Name: Métodos para o pH intracelular Imaging da linhagem de células-tronco do folículo em tecido ovariano de Drosophila (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Aprenda a medir o pH intracelular em tecido ovariano vivo de Drosophila usando imagem de fluorescência quantitativa. Este método permite quantificar com precisão a dinâmica do pH em células-tronco foliculares intactas.

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Agradecemos Bryne Ulmschneider contribuições para o protocolo e Diane Barber para sugestões sobre o manuscrito. Este trabalho foi financiado por um Instituto Nacional de subvenção de saúde GM116384 ao Nystul de T.G. e D.L. Barber.

Nota: para medir pHi na linhagem FSC, podemos calcular a relação das intensidades de fluorescência da pHluorin para mCherry em células de folículo em condições fisiológicas, pFCs e FSCs e converter os rácios em valores de pHi com padrão as curvas de calibração para cada célula tipo 7. Primeiras, viver experiências de imagem são realizadas para medir intensidades de fluorescência de pHluorin e mCherry em germaria dissecado em um buffer que contém NaHCO 3, que imita condições fisiológicas 1 , 7. curvas padrão, próxima são geradas por medir intensidades de fluorescência pHluorin e mCherry em um at +-livre, K + tampão contendo o ionóforo nigericin ajustado para dois valores de pH diferentes, 6,5 e 7,5. Na presença de nigericin, pHi se equilibra o pH da reserva através da membrana de plasma, causando pHi coincidir com o pH extracelular. Por último, as curvas padrão são usadas para converter pHluorin para mCherry rácios para valores estimados pHi.
 1. pré-julgamento: preparação antes de medição pHi In Vivo Nota: para medir pHi na vivo, o transgene mCherry::pHluorin deve ser expressos no tipo de célula de interesse. Abaixo estão algumas maneiras comuns para gerar pHluorin transgénico voa na linhagem do FSC. A geração de clones mCherry::pHluorin é particularmente útil para identificar FSCs, que estão localizados na extremidade anterior de um clone do FSC. Tecido mCherry::pHluorin específicos expressão é útil para medir pHi em todo o tecido inteiro e também é mais conveniente quando se combina com a expressão de um RNAi ou transgene.
<ol><li>Geração de transgênico pHluorin voa <ol><li>mCherry::pHluorin-rotulados FSC clones <ol><li>tornar mCherry::pHluorin FSC clones, cruzar UAS-mCherry::pHluorin 1 para um ato-Gal4 flipout ações ou outro o estoque com um Gal4 inducible Flp/FRT.</li>
			<li>Para fazer heatshock clones inducible, heatshock adultos F1s para 2 dias pós eclosão em frascos vazios para 1 h em um banho de água de 37 ° C, quatro vezes aproximadamente cada 12 h.</li>
			<li>Para garantir o crescimento normal e taxas máximas de oogénese durante este período, manter moscas fornecendo molhado de fermento fresco (aproximadamente partes iguais secar padeiro &#39; s fermento e água) diariamente pelo menos 6 dias após a indução de clone.</li>
		</ol></li> <li>Expressão de mCherry::pHluorin específicas de tecido</li> <li>Cruz UAS-mCherry::pHluorin 1 de um folículo celular driver específico, y 1 w *; P {GawB} 10930/CyO (Bloomington ID: 7023).</li>
		<li>3 dias depois que moscas começam eclosing, coletar e colocá-los em frascos contendo fermento molhado, pelo menos 24 h antes da dissecação.</li>
	</ol></li> <li>Fazendo soluções Nota: é importante preparar os buffers de seguintes no dia do experimento, porque as concentrações de pH e soluto no buffer podem mudar ao longo do tempo.
	<ol><li>Buffers de bicarbonato, nigericin e dissecação de preparar. Adicione os componentes na ordem listada para evitar formação de precipitados (consulte a tabela 1, tabela 2 e tabela 3).</li>
	</ol></li></ol> 2. Julgamento: Medição pHi na linhagem FSC Nota: A dissecação, montagem e ao vivo de imagens as etapas para o tampão de bicarbonato e as condições de reserva de nigericin dois talvez precise ser executada duas vezes: uma vez para determinar o microscópio configurações e uma segunda vez para coletar dados experimentais. Consulte a seção 2.2 abaixo para obter mais informações.
<ol><li>, Dissecção e montagem Nota: para materiais necessários para executar este passo, consulte a Figura 1 e Tabela de materiais. Para câmaras 3D montagem de impressos, arquivos de impressora 3D são fornecidos como arquivo suplementar 1 e 2 de arquivo suplementar.
	<ol><li>Dissecação: <ol><li>câmaras de montagem Prepare aplicando uma fina camada de graxa de vácuo para o lado mais liso da 3D impresso câmara de montagem. Coloque esse lado sobre uma lamela de 22 x 40 mM para selar a lamela para a câmara de montagem.</li>
		</ol></li> <li>Dissecar os ovários da fêmeas adultas moscas no buffer de dissecação 500 µ l (tampão bicarbonato ou nigericin, tabela 3) <ol><li>anestesiar moscas de 3-4 usando gás de CO 2 e transferência voa sobre uma placa mosca perfundida com CO 2 gás.</li>
			<li>Pegar uma mosca anestesiada com pinça e coloque na mídia dissecação.</li>
			<li>Beliscar o tórax de uma mosca com uma pinça, enquanto puxando a ponta de seu abdômen até que seus ovários estão expostos.</li>
			<li>Depois de descolar os ovários de outros órgãos, arreliar distante o ovarioles usando 22 1/2 agulhas de seringa. Cuidadosamente separada do músculo da bainha dos ovários e ovarioles individuais separadas do cluster de ovarioles. Uma técnica eficiente para isolar a bainha do músculo é usar uma agulha de seringa para segurar o cluster de ovarioles no lugar em sua extremidade anterior e curso para baixo ao longo do comprimento do único ovarioles.</li>
			<li>Incubar os ovários dissecados na mídia de dissecação por exatamente 10 min antes de prosseguir para a etapa de montagem, para que haja tempo suficiente para o pHi de células totalmente equilibrar o pH dos meios de comunicação dissecação nigericin. 
			Nota: Certifique-se que a bainha do músculo é removida o ovarioles. A bainha do músculo pode atenuar o sinal de fluorescência, o que torna difícil identificar células individuais usando Concanavilin-A e pode causar ovarioles mover-se espontaneamente durante a geração de imagens ao vivo.</li>
		</ol></li> <li>De montagem <ol><li>colocar uma pequena gota de mídia de dissecação no sentido da lamela de vidro no interior da câmara de montagem.</li>
			<li>Transferência separada ovarioles usando fórceps.</li>
			<li>Separar câmaras de ovo de fase posteriores do germaria associado com câmaras de ovo de fase anteriores e tentar garantir que o germaria dissecado são colocados no centro da gota mídia dissecação.</li>
			<li>Adicionar duas pequenas gotas de esmalte para lados opostos de uma lamela de 12mm redonda e deixe secar por cerca de 10 s.</li>
			<li>Lugar a rodada lamela sobre a entrega de mídia de dissecação contendo separados germaria tal que daquele lado com esmaltes virado para baixo e entra em contato com a mídia de dissecação. Pressione as partes da borda com os esmaltes para achatar e fixar o germaria em posição. Nós recomendamos usar esmaltes mais velho porque ele mancha menos sobre a superfície da lamela como está sendo segura no lugar.</li>
			<li>Encha a câmara de montagem com meios adicionais de dissecação. Buffer de condição específica que não contenha Concanavalina-A tintura pode ser usado para encher a câmara de. 
			Nota: O tempo total gasto dissecando e montagem não deve exceder 15 min. Isto é importante para minimizar os efeitos do dano tecidual e morte da pilha.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>Imagens ao vivo: Nota: nesta etapa, primeiro recolher imagens da condição de bicarbonato e as duas condições de nigericin para determinar as configurações de microscópio apropriado; ajustar as configurações de microscópio, se necessário, e coletar imagens para os dados experimentais. Usar um microscópio confocal capaz de imagem em 3 canais: GFP (emissão de excitação 475/509), mCherry (emissão de excitação/610 575) e far-red (633 emissão de excitação/647). 
	Nota: Definir configurações de microscópio: as intensidades pixel das imagens coletadas irão ser quantificadas para determinar as estimativas de pHi, por isso é importante que os valores de intensidade do sinal em cada conjunto de imagem é muito baixa nem saturados. A gama de intensidades que podem ser capturados em uma imagem é definida pela profundidade de bits da imagem. Em muitos casos, imagens de 8 bits são geradas por padrão, mas recomendamos adquirir os dados como imagens de 16 bits, que têm um alcance dinâmico mais amplo. É importante assegurar que a interferência entre canais fluorescentes é minimizada, então as configurações devem ser ajustadas para que o espectro de emissão coletados de cada fluoróforo não se sobreponha. Para testar essas configurações, pegue uma imagem de amostra utilizando o espectro de excitação para as boas práticas agrícolas e recolher no espectro de emissão para mCherry e vice versa. Se as configurações foram ajustadas corretamente, não deve haver nenhum sinal em ambos os casos. Defina as configurações de microscópio (i.e., configurações de tensão em uma varredura a laser confocal, tamanho poder e pinhole de laser) para que as intensidades de pixel do sinal em todos os conjuntos de três imagens estão dentro da faixa dinâmica do arquivo de imagem. Para todas as nossas experiências, foi utilizado um laser de luz branco microscópio confocal com um objectivo de 40x para adquirir imagens de 16 bits em formato de × 1.024 1.024, enquanto nós aperfeiçoamos o ganho de tensão para cada experimento, conforme necessário. Por exemplo, em um experimento, podemos definir o ganho de tensão de GFP, mCherry e far-red como 37,8% 72,9% e 260%, respectivamente.
	<ol><li>Imagem ovarioles no buffer de dissecação nigericin a pH 6,5 e ajustar as configurações, tais que as intensidades pixel das imagens pHluorin e mCherry são baixas, mas não abaixo os limites de detecção da câmera.</li>
		<li>Imagem um outro conjunto de ovarioles no buffer de dissecação nigericin a pH 7,5 e ajustar as configurações de tal forma que as intensidades de pixel das imagens pHluorin e mCherry são altas, mas não saturados.</li>
		Ovários de imagem <li>na dissecação de bicarbonato buffer e certifique-se de que as intensidades de pixel das imagens pHluorin e mCherry não estão saturadas com as configurações escolhidas. Se os pixels são saturados, ajuste as configurações conforme necessário. 
		Nota: Microscópio parâmetros de configuração podem diferir com base na configuração do microscópio exata sendo usada e deve ser otimizado para cada experimento. Depois de microscópio configurações foram definidas, não alterá-los para o restante do experimento. As configurações devem coadunar-se através de controle e condições experimentais. Em nossos experimentos iniciais pHi, geramos 2 e 3 curvas de calibração de ponto nigericin e não encontrada nenhuma diferença significativa entre pHi calculado usando qualquer método. No entanto, em geral, a adição de mais pontos na curva de calibração seria esperada para melhorar a precisão. Portanto, é recomendável gerar curvas com diferentes números de pontos para determinar quantas são necessárias para um determinado conjunto de condições experimentais.</li>
	</ol></li> <li>Coleta de dados: <ol><li>faz dissecação, montagem e a imagem das amostras nas condições tampão bicarbonato e nigericin. Depois de dissecção e montagem, o tempo máximo de um conjunto de amostras de imagens não devem exceder 45 min para garantir que as medições de intensidade de fluorescência são feitas em tecido vivo, saudável.</li>
		<li>Para cada condição, adquirir imagens pelo menos 5 germaria.</li>
	</ol></li></ol> 3. Pós-julgamento: Análise de imagem <ol><li>intensidades de fluorescência medida em células de folículo, PFC e FSCs <ol><li>fundo subtração: <ol><li>Open in natura imagens em FIJI com cada canal em uma janela separada ( a Figura 4).</li>
			<li>Usar a ferramenta retângulo para desenhar uma região de interesse (ROI) na janela do canal pHluorin em uma parte da imagem sem sinal.</li>
			<li>Opcional passo: definir o limite inferior do limiar para que os pixels com valores de intensidade abaixo de fundo são excluídas e definir o limite superior do limiar máximo. Quando o limite é definido desta forma, as áreas da imagem sem sinal em sua maioria são azuis e o sinal é claramente visível ( Figura 4A).</li>
			<li>Medir a intensidade de fluorescência média no ROI. Se o limite foi definido na etapa 3, certifique-se de verificar o &#34; limite de limiar &#34; caixa na caixa de diálogo Definir medições.</li>
			<li>Subtrair a intensidade de fundo medido de cada canal e fatia da imagem usando a função Subtract, encontrada no processo de &#8594; menu matemática.</li>
			<li>3.1.1.2-6 passos de repetição para a janela de canal mCherry exceto que, na etapa 3.1.1.2, em vez de desenhar um novo retângulo com a ferramenta retângulo, use a função de seleção de restauração, encontrado no editar &#8594; menu de seleção, adicionar um retângulo com o mesmo dimensões e posição na imagem.</li>
		</ol></li> <li>FSCs identificar, pFCs e células de folículo: <ol><li>identificar a FSCs, pFCs e células do folículo por morfologia e localização usando o Concanavalina-A coloração para encontrar os limites da célula ( Figura 2).</li>
			<li>FSCs são finas células triangulares localizadas na borda do germarium na fronteira região 2a/2b. Se o mCherry::pHluorin é expresso em um clone do FSC, FSC também pode ser identificado como a célula mais anterior do clone.</li>
			<li>PFC é células de forma irregulares na região 2b, imediatamente adjacente e a jusante da FSCs.</li>
			<li>Folículo são células quadradas ou colunares que cercam o cisto de células germinativas na região 3.</li>
		</ol></li> <li>Obtenção rácios de intensidade de fluorescência <ol><li>escolher uma ou mais fatias no qual a célula de interesse tem maior intensidade de fluorescência no canal de mCherry e certifique-se que a coloração Concanavalina-A, vi no canal de far-red, é em foc Nós dentro da fatia selecionada.</li>
			<li>Desenhar ROI em torno de cada medida a intensidade de fluorescência média de pHluorin e mCherry em todos os gomos escolhida para medições e FSC.</li>
			<li>Dividir a intensidade média de fluorescência do canal pHluorin pela intensidade média de fluorescência do canal mCherry para calcular a proporção de pHluorin para mCherry fluorescência.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>PHi derivar valores e gerar imagens pseudocolored <ol><li>derivar valores de pHi <ol><li>em todos os casos, a curva de regressão linear deve ser gerada usando ovários de moscas com o mesmo genótipo para ambos experimental e controlar as condições. Gere uma curva de regressão linear para cada tipo de célula, usando os dados de duas condições de reserva nigericin ( Figura 3). No Excel, isso pode ser feito plotando os dados em um gráfico e adicionando uma linha de tendência linear. Como alternativa, consulte:</li> <li>uso a inclinação e a interseção y da curva de regressão linear calculados a partir das condições de nigericin e a equação de uma linha (y = mx + b) converter o pHluorin de mCherry relação valores calculados das amostras no bicarbonato de condição para valores de pH. Nesta equação, substituir a forma de inclinação (a intercepção de y) para b, colocar o valor em relação x e resolver para y.</li>
		</ol></li> <li>Gerar uma imagem pseudocolored, refletindo os valores de relação em FIJI.
		<ol><li>, Siga o procedimento acima para subtração de fundo (etapa 3.1.1 e Figura 4).</li>
			<li>Dividir o canal de pHluorin do canal mCherry usando a função de calculadora de imagem, no menu processo. Certifique-se o &#34; criar nova janela &#34; e &#34; resultado de 32-bit (flutuar) &#34; as caixas de seleção são ambos verificadas. Alterar a tabela de pesquisa (LUT), encontrado no menu imagem, térmica ou LUT de escolha. Consulte a Figura 4 para outras opções apropriadas.</li>
			<li>Na caixa de diálogo ajustar brilho e contraste (imagem &#8594; ajuste &#8594; brilho/contraste), clique o &#34; definido &#34; botão. Conjunto o mínimo exibido o valor como 0 e o máximo exibido valor para uma relação que melhor capta os dados, geralmente 1.0-2.0 ( Figura 5).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Grillo-Hill, B. K., Choi, C., Jimenez-Vidal, M., Barber, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+H%2B+efflux+is+sufficient+to+induce+dysplasia+and+necessary+for+viability+with+oncogene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Increased H+ efflux is sufficient to induce dysplasia and necessary for viability with oncogene expression.</a> eLife. 03270, (2015).</li>
<li>Ulmschneider, B., Grillo-Hill, B. K., Benitez, M., Azimova, D. R., Barber, D. L., Nystul, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+intracellular+pH+is+necessary+for+adult+epithelial+and+embryonic+stem+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Increased intracellular pH is necessary for adult epithelial and embryonic stem cell differentiation.</a> J. Cell Biol. 215 (3), 345-355 (2016).</li>
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<li>Margolis, J., Spradling, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+behavior+of+epithelial+stem+cells+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Identification and behavior of epithelial stem cells in the Drosophila ovary.</a> Development. 121 (11), 3797-3807 (1995).</li>
<li>Nystul, T. G., Spradling, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+epithelial+niche+in+the+Drosophila+ovary+undergoes+long-range+stem+cell+replacement%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+stem+cell%22%5BJournal%5D)">An epithelial niche in the Drosophila ovary undergoes long-range stem cell replacement.</a> Cell stem cell. 1 (3), 277-285 (2007).</li>
<li>Morris, L. X., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+live+imaging+provides+new+insight+into+stem+cell+regulation+and+germline-soma+coordination+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary.</a> Development. 138 (11), 2207-2215 (2011).</li>
<li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+%28MARCM%29+for+Drosophila+neural+development%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+neuro%22%5BJournal%5D)">Mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) for Drosophila neural development.</a> Trends in neuro. 24 (5), 251-254 (2001).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Aqui, descrevemos um método para medir o pHi de células na linhagem FSC dentro sua tecido. Este protocolo foi desenvolvido e refinado nos últimos cinco anos, desde que primeiro começamos a estudar pHi em tecido ovariano de Drosophila . Durante esse tempo, o protocolo tem sido usado com sucesso por vários investigadores em nosso laboratório e em pelo menos quatro diferentes girando disco e microscópios de exploração do laser. Reprodutibilidade da nossa observação original, que aumenta de pHi como células na linha...

Estudos recentes revelaram um papel para alterações em pHi durante celular diferenciação e displasia na vivo1,2. Estes estudos encontraram que pHi é notavelmente consistente nas células do mesmo tipo na mesma fase de diferenciação, mas que muda como células de transição de uma fase para outra. Em alguns casos, bloquear as mudanças na pHi parcialmente interrompe a diferenciação, sugerindo que a mudança na pHi não é apenas uma consequência de alterações no destino da célula, mas em vez disso, ajuda a promover a mudança no destino da célula, talvez através de efeitos no pH sensíveis à regulamentação proteínas ou reações químicas necessárias para diferenciação. Futuros estudos têm o potencial para revelar mais a introspecção as muitos papéis diferentes do pHi dinâmica na vivo. No entanto, um dos desafios de estudar pHi durante a diferenciação na vivo é a obtenção de medições precisas de pHi. Ao contrário de outras características de diferenciação, tais como alterações na morfologia celular e expressão gênica, pHi é uma propriedade química lábil da célula que não é preservada em células que foram fixadas e permeabilizadas com métodos padrão. Além disso, pHi pode não ser estável em células que estão estressadas ou morrendo como resultado de manipulação experimental. Assim, é importante manter as células viva e mais saudável possível quando se mede o pHi. Vários corantes vitais estão disponíveis que funcionam bem para medir o pHi de células em cultura3, mas em muitos casos eles não são adequados na vivo estuda porque eles não penetram o tecido profundamente ou uniformemente o suficiente para fornecer medições precisas .
Para contornar o problema da penetração de corantes pobre, nós e os outros usaram uma sonda geneticamente codificada, mCherry::pHluorin4,5,6,7, que pode ser expressa especificamente na célula tipos de interesse e imagem em tecido vivo. pHluorin é uma variante do GFP com uma mais elevada pKa (~ 7.0 vs ~ 4.0) que dobra mais facilmente em um pH mais elevado; Então, a intensidade de fluorescência total emitida por uma população de moléculas de pHluorin na célula aumenta com o aumento de pHi8. Importante, a fluorescência é linear dentro da normalidade citosólica dos valores de pHi. Em contraste, a fluorescência de mCherry (pKa ~ 4.5) é insensível a mudanças de pH dentro do intervalo citosólica. Estes dois repórteres estão covalentemente ligados juntos como uma única proteína quimérico, codificada por um frame de leitura aberto único, para que eles sempre estão presentes em quantidades iguais. Portanto, a relação de pHluorin para mCherry intensidade de fluorescência fornece uma medida da pHi que é normalizado para a concentração de sonda em cada célula. Os rácios podem ser então convertidos a estimativas de valores de pHi usando uma curva padrão que é gerada, obtendo o pHluorin mCherry rácios de tecidos que tenham sido incubados para valores de pH conhecido.
Aqui, descrevemos os métodos para usar o mCherry::pHluorin para medir o pHi da linhagem epitelial de FSC no ovário drosófila . Este tecido bem caracterizado tem sido usado para modelar diversos aspectos da biologia epitelial, tais como células-tronco auto-renovação e diferenciação9,10,11, migração celular coletiva12 , o desenvolvimento e a manutenção da célula polaridade13,14. O epitélio do folículo é produzido por dois FSCs que residem na borda anterior do tecido em uma estrutura chamada de15,o germarium16. Estas células se dividem regularmente durante a vida adulta para auto renovar e produzir descendência, chamadas células prefollicle (PFC), que podem re-introduzir o nicho e se tornar um FSC ou se diferenciar em um dos três tipos de células do folículo diferentes: as células polares, células do caule, ou células do folículo do corpo principal. Mostramos anteriormente que no tecido de sua, o pHi aumenta progressivamente durante os primeiros estágios de diferenciação, de um pHi de aproximadamente 6,8 na FSCs para 7.0 no PFC, para 7,3 em células de folículo2. Bloquear este aumento por RNAi nocaute de um trocador de sódio/próton ubiquitously expressa, DNhe2, severamente prejudica a diferenciação de pFC, Considerando que aumentando pHi superexpressão de DNhe2 provoca uma leve diferenciação em excesso fenótipo. Estes resultados demonstram que pHi estàvel é mantida na linhagem precoce do FSC e experimentalmente que pode ser aumentado ou diminuído na vivo. Os métodos descritos aqui podem ser usados para medir pHi em sua tecido ou várias formas de tecidos mutantes, incluindo knockdown RNAi ou superexpressão usando um Gal4 de interesse e clones mitóticas.

<table><tbody><tr><td>Fly Stocks</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-mCherry::p Hluorin[1]</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>y1 w*; P{GawB}10930/CyO</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>7023</td><td></td></tr><tr><td>Act-Gal4 flipout stock</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>4409</td><td></td></tr><tr><td>Nome</strong</td><td>>Empresa</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Produtos químicos para preparação de tampão</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-3911</td><td></td></tr><tr><td>glicose</td><td>Mallinckrodt</td><td>4912</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP310</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>M63</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C-5080</td><td></td></tr><tr><td>HCO3</td><td>Sigma</td><td>Aldrich S-5761</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-9272</td><td></td></tr><tr><td>NMDG+</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-2004</td><td></td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Mallinckrodt</td><td>7088</td><td>Uso para fazer KHPO4 pH 7,4</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP362</td><td>Uso para fazer KHPO4 pH 7,4</td></tr><tr><td>Concanavalina A, Alexa Fluor 647 Conjugado</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C21421</td><td>Diluição de 0,25 mg/ml</td></tr><tr><td>Nigericina</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>N1495</td><td></td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Ferramentas de dissecação e montagem</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Dumont Pinça Inox (Tamanho 5)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>NC9473431</td><td></td></tr><tr><td>2 agulhas de seringa de calibre 23</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z192457</td><td></td></tr><tr><td>Prato de dissecação de vidro de 9 poços</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13-748B</td><td></td></tr><tr><td>Graxa</td><td>a vácuo Dow Corning</td><td>1018817</td><td></td></tr><tr><td>22 X 40 mM lamínulas de vidro</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12545C</td><td></td></tr><tr><td>Lamínulas de vidro redondas, 12 mm de diâmetro, 0,13-0,16 mm de espessura</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>26023</td><td></td></tr><tr><td>Câmara de montagem 3-D</td><td>fabricada</td><td></td> sob <td>medida.stl e .ipt arquivos para impressora 3-D incluídos como arquivos suplementares</td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa<</td><td>strong>Número de catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Outros equipamentos</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medidor de pH</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13-620-183A</td><td>Modelo: Accumet AB15</td></tr><tr><td>Microscópio de dissecção</td><td>Olympus Corporation</td><td>0H11436</td><td>Modelo: Microscópio confocal SZ2-ST</td></tr><tr><td>Microscópio confocal de varredura a laser Leica Biosystems SP5 ou SP8 com objetiva de 40 vezes; com abertura numérica de 1,3</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

métodos para o ph intracelular imaging da linhagem de células-tronco do folículo em tecido ovariano de drosophila

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

Mudanças no pH intracelular (pHi) desempenham um papel importante na regulação de muitas funções celulares, incluindo o metabolismo, proliferação e diferenciação. Normalmente, pHi dinâmica é determinada em culturas de células, que são passíveis de medição e manipular experimentalmente pHi. No entanto, o recente desenvolvimento de novas ferramentas e metodologias tornou possível estudar a dinâmica de pHi no tecido intacto, ao vivo. Para a investigação de Drosophila , um desenvolvimento importante foi a geração de uma linha de transgénica carregando um biossensor pHi, mCherry::pHluorin. Aqui, descrevemos um protocolo que usamos rotineiramente para imagem ao vivo Drosophila ovarioles para medir pHi na linhagem de células-tronco (FSC) folículo epiteliais em linhas transgénicas tipo selvagem de mCherry::pHluorin; no entanto, os métodos descritos aqui podem ser facilmente adaptados para outros tecidos, incluindo os discos de asa e o epitélio do olho. Descrevemos técnicas para expressar mCherry::pHluorin na linhagem FSC, mantendo o tecido ovariano durante a imagem latente, ao vivo e aquisição e analisando imagens para obter valores de pHi.

Aqui descrevemos o processo de medição pHi no epitélio do folículo, que envolve várias etapas. Primeiro, os ovários são dissecados de moscas do genótipo apropriado usando ferramentas para dissecar e montagem (Figura 1). Os ovarioles são então fotografadas usando microscopia de fluorescência quantitativa e as imagens são analisadas para obter medições de pHi. Para cada imagem, os tipos de células de interesse são identificados conforme descrito na secção 3.1 (...

Nós fornecemos um protocolo para o pH intracelular de uma linhagem de células-tronco epiteliais em tecido ovariano de Drosophila vivo de imagem. Descrevemos a métodos para gerar moscas transgênicas expressando um biosensor pH, mCherry::pHluorin, imagem o biosensor utilizando imagens de fluorescência quantitativa, gerar curvas padrão e converter valores de intensidade de fluorescência para valores de pH.

Métodos para o pH intracelular Imaging da linhagem de células-tronco do folículo em tecido ovariano de Drosophila

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and ...

O objetivo geral deste procedimento é medir o pH intracelular das células foliculares dentro do tecido ovariano vivo explantado de Drosophila. Este método pode nos ajudar a responder a questões-chave em células-tronco e biologia do desenvolvimento, como as mudanças no pH intracelular contribuem para as decisões de sulfato. A principal vantagem dessa técnica é que ela permite quantificar com precisão o pH dentro do tecido vivo intacto.Para iniciar o experimento, prepare as câmaras de montagem aplicando uma fina camada de graxa a vácuo no lado mais plano de uma câmara de montagem impressa em 3D. Coloque o lado mais plano em uma lamínula de 22 x 40 milímetros para selar a lamínula na câmara de montagem. Em seguida, disseque os ovários de moscas adultas fêmeas em 500 microlitros de tampão de dissecação.Anestesiar três a quatro moscas usando gás CO2 e transferir as moscas para uma almofada de mosca. Use uma pinça para selecionar uma mosca e colocá-la no meio de dissecação. Aperte o tórax da mosca com um par de pinças enquanto puxa a ponta do abdômen até que os ovários fiquem expostos.Defina um cronômetro para exatamente 10 minutos. Depois de separar os ovários dos outros órgãos, separe os ovaríolos usando agulhas de seringa de calibre 22 e meio. Use uma agulha de seringa para manter o aglomerado de ovaríolos no lugar em sua extremidade anterior e acaricie para baixo ao longo do comprimento de ovaríolos individuais para separar cuidadosamente a bainha muscular dos ovários.Incube os ovários dissecados em meios de dissecção pelo restante do tempo no cronômetro. É importante que os ovários permaneçam no meio de dissecção por exatamente 10 minutos para fornecer tempo suficiente para as células. Coloque uma pequena gota de mídia de dissecção na lamínula da tampa de vidro dentro da câmara de montagem.Transfira os ovaríolos separados usando uma pinça. Separe as câmaras de ovos de estágio posterior das germárias associadas às câmaras de ovos de estágio anterior e certifique-se de que as germárias dissecadas sejam colocadas no centro da gota do meio de dissecação. Adicione duas pequenas gotas de esmalte em lados opostos de cerca de 12 milímetros e deixe secar ao ar por cerca de 10 segundos.Coloque a lamínula redonda sobre a gota do meio de dissecação contendo germários separados, de modo que o lado com o esmalte fique voltado para baixo e entre em contato com o meio de dissecação. Pressione as bordas para achatar e prender a germária na posição. Encha a câmara de montagem com meios de dissecação adicionais e passe para a imagem ao vivo.Imagem de ovaríolos em tampão de dissecção ny em pH 6,5. Ajuste as configurações de forma que as intensidades de pixel das imagens pHluorin e mCherry sejam baixas, mas não abaixo dos limites de detecção da câmera. Em seguida, crie uma imagem de outro conjunto de ovaríolos no tampão de dissecção de nygerion em pH 7,5 e ajuste as configurações de modo que as intensidades de pixel das imagens de pHluorina e mCherry sejam altas, mas não saturadas.Ovários de imagem e dissecção de bicarbonato tamponam e garantem que as intensidades de pixel das imagens pHluorin e mCherry não sejam saturadas com as configurações escolhidas. Se os pixels estiverem saturados, ajuste as configurações. Depois de selecionar as configurações de imagem ao vivo apropriadas, prossiga para a coleta de imagens de pelo menos cinco germários em cada uma das condições.Subtraia o plano de fundo abrindo imagens não processadas em Fiji com cada canal em uma janela separada. Use a ferramenta retângulo para desenhar uma região de interesse ou ROI na janela do canal pHluorin e uma parte da imagem sem sinal. Defina o limite inferior do limite para que os pixels com valores de intensidade abaixo do plano de fundo sejam excluídos e defina o limite superior do limite para máximo.Quando o limite é definido dessa maneira, as áreas da imagem sem sinal são principalmente azuis e o sinal é claramente visível. Se o limite foi definido, navegue até a caixa de diálogo definir medidas e certifique-se de marcar a caixa limite até o limite. Meça a intensidade média de fluorescência no ROI, vá para o processo e, em seguida, para o menu matemático para subtrair a intensidade de fundo medida de cada canal e fatia da imagem usando a função subtrair.Repita as etapas para a janela do canal mCherry, mas use a função restaurar seleção em vez de desenhar um novo retângulo com a ferramenta retângulo encontrada no menu de edição de seleção, para adicionar um retângulo com as mesmas dimensões e posição na imagem. Escolha uma ou mais fatias nas quais a célula de interesse tenha maior intensidade de fluorescência no canal mCherry e certifique-se de que a coloração de concanavalina A no canal vermelho distante esteja em foco na fatia selecionada. Em seguida, desenhe um ROI ao redor de cada célula-tronco folicular ou FSC e meça a intensidade média de fluorescência de pHluorin e mCherry e todas as fatias escolhidas para medições.Finalmente, divida a intensidade média de fluorescência do canal de pHluorina pela intensidade média de fluorescência do canal mCherry, para calcular uma razão de fluorescência de pHluorina para mCherry. Duas germárias foram fotografadas usando microscopia de fluorescência quantitativa com UAS mCherry pHluorin e 10930 gal 4, coradas com concanavalina A e contorno ROI de células-tronco foliculares ou FSC ou PFC e uma célula folicular é mostrada em cada imagem. A razão das intensidades de fluorescência nos canais GFP e mCherry é convertida em valores de pH I, usando uma curva padrão.O pH I aumenta com a diferenciação na linhagem FSC inicial, de 6,8 em FSCs para 7,0 em células pré-foliculares e 7,3 em células foliculares. Os valores de pH I de cada tipo de célula podem ser representados como uma micrografia pseudocolorida que mostra as diferenças nas proporções de pHluorina para mCherry, exibindo essas diferenças de cor conforme definido por um LUT. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de ter todos os reagentes prontos com antecedência, pois muitas etapas deste protocolo são sensíveis ao tempo.Após seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores no campo da biologia do desenvolvimento, para explorar o papel do pH nas decisões de sulfato intracelular malano gaster.

methods-for-imaging-intracellular-ph-follicle-stem-cell-lineage-live

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Hemócitos Drosophila dispersam sobre a totalidade do embrião em desenvolvimento. Este protocolo demonstra como montar e imagem essas migrações usando embriões com hemócitos fluorescente etiquetado.

Imagens ao vivo de Drosophila melanogaster Embrionárias Migrações hemócitos

Um protocolo para geração de imagens ao vivo das proteínas GFP-tagged ou estruturas autofluorescente no...

Imagens ao vivo de Proteínas GFP-rotulados em<em&gt; Drosophila</em&gt; Oócitos

Isolamento específico do estágio de médio a tarde folículos de Drosophila é útil para uma variedade de fins. Esses folículos se desenvolvem na cultura, o que permite manipulações genéticas e / ou farmacológicos a ser, juntamente com ensaios in vitro de desenvolvimento e de imagem ao vivo. Adicionalmente, os folículos pode ser utilizado para estudos moleculares, tais como isolamento de ARNm e proteína.

O Utilitário de Estágio específico-Mid-de-final<em&gt; Drosophila</em&gt; Folículo Isolamento

Este trabalho demonstra o uso de um microscópio confocal de varredura rápida para o comportamento das células de imagem diretamente através do pupário. Ao deixar o caso de pupa intacto, este método permite a observação e medição de processos celulares dinâmicos numa fase de desenvolvimento de Drosophila que é difícil de estudar directamente.

Imagem Através do Pupal Caso de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Este protocolo detalha um método simplificado utilizado para conduzir imagem de células vivas, no contexto de um cérebro de larvas intacta. Abordagens imagens de células vivas são de valor inestimável para o estudo de células-tronco neurais divisões assimétricas, bem como outros processos neurogênicas e de desenvolvimento, de forma consistente descobrir mecanismos que anteriormente eram negligenciados.

Imagens ao vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; larval Neuroblastos

O método de imagem vertical descrito neste protocolo permite a visualização detalhada dos pólos de um ovo de Drosophila melanogaster em desenvolvimento.  Essa visão final fornece uma nova perspectiva sobre os arranjos e morfologias de vários tipos de células no epitélio folicular.

Imagem Vertical de<em&gt; Drosophila</em&gt; Câmaras de ovo

A análise da relação estrutura-função mitocondrial é necessária para uma compreensão completa dos mecanismos regulatórios da funcionalidade mitocondrial. Métodos específicos para estudar a estrutura e função mitocondrial em ovários vivos e fixos de Drosophila são descritos e demonstrados neste artigo.

Estudar mitocondrial estrutura e função em Drosophila ovários

Em Drosophila,o núcleo oócito sofre migração dependente de microtúbulos durante a oogênese. Aqui, descrevemos um protocolo que foi desenvolvido para acompanhar a migração realizando imagens ao vivo em câmaras de ovos ex-vivo. Nosso procedimento mantém as câmaras de ovos vivas por 12 horas para adquirir filmes de lapso de tempo 3D multi-posição usando microscopia confocal de disco giratório.

Migração Nuclear no Oócito de Drosophila

A membrana do porão é essencial para morfogênese tecidual e órgão durante o desenvolvimento. Para entender melhor os mecanismos que levam à colocação adequada dessa estrutura, o protocolo apresentado descreve métodos para visualizar e caracterizar o tráfico intracelular e a secreção de proteínas de membrana de porão em células epiteliais utilizando microscopia confocal e super-resolução.

Imagem confocal e super-resolução de tráfico intracelular polarizado e secreção de proteínas de membrana de porão durante Drosophila Oogenesis

Aqui, fornecemos um protocolo detalhado para realizar imagens ao vivo da divisão assimétrica de células-tronco germinativas (GSCs) no nicho ovariano de Drosophila. Usamos uma linhagem transgênica que expressa de forma ubíqua uma fusão de proteína fluorescente verde (GFP) da proteína do espectrossomo Par-1.

Imagem ao vivo estendida de nichos de células-tronco germinativas de Drosophila melanogaster fêmea

Aprenda a medir o pH intracelular em tecido ovariano vivo de Drosophila usando imagem de fluorescência quantitativa. Este método permite quantificar com precisão a dinâmica do pH em células-tronco foliculares intactas.

Métodos para o pH intracelular Imaging da linhagem de células-tronco do folículo em tecido ovariano de Drosophila

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