Name: Gravação de Intracavernosal pressão para avaliar a função erétil em roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Aprenda a gravar pressão intracavernosa em ratos para avaliar função erétil, cateterizando o corpo cavernoso e estimulando nervos cavernosos. Este método permite avaliar terapias para disfunção erétil com precisão.

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Este trabalho foi financiado pelos fundos de pesquisa Fundamental para as universidades Central (020814380018, 020814380077), The China Scholarship Council (CSC, n. º 201606195024), Fundação ciência Natural da província de Jiangsu (BK20160138) e chave projeto suportado pela ciência e pela Fundação de desenvolvimento da tecnologia, universidade médica de Nanjing (2014NJMUZD053).

Três meses e 18 meses de idade ratos Sprague-Dawley foram utilizados no presente estudo. Todos os animais foram tratados em conformidade com as diretrizes do NIH para o cuidado e o uso de animais de laboratório. Procedimentos envolvendo assuntos animais foram aprovados pelo Comitê de ética e local institucional Animal conta com um esforço para minimizar o sofrimento dos animais. Os protocolos foram aprovados pelo Comitê de uso (IACUC) na Universidade de tecnologia de Nanquim (Nanjing, China) e institucional Cuidado Animal.
Os ratos foram divididos em dois grupos de acordo com sua idade e desempenho preliminar no teste de função erétil induzida por APO antes da gravação do ICP: o jovem normal (grupo YN) e disfunção erétil envelhecido grupo (grupo AE)10.
1. preparação antes da cirurgia
<ol><li>Fazer manualmente um par de eletrodos bipolares para a gravação do ICP (Figura 1). Ligeiramente dobrar as extremidades dos eletrodos e ajustar a distância entre dois eletrodos para 1-2 mm de largura, como mostrado na figura 1A.</li>
	<li>Conecte os eletrodos do estimulador usando duas pinças crocodilo (figura 1AB).</li>
	<li>
Montar o sistema de cateter: Primeiro, conecte uma agulha hipodérmica de 23G para uma torneira de 3 vias com tubulação e, em seguida, ligue a torneira para o transdutor de pressão. Em seguida, anexe uma seringa de 10 mL para o terceiro participante da torneira para fornecer solução salina de heparina.</li>
	<li>Verifique cuidadosamente para detecção de fugas depois de todo o sistema de enchimento com heparina soro fisiológico (200 U/mL). Em seguida, vire a torneira de 3 vias para fechar o canal de seringa ou o canal de transdutor de pressão (Figura 1).</li>
	<li>Levante a agulha 20 cm acima do nível do forro de madeira. Então calibrar a pressão gravação sistema a 20 cm H2O. Depois disso, mova a altura da agulha para verificar a precisão do sistema de gravação. Repita a calibração até que a precisão foi confirmada.</li>
	<li>Transferir os ratos da instalação de animais para a sala de cirurgia e permitir que eles se acostumaram à sala de cirurgia para pelo menos 30 min.</li>
	<li>Os instrumentos esterilizados são pulverizados com etanol a 70% antes da cirurgia</li>
</ol>2. procedimento de cirurgia
<ol><li>Anestesiar o rato com uma injeção intraperitoneal de pentobarbital de sódio na dose de 45 mg/kg de peso corporal e esperar 5-10 min. beliscar os dedos para confirmar uma anesthetization adequada.</li>
	<li>Raspar a pele do abdômen e pescoço com um barbeador elétrico e coloque o rato sobre as costas de uma almofada de aquecimento.</li>
	<li>Limpe a área de cirurgia com bolas de algodão embebida de solução iodo-povidona 10% seguidas de bolas de algodão embebido de etanol a 70%. Além disso, aplica a pomada oftálmica para impedir que os olhos sequem.</li>
	<li>Cateterismo da artéria carótida esquerda.<ol>
<li>Segure a pele do pescoço com a pinça e fazer uma incisão horizontal no meio do pescoço. Entalha os músculos, cuidadosamente expor a artéria carótida esquerda e isolar uma seção de 5 mm do navio.</li>
		<li>Cuidadosamente separar a artéria carótida do nervo vago usando fórceps, desenhar uma sutura seda sob a artéria carótida e colocar uma gravata solta na extremidade caudal da embarcação, então faça outro nó apertado na extremidade cranial do navio.</li>
		<li>Caudalmente prenda o navio com uma pinça de buldogue acima da sutura para parar o fluxo de sangue.</li>
		<li>Cuidadosamente com tesoura microcirúrgica, fazer uma incisão no navio e inserir o cateter arterial para o coração, com o auxílio do gancho e pinça microdissecando.</li>
		<li>Apertem a ligadura caudal solta em volta do cateter para fixá-la. Remova a braçadeira de buldogue para recuperar o fluxo de sangue.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Isolar o CN e coloque o eléctrodo
	<ol>
<li>Levante a pele e o músculo do abdômen com um par de pinças. Com a tesoura de dissecação, corte o abdômen inferior ao pénis tornar-se uma incisão mediana.</li>
		<li>Empurre suavemente o intestino com cotonete na parte superior da cavidade abdominal.</li>
		<li>Segure a bexiga com um par de pinças e puxe a bexiga da cavidade abdominal. Expor os lóbulos ventrais da próstata, que está localizado na porção ventral da uretra.</li>
		<li>Retire os lóbulos ventrais da próstata, vesículas seminais e deferente para expor o lobo dorsal da próstata. Encontre o ponto de aderência dos canais deferentes e próstata.</li>
		<li>Separe o espaço entre a próstata e o canal deferente. Expor cuidadosamente a cápsula fibrosa, que situa-se posterior ao ponto de junção da próstata e ducto deferente. Em seguida, encontre o gânglio pélvico principal (Figura 2). Nota: O gânglio pélvico principal e nervos cavernosos podem ser vistos na superfície da próstata.</li>
		<li>Área CN cuidadosamente seca com um cotonete estéril. Cuidadosamente, isolar e gancho do nervo cavernoso bem com os eletrodos bipolares.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Cateterismo da Crura esquerdo
	<ol>
<li>Corte uma pequena incisão na pele do pênis com uma tesoura dissecação e então cuidadosamente DDE a pele do eixo do pênis.</li>
		<li>Disse a musculatura estriada do pênis. Encontre o ramo superior do osso púbis.</li>
		<li>Expor o músculo bulbospongiosus, que cobre a lâmpada spongious.</li>
		<li>Divida o músculo bulbospongiosus do músculo isquiocavernoso usando pinça curvada.</li>
		<li>Cuidadosamente, isolar o músculo isquiocavernoso com pinça curvada e em seguida, corte o músculo isquiocavernoso para expor a branca túnica albugínea do corpo cavernoso crus.</li>
		<li>Seguindo a direção anatômica do corpo cavernoso crus, cuidadosamente Insira a agulha no corpo cavernoso crus através da branca túnica albugínea. Nota: Este é um passo crucial para o sucesso cateterismo. Pode ser injectada uma pequena quantidade de soro fisiológico heparinizado, e uma ligeira tumescência peniana deve ser observada, se a agulha foi inserida corretamente.</li>
		<li>Com cuidado, solte a agulha e evitar qualquer deslizamento da agulha ou ruptura do tubo de ligação. Verifique se há algum vazamento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. estimular o CN
<ol><li>Abra o programa de software para a gravação do sinal de pressão e iniciar a gravação do sinal de pressão.</li>
	<li>Definir os parâmetros da estimulação: 15 Hertz, largura de pulso de 5 milissegundos, 5 volts e uma duração de 60 s. Estimule a CN em uma frequência de 15 Hz com uma largura de pulso de 5 ms. Nota: Um aumento acentuado do ICP pode ser observado durante a aplicação da estimulação elétrica.</li>
	<li>Permita um intervalo de descanso de 30 minutos entre estímulos. O máximo de estimulação consecutivo em cada animal é três vezes.</li>
</ol>4. pôr fim ao regime
<ol><li>Depois da gravação, administre eutanásia injetando uma overdose de pentobarbital de sódio na dose de 150 mg/kg de peso corporal. Confirme a morte de ratos, verificando a sua pressão arterial. Remover os ratos e limpar as ferramentas de cirurgia.</li>
</ol>5. análise de dados
<ol><li>Salvar e exportar os dados a partir do software. A resposta é comumente expressa como a relação do ICP para sistêmica pressão arterial média (mapa). A relação do pico ICP/mapa foi calculada para avaliar a função erétil.</li>
	<li>Dados da piscina de pelo menos cinco ratos e analisar com software estatístico. As diferenças são consideradas estatisticamente significativas quando p < 0.05, usando o teste t de Student.</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Consensus+Conference.+Impotence.+NIH+Consensus+Development+Panel+on+Impotence%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">NIH Consensus Conference. Impotence. NIH Consensus Development Panel on Impotence.</a> JAMA. 270 (1), 83-90 (1993).</li>
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<li>Steers, W. D., Mallory, B., de Groat, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+study+of+neural+activity+in+penile+nerve+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological study of neural activity in penile nerve of the rat.</a> Am J Physiol. 254 (6 Pt 2), R989-R1000 (1988).</li>
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<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Albersen, M., Orabi, H., Lue, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+treatment+of+erectile+dysfunction+in+the+aging+male%3A+A+mini-review%5BTitle%5D)+AND+%22Gerontology%22%5BJournal%5D)">Evaluation and treatment of erectile dysfunction in the aging male: A mini-review.</a> Gerontology. 58 (1), 3-14 (2012).</li>
<li>Hedlund, P., Matsumoto, K., Andersson, K. -E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Erectile+Dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Prot+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Erectile Dysfunction.</a> Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).</li>
<li>Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telemetric+monitoring+of+intracavernous+pressure+in+freely+moving+rats+during+copulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation.</a> J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+changes+during+reflexive+penile+erections+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat.</a> Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+during+erection+in+rats%3A+an+integrative+approach+based+on+telemetric+recording%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording.</a> Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).</li>
<li>Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+erectile+response+by+continuous+measurement+of+penile+diameter+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar

Como uma medida direta da função erétil, o ICP é um método confiável de14. Isso permite a aquisição de dados na ICP basal, pico ICP, planalto ICP, tempo de ereção e detumescence tempo, duração da resposta, etc. Além destes direcionar parâmetros medidos, existem alguns outros parâmetros de índice: (1) "T80", o tempo para chegar a 80% do pico ICP; (2) "D20", a hora de diminuir para 20% do pico ICP; (3) "ΔT80", a taxa de aumento da pressão (por segundo) em T80; e (4) "ΔD20", a taxa de diminu...

ED é definido como a incapacidade de alcançar ou manter uma erecção do pénis e tornou-se um distúrbio sexual masculino comum1. Animais experimentais são utilizados e fornecem modelos reprodutíveis para investigar a função erétil2. Por um longo tempo, vários modelos animais maiores têm sido empregados para investigar a função erétil3,4,5. Embora os roedores são relativamente pequenos em comparação com outros animais, eles também são usados para o estudo da disfunção erétil masculina devido exibindo várias vantagens6. Primeiro, as características sexuais morfológicas e funcionais dos seres humanos são recapituladas em roedores. Em segundo lugar, em comparação com animais maiores, utilizados nos estudos de ED, roedores são mais econômicos comprar, casa e manter. Modelos de roedores geneticamente modificados, terceiros fornecem vantagens em estudos comportamentais, bem como neurofisiológicos reprodutíveis e subsequentes. Portanto, roedores tornaram-se rapidamente os principais animais utilizados no estudo da disfunção erétil masculina.
Beneficiando de uma base genética pura e as condições de cultura consistente, modelos de roedores forneceram dados consistentemente reprodutível5,6,7,8. Entre os numerosos estudos disponíveis relacionados a muitos aspectos das funções erétil, a apomorfina (APO)-teste de resposta erétil induzida e o teste de resposta do ICP induzido por estimulação elétrica são os métodos mais utilizados que reflectem fielmente erétil função9,10,11,12. O teste de função erétil induzida por APO, desenvolvido por Heaton et al 13, é um bioensaio que utiliza o fenômeno que a administração da apomorfina para ratos provoca ereções e bocejos. Como um fácil, não invasivo e estável bioensaio para avaliar a função erétil, o teste de função erétil induzida por APO é amplamente utilizado em muitos estudos. No entanto, este ensaio não reflete adequadamente a qualidade das ereções ou as mudanças dinâmicas no fluxo sanguíneo associado com uma resposta erétil14. Medições de ICP foram inicialmente desenvolvidas pela Quinlan et al 15. neste método, um cateter é colocado na artéria carótida para medir a pressão arterial sistêmica, e outro cateter é inserido no corpo cavernoso crus para gravar o ICP. Antes ou durante o ICP de gravação, um agente vasoativas e/ou estimulação elétrica de campo do gânglio pélvica principal (MPG) ou NC muitas vezes foram dadas a ratos14. Este ensaio tem sido uma ferramenta confiável para avaliar as terapias e medicamentos para ED e provavelmente irá ser usado como um método de avaliação vital no futuro6.
Comparado com o teste realizado facilmente induzida por APO a função erétil, gravações de ICP sucesso requerem atenção aos detalhes, prática e aderência ao método de operação. Portanto, aqui, nós fornecemos uma descrição detalhada de como realizar a gravação do ICP.

<table><tbody><tr><td>Animal</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ratos</td><td></td><td></td><td>Linhagem: Sprague-Dawley Idade: 2-3 meses</td></tr><tr><td>Ratos</td><td></td><td></td><td>Tensão: Sprague-Dawley Idade: 15-18 meses</td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa</td><td>Número de Catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td><forte>Reagentes</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Salino</td><td>Sigma-Aldrich, S7653</td><td></td><td>dissolver 8,5 gramas de cloreto de sódio em água destilada</td></tr><tr><td>Solução de pentobarbital sódico</td><td>Sigma-Aldrich, P3761</td><td></td><td>dissolver 1 grama em 100 ml de solução salina</td></tr><tr><td>Povidona-iodo</td><td>BTP Pharmaceutical Co. Limited</td><td></td><td>10% (V/V)</td></tr> <tr><td>Etanol</td><td>China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)</td><td></td><td>70% (V/V)</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Sigma-Aldrich, H3149</td><td></td><td>dissolve a heparina 20000U em 100 ml de solução salina</td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Materiais</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agulha hipodérmica</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp;</td><td>Seringa 23G</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Torneira de três vias Fábrica de</td> instrumentos de <td>Chengdu</td><td>TSK 01</td><td></td></tr><tr><td>Eletrodo Fábrica de</td><td>instrumentos de Chengdu</td><td>JST-1</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de cateter</td><td>Fábrica de instrumentos de Chengdu</td><td>PE-10, PE-50</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de operação Equipamento de</td><td>operação de Xangai fábrica</td><td>J22010, J22020</td><td></td></tr><tr><td>tesoura de operação oftálmica</td><td>Shanghai fábrica de equipamentos de operação</td><td>Y00010, Y00020</td><td></td></tr><tr><td>pinça oftálmica</td><td>fábrica de equipamentos de operação de Xangai</td><td>JD1010, JD1020</td><td></td></tr><tr><td>MicroScissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>WAA260</td><td></td></tr><tr><td>sutura de seda</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp;</td><td>5-0</td><td></td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Equipamento</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Estimulador</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (modelo 4C501H)</td><td></td><td>15 Hz, pulso de 5 ms, 5 V, duração de 60 s e intervalo de 5 minutos</td></tr><tr><td>Sistema de processamento de coleta de sinal multicanal</td><td>Nanjing medease science and technology co., ltd (modelo 4C501H)</td><td></td><td>Modelo de pressão</td></tr><tr><td>arterial Transdutor de pressão</td><td>Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (modelo YP100)</td><td></td><td>40KPa</td></tr></tbody></table>

gravação de intracavernosal pressão para avaliar a função erétil em roedores

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Disfunção erétil (ED) é definida como a incapacidade de alcançar ou manter uma ereção do pênis, e isso se tornou um distúrbio sexual masculino predominante. Roedores são empregados por muitos estudos de investigação a fisiologia/patologia da função erétil. A função erétil em roedores pode ser avaliada medindo-se a pressão de intracavernosal (ICP). Na prática, o ICP pode ser monitorado após a estimulação elétrica do nervo cavernoso (CNs). A pressão arterial da artéria carótida (a pressão arterial média) é usada como referência para ICP. Usando ICP protocolos de gravação, muitos parâmetros-chave de função erétil podem ser medidos a partir da curva de resposta do ICP. A medição de ICP fornece mais informações do que o teste de ereção peniana induzida por apomorfina e é mais barata que o monitoramento Telemétrico do pênis corpus spongiosum, tornando este método esse mais popular para avaliar a função erétil. No entanto, em comparação com o teste realizado facilmente induzida por APO a função erétil, gravações bem sucedidas do ICP requerem atenção aos detalhes, prática e aderência ao método de operação. Neste trabalho, uma introdução à gravação de ICP em ratos é fornecida para complementar o procedimento de forma eficiente.

Numerosos estudos têm demonstrado que a disfunção erétil em idade machos está se tornando um problema comum. No entanto, tratamento médico é limitado na gestão de relacionadas ao envelhecimento ED16. Em modelos de roedores de ED relacionadas ao envelhecimento, muitas terapias são testadas na função erétil de ratos envelhecidos. Conforme apresentamos acima, o teste de gravação do ICP pode ser usado para distinguir os animais ED da população total de animais experime...

Gravação de pressão Intracavernosal (ICP) é um método importante para avaliar a função erétil de animais experimentais. Aqui, um protocolo detalhado é demonstrado para o procedimento de gravação do ICP catheterizing o pênis crura e então eletricamente estimulando os nervos cavernosos em ratos.

Gravação de Intracavernosal pressão para avaliar a função erétil em roedores

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

O objetivo geral deste procedimento é testar a função erétil de ratos cateterizando a cruz do corpo cavernoso e registrando a pressão intracavernosa após a estimulação dos nervos cavernosos. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da disfunção erétil masculina, como, por exemplo, para avaliar as terapias e medicamentos para a disfunção erétil. Portanto, uma vantagem dessa técnica é que ela fornece uma avaliação mais precisa da função de ereção e dos reflexos, a mudança dinâmica no fluxo sanguíneo associada à resposta erétil.A demonstração visual desse método é crítica, pois o cateterismo é difícil de aprender porque a pequena área da túnica albugínea branca da crus corpus cavernosum dificulta a inserção da agulha na crura do pênis. Para se preparar para a cirurgia, faça um par de eletrodos bipolares para registros de pressão intracavernosa. Dobre levemente as extremidades dos eletrodos e ajuste a distância entre eles para um a dois milímetros.Em seguida, conecte os eletrodos ao estimulador usando dois grampos de crocodilo. Em seguida, monte o sistema de cateter. Primeiro, use um tubo para conectar uma agulha hipodérmica de calibre 23 a uma torneira de três vias.Em seguida, conecte a torneira a um transdutor de pressão. Em seguida, coloque uma seringa de 10 mililitros carregada com solução salina de heparina na terceira posição da torneira. Em seguida, encha todo o sistema com solução salina de heparina e verifique se há vazamentos.Em seguida, levante a agulha 20 centímetros e calibre o sistema de gravação para 20 centímetros de água. Após a calibração, ajuste a altura da agulha e verifique a precisão do sistema de gravação. Conforme necessário, repita a calibração até que a precisão seja confirmada.Em seguida, transfira os ratos do biotério para a sala de cirurgia e deixe-os se aclimatar à sala por pelo menos 30 minutos. Enquanto isso, esterilize as ferramentas cirúrgicas com etanol 70% e prepare os materiais cirúrgicos necessários. Após 30 minutos, prepare o primeiro rato para a cirurgia.Anestesiar com pentobarbital sódico e aguardar de cinco a 10 minutos. Em seguida, aperte os dedos dos pés dos ratos e verifique se há ausência de reflexo para confirmar uma anestesia adequada. Em seguida, raspe o pelo do abdômen e pescoço e coloque o rato em decúbito dorsal em uma tábua cirúrgica.Agora limpe a pele exposta com três esfoliações alternadas com iodopovidona a 10% seguida de etanol a 70%. Além disso, aplique pomada oftálmica para evitar que os olhos sequem. Em seguida, prossiga com a cirurgia.Antes de isolar o nervo cavernoso, cateterizar a artéria carótida esquerda de acordo com o protocolo de texto. Inicie o isolamento do nervo levantando a pele e o músculo do abdômen com uma pinça. Em seguida, com uma tesoura, faça uma incisão na linha média da parte inferior do abdômen até o pênis.Em seguida, mova suavemente os intestinos para a parte superior da cavidade abdominal. Em seguida, segure a bexiga com um par de pinças e puxe-a para fora da cavidade abdominal. Agora encontre os lobos ventrais da próstata que estão localizados na porção ventral da uretra.Em seguida, exponha o lobo dorsal da próstata puxando os lobos ventrais, a vesícula seminal e o ducto deferente. Agora encontre o ponto de adesão do ducto deferente e da próstata. Em seguida, separe o espaço entre a próstata e o ducto deferente.Prossiga expondo cuidadosamente a cápsula fibrosa localizada posteriormente ao ponto de junção da próstata e do ducto deferente. Em seguida, encontre o gânglio pélvico principal e os nervos cavernosos localizados na superfície da próstata. Agora seque cuidadosamente a área dos nervos cavernosos com um cotonete ou lenço de papel e, em seguida, isole e conecte cuidadosamente o nervo cavernoso direito com os eletrodos bipolares.Para continuar a cirurgia, faça uma pequena incisão na pele do pênis com uma tesoura de dissecação e, em seguida, desnude cuidadosamente a pele da haste do pênis. Em seguida, exponha tecido suficiente para dissecar a musculatura estriada do pênis. Agora encontre o ramo superior do osso púbis.Em seguida, exponha o músculo bulboesponjoso que cobre o bulbo esponjoso. Em seguida, usando uma pinça curva, divida o músculo bulboesponjoso do músculo isquiocavernoso. Prossiga isolando cuidadosamente o músculo isquiocavernoso.Em seguida, corte o músculo isquiocavernoso para expor a túnica albugínea branca da cruz do corpo cavernoso. Agora faça o cateterismo. Siga cuidadosamente a direção anatômica da cruz do corpo cavernoso e insira suavemente a agulha através da túnica albugínea branca no cavernoso.A localização da agulha é crucial para o sucesso da operação, portanto, como teste, injete uma pequena quantidade de solução salina heparinizada. Isso deve resultar em uma leve tumescência peniana se a agulha tiver sido inserida corretamente. Em seguida, sem reposicionar a agulha ou interromper o tubo de conexão, solte cuidadosamente a agulha.Em seguida, inspecione a área em busca de vazamentos. Se nenhum for encontrado, prossiga com a estimulação do nervo e a análise dos dados. O teste de registro de PIC descrito foi usado para distinguir ratos idosos com disfunção erétil para ajudar a quantificar o efeito de um tratamento potencial ou drogas na função erétil.Uma curva de resposta típica da PIC do grupo de disfunção erétil foi muito menor do que a curva do grupo controle. Normalmente, a PIC mais alta foi escolhida para análise estatística. Depois de calcular a razão entre a PIC e a pressão arterial média, os dados agrupados de cinco ratos mostraram que a proporção no grupo idoso diminuiu significativamente em comparação com a dos grupos controle.Além desses dois parâmetros-chave, o pico de PIC, o platô de PIC, o tempo de detumescência, a duração da resposta e a área sob a curva, todos diminuíram significativamente em ratos idosos, portanto, os dados estão repletos de medições quantitativas que refletem a função erétil. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como realizar com eficiência a gravação do ICP em animais. Não se esqueça de que, ao tentar este procedimento, é importante lembrar de usar heparina para garantir que o tubo de cânula permaneça desobstruído.Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em cerca de duas horas se for executada corretamente.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

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Medida da Pressão Intracraniana peridural em ratos, utilizando um transdutor de pressão de fibra óptica

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Telemetria Intrauterine medir Rato contrátil Pressão<em&gt; In Vivo</em

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