ...

O objetivo geral deste experimento é analisar com precisão o crescimento bacteriano de maneira de alto rendimento. Utilizando este procedimento, é possível testar simultaneamente diversos meios ou diferentes cepas. Este método pode ajudar a responder perguntas fundamentais nas áreas de biologia de sistemas e microbiologia, como, por exemplo, quais são os fatores determinantes do crescimento celular.As principais vantagens desta técnica são permitir aos pesquisadores avaliar com precisão parâmetros globais da taxa máxima de crescimento e da densidade máxima da população em curvas de crescimento de células bacterianas. Embora este método possa fornecer informações sobre o crescimento de E. coli, ele também pode ser aplicado a outros microrganismos, como no ensaio de crescimento e na triagem de bactérias ambientais.Para começar, coloque cinco tubos de vidro esterilizados com tampas de borracha de silicone, pipetas e as linhagens-alvo sobre uma bancada limpa. Exponha a boca do tubo de vidro à chama de um bico de Bunsen antes de abrir a tampa de borracha de silicone. Exponha a tampa de borracha de silicone à chama após a abertura do tubo e, em seguida, recoloque levemente a tampa sobre

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Fonte: Kurokawa, M., et al. Análise precisa e de alta produtividade do crescimento bacteriano. J. Vis. Exp. (2017)Este vídeo demonstra a quantificação de alto rendimento do crescimento bacteriano usando um leitor de microplacas. Ele descreve as etapas envolvidas na preparação da cultura, medição de densidade óptica e análise da dinâmica do crescimento.

Análise precisa e de alta capacidade do crescimento bacteriano usando um leitor de microplacas

Fonte: Cabeen, M. T., et al. Análise Microfluídica de célula única de Bacillus subtilis. J. Vis. Experiência (2018)O vídeo demonstra o uso de um dispositivo microfluídico para observar o crescimento bacteriano em nível de célula única. Ele mostra como células bacterianas não móveis, confinadas em trincheiras em microescala, são continuamente nutridas e visualizadas sob um microscópio de fluorescência. A configuração permite visualização em tempo real da divisão celular e do rastreamento de...

Monitorando o crescimento bacteriano em resolução de célula única em um sistema microfluídico

ScanLag é um método de alto rendimento para medir o atraso no crescimento, ou seja, o tempo de atraso, bem como a taxa de crescimento de colônias para milhares de células em paralelo. A triagem usando ScanLag permite a discriminação entre longo tempo de atraso e crescimento lento no nível de uma única variante.

ScanLag: de alta capacidade Quantificação do crescimento da colônia e intervalo de tempo

Um ensaio de alto rendimento e em tempo real foi desenvolvido para identificar simultaneamente (1) antimicrobianos penetrantes em células eucarióticas direcionados a um patógeno bacteriano intracelular e (2) avaliar a citotoxicidade de células eucarióticas. Uma variação da mesma tecnologia foi posteriormente combinada com a tecnologia de dispensação digital para permitir estudos fáceis, de alta resolução, dose-resposta e sinergia bidimensional e tridimensional.

High Throughput, em tempo real, Teste Dual-leitura dos intracelular Actividade Antimicrobiana e citotoxicidade celular eucariótica

O crescimento de culturas bacterianas radiolabeled em pratos do de microtitulação facilita a amostragem elevada da taxa de transferência que permite testes técnicos e biológicos múltiplos da repetição da abundância da associação do nucleotide, incluindo aquele de (p) ppgpp. Os efeitos das transições de crescimento provocados por fontes de estresse fisiológico, bem como a recuperação do estresse podem ser monitorados.

Usando microtiter prato Radiolabeling para múltiplo in vivo medições de Escherichia coli (p) ppGpp seguido por cromatografia em camada fina

Neste método, nós quantificamos a afinidade obrigatória de proteínas de ligação do RNA (rbps) aos locais de ligação cognato e non-cognato usando um simples, vivo, ensaio do repórter em pilhas bacterianas. O ensaio é baseado na repressão de um gene repórter.

Um ensaio para quantificar a ligação de RNA de proteína em bactérias

Esta aproximação molecular-baseada para determinar a aptidão bacteriana facilita a deteção exata e exata dos micro-organismos usando os códigos de barras genomic originais do ADN que são quantificados através do PCR digital. O protocolo descreve o cálculo do índice competitivo para cepas de Salmonella ; Entretanto, a tecnologia é prontamente adaptável aos protocolos que exigem a quantificação absoluta de todo o organismo genetically-maleável.

Índice competitivo baseado em PCR digital para análise de alta produtividade de aptidão em Salmonella

Este protocolo permite uma descrição resolvida pelo tempo do crescimento bacteriano condições de estresse nos níveis de população unicelular e celular.

Análise em multiescala do crescimento bacteriano tratamentos de estresse

Fenótipos de crescimento de leveduras são precisamente medidos através de imagens de lapso de tempo altamente paralelas de células imobilizadas crescendo em microcolônias. Simultaneamente, a tolerância ao estresse, a expressão proteica e a localização da proteína podem ser monitoradas, gerando conjuntos de dados integrados para estudar como as diferenças ambientais e genéticas, bem como a heterogeneidade de expressão genética entre as células isogênicas, modulam o crescimento.

Imagem ao vivo de alta taxa de microcolônias para medir heterogeneidade no crescimento e expressão genética

Aqui nós descrevemos uma tela superexpressão plasmídeo...

Alto rendimento Yeast Tela superexpressão Plasmid

Aprenda análise precisa de crescimento bacteriano em alta vazão para fisiologia microbiana usando E. coli e outras cepas. Este método permite avaliar taxas máximas de crescimento e densidade populacional simultaneamente.

Preciso, elevado-throughput análise do crescimento bacteriano

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