Name: Técnicas para investigar a anatomia do sistema Visual de formiga (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Aprenda técnicas de microscopia óptica e eletrônica para estudar a anatomia do sistema visual de formigas. Este método permite estimar parâmetros visuais como sensibilidade óptica e acuidade visual em insetos.

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Estamos gratos a Jochen Zeil, Paul Cooper e Birgit Greiner por compartilhar seus conhecimentos em anatomia de insetos e para várias das técnicas demonstrando descrevemos aqui. Estamos gratos aos funcionários talentosos e apoio do centro de microscopia avançada no ANU e a unidade de microscopia em MQU. Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de pós-graduação para FRE e subsídios do Conselho australiano de pesquisa (DE120100019, FT140100221, DP150101172).

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<li>Stöckl, A. L., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptations+for+nocturnal+and+diurnal+vision+in+the+hawkmoth+lamina%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptations for nocturnal and diurnal vision in the hawkmoth lamina.</a> J. Comp. Neurol. 524, 160-175 (2016).</li>
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<li>Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+visual+system+of+the+Australian+%26%2334%3BRedeye%26%2334%3B+cicada+%28Psaltoda+moerens%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The visual system of the Australian &#34;Redeye&#34; cicada (Psaltoda moerens).</a> Arthr. Struct. Dev. 44, 574-586 (2015).</li>
<li>Ribi, W. A., Warrant, E. J., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+of+honeybee+ocelli%3A+regional+specializations+and+rhabdom+arrangements%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The organization of honeybee ocelli: regional specializations and rhabdom arrangements.</a> Arthr. Struct. Dev. 40, 509-520 (2011).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colour+receptors+in+the+eye+of+the+digger+wasp%2C+Sphex+cognatus+Smith%3A+evaluation+by+selective+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Colour receptors in the eye of the digger wasp, Sphex cognatus Smith: evaluation by selective adaptation.</a> Cell Tiss. Res. 195, 471-483 (1978).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+and+migration+of+screening+pigments+in+the+retina+of+Pieris+rapae+L.+%28Lepidoptera%2C+Pieridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure and migration of screening pigments in the retina of Pieris rapae L. (Lepidoptera, Pieridae).</a> Cell Tiss. Res. 191, 57-73 (1978).</li>
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</ol>

Os autores declaram não interesses concorrentes.

O conjunto de métodos indicados acima permitem uma investigação eficaz sobre o sistema óptico de formigas e outros insetos. Estas técnicas informam nossa compreensão da resolução de amostragem, sensibilidade óptica e potencial sensibilidade de polarização do olho a ser estudado. Esse conhecimento fornece uma base importante para a investigação fisiológica e comportamental em suas capacidades visuais. Além disso, enquanto os métodos detalhados aqui concentraram-se em sistemas visuais de formiga, estas técnicas podem ser u...

Visão é uma modalidade sensorial importante para a maioria dos animais. Visão é especialmente crucial no contexto de navegação para identificar objetivos, estabelecendo e aderindo às rotas e obter informações bússola1,2. Insetos detectam informação visual usando um par de olhos compostos e, em alguns casos, uma a três colocados dorsalmente simples olhos chamados ocelos3,4,5.
Os olhos das formigas são de particular interesse porque, enquanto as formigas são maravilhosamente diversificadas, eles conservar algumas características chaves em toda a espécie. Apesar da dramática variação no tamanho, anatomia e ecologia, a grande maioria das espécies é eussociais e vive em colônias; Como resultado, diferentes espécies enfrentam desafios visuais similares em termos de navegação e para trás entre um lugar central e recursos. Através de formigas a mesma bauplan olho básico pode ser observado nos animais que variam de 0,5-26 mm de comprimento, de exclusivamente diurnos a espécie estritamente noturno e de lento andar subterrâneo para saltar predadores visual6,7, 8,9,10. Todas estas diferenças de escalonamento em ecologia e comportamento dão origem a inúmeras permutações das estruturas básicas de olho mesmo para se adequar a diferentes ambientes, estilos de vida e corpo-tamanhos11,12. Como consequência, estudar a ecologia visual de formigas fornece um verdadeiro tesouro de possibilidades para o investigador determinado.
Compreender o sistema visual de insetos é essencial na obtenção de uma visão sobre suas capacidades comportamentais. Isto é evidente de estudos integrativo que combinam muito bem a anatomia com a ecologia e comportamento de um grande sucesso em alguns grupos de insetos (por exemplo, referências13,14,15,16, 17). embora o campo da formiga navegação e comportamento de formigas em geral tem sido muito bem sucedido, muito pouca ênfase foi colocada na visão de formiga fora algumas espécies selecionadas. Aqui, nós irá elaborar sobre as técnicas envolvidas no projeto de olho de formigas a investigar. Enquanto vamos nos concentrar em formigas, estas técnicas podem ser aplicadas, com pequenas modificações, para outros insetos, também.

<table><tbody><tr><td>Formiga</td><td>Myrmecia midas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Estereomicroscópio</td><td>Leica M205 FA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Revestidor de pulverização catódica</td><td>Pro Sci Tech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscópio de dissecação</td><td>Leica MZ6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pino</td> <td>de insetoProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Esmalte incolor</td><td>Sem marca: de qualquer loja</td><td></td><td></td>de cosméticos</tr><tr><td>Lâmina</td> de vidro <td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lâmina de barbear</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Foreceps</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lamínula</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscópio composto</td><td>Leica DM5000 B</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldeído</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformalydeído</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de Potássio (KCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>di-Sódio Hidrogenofosfato (Na2HPO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Potássio di-Hidrogenofosfato (KH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sódio Cloreto (NaCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tetróxido de ósmio</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Araldite Resina epóxi</td><td>Sigma Aldrich</td> Pasteur pipeta Sigma Aldrich <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Toluidie Blue</td><td>Sigma Aldrich Hotplate</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Riechert HK120</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

técnicas para investigar a anatomia do sistema visual de formiga

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

Este artigo descreve um conjunto de técnicas em microscopia de luz (LM) e microscopia de elétron (EM) que pode ser usada para estudar a anatomia interna e externa do olho de insetos. Estes incluem técnicas histológicas tradicionais otimizado para trabalhar em olhos de formiga e adaptado para trabalhar em conjunto com outras técnicas, como a microscopia eletrônica de transmissão (TEM) e microscopia eletrônica de varredura (MEV). Essas técnicas, embora muito útil, podem ser difícil para a microscopista iniciante, então grande ênfase foi colocada neste artigo sobre solução de problemas e otimização para espécimes diferentes. Podemos fornecer informações sobre técnicas de imagem para o espécime inteiro (foto-microscopia e SEM) e discutir as suas vantagens e desvantagens. Destaca-se a técnica utilizada na determinação de diâmetros de lente para o olho inteiro e discutir novas técnicas para melhoria. Por fim, discutimos as técnicas envolvidas na preparação de amostras para LM e TEM, corte, coloração e estas amostras de imagem. Vamos discutir os obstáculos que um pode vir do outro lado quando preparar amostras e melhor forma de navegar ao redor deles.

Os métodos descritos aqui permitem o estudo detalhado da simples e olhos compostos das formigas. A vista dorsal da cabeça usando técnicas de fotomicrografia de Z-pilha de imagem permite obter uma visão geral do layout do sistema visual (Figura 1). Esta é uma boa preparação para as dissecções e para determinar o ângulo de corte desejado. Esta técnica também é útil para a tomada de medidas tais como a largura da cabeça, comprimento do olho e diâmetros de lente ...

Este artigo descreve um conjunto de técnicas de luz e microscopia eletrônica de varredura para estudar a anatomia interna e externa do olho de insetos. Estes incluem várias técnicas tradicionais otimizadas para trabalhar em olhos de formiga, detalhados de solução de problemas e sugestões para otimização de espécimes diferentes e regiões de interesse.

Técnicas para investigar a anatomia do sistema Visual de formiga

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

O objetivo geral deste conjunto de técnicas de microscopia é obter informações anatômicas detalhadas do sistema visual das formigas. Este método pode ajudar a abordar questões-chave no campo da ecologia visual, para estimar vários parâmetros visuais, como sensibilidade óptica, acuidade visual e tamanho do campo visual. A principal vantagem dessa técnica é que ela fornece uma visão abrangente de um determinado sistema visual.Também pode ser adaptado para uso com muitas espécies diferentes. Para fazer as réplicas da córnea, use formigas preservadas em etanol ou montadas em um alfinete, ou em plasticina. Se a cabeça for relativamente grande, as partes restantes do corpo podem ser removidas.Para começar, espalhe rapidamente o esmalte incolor e de secagem rápida sobre o olho, usando um palito, sem coçar o olho. Deixe o polidor endurecer em temperatura ambiente. Em seguida, use um alfinete de inseto fino para levantar suavemente a réplica da cápsula da cabeça ao redor do olho.E usando uma pinça agarre a parte da réplica que cobre a cabeça, mas não o olho. Em seguida, coloque a réplica em uma lâmina de vidro. Lá, use uma lâmina de barbear para aparar cuidadosamente o excesso de material ao redor do olho, enquanto prende a réplica.Antes de colocar uma lamínula sobre a réplica, pode ser necessário fazer três a quatro fatias radiais parciais finas para ajudar a achatá-la. Ao colocar a lamínula, documente a orientação da réplica no slide. Em seguida, sele a lamínula, usando pequenas pinceladas de esmalte nos cantos, certificando-se de que o líquido não toque na réplica.A lâmina está então pronta para ser visualizada usando um microscópio composto. Para começar, anestesie a formiga e coloque-a em uma placa de Petri. Se o corante precisar ser adaptado para condições de brilho ou pontos, isso deve ser feito por algumas horas antes da dissecação.Se as condições de ponto parecerem mantidas, a dissecção deve ser realizada na luz vermelha. Primeiro, remova as antenas usando uma pinça. Em seguida, remova as partes da boca usando uma lâmina de barbear afiada.Em espécimes grandes, corte a parte anterior do olho. Em um espécime pequeno, corte o mais próximo possível dos olhos, sem puxar o cérebro, pois isso pode arrancar a retina. Em seguida, oriente a cabeça e faça uma incisão transversal, que remove a porção ventral da cabeça, que pode incluir parte do olho ventral.Em seguida, retire a cápsula da cabeça com uma incisão coronal, logo posterior ao olho composto. Neste exemplo, as incisões transversais e coronais são feitas simultaneamente. Por fim, transfira a cápsula da cabeça dissecada com os olhos compostos para o fixador gelado.É importante realizar essas etapas rapidamente, para evitar que o tecido se degrade, portanto, o tecido deve entrar no fixador dentro de dois minutos após a primeira incisão. Seguindo o protocolo de texto, prepare a amostra e drene o excesso de resina. Em seguida, coloque a amostra no bloco na posição vertical e, se necessário, use um pouco de excesso de resina para prendê-la ali.Rotule o bloco com etiquetas de papel embutidas na resina ou presas ao bloco. Em seguida, catalise a resina em forno a 60 graus Celsius, por 12 a 14 horas. Depois de curado, coloque a amostra em um envelope limpo.Em seguida, monte o bloco em um mandril de micrótomo. Antes de seccionar, primeiro certifique-se de que a orientação da amostra seja apropriada para o plano de seccionamento. Sob um microscópio de dissecação, apare o bloco de resina usando uma lâmina de barbear.Em seguida, remonte o mandril no braço do micrótomo e incline a amostra. Em seguida, encha o barco da faca com água destilada usando uma seringa com um filtro de 0,45 mícron. Carregue a água até a ponta da faca.Em alguns lugares, o menisco pode ser convexo. Em seguida, drene o barco até que o menisco fique ligeiramente côncavo, mas ainda atinja a ponta da faca. Agora, lenta e cuidadosamente, traga a faca em direção à amostra e alinhe o bloco à faca.Faça verificações frequentes através da ocular. Quando a faca estiver próxima, mas ainda não estiver cortando a amostra, comece a girar a roda do micrótomo para completar a abordagem. Em seguida, ao se aproximar da região de interesse no bloco, ajuste a espessura da coleta da seção.Nesse caso, uma faca de diamante é usada para fazer seções de um mícron. Em seguida, a partir da seringa equipada com filtro, coloque uma série de pequenas gotículas de água destilada em uma lâmina. Para coletar uma seção de interesse, pegue-a usando uma ferramenta de cílios.E com cuidado, flutue a seção coletada em uma gota de água. Continue carregando quantas seções em cada slide couberem. Quando uma lâmina estiver totalmente carregada, transfira-a para uma placa quente a 60 graus Celsius para evaporar a água e cole as seções na lâmina.Isso leva cerca de 15 a 20 minutos. Em seguida, use outra seringa equipada com filtro para depositar uma gota de corante azul de toluidina na lâmina. Coloque a gota em uma extremidade da lâmina e espalhe-a usando a ponta de uma agulha sem tocar ou raspar as seções.Em seguida, coloque a lâmina na placa de aquecimento por 20 a 60 segundos. Em seguida, borrife a lâmina com água destilada de um frasco de lavagem e use a placa quente para secá-la. Mais tarde, verifique as lâminas sob o microscópio composto e, em seguida, visualize-as.As técnicas descritas permitem um estudo detalhado dos olhos simples e compostos das formigas. A imagem da vista dorsal da cabeça usando a fotomicrografia Z-Stack fornece uma visão geral do layout do sistema visual útil para fazer medições macroscópicas. A imagem SEM fornece os detalhes necessários para resolver olhos pequenos e os detalhes necessários para identificar a forma de cada lente.Seções semifinas fotografadas usando microscopia de luz mostram a anatomia interna de um olho. As dimensões da lente, do cone cristalino e do rabdomômeo podem ser medidas com essa resolução e ampliação. Células pigmentares, presença de trato cônico e distribuições de forma de rabdomômero também podem ser estudadas.Seções ultrafinas fotografadas por MET fornecem informações de ultraestrutura, como orientação do microvillar e, por exemplo, a largura do trato do cone cristalino contraído. Ao tentar essa técnica, é muito importante ser paciente, usar instrumentos limpos e usar soluções recém-feitas. Após esses experimentos, experimentos comportamentais ou fisiológicos adicionais podem ser realizados.Esses experimentos nos informarão sobre as habilidades visuais funcionais do animal, em relação à anatomia do olho. O uso dessas técnicas nos permite explorar a diversidade de sistemas visuais e como eles evoluíram para se adequar a diferentes estilos de vida e diferentes ecologias, em diferentes espécies de formigas. Embora esse método possa fornecer informações sobre o sistema visual das formigas, ele também pode ser usado para estudar o sistema visual de outros insetos, bem como de outros tecidos nervosos.Não se esqueça que trabalhar com fixadores e resinas é extremamente perigoso e precauções como trabalhar na hotte e usar luvas de nitrilo devem ser sempre tomadas.

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O primata não-humano é uma importante espécie de translação para a nossa compreensão do desenvolvimento e envelhecimento. A organização anatômica da retina de primatas pode fornecer importantes insights sobre condições normais e patológicas nos seres humanos.

A entrada para o cérebro: Dissecando o olho Primaz

Preparação de Desenvolvimento e Adultos Drosophila Brains e retina de imagens ao vivo

Técnicas de visualização da retina citoarquitetura diretamente adjacente a eletrodos individuais dentro de um estimulador da retina.

Técnicas de Processamento de Olhos implantados com uma prótese de retina para análise histopatológica localizada

Aqui nós mostramos como quantificar o número ea distribuição espacial das zonas ativas sinápticas em fotorreceptores de Drosophila melanogaster, destacou com um marcador molecular geneticamente codificado, e sua modulação após a exposição prolongada à luz.

Analisando Synaptic Modulação da<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Fotorreceptores após exposição à luz prolongada

Apresentamos um protocolo para o condicionamento clássico de formigas aproveitados que permite aos pesquisadores estudar formação visual de aprendizagem e memória a um nível de análise não é possível com indivíduos movimentando-se livremente.

Visual condicionamento clássico em madeira formigas

Este protocolo descreve três etapas para preparar os lobos ópticos de larvas e adultos de Drosophila para imagem: 1) dissecções cerebrais, 2) imuno-histoquímica e 3) montagem. A ênfase é colocada na etapa 3, pois são necessárias orientações de montagem distintas para visualizar estruturas específicas do lóbulo óptico.

Dissecção, imuno-histoquímica e montagem de cérebros de larvas e adultos de Drosophila para visualização do lobo óptico

O protocolo atual demonstra um método simples para traçar projeções de glutamato da área tegmental ventral (VTA) para o hipocampo. A fotostimulação dos neurônios de glutamato VTA foi combinada com a gravação de CA1 para demonstrar como terminais de glutamato VTA modulam a taxa de disparo piramipário putativo ca1 in vivo.

Rastreamento Anatômico e Funcional In Vivo dos Terminais de Glutamato da Área Tegmental Ventral no Hipocampo

Este protocolo descreve o procedimento de dissecção, condição cultural e imagem ao vivo de um sistema de explant antena-cérebro para o estudo do conjunto do circuito olfativo.

Um sistema de explant para estudos de imagem de lapso de tempo da montagem do circuito olfativo em Drosophila

O protocolo aqui descreve a medição da organização espacial dos eixos visuais dos olhos de mosca-da-casa, mapeados por um dispositivo automático, utilizando o fenômeno pseudopupil e o mecanismo pupilar das células fotorreceptoras.

Gráfico automatizado do espaço visual dos olhos compostos housefly

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Remodelação dependente da experiência da conectividade sináptica do neurônio sensorial olfativo do cérebro juvenil em um período crítico no início da vida

Aprenda técnicas de microscopia óptica e eletrônica para estudar a anatomia do sistema visual de formigas. Este método permite estimar parâmetros visuais como sensibilidade óptica e acuidade visual em insetos.

Técnicas para investigar a anatomia do sistema Visual de formiga

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