Name: A ingestão de fluorescente, nanopartículas magnéticas para determinar as capacidades de absorção de fluido em insetos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-12-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 3 s
Description: Aprenda a avaliar a ingestão de fluidos em insetos usando nanopartículas magnéticas fluorescentes. Este método permite estudar a relação entre a estrutura das peças bucais e a eficiência alimentar em moscas.

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Este trabalho foi financiado pela National Science Foundation (NSF) conceder n. IOS 1354956. Agradecemos o Dr. Andrew D. Warren (McGuire centro de biodiversidade, Florida Museu de História Natural, Universidade da Flórida e Lepidoptera) permissão usar as imagens de borboleta.

1. insetos espécies, preparação de soluções e instalação de estação de alimentação
Nota: borboletas da couve (Pieris rapae L., Pieridae) são selecionados como as espécies de Lepidoptera representante porque eles têm sido usados em estudos anteriores de capacidades de absorção de líquido e mouthpart morfologia22,23. Moscas domésticas (Musca domestica L., Muscidae) e moscas garrafa azul (Calliphora vomitoria L., Calliphoridae) são usadas porque são frequentemente observados alimentando-se de superfícies porosas13.
<ol>
	<li>Ordem p. rapae como larvas de um fornecedor de inseto e traseira-los na artificial da dieta (veja a Tabela de materiais) até eles empupar e emergem como adultos em uma câmara ambiental conjunto de 23 ° C e um fotoperíodo de 18 L: 6. Ordem M. domestica e c. vomitoria como pupas e traseiro-los às mesmas condições ambientais que p. rapae. Não alimente borboletas adultas e moscas após eles emergem as pupas antes das experiências de alimentação.</li>
	<li>Prepare uma solução de sacarose 20% (controle) e uma solução de nanopartículas de sacarose 20% para testar para a absorção de fluido. Preparar a solução de nanopartículas pela adição de nanopartículas magnéticas fluorescentes (óxido de ferro com revestimento ácido poliacrílico, aproximadamente 20 nm de diâmetro)24 para uma solução de sacarose 20% (1 mg/mL dH2O nanopartículas com 20% de sacarose solução 1:1). Preparar uma solução de 1x de salina tamponada fosfato (PBS) (10 x diluído a 1 x em dH2O, pH 7,4), que é usado para as dissecções.</li>
	<li>Configurar uma estação de alimentação que consiste de um manipulação manual com uma pinça e um estágio de alimentação separado (uma plataforma plana) (Figura 1). Coloque uma lâmina côncava na fase de alimentação e tem filtros de rede de nylon com diâmetros de tamanho de poro de 11, 20, 30, 41 ou 60 µm e membrana filtros com diâmetros de tamanho de poros de 1, 5, 8 ou 10 µm nas proximidades para os experimentos de alimentação.</li>
</ol>
2. protocolo de alimentação
<ol>
	<li>Envoltório do inseto corpos, pernas e asas em um papel de tecido dobrado. Posicione o inseto para que apenas a cabeça e peças bucais são expostos. Coloque as asas do inseto entre duas lâminas de microscópio, que são mantidos juntos pelo grampo no manipulador para que o inseto está suspenso acima do palco de alimentação (Figura 1).</li>
	<li>Administre uma gotícula de 30 µ l de solução de sacarose a 20% ou a solução de nanopartículas de sacarose 20% com uma micropipeta para o centro do slide côncavo. Coloque um único papel de filtro de um tamanho de poro específico para o slide côncavo para que o centro do filtro de papel está alinhado com a gota da solução de nanopartículas. O contato entre a gota e o papel de filtro resulta na solução se espalhando ao longo do papel de filtro, preenchendo os poros (Figura 1). Nota: O papel de filtro é colocado no topo da gota, ao invés do contrário, para minimizar a presença potencial de nanopartículas em cima do papel de filtro, onde os insetos se alimentam.</li>
	<li>Posicione o inseto com o manipulador para que apenas as regiões distais do aparelho bucal podem entrar em contato com o papel de filtro molhado na fase de alimentação (Figura 1). Usar um pino de insetos para aumentar o aparelho bucal para o papel de filtro e permitir que o inseto se alimentar por 45 s.</li>
	<li>Para minimizar a chance de insetos alimentando-se de filmes líquidos que podem estar presentes na superfície do filtro de papel, posicione o aparelho bucal para que eles estão em contato com uma parte do papel de filtro que está tocando a parte plana do slide (i. e. Não diretamente sobre a parte côncava da lâmina). Se o inseto não expressa um interesse na alimentação, o aparelho bucal pode ser realizado para o papel de filtro com o pino de insetos para a duração do tempo de alimentação.</li>
</ol>
3. as dissecções
<ol>
	<li>Coloque a solução de PBS em um vidro de relógio de 50mm, para que haja a solução suficiente para cobrir o corpo do inseto. Coloque o vidro de relógio sob um inseto estereoscópio e posição dissecando o equipamento (micro Primavera dissecando a tesoura, pinos de inseto, dissecando a pinça de ponta fina) ao lado o estereoscópio.</li>
	<li>Após a alimentação, retire o papel de tecido com o inseto e segure-o com as asas fechadas. Retire a cabeça, pernas e asas do inseto com a tesoura de dissecação micro primavera e colocar o inseto na solução de PBS no vidro de relógio (Figura 2).</li>
	<li>Se necessário, anestesia insetos antes de dissecações. Use a pinça para segurar o inseto por cutícula próximo a região distal do abdômen. Com a mão dominante, use o micro de primavera dissecando uma tesoura para cortar a cutícula em uma direção anterior ao longo do lado lateral do abdômen, começando pela extremidade posterior, até que seja atingido o tórax. Tome especial cuidado para garantir que apenas a cutícula é cortada e que o canal alimentar dentro o inseto não está danificada (Figura 2).</li>
	<li>Fazer cortes adicionais da cutícula com a dissecação tesoura para abrir o abdome para revelar o canal alimentar dentro (Figura 2). Remova a cutícula abdominal, gordura corporal e outras estruturas com a ajuda de pinos de inseto e realocá-los fora do vidro de relógio para posterior alienação, deixando apenas o tórax e o canal alimentar do vidro de relógio. Nota: A dissecação revelará a colheita, que é uma estrutura do sac-like (uma extensão do canal alimentar) localizada perto da junção do tórax e abdômen.</li>
	<li>Se a colheita não é exposta, faça incisões adicionais até o tórax com a tesoura até que a colheita seja revelada. Uma vez que a cultura é visível, corte as restantes partes do inseto deixando apenas o canal alimentar com a colheita do vidro de relógio (Figura 2). Nota: A lavoura de lepidópteros é quase transparente e celofane-como na natureza, que pode ser difícil reconhecer se não for preenchido com fluidos e expandido ou se é cortado durante a dissecção.</li>
	<li>Use dissecando pinças de ponta fina para colocar a cultura no sentido uma lamela (24 x 24 mm) para a imagem latente subsequente (Figura 2).</li>
</ol>
4. determinação de nanopartículas ingeridas
<ol>
	<li>Posição da cultura no sentido da lamela com o uso de Pinças dissecação a ponta fina cuidado para evitar a ruptura da cultura. Use o canal CY3 (ou contraste de fase) em um microscópio confocal invertido para imaging na ampliação de 20 X. Imagem da cultura imediatamente após a dissecação, para evitar sequem.</li>
	<li>Segure uma agitação magnética bar (41,3 mm de comprimento e 8 mm de diâmetro) da mão que não está no controle da fase operacional do microscópio.</li></ol>Wave barra de agitação magnética e volta perto da colheita (aproximadamente uma distância de 10 mm da colheita) para que cada um trás e movimento leva aproximadamente um segundo (Figura 2).
	<li>Enquanto a barra de agitação magnética é acenou, inspecione a lavoura para as nanopartículas. Mova lentamente a fase operacional e para trás ao olhar através da lente ocular do microscópio para o movimento de nanopartículas dentro da cultura quase transparente. Se as nanopartículas estão presentes na safra, indicando alimentação positiva, eles vão responder e onda em uníssono com o magnético agitar barra (Figura 2).</li>

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</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Funcionalidade de insetos mouthpart historicamente inferida a partir de estudos de morfologia bruta (EG., funcionalidade de lepidópteros narigudo relacionadas com uma bebida de palha25,26); no entanto, estudos recentes que incorporam a evidência experimental resultaram em uma mudança de paradigma em nossa compreensão das complexidades do insetos bucais e13 12,2,...

Muitos grupos de insetos possuem peças bucais (proboscises) adaptado para alimentando-se de líquidos, como néctar, fruta, a apodrecer do sap fluxos (por exemplo, Diptera1, Lepidoptera2, Hymenoptera3), xilema (Hemiptera4), lágrimas (Lepidoptera 5) e sangue (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Diptera7, Hemiptera8, Lepidoptera,9). A capacidade de insetos que se alimentam de fluidos é relevante para a saúde do ecossistema (ex . polinização10), doença transmissão4,11, biodiversification2,12e estudos de evolução convergente,13. Apesar da grande variedade de fontes de alimento, um tema entre alguns insetos de alimentação de fluido é a capacidade de adquirir pequenas quantidades de fluidos, o que poderiam ser confinados a gotículas de micro ou nano-porte, filmes líquidos ou superfícies porosas.
Dada a extensa diversidade de insetos de alimentação de fluido (mais de 20% de todas as espécies animais14,15) e sua capacidade de se alimentar de uma variedade de fontes de alimentos, compreendendo sua alimentação comportamentos e mecanismos de absorção de líquido é importante em muitos campos. Funcionalidade de insetos mouthpart, por exemplo, tem desempenhado um papel no desenvolvimento da tecnologia biomimetic, por exemplo, dispositivos microfluídicos que podem executar tarefas tais como a aquisição de pequenas quantidades de líquidos usando métodos semelhantes aos utilizados por insetos16. Um problema fundamental nos estudos dos mecanismos de absorção de fluidos, no entanto, é determinar não só como os insetos se alimentam de fluidos, mas evidências experimentais que suporta o mecanismo de aquisição. Usando apenas o comportamento (por exemplo, sondando com o narigudo12,17) como um indicador para a alimentação é insuficiente, porque isso não confirma a captação bem sucedida de fluidos, nem fornecer um meio para determinar a rota que fluidos de viagem como passam através do inseto. Além disso, realizando experiências com pequenas quantidades de líquidos melhores representa cenários alimentação naturais, onde os fluidos são uma limitação recurso2,12.
Raio-x da fase utilizou-se imagens de contraste da borboleta monarca (Danaus plexippus L.), para avaliar como as borboletas se alimentam de pequenas quantidades de líquidos de superfícies porosas12. Borboletas-monarca use ação capilar através de espaços entre as projeções de cuticular (dorsal legulae) junto a tromba para trazer fluidos confinados a pequenos poros no canal alimentar. Os fluidos de entrada formam um filme sobre a parede do canal alimentar que cresce e entra em colapso em uma ponte de líquido pelo planalto instabilidade12,18, que é então transportado para intestino a borboleta pela ação da bomba de sucção na cabeça. Embora a imagem de contraste de fase raio x é uma ferramenta ideal para a visualização fluxo do fluido dentro insetos12,19,20,21, a técnica não é prontamente disponível e um mais conveniente método é necessário para uma rápida avaliação de habilidade de um inseto de fluidos de captação e ingeri-los.
Para determinar se o mecanismo de alimentação para d. plexippus aplica-se para outros lepidópteros e também para moscas (Diptera) (ambos os grupos que se alimentam de líquidos de superfícies porosas), Lehnert et al 13 aplicou uma técnica para avaliar a habilidade de um inseto para se alimentar de pequenas quantidades de líquidos de superfícies porosas, que é relatada em detalhes aqui. Embora o protocolo descrito aqui é para estudos que usam humedecidos e superfícies porosas, a metodologia pode ser alterada por outros estudos, tais como aqueles abordando mecanismos de alimentação de piscina. Além disso, as aplicações se estende a outros campos, incluindo tecnologia microfluídica e Bioinspirada.

<table><tbody><tr><td>Solução de sacarose a 20%</td><td>Açúcar</td><td></td> dominó <td>Açúcar necessário para produzir a solução de sacarose com dH2O</td></tr><tr><td>Solução salina tamponada com fosfato (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5493</td><td>Concentração de 10X diluída a 1X em dH2O para dissecações de insetos</td></tr><tr><td>Lâmina côncava de depressão única</td><td>AmScope</td><td>BS-C6</td><td>A lâmina é necessária para a configuração</td></tr> <tr>do estágio de alimentação<td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>NY6004700 (60 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>NY4104700 (41 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>NY3004700 (30 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>NY2004700 (20 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isoporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>NY1104700 (11 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>TCTP04700 (10 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>TETP04700 (8 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>TMTP04700 (5 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>EMD Millipore</td><td>RTTP04700 (1 &micro; m)</td> <td>Filtros de rede de nylon e filtros de isóporos necessários para produzir uma superfície porosa para alimentação de insetos</td></tr><tr><td>Tesoura de microdissecação de íris</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>623555</td><td>Tesoura usada para dissecações</td></tr><tr><td>Alfinetes de insetos</td> <td>Produtos Bioquip</td><td>1208B1</td><td>Pinos usados durante dissecações e testes de alimentação</td></tr><tr><td>Pinça de dissecação de ponta extrafina</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>624684</td><td>Equipamento de dissecação</td></tr><tr><td>Leica M205 C Estereoscópio</td><td>Leica Microsystems</td><td>M205 C</td><td>Estereoscópio usado para dissecações</td></tr><tr><td>Microscópio confocal invertido</td><td>Olympus</td><td>IX81</td><td>Microscópio fluorescente usado para detectar nanopartículas magnéticas</td></tr><tr><td>Barra de agitação descartável de PTFE da marca Fisherbrand</td><td>Ímã Fisherscientific</td><td>S68067</td><td>usado para detectar nanopartículas</td></tr><tr><td>Kimtech Science Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional</td><td>34155</td><td>Lenços usados para proteger insetos durante testes de alimentação</td></tr><tr><td>Pupas de mosca doméstica (Musca domestica)</td><td>Mantisplace.com</td><td></td><td>insetos para experimentos Pupas</td></tr><tr>de<td>mosca de garrafa azul (Calliphora vomitoria)</td><td>Mantisplace.com</td><td></td><td>insetos para experimentos</td></tr><tr><td>Larvas de borboleta de repolho (Pieris rapae)</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>144102</td><td>insetos para experimentos</td></tr><tr><td>Finnpipette F1&nbsp;</td><td>Micropipeta ThermoFisher Scientific</td><td>4641080N</td><td>para dispensação de líquidos</td></tr><tr><td>Ponteiras de pipeta Finntip 250 Ponteiras</td> de <td>micropipeta</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>9400250</td></tr><tr><td>Microscópio Lâminas de cobertura de vidro (=lamínulas) (24 x 24 mm)</td><td>AmScope</td><td>CS-S24-100</td><td>lamínulas para visualização da colheita do inseto no microscópio confocal</td></tr></tbody></table>

a ingestão de fluorescente, nanopartículas magnéticas para determinar as capacidades de absorção de fluido em insetos

The Ingestion of Fluorescent, Magnetic Nanoparticles for Determining Fluid-uptake Abilities in Insects

Alimentação de fluido insetos ingerem uma variedade de líquidos que estão presentes no ambiente, como piscinas, filmes, ou confinado em pequenos poros. Estudos de aquisição líquida exigem avaliar relações de estrutura e função de mouthpart; no entanto, os mecanismos de absorção de fluido são inferidos historicamente observações da arquitetura estrutural, às vezes acompanhada com evidências experimentais. Aqui, nós relatamos um novo método para avaliar as capacidades de absorção de fluido com borboletas (Lepidoptera) e moscas (Diptera) usando pequenas quantidades de líquidos. Insetos são alimentados com uma solução de sacarose 20% misturada com nanopartículas fluorescentes, magnéticas, de papéis de filtro de tamanhos de poros específicos. A colheita (estrutura interna usada para armazenar líquidos) é removida do inseto e colocada em um microscópio confocal. Um ímã é acenou pela cultura para determinar a presença de nanopartículas, que indicam se os insetos são capazes de ingerir líquidos. Esta metodologia é utilizada para revelar um mecanismo de alimentação generalizado (ação capilar e formação de ponte líquida) que é potencialmente compartilhado entre Lepidoptera e Diptera ao se alimentar de superfícies porosas. Além disso, este método pode ser usado para estudos de mecanismos entre uma variedade de alimentação de fluido de insetos, incluindo os importantes na transmissão da doença e biomimética e potencialmente outros estudos que envolvem condutas de micro ou nano porte de alimentação onde transporte líquido requer verificação.

O estudo dos padrões nas capacidades de absorção de fluido entre insetos fluido-alimentação requer a determinação de quando a alimentação ocorre. O protocolo descrito aqui é usado para testar a hipótese de tamanho de poro limitante entre Lepidoptera e Diptera13. A hipótese de tamanho de poro limitante afirma que insetos alimentação de fluido não podem alimentar dos poros cheio de líquido, se o diâmetro do tamanho dos poros for menor que o diâmetro das canalizações ...

Alimentação de fluido insetos têm a capacidade de adquirir quantidades de líquidos de superfícies porosas. Este protocolo descreve um método para determinar diretamente a capacidade para insetos de ingerir líquidos de superfícies porosas, usando soluções de alimentação com nanopartículas fluorescentes, magnéticas.

A ingestão de fluorescente, nanopartículas magnéticas para determinar as capacidades de absorção de fluido em insetos

Fluid-feeding insects ingest a variety of liquids, which are present in the environment as pools, films, or confined to small pores. Studies of liquid ...

O objetivo geral deste procedimento é avaliar os parâmetros fisiológicos da alimentação em insetos que se alimentam de fluidos usando uma solução de sacarose misturada com nanopartículas magnéticas fluorescentes. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da entomologia, como estrutura, função, relações de partes bucais de insetos e mecanismos de alimentação de insetos. A principal vantagem dessa técnica é que ela nos permite determinar se os insetos são capazes de ingerir fluidos que estão presentes como piscinas ou como filmes líquidos.Esta demonstração utiliza moscas azuis porque suas habilidades de absorção de fluidos e morfologia da parte da boca estão bem documentadas. Moscas domésticas, borboletas de repolho e outros insetos que se alimentam de fluidos podem ser usados. Obtenha pupas de mosca e coloque-as em uma câmara ambiental com 18 horas de luz por dia e a 23 graus Celsius.Depois que os adultos emergirem de suas pupas, não os alimente antes do experimento. Para o alimento experimental, prepare solução de sacarose a 20% com 0,5 miligramas de nanopartículas por mililitro. Em seguida, prepare uma estação de alimentação composta por um manipulador, uma pin

the-ingestion-fluorescent-magnetic-nanoparticles-for-determining

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nanopartículas fluorescentes produzidas em nosso laboratório são usados ​​para concentrações de íons de imagem e fluxos de íons em sistemas biológicos como as células durante o fluido intersticial durante sinalização e homeostase fisiológica.

Nanopartículas fluorescentes para a medição da concentração de íons em Sistemas Biológicos

Neste artigo, nós descrevemos um método utilizando multi-espectral citometria de fluxo de imagem para quantificar a internalização de nanopartículas polianidrido ou bactérias por células RAW 264.7.

Analisando internalização celular de nanopartículas e bactérias multi-espectral por Citometria de Fluxo Imagem

Este vídeo demonstra uma técnica para detectar contaminantes bacterianos em amostras de alimentos e água usando nanossensores. As bactérias patogênicas alvo são detectadas por meio de uma combinação de relaxamento magnético e modalidades de emissão de fluorescência.

Detecção de contaminação bacteriana usando nanossensores magnetofluorescentes

Este vídeo demonstra um sistema microfluídico para um imunoensaio baseado em nanopartículas magnéticas. O sistema de detecção utiliza um dispositivo microfluídico que incorpora uma armadilha magnética em seus canais. Imunocomplexos pré-formados, compostos por nanopartículas magnéticas revestidas com antígeno ligadas a anticorpos primários e secundários conjugados com peroxidase, são introduzidos nos canais. Os imunocomplexos são capturados na armadilha magnética porosa após a aplicação de um...

Um imunoensaio baseado em nanopartículas magnéticas usando um dispositivo microfluídico

Rastreamento de células usando MRI ganhou notável atenção nos últimos anos. Este protocolo descreve a marcação das células dendríticas com flúor...

Monitoramento da Migração de Células dendríticas usando<sup&gt; 19</sup&gt; F /<sup&gt; 1</sup&gt; H Ressonância Magnética

Análise da interação de nanopartículas com subpopulações definidas de células do sistema imunológico, por citometria de fluxo.

Detecção de nanopartículas fluorescentes Interações com Primário imunitário subpopulações de células por citometria de fluxo

O uso de fluoróforos para imagens in vivo pode ser bastante limitado por opsonização, depuração rápida, baixa sensibilidade de detecção e efeitos citotóxicos no hospedeiro. O encapsulamento de fluoróforos em lipossomas por hidratação e extrusão de filme leva à extinção e proteção de fluorescência, o que permite imagens in vivo com alta sensibilidade de detecção.

Fluorescência-têmpera de um Fluoróforo encapsulado em lipossomas Near-infrared como ferramenta para In Vivo Imageamento óptico

Este manuscrito descreve uma nova técnica que permite a detecção da expressão gênica intracelular após a endocitose de nanopartículas marcadas com fluorescência diretamente em células vivas. O método não requer manipulação das células e não é restrito em relação ao gene ou espécie alvo.

Detecção de intracelular Expressão Gênica em células vivas de murino, humano e porcino Origem Usando nanopartículas marcados com fluorescência

O objetivo geral do presente protocolo é para sintetizar nanosensors funcional para o portátil, econômica, e rápida detecção de direcionado especificamente bactérias patogênicas através de uma combinação de relaxação magnética e as modalidades de emissão de fluorescência.

Patógeno de origem alimentar rastreio usando Nanosensor Magneto-fluorescente: Rápida detecção de Escherichia Coli O157: H7

Sondas de destino-específicos representam uma ferramenta inovadora para a análise de mecanismos moleculares, tais como a expressão da proteína em vários tipos de doença (por exemplo, inflamação, infecção e tumorigênese). Neste estudo, descrevemos uma avaliação tomográfica tridimensional quantitativa da infiltração de macrófagos intestinal em um modelo murino de colite usando tomografia computadorizada mediada por fluorescência de F4/80-específicos.

Tomografia computadorizada mediada por fluorescência para a detecção e quantificação de inflamação Intestinal murino macrófago-relacionados

As nanopartículas de óxido de ferro são sintetizadas através de um procedimento de gel sol não diatéico e revestidas com moléculas curtas aniônicas ou polímeros. O uso de magnetometria para monitorar a incorporação e biotransformações de nanopartículas magnéticas dentro de células-tronco humanas é demonstrado usando um magnetômetro de amostra vibração (VSM).

Usando magnetometria para monitorar a incorporação celular e a biodegradação subsequente de nanopartículas de óxido de ferro quimicamente sintetizadas

Aprenda a avaliar a ingestão de fluidos em insetos usando nanopartículas magnéticas fluorescentes. Este método permite estudar a relação entre a estrutura das peças bucais e a eficiência alimentar em moscas.

A ingestão de fluorescente, nanopartículas magnéticas para determinar as capacidades de absorção de fluido em insetos

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