Name: Dissecção e coloração dos ovários Pupal drosófila (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 35 s
Description: Aprenda a dissecar e colorir ovários pupais de Drosophila para estudar biologia do desenvolvimento e nicho de células-tronco. Este protocolo utiliza ferramentas personalizáveis para superar desafios de tamanho e translucidez.

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Esta pesquisa foi apoiada pelo National Institutes of Health (RO1 GM079351 de D.K.). Agradecemos Dorothea Godt dela conselhos úteis sobre dissecações de ovário pupal, baseado no seu protocolo original. Agradecemos também a Amy Reilein por sua assistência e comentários sobre o manuscrito.

1. ovíparos
<ol><li>Combine-se aproximadamente dez do sexo masculino e 15 feminino adulto drosófila moscas do genótipo desejado em um frasco normal alimentos ricos em voar suplementados com levedura. Para evitar a superlotação do frasco, permitem que as fêmeas acasaladas para pôr ovos para não mais de 2 – 4 h14.</li>
	<li>Transferi os adultos do frasco para um frasco novo tocando o frasco abertura contra um frasco diferente com comida de mosca. Permitir que os ovos desenvolver-se em larvas em temperatura ambiente por 3 – 4 dias.</li>
</ol>2. seleccionar as larvas femininas
<ol><li>Usando um pincel fino úmido com cerdas macias, faça um movimento de rolamento com o pincel ao longo da parede do frasco para transferir as larvas de terceiro instar errantes do frasco para um copo bem cheio até a borda com 1x tampão fosfato salino (PBS). Lave os restos de comida fora as larvas por transferi-los para outra bem preenchido com PBS 1x.</li>
	<li>Separe as larvas masculinas e femininas, usando fórceps. Identifica as larvas masculinas por um par de testículos grandes, redondos e translúcidos embutido na gordura corporal no lado lateral do corpo aproximadamente dois-terços para baixo de sua extremidade anterior15. Femininas larvas são em média maior, menos translúcida que os machos e têm gônadas muito menores que são mais difíceis de detectar.</li>
	<li>Selecione contra larvas masculinas para coletar larvas femininas. Colete no mínimo dez fêmeas do poço. Coloque as larvas femininas em um separado bem preenchido com PBS 1x.</li>
	<li>Uso de fórceps para transferir as larvas femininas suavemente em um frasco novo de alimentos frescos voar suplementado com fermento.</li>
	<li>Coloque o frasco com as larvas femininos em um local escuro para facilitar pupariation16. Durante todo o dia, monitore as larvas para pupariation. Como cada larva imobiliza e se desenvolve em um prepupa, círculo o prepupa contra o frasco e gravar o tempo aproximado quando ele primeiro forma em um prepupa. Identifica a pré-pupa, a protrusão de espiráculos anteriores e sincronismo de casulo formação17. Permita a pré-pupa desenvolver a ponto de tempo desejado (medido em horas depois da formação do casulo, APF). Nota: Qualquer animal que se submetem a formação do casulo dentro de um intervalo de aproximadamente 10 h pode ser considerado um prepupa. O estágio de pupa começa aproximadamente 12 h após a formação do casulo depois que um interno sofrem metamorfose teve lugar.</li>
</ol>3. preparar pupas para anticorpos
<ol><li>
Forma uma pipeta de vidro fino para ser usado em etapas posteriores para limpar a gordura corporal pupal.
	<ol>
<li>Derreta a ponta de uma pipeta Pasteur de vidro sobre um bico de Bunsen. O vidro derrete, use fórceps para puxar a ponta horizontalmente longe do resto da pipeta para formar uma ponta mais fina.</li>
		<li>Após arrefecimento, quebre uma pequena porção da ponta da pipeta para formar uma abertura circular pura. Anexe um balão para o outro lado da pipeta.</li>
		<li>Carrega a pipeta com PBS 1x.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para colher as pupas, que são coladas na parede do frasco, aplica uma pequena gota de água ao longo da zona de contato entre a pupa e o frasco. Esperar 1 a 2 min para deixar a proteína cola dissolver antes de levantar suavemente a pupa da parede com um pincel fino úmido. Transferi a pupa para um copo bem cheia de 1X PBS. Escreve um único poço por pupa para evitar superlotação do poço.</li>
	<li>Enquanto segurando a extremidade posterior da pupa com um par de pinças, cuidadosamente rasgar a porção anterior do caso com outro par pupa até a cabeça da pupa é visível.</li>
	<li>Segure a ponta mais anterior da cabeça pupal com pinça e puxe delicadamente a pupa fora de seu caso de pupa. Nota: Uma porção do corpo a gordura pode derramar para fora durante este processo.</li>
	<li>Separar e descartar a metade anterior da pupa da metade posterior até que reste apenas o saco abdominal.</li>
	<li>
Extrai as células de gordura corporal da bolsa abdominal.
	<ol>
<li>Segure o saco abdominal contra o fundo do poço com pinça em uma mão segurando a pipeta de vidro fino repleta de 1X PBS na outra mão.</li>
		<li>Aponte a ponta da pipeta fina em direção a abertura do saco e lentamente Introduza com pipeta 1X PBS no abdómen para lavar as células de gordura corporal em torno dos ovários pupal. Nota: Os ovários são um par de estruturas pequenas, translúcidas, estriados e oblongas que deve permanecer dentro do saco abdominal.</li>
		<li>Lave que o corpo gordura células até pelo menos dois terços do corpo gordura desaparecer ou até que os ovários são visíveis perto da abertura do saco abdominal. É muito importante executar este passo devagar para não lavar os ovários fora do abdômen por acidente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Examine o poço para verificar se os ovários têm derramado durante a lavagem da célula de gordura corporal. Se os ovários não são visíveis no interior do poço, eles devem ter permanecido no abdômen. Se os ovários tem saído, coloque uma nova pupa no poço e repita este passo.</li>
	<li>Transferir o abdômen em uma câmara de lamela clara cheia de buffer de fixação (1X PBS, paraformaldeído 4%) e coloque a tampa na parte superior. Para garantir um número suficiente de ovários suportar a coloração e o processo de montagem, dissecar os ovários mais do que o necessário. Atenção: A reserva de fixação contém paraformaldeído, que é tóxico. Por favor use proteções adequadas, tais como luvas, óculos de segurança, etc.</li>
</ol>4. imuno-histoquímica
<ol><li>Durante todo o processo de coloração, use fórceps para empurre suavemente para baixo qualquer flutuantes ovários para o fundo do poço tampa vidro para garantir que os ovários estão completamente imersos em solução de anticorpo.</li>
	<li>Tiras de fita adesiva sobre a superfície plana de um Nutator e em seguida colocar a lamela septadas na superfície adesiva.</li>
	<li>Incube os ovários em tampão de fixação da etapa 3.7 para 15 min à temperatura ambiente.</li>
	<li>Lave os ovários três vezes em PBS 1x com 1% Triton X-100 para 5, 10 e 45 min (1h no total), respectivamente, para permitir a completa permeabilização.</li>
	<li>Bloquear os ovários no soro de cabra normal de 10% em PBS 1x com 0,5% Triton X-100 por 30 min.</li>
	<li>Incubar os ovários durante a noite em 600 µ l de anticorpo primário de escolha diluído na concentração apropriada em 1X PBS com 0,5% Triton X-100 a 4 ° C.</li>
	<li>Lave os ovários três vezes por 5 min em 1X PBS com 0,5% Triton X-100.</li>
	<li>Incube os ovários para 2h em 600 µ l de anticorpo secundário de escolha diluído na concentração apropriada em 1X PBS com 0,5% Triton X-100 à temperatura ambiente.</li>
	<li>Lave os ovários duas vezes por 5 min em 1X PBS com 0,5% Triton X-100 e uma vez por 5 min em 1X PBS.</li>
</ol>5. dissecando e ovários Pupal de montagem
<ol><li>Coloque uma pequena gota de 1X PBS numa lâmina de microscópio. Uso de fórceps para transferir o saco abdominal da lamela septadas para um copo bem cheio de 1X PBS. Escreve um único poço por pupa para evitar superlotação do poço.</li>
	<li>Separar o saco abdominal e qualquer restante gordura corporal com fórceps. Nota: Os ovários, que são um par de estruturas pequenas, translúcidas, estriados e oblongos, devem ser visíveis no interior do poço. Os ovários são muitas vezes fortemente cercados pela gordura corporal, por isso é importante se certificar toda gordura corporal é completamente rasgada distante.</li>
	<li>Transferi os ovários do poço à gota de 1X PBS no microscópio deslizar segurando o centro dos ovários entre as pontas da pinça. É muito importante usar um aperto firme sem apertar os ovários para não perder ou destruí-los durante a transferência. Adicione algumas gotas de 1X PBS para o slide quando a solução seca ao longo do tempo.</li>
	<li>Uma vez que todos os ovários foram dissecados e transferidos para a lâmina de microscópio, pipetar 40 µ l de meio de montagem sobre uma lamela de 22 x 22 mm e o lugar da lamela suavemente sobre os ovários. Deixe a slide secar durante a noite antes da imagem latente.</li>
</ol>

<ol><li>Losick, V., Morris, L., Fox, D., Spradling, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21763616">Drosophila Stem Cell Niches: A Decade of Discovery Suggests a United View of Stem Cell Regulation.</a> Dev Cell. 21 (1), 159-171 (2011).</li>
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<li>Daley, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+myeloid+leukemia%3A+proving+ground+for+cancer+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Chronic myeloid leukemia: proving ground for cancer stem cells.</a> Cell. 119 (3), 314-316 (2004).</li>
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<li>Irizarry, J., Stathopoulos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FGF+signaling+supports+Drosophila+fertility+by+regulating+development+of+ovarian+muscle+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">FGF signaling supports Drosophila fertility by regulating development of ovarian muscle tissues.</a> Dev Biol. 404 (1), 1-13 (2015).</li>
<li>Maimon, I., Gilboa, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+and+Staining+of+Drosophila+Larval+Ovaries%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries.</a> J Vis Exp. (51), e2537(2011).</li>
<li>Kerkis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Growth+of+the+Gonads+in+DROSOPHILA+MELANOGASTER%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The Growth of the Gonads in DROSOPHILA MELANOGASTER.</a> Genetics. 16 (3), 212-224 (1931).</li>
<li>Yamanaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroendocrine+Control+of+Drosophila+Larval+Light+Preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuroendocrine Control of Drosophila Larval Light Preference.</a> Science. 341 (6150), 1113-1116 (2013).</li>
<li>Bainbridge, S., Bownes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staging+the+metamorphosis+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster.</a> Development. 66, 57-80 (1981).</li>
<li>Courdec, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bric+%C3%A0+brac+locus+consists+of+two+paralagous+genes+encoding+BTB%2FPOZ+domain+proteins+and+acts+as+a+homeotic+and+morphogenetic+regulator+of+imaginal+development+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The bric à brac locus consists of two paralagous genes encoding BTB/POZ domain proteins and acts as a homeotic and morphogenetic regulator of imaginal development in Drosophila.</a> Development. 129, 2419-2433 (2002).</li>
<li>Arrese, E. L., Soulages, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((INSECT+FAT+BODY%3A+ENERGY%2C+METABOLISM%2C+AND+REGULATION%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">INSECT FAT BODY: ENERGY, METABOLISM, AND REGULATION.</a> Annu Rev Entomol. 55, 207-225 (2011).</li>
<li>Zhang, Y., Xi, Y. <a target="_blank" href="https://www.omicsonline.org/open-access/fat-body-development-and-its-function-in-energy-storage-and-nutrient-sensing-in-drosophila-melanogaster-2157-7552.1000141.php?aid=36443">Fat Body Development and its Function in Energy Storage and Nutrient Sensing in Drosophila melanogaster.</a> J Tissue Sci Eng. 6 (1), (2014).</li>
<li>Wong, L. C., Schedl, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2504450/">Dissection of Drosophila Ovaries.</a> J Vis Exp. (1), e52(2006).</li>
</ol>

Os autores têm sem conflitos de interesse para declarar.

A etapa mais crítica e difícil do presente protocolo envolve a preparação de pupa ovários antes da fixação. Para garantir que os ovários, pequenos e enterrados por células de gordura corporal dentro do abdômen pupal, estão manchados suficientemente com anticorpos, é importante não só rasgar uma abertura grande no saco abdominal com fórceps, mas também extrair as células de gordura corporal que obstruem o ovários de anticorpos. Execução bem sucedida dessa etapa requer a aplicação de pressão sutil sobre o bulbo de pipeta P...

Investigação em células estaminais usando Drosophila ovários expandiu-se, amplamente, desde a primeira documentação de uma célula-tronco nicho1,2,3,4. Acompanhar o desenvolvimento de ferramentas de genética linhagem rastreamento, ovário de Drosophila dissecções foram comumente usadas para estudar as linhagens de células-tronco e sinalização de vias que regulam a manutenção de células-tronco, proliferação e destino no nicho de células-tronco. Conhecimento destas vias de sinalização pode produzir insights sobre causas potenciais de cânceres que se originam de células-tronco aberrante atividade5,6,7. Recentemente também mostrou que as células-tronco somáticas no ovário drosófila , conhecidas como células-tronco do folículo (FSCs), fortemente se assemelham a mamíferos células-tronco intestinais em muitos aspectos de sua organização8. Por esta razão, Drosophila ovários são um sistema de modelo altamente útil para estudar o comportamento de células-tronco.
Enquanto os ovários de larvas e adultos oferecem pistas para o desenvolvimento precoce de células-tronco e células-tronco final organização no nicho, respectivamente, o ovário pupal é uma estrutura intermediária em que a linha germinativa e células somáticas reorganizar e estabelecer suas identidades 9 , 10. embora vários estudos examinaram os aspectos do desenvolvimento de tecido no ovário pupal11,10,12,13, perguntas permanecem sobre a diferenciação e organização espacial tipos de células dos ovários durante o desenvolvimento pupal. Em particular, a especificação de FSCs ocorre durante este período. Este protocolo descreve um método para dissecar e coloração pupal ovários em pontos de tempo desejado — uma técnica que pode ser usada em experimentos de curso do tempo que analisam o desenvolvimento do ovário pupal em detalhe de larval para a fase adulta.
Para explicar o tamanho pequeno, translucidez e inacessibilidade do ovário dentro do abdômen pupa pupa, este protocolo utiliza ferramentas como uma feito por pipeta Pasteur com ponta fina para remover o corpo de gordura abdominal tecido obstruindo o acesso de anticorpo para o ovários. Uma lamela clara, septada, usada durante o anticorpo que mancha oferece maior visibilidade das pupas e uma plataforma mais suave para balançar os ovários em um "Nutator". Baseado em um protocolo para dissecções de ovário larval de Maimon e Gilboa14, uma concentração relativamente alta de Triton X-100 foi empregada nas etapas iniciais do processo de coloração para maximizar o acesso de permeabilização e anticorpo de membrana celular para a células dos ovários.

<table><tbody><tr><td>Dumont #5 Fórceps, biologia</td><td>Fine Scientific Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Nunc Lab-Tek Chambered Coverglass</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>155383</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio de dissecação</td><td>Nikon</td><td>SMZ-10A</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio Confocal</td><td>Carl Zeiss</td><td>LSM 700</td><td></td></tr><tr><td>Software de análise</td><td>Carl Zeiss</td><td>Zen</td><td></td></tr><tr><td>9 Placas de Vidro para Depressão</td><td>Pyrex</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta Pasteur</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-6B</td><td></td></tr><tr><td>Bulbo de pipeta Pasteur</td><td>Vários fornecedores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bico de Bunsen</td><td>Vários fornecedores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lâminas de Microscópio Fosco Premium Fisherfinest Thermo</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-2</td><td></td></tr><tr><td>22 x 22 mm lamínulas de vidro No 1</td><td>VWR</td><td>48366-067</td><td></td></tr><tr><td>Dapi Fluoromount-G</td><td>SouthernBiotech</td><td>0100-20</td><td></td></tr><tr><td>Fita dupla face</td><td>Scotch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nutator</td><td>Clay Adams</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pincel fino #0, #3-#5</td><td>Vários fornecedores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gilson Pipetman Starter Kit</td><td>Thomas Scientific</td><td>F167300</td><td>Contém p20, p200, p1000 pipetadores</td></tr><tr><td>16% Paraformaldeído</td><td>Microscopia Eletrônica Sciences</td><td>15710</td><td>Diluir para 4% de paraformaldeído em 1x PBS</td></tr><tr><td>Triton</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9002-93-1</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Ambion</td><td>AM9624</td><td>Diluir para 1x PBS Soro</td></tr><tr><td>de cabra normal</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>5000121</td><td>Diluir para 10% de soro de cabra normal em PBST com concentração</td></tr> <tr><td>de 0,5% de TritonAnticorpos primários (no protocolo: 7G10 anti-Fasciclin III diluído 1:250, anti-fosfohistona H3 de coelho diluído 1:1000)</td><td>Vários fornecedores (no protocolo: Developmental Studies Hybridoma Bank, Millipore)</td><td></td><td>Diluir em PBST com concentração de 0,5% de Triton</td></tr><tr><td>Anticorpos secundários (no protocolo: Alexa-546, soro anti-coelho conjugado com FITC)</td><td>Vários fornecedores (no protocolo: Molecular Probes, Jackson ImmunoResearch Laboratories, Inc.)</td><td></td><td>Diluir em PBST com concentração de 0,5% de Triton</td></tr><tr><td>Frascos para moscas</td><td>Denville Scientific</td><td>V9406</td><td></td></tr><tr><td>Bolas de algodão, para frascos largos</td><td>Genesee Scientific</td><td>51-102W</td><td></td></tr><tr><td>Yeast, Bakers Dry</td><td>Active MP Biomedicals</td><td>101400</td><td></td></tr><tr><td>Alimento para moscas</td><td>Produzido em laboratório</td><td></td><td>Mistura de água, levedura de cerveja, fubá, melaço, ágar, EtOH, penicilina, metil 4-hidrobenzoato e ácido propiônico</td></tr><tr><td>Moscas machos e fêmeas Drosophila (genótipo usado no protocolo: yw; P[Fz3-RFP, w+]/TM2)</td><td>Centro de Estoque</td><td></td><td></td> de Drosophila de Bloomington</tr></tbody></table>

dissecção e coloração dos ovários pupal drosófila

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

Ao contrário de ovários de Drosophila adultos, pupal ovários são relativamente difíceis de acessar e examinar devido a suas pequenas tamanho, translucidez e encerra dentro de um caso de pupa. O desafio de dissecação pupal ovários também reside na sua localização física dentro a pupa: os ovários estão rodeados por células de gordura corporal dentro do abdômen pupal, e essas células de gordura deve ser removidas para permitir a adequada anticorpos. Para superar estes desafios, este protocolo utiliza personalizadas pipetas Pasteur para extrair células de gordura corporal do abdome pupal. Além disso, uma lamela septada é usada no lugar de um tubo de microcentrifugadora durante o processo de coloração para melhorar a visibilidade das pupas. No entanto, apesar de estas e outras vantagens das ferramentas utilizadas no presente protocolo, execução bem sucedida destas técnicas ainda pode envolver vários dias de prática devido ao pequeno tamanho dos ovários pupal. As técnicas descritas neste protocolo poderiam ser aplicadas para experimentos de curso do tempo em que os ovários são analisados em vários estágios de desenvolvimento pupal.

Execução bem sucedida deste procedimento deve resultar na mancha do anticorpo claro que revela a estrutura e organização celular de um ovário pupal da drosófila . Imuno-histoquímica descrita no presente protocolo pode ser usado para identificar tipos de células, comumente manchados em ovários de larvas e adultos. As células do caule pupal derivado enxame células18 (esboçado por Fasciclin III em branco) são mostrados na Figura 3</strong...

O ovário de Drosophila é um sistema excelente modelo para estudar o desenvolvimento de nicho de células-tronco. Embora métodos para dissecando larvas e adultos ovários foram publicados, dissecções de ovário pupal requerem diferentes técnicas que não tenham sido publicadas em detalhe. Aqui nós esboçamos um protocolo para dissecar, coloração e montagem ovários pupal.

Dissecção e coloração dos ovários Pupal drosófila

Unlike adult Drosophila ovaries, pupal ovaries are relatively difficult to access and examine due to their small size, translucence, and encasing within a ...

O objetivo geral deste procedimento é dissecar e corar os ovários de pupa de drosófila. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no desenvolvimento da biologia, como aquelas relativas à diferenciação de células-tronco e ao desenvolvimento de tecidos no organismo modelo drosófila. A principal vantagem dessa técnica é que ferramentas personalizáveis são usadas para acomodar o tamanho pequeno e a natureza translúcida dos ovários de pupa, que de outra forma são difíceis de isolar.Tivemos a ideia de usar seu método quando conduzimos experimentos de curso de tempo, para rastrear a divisão de células-tronco no ovário durante o desenvolvimento da drosófila pupal. Para iniciar o protocolo, combine 10 moscas drosófilas adultas machos e 15 fêmeas, em um frasco de alimento rico em moscas normal suplementado com fermento. Deixe os ovos se desenvolverem em larvas em temperatura ambiente por três a quatro dias.Após três a quatro dias, use uma escova fina úmida com cerdas macias para fazer um movimento de rolamento com a escova ao longo da parede do frasco, para transferir larvas de terceiro ínstar errantes, do frasco para um poço de vidro, cheio até a borda com solução salina tamponad

dissection-and-staining-of-drosophila-pupal-ovaries

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Como nichos e células-tronco se formam durante o desenvolvimento é uma questão importante com implicações práticas.

Dissecção e coloração de Drosophila Larval Ovários

Drosophila Imunohistoquímica Abdomen Pupal

As estruturas adultas de Drosophila são derivadas de estruturas semelhantes a sacos chamadas discos imaginais. A análise desses discos fornece informações sobre muitos processos de desenvolvimento, incluindo determinação de tecidos, estabelecimento de limites de compartimentos, proliferação celular, especificação do destino celular e polaridade celular planar. Este protocolo é usado para preparar discos imaginais para microscopia de luz / fluorescente.

Dissecção e Imunocoloração do Imaginário discos de Drosophila melanogaster

O objetivo desta técnica é permitir que os pesquisadores realizem dissecação, imunocoloração e montagem de discos oculares de Drosophila melanogaster de qualquer idade.

Dissecção e montagem de<em&gt; Drosophila</em&gt; pupais Discos Eye

O método de imagem vertical descrito neste protocolo permite a visualização detalhada dos pólos de um ovo de Drosophila melanogaster em desenvolvimento.  Essa visão final fornece uma nova perspectiva sobre os arranjos e morfologias de vários tipos de células no epitélio folicular.

Imagem Vertical de<em&gt; Drosophila</em&gt; Câmaras de ovo

Um protocolo de imunocoloração de montagem total em embriões de pulgões é apresentado, no qual são abordadas as condições críticas para diminuir a coloração de fundo e aumentar a permeabilidade do tecido. Essas condições são desenvolvidas especificamente para a detecção eficaz da expressão de proteínas nos tecidos embrionários de pulgões.

Identificação de condições críticas para Immunostaining no Pea Aphid Embriões: Aumento Tissue permeabilidade e diminuir a coloração de fundo

Nós descrevemos um protocolo para dissecação, fixação e imunocoloração de órgãos esteroidogênicas em Drosophila larvas e adultos do sexo feminino para estudar a biossíntese de hormônios esteróides e seu mecanismo de regulação. Em adição aos órgãos esteroidogênicas, podemos visualizar a inervação dos órgãos esteroidogênicas, bem como células alvo esteroidogênicas, tais como células estaminais da linha germinal.

Protocolos para a visualização de esteroidogênicas Órgãos e seus órgãos interativa com imunocoloração na mosca da fruta<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aqui, fornecemos um protocolo de dissecção necessário para a imagem viva da gônada masculina Drosophila . Este protocolo permitirá a observação de processos celulares dinâmicos em condições normais ou após manipulação transgênica ou farmacológica.

Dissecção e Live-Imaging do Drosophila Gonad embrionário tardio

O objetivo deste protocolo é utilizar imagens vivas para visualizar os efeitos dos danos oxidativos na localização e dinâmica das estruturas subcelulares nos ovários de Drosophila.

Visualizando os efeitos do dano oxidativo nas câmaras de ovos de Drosophila usando imagens ao vivo

A membrana do porão é essencial para morfogênese tecidual e órgão durante o desenvolvimento. Para entender melhor os mecanismos que levam à colocação adequada dessa estrutura, o protocolo apresentado descreve métodos para visualizar e caracterizar o tráfico intracelular e a secreção de proteínas de membrana de porão em células epiteliais utilizando microscopia confocal e super-resolução.

Imagem confocal e super-resolução de tráfico intracelular polarizado e secreção de proteínas de membrana de porão durante Drosophila Oogenesis

Drosophila é um modelo poderoso para entender os mecanismos fundamentais da miogênese. Este protocolo para a dissecção e preparação de hemissecções de tórax permite a análise microscópica do músculo de voo indireto dos estágios pupal e adulto. Este protocolo permite imagens confocais da morfologia celular, localização de proteínas, estrutura muscular e vários outros aspectos da miogênese.

Dissecção de músculos de voo indireto de Drosophila melanogaster para abordagens de microscopia

Aprenda a dissecar e colorir ovários pupais de Drosophila para estudar biologia do desenvolvimento e nicho de células-tronco. Este protocolo utiliza ferramentas personalizáveis para superar desafios de tamanho e translucidez.

Dissecção e coloração dos ovários Pupal drosófila

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