Name: Cinemática ocular medida na Vitro estimulação dos nervos cranianos na tartaruga (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-02T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 49 s
Description: Aprenda a medir a cinemática dos movimentos oculares em tartarugas usando preparação in vitro de cabeça isolada. Este método eletrofisiológico permite estimular nervos cranianos e quantificar rotações oculares sem necessidade de treinamento animal.

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Os autores Obrigado Sra. Paulette McKenna e Lisa Pezzino neste estudo para apoio de secretariado e Mr. Phil Auerbach para suporte técnico. Os autores também agradecer os Drs Michael Ariel e Michael S. Jones (Saint Louis University School of Medicine) por nos apresentar a preparação cabeça em vitro isolado. Financiamento apoio desta colaboração foi fornecido pelo departamento de biologia (Robert S. Chase Fund), o Comité de investigação académica e programa de neurociência da faculdade de Lafayette. Por último, este trabalho é dedicado ao Sr. Phil Auerbach, que faleceu a 28 de setembro de 2016; Ele descomissionado um microscópio eletrônico de varredura e reconhecida a utilidade de seu estágio de 5 eixos para uso no presente protocolo. Fará falta muito sua amizade e desenvoltura.

Nota: As tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante, tanto masculinas como femininas, foram compradas de um fornecedor. As tartarugas foram alojadas em uma suíte de animal quente contendo duas cubas de 60 galões equipadas com ilhas de tijolo para bronzear-se sob luzes infra-vermelhas 250-W. O ambiente manteve-se em um ciclo claro/escuro de 14/10-h com a temperatura da água a 22 ° C. As luzes foram ligadas às 06:00 e desligadas às 20:00. Os tanques equipados com sistemas de filtragem foram limpos semanalmente, e tartarugas foram alimentadas ad libitum com todos os outros dias. Os cuidados de slider vermelho-eared tartarugas e todos os seguintes procedimentos experimentais descritos aqui32,33 foram aprovados pelos cuidados institucionais do Animal e uso Comité (IACUC) na faculdade de Lafayette.
1. equipamento instalação
<ol><li>Prepare a solução de Ringer de tartaruga. Adicione o seguinte a água destilada, nesta ordem: cloreto de sódio 96,5 mM (58.44 g/mol), cloreto de potássio (74.56 g/mol), de 2,6 mM 2,0 mM (203.31 g/mol), bicarbonato de sódio 31,5 milímetros (84.01 g/mol), dextrose 20,0 mM (180.16 g/mol), do cloreto de magnésio concentrado ácido clorídrico para ajustar o pH a 7.51 e 4,0 mM (110.98 g/mol), de cloreto de cálcio (ver Tabela de materiais). Misture a solução, enquanto a adição de cada sal. Atenção: O HCl concentrado é perigosos (riscos de pele, olhos, inalação e ingestão).</li>
	<li>Fazer dicas para os eletrodos de sucção de 5 cm de comprimento capilar de vidro (veja a Tabela de materiais), por fogo-polimento para diferentes tamanhos de diâmetro interno para acomodar os nervos cranianos de espessura variável.<ol>
<li>Use um pequeno arquivo para gravar uma linha através de uma peça de vidro capilar. Coloque em papel absorvente e quebrar ao meio.</li>
		<li>Lentamente uma das extremidades do vidro capilar entra a chama de um bico de Bunsen. Examinar periodicamente a ponta para tamanho, suavidade e simetria usando uma dissecação do escopo e uma luz de fibra óptica de origem (ver Tabela de materiais). Nota: Para as tartarugas com larguras de cabeça entre 20 e 30 mm, diâmetro interno de encaixe ideal tamanhos normalmente variam de 0,4 a 0,8 mm para o nervo oculomotor (nIII), 0.3 a 0.6 mm para o nervo troclear (NVI) e 0,2 a 0,4 mm para o nervo abducente (nVI).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Limpar e organizar ruginas, uma sonda de dissecção romba, micro-tesouras, pinça fina, pinça curvada e uma alça para bisturi com lâminas (ver Tabela de materiais) para a dissecação. Nota: A esterilização dos instrumentos é opcional.</li>
</ol>2. anestesia e eutanásia
<ol><li>Lugar da tartaruga em um gelo balde para 60 min para cryoanesthetize isso.</li>
	<li>Eutanásia a tartaruga por decapitação usando uma guilhotina de pequena animal (ver Tabela de materiais).<ol>
<li>Separando cuidadosamente as mandíbulas do animal aberto com uma pequena espátula de pesagem para que um gancho pode ser inserido e virou-se para caber sob a ponta da mandíbula superior.</li>
		<li>Puxe com uma pressão constante para estender a cabeça do animal através da guilhotina. Rapidamente decapitar o animal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque a cabeça de tartaruga em um prato de dissecação. Tenho solução de Ringer suficiente tartaruga na mão para irrigar os tecidos. Oxigenar a solução com O 95/52/CO2 (ver Tabela de materiais).</li>
	<li>Manter o tecido a 4 ° C, colocando gelo do lado de fora do prato.</li>
</ol>3. dissecação
<ol><li>Use o escopo de dissecação com uma fonte de luz da fibra óptica para realizar a dissecação.</li>
	<li>Remova o maxilar inferior. Coloque uma sonda de dissecção romba através da boca para fornecer mais fácil manipulação da cabeça. Corte a articulação conectando o osso dentário ao crânio com um bisturi. Use ruginas para puxar a mandíbula inferior do crânio. Use ruginas para retirar a pele e os músculos dos seus anexos nas regiões dorsal e lateral do crânio.</li>
	<li>Remova a coluna vertebral.<ol>
<li>Identifica a coluna vertebral na extremidade caudal do crânio. Curvatura da coluna vertebral ventralmente para expor a medula espinhal. Use micro-tesouras para cortar a medula espinhal. Use ruginas para remover a coluna vertebral e outros tecidos de crânio puxando caudalmente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retire o cérebro do crânio depois de cortar os nervos cranianos.<ol>
<li>Começando com o foramen magnum, use ruginas para cortar duas incisões no crânio dorsal. Faça cortes superficiais para não danificar o cérebro abaixo.</li>
		<li>Use ruginas para cuidadosamente Retire o crânio dorsal. Use micro-tesouras para remover o meninx para expor o resto do cérebro. Remover o suficiente meninx até os bulbos olfatórios, na cavidade craniana anterior, pode ser identificados (ver figura 1A). Continue a irrigar o cérebro com solução de Ringer de tartaruga, conforme necessário.</li>
		<li>Use pinça curva suavemente puxe o encéfalo caudalmente e produzir ligeira tensão nos nervos cranianos. Cuidadosamente, corte e retire os bulbos olfatórios e cérebro com pinça curvada.</li>
		<li>Use micro-tesouras para empurrar suavemente o mesencéfalo em direção à linha média para expor os nervos cranianos; nIII, cerca de 0,6 mm, pode ser visto na frente da nIV, e o diâmetro da NVI será ligeiramente inferior a nIII. Corte nIII e nIV onde eles atribuem ao mesencéfalo (ver figura 1B). Repita isto do outro lado.</li>
		<li>Corte o esquerda e direito nervo óptico (nII) com micro-tesouras. Em seguida, incline o tronco cerebral para um lado. Observar a nVI emergindo a superfície ventral perto da junção da ponte e a medula (ver Figura 1); o diâmetro da nVI é pequeno e aproximadamente 0,3 mm... cortar tanto a nVI esquerdo e direito.</li>
		<li>Remova as restantes partes do tronco cerebral a tartaruga com micro-tesouras e pinça fina. Uma vez que o crânio está vazio, examine o assoalho da cavidade craniana. Identifica nIII, nIV e nVI.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Remova as olho-tampas superiores e inferiores com pinça fina e micro-tesouras.</li>
</ol>4. calibração dos movimentos oculares
<ol><li>Use uma tabela rígida (consulte a Tabela de materiais) para apoiar a colocação do Cardan e outros instrumentos. Coloque a cabeça da tartaruga no mandril gimbal para que a superfície dorsal da cabeça é paralela ao horizonte usando um pequeno nível de bolha repousando sobre o crânio. Mais ou menos posição dentre os olhos no centro das rotações de horizontal e vertical do giroscópio.</li>
	<li>Coloque a câmera infravermelha, equipada com uma luz infravermelha emitida por diodo (LED), que é a parte do olho em vídeo sistema de rastreamento (ver Tabela de materiais), em uma distância de aproximadamente 12 cm do olho da tartaruga.<ol>
<li>Ângulo de 45 graus acima da linha de visão do olho da câmera. O LED deve estar na posição de 11:00 quando se olha para a lente da câmera. Centro do LED ao longo do eixo óptico do olho. A câmera será ligeiramente fora do eixo (como vista de cima do olho).</li>
		<li>Ajuste a distância da câmera do olho para que a visão da câmera é maximamente preenchida pelo globo ocular. Certifique-se de que os cantos dos olhos (canthi) estão nas bordas da vista horizontal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conecte a câmera ao olho em vídeo sistema para processar os dados de rastreamento. Dividi o sinal para um gravador de DVD para capturar o vídeo cru. Foco da câmera para obter uma imagem clara do olho. Cuide-se bem-posição do olho no centro da visão da câmera usando os três graus de ajuste linear (x, y, z) fornecido com o cardan.</li>
	<li>Detecta a pupila escura, definindo o limite e o contraste usando adequadamente o programa fornecido com o olho em vídeo, sistema de rastreamento.<ol>
<li>Usando o mouse, clique no menu "Vídeo" e em "Mode" selecione "Alta precisão" para capturar imagens a uma taxa de amostragem de 30 Hz (resolução de linhas 640 pixéis x 480). Também em "Vídeo", selecione "Aluno negro" para "Tipo de aluno" e "Elipse (elipse girada)" para "Método de segmentação do aluno".</li>
		<li>Na janela "EyeCamera", clique no ícone "Aluno Pesquisar área ajuste" (pequeno retângulo vertical com um ponto no centro). Use o mouse para arrastar um retângulo que limita uma área em torno da pupila. Evite áreas escuras que poderiam ser confundidas com o aluno.</li>
		<li>Na janela de "Controles", confirma que as caixas para "Autoimagem" e "controle de limite de bloqueio positivo" são verificadas. Clique em "Auto-Threshold" para otimizar a densidade de varredura, que mostrará como pontos verdes sobre a pupila escura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calibre o video-display do olho em vídeo programa de rastreamento para as rotações do gimbal 12,5 ° (+ /-), em torno de seu eixo horizontal e 10 ° (+ /-) ao redor de seu eixo vertical.<ol>
<li>Na janela de "Controles", clique em "Exibir". Verifique as caixas em "Olhar" e "Stim" "ponto olhar", "Região de Calib" e "Grade de geometria". Depois de verificar as caixas em "Grade de geometria", uma janela pop-up e dizer, "a geometria do visor de estímulo deve ser medida antes que a grade de geometria pode ser exibida. Deseja fazer isso agora?" Selecione "Y" para Sim.</li>
		<li>Usando o mouse, clique no menu "Windows" e selecione "Estímulo". A janela de "Estímulo" se abrirá, mostrando um cruzamento de linha vertical e horizontal no centro do visor. Medir os comprimentos das linhas para o milímetro mais próximo. Pressione "Esc" no teclado para sair da janela de "Estímulo".</li>
		<li>Usando o mouse, clique no menu "Estímulo" e selecione "Configuração de geometria". Os comprimentos das linhas que foram medidos só de entrada. Ajuste a distância de visualização para que o graus/linha igual a 25 °, para a linha horizontal e 20 ° para a linha vertical. Clique no botão "Loja" e feche a janela.</li>
		<li>Na janela "EyeSpace", selecione o número de calibração "Ponto de dados" para ser "9". Com olhos da tartaruga está posicionado no centro, clique em centro de dados apontam em clique no botão "Re-presente". Nota: Irá abrir a janela de "Estímulo" e "Get Ready" irá aparecer no centro da tela. Uma caixa irá aparecer no local do centro e depois desaparecem. Sobre seu desaparecimento, irá fechar a janela de "Estímulo". Agora deve ser calibrada a posição central.</li>
		<li>Repita o procedimento girando o cardan direita/esquerda, +12,5-12,50% e para cima/para baixo + 10 /-10 ° para calibrar os restantes pontos de dados.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para calibrar a rotação torção, utilize o modelo de algoritmo fornecido com o olho em vídeo, programa de controle de encaixe. O algoritmo define uma posição zero com base nas marcações da íris e calcula o ângulo de rotação quando as marcas se tornam offset do centroide da pupila.<ol>
<li>Usando o ponteiro do mouse, clique no menu "Windows" e selecione "Torção". Clique no botão "START" na janela "Torção". Na janela "EyeCamera", um arco aparecerá sobre a imagem do olho.</li>
		<li>Ajuste o ângulo, o raio e o comprimento do arco usando os controles deslizantes em um local onde marcas irregulares estão presentes na íris. Marque as caixas "Gráficos em tempo real" e "Auto-Set após ajustar". Se necessário, ajustar o brilho e contraste na janela de controles e re-limite o aluno escuro (ver passo 4). Clique no botão "Modelo de conjunto".</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque uma régua no mesmo plano focal como a pupila e registre a largura de visão da câmera completo. O valor vai ser usado mais tarde para determinar a largura real da pupila.</li>
</ol>5. posicionamento do eletrodo de sucção no nervo craniano para evocar os movimentos oculares
<ol><li>Cuidadosamente coloque um eléctrodo de referência de pin no tecido conjuntivo ou muscular remanescente na cabeça.</li>
	<li>Coloque o eletrodo de sucção (ver Tabela de materiais) no nervo craniano usando um micromanipulador e dissecação escopo montado em um "boom". Use uma fonte de luz da fibra óptica para visualizar e orientar a colocação.<ol>
<li>Corresponde ao tamanho de uma lata de uma capilar de vidro de ponta. Tentativa e erro é necessário para obter um melhor ajuste ao redor do diâmetro de um nervo (consulte a etapa 1.2 para recomendações de tamanho). Coloque a ponta de vidro para o eletrodo de sucção. Encha o eletrodo de sucção com solução de Ringer e ajustar o volume dentro da seringa para cerca metade da sua capacidade.</li>
		<li>Cuidadosamente, mova a ponta de vidro do eletrodo usando o micromanipulador para uma posição acima da extremidade de corte do nervo selecionado. Certifique-se que a solução de Ringer preenche o crânio e a ponta está abaixo de sua superfície. Se necessário, use argila de modelagem para barragem locais onde solução de Ringer está vazando para fora do crânio.</li>
		<li>Puxe o êmbolo da seringa. Nota: O vácuo desenhará o nervo na extremidade da ponta do capilar. Um bom ajuste é indicado pelo nervo permanece dentro da ponta com pouco ou nenhum vácuo adicional aplicado.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. a estimulação dos nervos cranianos e análise dos movimentos oculares
<ol><li>Use um estimulador de nervo/músculo de propósito geral com um dispositivo de isolamento de corrente (consulte a Tabela de materiais) para estimular o nervo craniano através do eletrodo de sucção.<ol>
<li>Conecte o eletrodo de sucção para o atual dispositivo de isolamento usando um cabo. Ligue a ponta do eléctrodo de referência do pino para a conexão de terra do dispositivo de isolamento.</li>
		<li>Selecione parâmetros das correntes usando os mostradores e interruptores no dispositivo estimulador e isolamento. Use uma variedade de correntes de 1 a 100 µA, com frequência de 10 a 400 que Hz. Use 1 - ou 2-ms pulsa em trens duração de 100, 500 ou 1.000 ms.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Recorde o timing de estímulos. Nota: Os pulsos de lógica-Transistor-transistor (TTL) são sincronizados com as entregas das correntes de estimulador e comunicar em tempo real através de um cabo para canais de entrada do olho em vídeo sistema de rastreamento. Um módulo de software fornecido com o olho em vídeo, controles de programa de controle da comunicação.<ol>
<li>Para visualizar o calendário das aplicações atuais e sua influência sobre os movimentos oculares, clique no menu "PenPlots". Selecione "Posição X olhar", "Posição de olhar Y", "Torção" e "Aluno largura" para mostrar em tempo real dados brutos parcelas X e Y posições, torsão e largura da pupila do olho. Também selecione os marcadores de &"segundos" do menu "PenPlots" para mostrar uma trama de sincronismo com marcas de escala, que aparecem em intervalos de 1 s. Nota: A letra maiuscula "T" aparecerá marcando o início do pulso TTL, ocorrendo simultaneamente com o aplicativo atual.</li>
		<li>Para armazenar os dados dos movimentos oculares evocados por correntes, clique no menu "Arquivo" e selecione "Novo arquivo de dados" em "Dados". Um nome de arquivo de entrada e pressione "Enter". Salvando dados podem ser pausados e reiniciado usando a combinação de comandos chaves, "Ctrl" + "p". Quando uma sessão experimental é concluída, selecione "Fechar arquivo de dados" do menu "Arquivo" em "Dados".</li>
		<li>Para ajudar a manter o controle do tipo de correntes aplicadas, clique no menu "Windows" e selecione o "Bloco de dados". Aparecerá a janela de "Teclado/DataMarker". Clique em uma letra ou um número para identificar parâmetros das estimulações atuais sendo entregues ao nervo. Nota: por exemplo, "X" poderia estar para 10 µA. clicar em "X" armazena sua entrada no arquivo de dados em tempo real para análise post hoc . Parece também sobre o "PenPlot" para "Segundos & marcadores" para observação em curso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analise os dados do sistema de rastreador de olho.<ol>
<li>Abra o arquivo de dados salvos, que está em um formato de texto delimitado, em um programa de folha de propagação de escolha para organizar os dados e realizar análise estatística.<ol>
<li>Converta os valores de largura de aluno armazenados no arquivo real tamanhos em mm.</li>
			<li>Converter os valores de X e Y do olho posições e torções para unidades de grau e use convenções para descrever os movimentos oculares; Portanto, sentidos positivos de rotações: intorsion, elevação e adução; e negativos sentidos de rotações: rapto, extorsão e depressão.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Copie as informações de cabeçalho para uma nova planilha. Isto irá incluir valores para o tamanho da tela (largura e altura) e a distância de visualização. Oito colunas de dados coletados em uma taxa de 30 Hz seguirá abaixo as informações de cabeçalho.</li>
		<li>Volte para a planilha que contém os dados brutos. Fazer um "achado" por "X" na última coluna intitulada "Marcador" para localizar onde o estímulo foi aplicado com 10 µA. Find incidência de "T", marcando o início da estimulação atual. Copiar de 15 linhas (0,5 s) de dados ocorram antes do "T" e 90 quadros após "T" (3.0 s); ou seja, total de s 3.5. Cole os dados na nova planilha abaixo as informações de cabeçalho.</li>
		<li>Inserir uma coluna em branco depois de "PupilWidth". Na coluna em branco, converta-se à dimensão calibrada em milímetros: Diâmetro da pupila horizontal = × "PupilWidth" a dimensão da largura de exibição da câmera</li>
		<li>Inserir 2 colunas em branco depois de tanto "X_Gaze" e "Y_Gaze". Normalizar as posições para as dimensões da tela de visualização: coordenadas (0, 0), no topo esquerdo de estender a tela (1, 1) no canto inferior direito. Na primeira coluna em branco, traduzir posições para ter um sistema de coordenadas (0, 0) no centro da tela. Incluem a conversão para as dimensões da tela em milímetros: X = (0,5 × largura) – ("X_Gaze" × largura); Y = (0,5 x altura) – ("Y_Gaze" × altura) Nota: A sequência de operação é para o olho esquerdo. A sequência precisará ser revertido para o olho direito para seguir a Convenção de negatividade por rapto e positividade para adução.</li>
		<li>A segunda colunas, use trigonometria funções para converter para (°) os ângulos de rotação: rotação horizontal = arctan (Xdistância /viewing); rotação vertical = arctan (Y/viewing distância)</li>
		<li>Torsão já é mostrada em unidades de graus, mas para adequar-se à Convenção de positividade para intorsion, se a medição é feita sobre o olho esquerdo, multiplique por -1. Para o olho direito, a multiplicação não é necessária. O programa códigos rotação no sentido horário como positivo.</li>
		<li>Traça o diâmetro da pupila e rotações em função do tempo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Kikillus, K. H., Hare, K. M., Hartley, S. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1469-1795.2008.00299.x/abstract">Minimizing false-negatives when predicting the potential distribution of an invasive species: A bioclimatic envelope for the red-eared slider at global and regional scales.</a> Anim Conserv. 13, 5-15 (2010).</li>
<li>Lutz, P. L., Rosenthal, M., Sick, T. J. <a target="_blank" href="https://miami.pure.elsevier.com/en/publications/living-without-oxygen-turtle-brain-as-a-model-of-anaerobic-metabo">Living without oxygen: turtle brain as a model of anaerobic metabolism.</a> Mol Physiol. 8, 411-425 (1985).</li>
<li>Lutz, P. L., Milton, S. L. <a target="_blank" href="http://jeb.biologists.org/content/207/18/3141">Negotiating brain anoxia survival in the turtle.</a> J Exp Biol. 207, 3141-3147 (2004).</li>
<li>Storey, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anoxia+tolerance+in+turtles%3A+Metabolic+regulation+and+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Biochem+Physiol+A-Mol+Integr+Physiol%22%5BJournal%5D)">Anoxia tolerance in turtles: Metabolic regulation and gene expression.</a> Comp Biochem Physiol A-Mol Integr Physiol. 147 (2), 263-276 (2007).</li>
<li>Granda, A. M., Dearworth, J. R., Subramaniam, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balanced+interactions+in+ganglion-cell+receptive+fields%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Balanced interactions in ganglion-cell receptive fields.</a> Vis Neurosci. 16, 319-332 (1999).</li>
<li>Dearworth, J. R., Granda, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplied+functions+unify+shapes+of+ganglion-cell+receptive+fields+in+retina+of+turtle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis%22%5BJournal%5D)">Multiplied functions unify shapes of ganglion-cell receptive fields in retina of turtle.</a> J Vis. 2 (3), 204-217 (2002).</li>
<li>Nesbit, S. C., Van Hoof, A. G., Le, C. C., Dearworth Jr, J. R. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+recording+of+light+responses+from+optic+nerve+fibers+and+the+caudal+photoreceptor+in+the+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J+Undergrad+Neurosci+Educ%22%5BJournal%5D)">Extracellular recording of light responses from optic nerve fibers and the caudal photoreceptor in the crayfish.</a> J Undergrad Neurosci Educ. 14 (1), A29-A38 (2015).</li>
<li>McMahon, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+and+circulatory+compensation+to+hypoxia+in+crustaceans%5BTitle%5D)+AND+%22Resp+Phsiol%22%5BJournal%5D)">Respiratory and circulatory compensation to hypoxia in crustaceans.</a> Resp Phsiol. 128 (3), 349-364 (2001).</li>
<li>Leigh, R. J., Zee, D. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeigh%2C+RJ+%22The+neurology+of+eye+movements%22">The neurology of eye movements</a>. , 3rd edition, Oxford University Press. New York. (1999).</li>
<li>Robinson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+measuring+eye+movement+using+a+scleral+search+coil+in+a+magnetic+field%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A method of measuring eye movement using a scleral search coil in a magnetic field.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 10, 137-145 (1963).</li>
<li>Judge, S. J., Richmond, B. J., Chu, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+magnetic+search+coils+for+measurement+of+eye+position%3A+an+improved+method%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Res%22%5BJournal%5D)">Implantation of magnetic search coils for measurement of eye position: an improved method.</a> Vis Res. 20, 535-538 (1980).</li>
<li>Ong, J. K. Y., Halswanter, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+torsional+eye+movements+by+tracking+stable+iris+features%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Meth%22%5BJournal%5D)">Measuring torsional eye movements by tracking stable iris features.</a> J Neurosci Meth. 192, 261-267 (2010).</li>
<li>Kimmel, D. L., Mammo, D., Newsome, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+the+eye+non-invasively%3A+simultaneous+comparison+of+the+scleral+search+coil+and+optical+tracking+techniques+in+the+macaque+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Tracking the eye non-invasively: simultaneous comparison of the scleral search coil and optical tracking techniques in the macaque monkey.</a> Front Behav Neurosci. 6 (49), 1-17 (2012).</li>
<li>Otero-Millan, J., Roberts, D. C., Lasker, A., Zee, D. S., Kheradmand, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knowing+what+the+brain+is+seeing+in+three+dimensions%3A+A+novel%2C+noninvasive%2C+sensitive%2C+accurate%2C+and+low-noise+technique+for+measuring+ocular+torsion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis%22%5BJournal%5D)">Knowing what the brain is seeing in three dimensions: A novel, noninvasive, sensitive, accurate, and low-noise technique for measuring ocular torsion.</a> J Vis. 15 (14), 1-15 (2015).</li>
<li>Demski, L. S., Bauer, D. H. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1174932">Eye movements evoked by electrical stimulation of the brain in anesthetized fishes.</a> Brain Behav Evol. 11, 109-129 (1975).</li>
<li>Gioanni, H., Bennis, M., Sansonetti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+and+vestibular+reflexes+that+stabilize+gaze+in+the+chameleon%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Visual and vestibular reflexes that stabilize gaze in the chameleon.</a> Vis Neurosci. 10, 947-956 (1993).</li>
<li>Straka, H., Dieringer, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+organization+principles+of+the+VOR%3A+lessons+from+frogs%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobio%22%5BJournal%5D)">Basic organization principles of the VOR: lessons from frogs.</a> Prog Neurobio. 73 (4), 259-309 (2004).</li>
<li>Voss, J., Bischof, H. -J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eye+movements+of+laterally+eyed+birds+are+not+independent%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Eye movements of laterally eyed birds are not independent.</a> J Exp Biol. 212 (10), 1568-1575 (2009).</li>
<li>Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Independent+eye+movements+in+the+turtle%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Independent eye movements in the turtle.</a> Vis Neurosci. 5, 29-41 (1990).</li>
<li>Ariel, M., Rosenberg, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+synaptic+drugs+on+turtle+optokinetic+nystagmus+and+the+spike+responses+of+the+basal+optic+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Effects of synaptic drugs on turtle optokinetic nystagmus and the spike responses of the basal optic nucleus.</a> Vis Neurosci. 7, 431-440 (1991).</li>
<li>Balaban, C. D., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+%22beat-to-beat%22+interval+generator+for+optokinetic+nystagmus%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Cybern%22%5BJournal%5D)">A "beat-to-beat" interval generator for optokinetic nystagmus.</a> Biol Cybern. 66, 203-216 (1992).</li>
<li>Keifer, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/7908648">In vitro eye-blink reflex model: Role of excitatory amino acid receptors and labeling of network activity with sulforhodamine.</a> Exp Brain Res. 97, 239-253 (1993).</li>
<li>Keifer, J., Armstrong, K. E., Houk, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+classical+conditioning+of+abducens+nerve+discharge+in+turtles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">In vitro classical conditioning of abducens nerve discharge in turtles.</a> J Neurosci. 15, 5036-5048 (1995).</li>
<li>Rosenberg, A. F., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+optokinetic+eye+movements+in+turtles+that+incorporates+properties+of+retinal+slip+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A model for optokinetic eye movements in turtles that incorporates properties of retinal slip neurons.</a> Vis Neurosci. 13, 375-383 (1996).</li>
<li>Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open-loop+optokinetic+responses+of+the+turtle%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Res%22%5BJournal%5D)">Open-loop optokinetic responses of the turtle.</a> Vis Res. 37, 925-933 (1997).</li>
<li>Anderson, C. W., Keifer, J. <a target="_blank" href="http://psycnet.apa.org/record/1999-10774-001">Properties of conditioned abducens nerve responses in a highly reduced in vitro brainstem preparation from the turtle.</a> J Neurophysiol. 81, 1242-1250 (1999).</li>
<li>Keifer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+classical+conditioning+of+the+turtle+eyeblink+reflex%3A+Approaching+cellular+mechanisms+of+acquisition%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebell%22%5BJournal%5D)">In vitro classical conditioning of the turtle eyeblink reflex: Approaching cellular mechanisms of acquisition.</a> Cerebell. 2, 55-61 (2003).</li>
<li>Zhu, D., Keifer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathways+controlling+trigeminal+and+auditory+nerve-evoked+abducens+eyeblink+reflexes+in+pond+turtles%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Behav+Evol%22%5BJournal%5D)">Pathways controlling trigeminal and auditory nerve-evoked abducens eyeblink reflexes in pond turtles.</a> Brain Behav Evol. 64, 207-222 (2004).</li>
<li>Jones, M. S., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+unilateral+eighth+nerve+block+on+fictive+VOR+in+the+turtle%5BTitle%5D)+AND+%22Br+Res%22%5BJournal%5D)">The effects of unilateral eighth nerve block on fictive VOR in the turtle.</a> Br Res. 1094, 149-162 (2006).</li>
<li>Jones, M. S., Ariel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphology%2C+intrinsic+membrane+properties%2C+and+rotation-evoked+responses+of+trochlear+motoneurons+in+the+turtle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Morphology, intrinsic membrane properties, and rotation-evoked responses of trochlear motoneurons in the turtle.</a> J Neurophysiol. 99 (3), 1187-1200 (2008).</li>
<li>Krenz, J. G., Naylor, G. J. P., Shaffer, H. B., Janzen, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+phylogenetics+and+evolution+of+turtles%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Phylogenet+Evol%22%5BJournal%5D)">Molecular phylogenetics and evolution of turtles.</a> Mol Phylogenet Evol. 37 (1), 178-191 (2005).</li>
<li>Dearworth, J. R. Jr, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+trochlear+nerve+in+eye+abduction+and+frontal+vision+of+the+red-eared+slider+turtle+%28Trachemys+scripta+elegans%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neur%22%5BJournal%5D)">Role of the trochlear nerve in eye abduction and frontal vision of the red-eared slider turtle (Trachemys scripta elegans).</a> J Comp Neur. 52, 3464-3477 (2013).</li>
<li>Dearworth, J. R. Jr, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pupil+constriction+evoked+in+vitro+by+stimulation+of+the+oculomotor+nerve+in+the+turtle+%28Trachemys+scripta+elegans%29%5BTitle%5D)+AND+%22Vis+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Pupil constriction evoked in vitro by stimulation of the oculomotor nerve in the turtle (Trachemys scripta elegans).</a> Vis Neurosci. 26, 309-318 (2009).</li>
<li>Mead, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IFEL+TOUR%3A+a+description+of+the+introduction+to+FUN+electrophysiology+labs+workshop+at+Bowdoin+College%2C+July+27-30%2C+and+the+resultant+faculty+learning+community%5BTitle%5D)+AND+%22J+Undergrad+Neurosci+Educ%22%5BJournal%5D)">IFEL TOUR: a description of the introduction to FUN electrophysiology labs workshop at Bowdoin College, July 27-30, and the resultant faculty learning community.</a> J Undergrad Neurosci Educ. 5, A42-A48 (2007).</li>
<li>Jackson, D. C., Ultsch, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+of+hibernation+under+the+ice+by+turtles+and+frogs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Zool+A+Ecol+Genet+Physiol%22%5BJournal%5D)">Physiology of hibernation under the ice by turtles and frogs.</a> J Exp Zool A Ecol Genet Physiol. 313 (6), 311-327 (2010).</li>
<li>Romano, J. M., Dearworth, J. R. Jr <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/44149739">Pupil constriction evoked by stimulation of the ciliary nerve in the red-eared slider turtle (Trachemys scripta elegans).</a> J Penns Acad Sci. 85, 4-8 (2011).</li>
<li>Miller, J. M., Robins, D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1509700">Extraocular-muscle forces in alert monkey.</a> Vis Res. 32, 1099-1113 (1992).</li>
<li>Gamlin, P. D., Miller, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraocular+muscle+motor+units+characterized+by+spike-triggered+averaging+in+alert+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Meth%22%5BJournal%5D)">Extraocular muscle motor units characterized by spike-triggered averaging in alert monkey.</a> J Neurosci Meth. 204, 159-167 (2011).</li>
<li>Quaia, C., Ying, H. S., Optican, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Viscoelastic+properties+of+passive+eye+muscle+in+primates.+III%3A+Force+elicited+by+natural+elongations%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">The Viscoelastic properties of passive eye muscle in primates. III: Force elicited by natural elongations.</a> PLOS ONE. 5, A236-A254 (2010).</li>
<li>Anderson, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+primate+oculomotor+plant+revealed+by+effects+of+abducens+microstimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophys%22%5BJournal%5D)">Dynamics of primate oculomotor plant revealed by effects of abducens microstimulation.</a> J Neurophys. 101, 2907-2923 (2009).</li>
<li>Maxwell, J. H. Anesthesia and surgery. <a target="_blank" href="https://scholar.google.com/scholar_lookup?title=Anesthesia%20and%20surgery&author=JH.%20Maxwell&pages=125-152&publication_year=1979">Turtles: Perspective and Research</a>. Harless, M., Morlock, H. , Wiley. New York. 127-152 (1979).</li>
<li>AVMA Panel on Euthanasia. <a target="_blank" href="https://avmajournals.avma.org/doi/abs/10.2460/javma.2001.218.669">American Veterinary Medical Association.</a> J Am Vet Med Assoc. 218 (5), 669-696 (2001).</li>
<li>Clarke, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shaping+the+pupil%27s+response+to+light+in+the+hooded+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Br+Res%22%5BJournal%5D)">Shaping the pupil's response to light in the hooded rat.</a> Exp Br Res. 176, 641-651 (2007).</li>
<li>Bennett, R. A. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/20095160">A review of anesthesia and chemical restraint in reptiles.</a> J Zoo Wild Med. 22 (3), 282-303 (1991).</li>
<li>Bickler, P. E., Buck, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+Tolerance+in+Reptiles%2C+Amphibians%2C+and+Fishes%3A+Life+with+Variable+Oxygen+Availability%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Rev+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hypoxia Tolerance in Reptiles, Amphibians, and Fishes: Life with Variable Oxygen Availability.</a> Ann Rev Physiol. 69, 145-170 (2007).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Passos críticos:
Os passos críticos neste protocolo são os seguintes: 1) a dissecção e o cuidado de manter a viabilidade dos nervos necrosante; 2) a correspondência de tamanhos pelos eletrodos de sucção para os nervos cranianos para fornecer respostas consistentes; e 3) o posicionamento da cabeça no cardan para fornecer a calibração adequada das rotações do olho.
Solução de problemas:
A dissecação pode ser desafiador, mas depois de completá-la ...

Justificativa para o uso de tartarugas-de-orelha-vermelha Slider em experimentos eletrofisiológicos:
Red-eared slider tartarugas (Trachemys scripta elegans), são considerados um dos piores espécies invasoras1 do mundo e pode indicar que um ecossistema está em apuros. A razão por que as tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante são tão bem sucedidas é mal compreendida, mas pode ser em parte devido a sua fisiologia tolerante e posse dos tecidos nervosos que podem sobreviver sob condições de hipóxia,2,3,4 . Usá-los para experimentação não ameaçam seus números e com esforço mínimo, preparações eletrofisiológicas podem permanecer viáveis sobre durações estendidas, contanto que 18 horas5,6. O benefício é semelhante a vantagem de usar animais invertebrados como lagostas7, que também têm a capacidade de suportar níveis baixos de oxigênio8.
Técnicas para medir os movimentos oculares:
Abordagens para medir os movimentos oculares em animais frontal olhos usando primatas não-humanos têm sido bem desenvolvido9. O olho gira na órbita em torno de três eixos: horizontal, vertical e torção. O método de bobina de pesquisa magnética é geralmente considerado o mais confiável para a medição de rotações, mas é invasivo, exigindo pequenas bobinas para ser inserido nos scleras de animais10,11. Sistemas baseados em vídeo também podem medir rotações e tem a vantagem de ser não-invasivo. O desenvolvimento de melhores câmeras junto com processamento de imagem inovadoras melhoraram sua funcionalidade fazendo sistemas baseados em vídeo uma alternativa atraente para considerar12,13,14.
As técnicas desenvolvidas para medir os movimentos oculares em nonmammals foram muito menos significativas. Medidas são também baixa resolução ou descrevem apenas algumas das rotações15,16,17,18. A falta de desenvolvimento pode ser parcialmente culpada sobre a dificuldade de nonmammals de treinamento a seguir alvos visuais. Embora os movimentos oculares têm sido bem estudados em slider vermelho-eared tartarugas19,20,21,22,23,24,25 ,26,27,28,29,30, por causa do desafio em animais do treinamento para rastrear alvos, a precisa cinemática dos seus movimentos de olho é mal Entendido.
Tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante são geralmente consideradas vertebrados lateral de olhos, mas porque eles totalmente podem retrair suas cabeças em sua concha31, oclusão significativa dos campos visual laterais por carapaça ocorre32. O resultado é que sua linha de visada visual é forçada em direção à frente, tornando-os se comportar mais como mamíferos olhos frontais. Portanto, seu uso como um modelo para o desenvolvimento de abordagens para medir os movimentos oculares também oferece uma perspectiva evolutiva única.
O protocolo descrito neste trabalho utiliza uma preparação cabeça em vitro isolado para identificar a cinemática do movimento de olho em tartarugas-de-orelha-vermelha deslizante. Cérebros são dissecados de crânios deixando os nervos cranianos intacta. Cabeças são colocadas em um giroscópio para calibrar os movimentos oculares e evocar respostas pela estimulação elétrica dos nervos cranianos que inervam os músculos oculares. Medidas de rotações pelos olhos são feitas por um sistema baseado em vídeo, usando algoritmos de software, que acompanhar a pupila escura e as marcas da íris. A preparação fornece a oportunidade de medir cinemática de ambos extra-oculares (i.e., horizontal, vertical e torcional rotações)32 e intra-ocular (ou seja, alterações de aluno)33 movimentos.
Modelo de sistema para análise de caminhos neurais eferentes:
Em geral, a abordagem fornece os investigadores a oportunidade de estudar os sinais neurais eferentes como gerar movimentos oculares quando os músculos começam de seus Estados descontraídos e na ausência de informações sensoriais integradas processadas pelo cérebro32, 33. Portanto, a cinemática do olho pode ser examinada em um sistema modelo no qual são tratados exclusivamente por via neural eferente, deixando o cérebro e synapsing para os músculos.

<table><tbody><tr><td>Tartarugas-de-orelhas-vermelhas</td><td>Kons Scientific</td><td>Trachemys scripta elegans</td><td>Tamanho grande (comprimento da carapaça 15-20 cm)</td></tr><tr><td>Cloreto de sódio</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto</td><td>de potássio Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de magnésio</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>M7304</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sódio</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>C5767</td><td></td></tr><tr><td>Ácido clorídrico concentrado</td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>H7020</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto</td><td>de cálcio Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>C7902</td><td></td></tr><tr><td>Medidor de pH</td><td>Oakton</td><td>pH 6+</td><td></td></tr><tr><td>Eletrodo de estimulação de sucção</td><td>A-M Systems</td><td>573000</td><td>Eletrodo de sucção bipolar. Observe que 573000 foi substituído por 573050.</td></tr><tr><td>Vidro capilar</td><td>Sistemas A-M</td><td>626000</td><td>Vidro capilar de borossilicato de barril único sem microfilamento, comprimento 10 cm, diâmetro externo 1,0 mm, diâmetro interno 0,50 mm</td></tr><tr><td>Eletrodo de estimulação de sucção alternativo</td><td>A-M Systems</td><td>573050</td><td>Eletrodo de sucção bipolar. Requer vidro capilar de diâmetro maior: 627000, diâmetro externo 1,2 mm, diâmetro interno 0,68 mm</td></tr><tr><td>Estereoscópio</td><td>Lieca</td><td>GZ7</td><td>Faixa de ampliação, 10x - 70x</td></tr><tr><td>Fonte de luz de fibra óptica</td><td>Amscope</td><td>HL250-A</td><td>150W Microscópio de fibra óptica iluminador caixa de luz</td></tr><tr><td>Rongeurs</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>625654</td><td>aço inoxidável, mola reta, 5,25"</td></tr><tr><td>Sonda de dissecação sem corte</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>Sonda de</td><td>shopping 627405 Huber, sonda de ponta dupla e buscador, 6 "</td></tr><tr><td>Microtesoura</td><td>Carolina Biological Supply Company</td><td>623555</td><td>tesoura de microdissecação de íris, aço inoxidável, lâminas de 0,5", pinça fina de 4,75" de comprimento</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>F6521</td><td>Pinça de joalheiros, dumont No. 5, liga inox, pinça curva de 4,25"</td></tr> <tr><td></td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>Z168696</td><td>Ponta média, pinça curva, aço inoxidável,</td></tr> <tr><td>cabo de bisturi</td> de 4" <td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S2896</td><td>Cabos de bisturi, nº 3, lâmina de bisturi de aço inoxidável</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich Co. LLC.</td><td>S2771</td><td>Lâminas de bisturi, nº 11,</td></tr><tr><td>aço Guilhotina</td><td>Harvard Aparelho</td><td>73-1918</td><td>Guilhotina Kleine tipo 7575</td></tr><tr><td>Espátula</td><td>Sigma</td><td>Z648299</td><td>Conjunto de pesagem de micro colher e espátula. Use uma espátula pequena: 5,9" de comprimento x 0,07 " Diâmetro do punho com extremidade quadrada: 0,17 " x 1,3" longo, outra extremidade redonda: 0,17 " x 1,27" Gancho longo</td></tr><tr><td></td><td>Autozone</td><td>98069</td><td>Conjunto de gancho e palheta SureBilt. Use o moedor para embotar as pontas afiadas do gancho para evitar ferimentos na boca dos animais.</td></tr><tr><td>95/5% O2/CO2</td><td>Airgas, Inc.</td><td>X02OX95C2003102</td><td>Mistura de gás padrão certificada de oxigênio de equilíbrio de dióxido de carbono de 5%, tamanho 200 Cilindro, Regulador CGA-296</td></tr><tr><td></td><td>Airgas, Inc.</td><td>Y11244D296-AG</td><td>Regulador de cilindro analítico de latão de estágio único 0-100 psi CGA-296 com saída de agulha. Use a válvula de tubo de linha aérea ajustável de latão para ir de 3/8 ", diâmetro interno, tubo de vinil conectado ao regulador para uma conexão de linha aérea de 3/16 ", diâmetro interno, indo para airstone ou pipeta de pasteur de vidro.</td></tr><tr><td>Válvula de tubo de linha aérea ajustável</td><td>Doctors Foster e Smith</td><td>CD-12061</td><td>Válvula de latão</td></tr><tr><td>Mesa rígida</td><td>Desconhecido Desconhecido</td><td></td><td>Porta de autoclave colocada em cima de uma mesa robusta. Nove bolas de tênis de 5" de diâmetro isolam as vibrações da superfície superior da mesa.</td></tr><tr><td>Bola de tênis de 5"</td><td>Petco Animal Supplies, Inc.</td><td>712868</td><td>Bola de tênis Petco Jumbo Pet: as bolas não são cortadas e mantidas dentro de uma estrutura integrada na parte inferior da porta da autoclave.</td></tr><tr><td>Mesa alternativa de isolamento de vibração</td><td>Newport Corporation</td><td>INT1-36-6-N</td><td>Sistema de controle de vibração rígido, integridade 1: Dimensões da superfície, 3' x 6'Gimbal</td></tr> <tr><td></td><td>ISI, International Scientific Instruments, Inc.</td><td>Platina de SUPER III-A Scanning EM</td><td>Platina eucêntrica de 5 eixos: movimentos lineares X, Y e Z, &plusmn; 20 mm, precisão de 0,1 mm; Rotações verticais, &plusmn; 10&deg;, e horizontal, &plusmn; 12,5 graus, com 1,25 graus; precisão. Nota: do instrumento de desativação.</td></tr><tr><td>Mandril para gimbal</td><td>Desconhecido</td><td>Desconhecido</td><td>O mandril de um micrótomo antigo de fabricação desconhecida foi usinado para caber no eixo do suporte de amostra do estágio Scanning EM</td></tr><tr><td>Gimbal alternativo</td><td>ThorLabs, Inc.</td><td>GN2/M com MBT602/M</td><td>Goniômetro de eixo duplo (GN2/M) montado em estágio de microbloco de 3 eixos com ajustadores de parafuso de aperto manual (MBT602/M): projete um mandril para segurar a cabeça da tartaruga com o olho a 12,7 mm acima da superfície superior do goniômetro (distância até o ponto de rotação)</td></tr><tr><td>Sistema de rastreamento ocular baseado em vídeo</td><td>Arrington Research, Inc.</td><td>ViewPoint EyeTracker, PC-60</td><td>Método de rastreamento: Vídeo infravermelho por pupila escura; Câmera em preto e branco (Item BC02): 30 Hz, 640 x 480; Requisitos do sistema: Windows 2000, XP, 7, 8, 8.1, 10; Alcance visual: Horizontal +/- 44&deg;; vertical +/- 20&deg;; Precisão ~0.5&deg;; Resolução espacial ~0,15&deg;; Resolução do tamanho da pupila ~0,03 mm; Dados oculares: posição X, Y do olhar, altura e largura da pupila, torção, tempo delta, tempo total e regiões de interesse (ROI); Comunicação em tempo real (Item 0022): 4-Channel AnalogOut com oito canais de entrada TTL para marcar códigos no arquivo</td></tr><tr><td>de dados Base magnética multi-posição</td><td>Harbor Freight Tools</td><td>Pittsburg, item #5645</td><td>O suporte magnético atinge até 12" e produz 45 lbs. de tração magnética. Use para posicionar a câmera. Faça furos de rosca na extremidade da haste para montar câmeras.</td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>Kopf</td><td>900</td><td>Manipulação de 5 eixos para montagem de eletrodo de sucção: X, Y, Z curso linear, 2 eixos de rotação</td></tr><tr><td>Escopo de dissecção na lança</td><td>Lieca</td><td>GZ6</td><td>Faixa de ampliação, 6,7x - 40x</td></tr><tr><td>Estimulador de nervo/músculo</td><td>Astro-Med Grass Telefactor</td><td>Grass S88</td><td>Estimulador de tensão de pulso duplo: dois canais de saída que podem ser operados de forma independente ou sincronizados para gerar pulsos de tensão constante não isolados (10 mv a 150 V). Os pulsos podem ser únicos (10 &mu; seg a 10 seg), repetitivo (0,01 Hz a 1 KHz) e trens (1 ms a 10 s) e sincronizado com entradas e saídas TTL. Envie saídas TTL através dos canais de saída de um conector DB25 para os canais de entrada TTL do ViewPoint EyeTracker. Observação: O Telefator de Grama Astro-Med não está mais no mercado.</td></tr><tr><td>Dispositivo de isolamento de corrente</td><td>Astro-Med Grass Telefactor</td><td>PSIU6</td><td>Unidade de isolamento de estímulo de corrente: permite o fornecimento seguro de correntes constantes pelo S88 para a preparação. O PSIU6 se conecta por um cabo BNC a um dos canais de saída do S88. Os interruptores multiplicadores no PSIU6 permitem que o S88 gere uma ampla gama de amplitudes de corrente que variam de 0,1 e micro; A a 15 mA.</td></tr><tr><td>Estimulador alternativo de nervos/músculos com isolamento</td><td>A-M Systems</td><td>2100</td><td>Estimulador de pulso isolado: A unidade possui isolador embutido para produzir correntes constantes.</td></tr></tbody></table>

cinemática ocular medida na vitro estimulação dos nervos cranianos na tartaruga

Ocular Kinematics Measured by In Vitro Stimulation of the Cranial Nerves in the Turtle

Depois que os animais são sacrificados, os tecidos começam a morrer. Tartarugas oferecem uma vantagem por causa de um maior tempo de sobrevivência de seus tecidos, especialmente quando comparado com animais vertebrados de sangue quente. Por causa disso, experimentos em vitro em tartarugas podem ser executados por longos períodos de tempo para investigar os sinais neurais e controle de suas ações de alvo. Utilizando uma preparação de cabeça isolada, Nós medimos a cinemática dos movimentos oculares em tartarugas, e sua modulação por sinais elétricos transmitido por nervos cranianos. Depois que o cérebro foi removido do crânio, deixando os nervos cranianos intacto, a cabeça dissecada foi colocada em um giroscópio para calibrar os movimentos oculares. Eletrodos de vidro foram anexados aos nervos cranianos (oculomotor, troclear e abducente) e estimulados com correntes para evocar os movimentos oculares. Temos monitorado movimentos oculares com um vídeo infravermelho quantificadas rotações dos olhos e o sistema de rastreamento. Pulsos de corrente com uma gama de amplitudes, frequências, e durações de trem foram usadas para observar efeitos nas respostas. Porque a preparação é separada do cérebro, via eferente para alvos de músculo pode ser examinada isoladamente para investigar a sinalização neural na ausência de informação sensorial centralmente processada.

A Figura 1 mostra fotografias de imagens tiradas de um vídeo descrevendo a dissecação. Imagens fornecem lugares típicos dos nervos antes da corte do cérebro.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56864/56864fig1.jpg"> Figura 1: Stills de imagens capturadas do vídeo da dissecação para mostrar a localização do nervo óptico (nII), nervo oculomotor (nIII), nervo troclear ...

Este protocolo descreve como usar uma em vitro isolado Tartaruga cabeça preparação para medir a cinemática dos seus movimentos do olho. Após a remoção do cérebro do crânio, nervos cranianos podem ser estimulados com correntes para quantificar as rotações do olho e alterações no tamanho da pupila.

Cinemática ocular medida na Vitro estimulação dos nervos cranianos na tartaruga

After animals are euthanized, their tissues begin to die. Turtles offer an advantage because of a longer survival time of their tissues, especially when ...

O objetivo geral deste protocolo eletrofisiológico é fornecer a capacidade de medir a cinemática dos movimentos oculares da tartaruga deslizante de orelhas vermelhas usando uma preparação de cabeça isolada in vitro. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo ocular-motor, como a evolução da visão nas tartarugas. A principal vantagem dessa técnica é que ela não requer treinamento de animais para rastrear alvos e usa um gimbal para calibrar seus movimentos oculares.Demonstrando essa técnica está Steven Nesbit, um estudante de graduação em meu laboratório. Comece com a cabeça da tartaruga em um prato de dissecação. Tenha uma solução de toque de tartaruga suficiente à mão para irrigar o tecido.Mantenha o tecido a quatro graus Celsius, colocando gelo ao redor da parte externa do prato. Coloque uma sonda de dissecção romba pela boca para facilitar o manuseio da cabeça. Em seguida, enquanto trabalha sob um microscópio de dissecação, corte a articulação que conecta o osso dentário ao crânio com o bisturi.Em seguida, use rongeurs para puxar a mandíbula inferior para longe do crânio. Em seguida, retire a pele e os músculos de suas inserções nas regiões dorsal e lateral do crânio. Depois de identificar a coluna vertebral na extremidade do cavum do crânio, dobre a coluna vertebral ventralmente para expor a medula espinhal e use uma microtesoura para cortar a medula espinhal.Use rongeurs para remover a coluna vertebral e outros tecidos do crânio, puxando caudalmente. Em seguida, faça dois cortes superficiais no crânio dorsal, começando no forame magno e retire cuidadosamente o crânio dorsal. Use uma micro tesoura para remover as meninges e expor o resto do cérebro.Remova meninges suficientes para permitir a identificação dos bulbos olfatórios na cavidade craniana anterior. Continue a irrigar o cérebro com solução de anel de tartaruga, conforme necessário. Em seguida, usou uma pinça curva para puxar suavemente o cérebro caudalmente e produzir uma leve tensão nos nervos cranianos.Corte e remova cuidadosamente os bulbos olfatórios e o cérebro com uma pinça curva. Em seguida, use uma microtesoura para empurrar suavemente o mesencéfalo em direção à linha média e expor os nervos cranianos. O nervo craniano três pode ser visto na frente do nervo craniano quatro.O diâmetro do nervo quatro é ligeiramente menor que o nervo três. Em seguida, corte o percurso esquerdo e direito do nervo óptico, ou nervo craniano dois. Corte os nervos três e quatro onde eles se ligam ao mesencéfalo.Repita isso do outro lado. Incline o tronco encefálico para um lado e observe o nervo craniano seis, o nervo abducente, emergindo da superfície ventral perto da junção da ponte e da medula. Corte o nervo craniano seis no lado esquerdo e direito.Remova as partes restantes do tronco cerebral da cabeça com uma pinça fina e uma microtesoura. Quando o crânio estiver vazio, examine o assoalho da cavidade craniana e identifique os nervos três, quatro e seis. Por fim, remova as pálpebras superiores e inferiores com pinças finas e microtesouras.Coloque a cabeça da tartaruga no mandril do cardan. Em seguida, use um pequeno nível de bolha para verificar se a superfície dorsal da cabeça está paralela ao horizonte. Posicione um dos olhos no centro das rotações horizontal e vertical do gimbal.Incline uma câmera infravermelha 45 graus acima da linha de visão do olho. O LED infravermelho deve estar na posição das 11 horas, ao olhar para a lente da câmera, para centralizar o LED ao longo do acesso óptico do olho. Ajuste a distância da câmera do olho para que a visão da câmera seja preenchida ao máximo pelo globo ocular.Certifique-se de que os cantos do olho estejam nas bordas da visualização horizontal. Foque a câmera para obter uma imagem nítida do olho. Em seguida, use os três graus de ajuste linear fornecidos com o gimbal para posicionar o olho no centro da câmera view.Detecte a pupila do duto definindo o limite e o contraste adequadamente usando o programa fornecido com o sistema de rastreamento ocular baseado em vídeo. Usando o mouse, clique no menu Vídeo e, em Modo, selecione Alta precisão para capturar imagens a uma taxa de amostragem de 30 hertz, dando resolução de 640 pixels por 480 linhas. Além disso, em Vídeo, abra Tipo de pupila e selecione Pupila escura e Elipse, elipse girada, para o método de segmentação de pupila.Na janela EyeCamera, clique no ícone de ajuste da área de pesquisa da pupila. Use o mouse para arrastar um retângulo que limita uma área ao redor da pupila, evitando áreas escuras que possam ser confundidas com a pupila. Em seguida, na janela Controles, confirme se as caixas de AutoImagem e Rastreamento de Limite de Bloqueio Positivo estão marcadas.Clique em AutoThreshold para otimizar a densidade da digitalização, que será exibida como pontos verdes sobre a pupila escura. Calibre a exibição de vídeo do programa de rastreamento ocular baseado em vídeo para as rotações do gimbal e calibre a rotação de torção conforme descrito no texto. Coloque uma régua no mesmo plano focal da pupila e registre a largura da visão completa da câmera.Para posicionar os eletrodos, primeiro insira um eletrodo de referência de pino no tecido conjuntivo ou muscular remanescente na cabeça. Combine o tamanho do nervo a ser estimulado com uma ponta de vidro capilar polido a fogo e coloque a ponta de vidro no eletrodo de sucção. Encha o eletrodo de sucção com solução de campainha e ajuste o volume dentro da seringa para cerca de metade de sua capacidade.Certifique-se de que os nervos cranianos estejam claramente visíveis. Em seguida, enquanto olha através de um escopo de dissecção montado na lança, use o micromanipulador para mover cuidadosamente a ponta de vidro do eletrodo para uma posição acima da extremidade cortada do nervo selecionado e abaixo da superfície da solução de campainha que preenche o crânio. Puxe o êmbolo da seringa para trás.O vácuo atrairá o nervo para o final da ponta capilar. Conecte o eletrodo de sucção ao dispositivo de isolamento de corrente usando um cabo. Conecte o cabo do eletrodo de referência do pino à conexão de aterramento do dispositivo de isolamento.Use os mostradores e interruptores no estimulador e no dispositivo de isolamento para inserir os parâmetros de estimulação. Use uma faixa de correntes de um a 100 mircoamps, com frequência de 10 a 400 hertz. Use pulsos de um ou dois milissegundos em trens com duração de 100, 500, 1000 milissegundos.Para visualizar o tempo das aplicações atuais e sua influência nos movimentos oculares, clique no menu PenPlots. Selecione X Posição do olhar, Y Posição do olhar, Torção e Largura da pupila para mostrar os gráficos de dados brutos em tempo real x e y posições dos olhos, torção e largura da pupila. Além disso, selecione Segundos e Marcadores no menu PenPlots para mostrar o gráfico de tempo com marcas de escala, que aparecem em intervalos de um segundo.Para ajudar a acompanhar o tipo de correntes aplicadas, clique no menu do Windows e selecione DataPad. A janela KeyPad, DataMarker aparecerá. Clique na letra ou número para identificar os parâmetros das estimulações atuais que estão sendo entregues ao nervo e analise os dados conforme descrito no texto do protocolo.Este traço mostra o diâmetro médio da pupila de seis estímulos em uma preparação, as linhas tracejadas mostram o desvio padrão. A forma de onda retangular no eixo x denota o início e o deslocamento de um trem de 100 hertz de pulsos de milissegundo, com uma amplitude de 50 micro amperes. Este esboço mostra a orientação da linha da íris no olho antes da estimulação.Esta imagem mostra um quadro estático de um ensaio representativo antes da estimulação. Esta imagem mostra o olho durante a estimulação. Aqui, o olho é visto após a estimulação.Ao tentar este procedimento, é importante levar o seu tempo durante a dissecção para combinar o tamanho do eletrodo de sucção com cada nervo craniano e colocar a cabeça adequadamente no gimbal. Após esses procedimentos, outros métodos, como testar diferentes temperaturas ou aplicar agentes farmacológicos, incluindo analgésicos, podem ser realizados para responder a perguntas adicionais, como como esses fatores influenciam os movimentos oculares e a capacidade de sobrevivência do tecido nervoso.

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A remoção de olhos, também chamada de enucleação, fornece uma estratégia útil para estudar aspectos do visual, cross-modal, e plasticidade do desenvolvimento ao longo do sistema visual de mamíferos, uma vez que induz irreversível parcial (monocular) ou completo (binocular) a perda da visão. Aqui nós descrevemos um método altamente reprodutível e fácil de realizar in vivo enucleação.

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Um protocolo detalhado para a avaliação de leituras visuais e estruturais em roedores por coerência óptica tomografia computadorizada e optocinético resposta é apresentado. Os resultados fornecem informações valiosas para investigação oftalmológica, bem como neurológica.

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Um ensaio ex vivo da fatia permite que o conseqüência do nervo oculomotor seja imaged no tempo real. As fatias são geradas incorporando E 10.5 ISLMN: embriões de GFP no agarose, cortando em um vibratome, e crescendo em uma incubadora do estágio-parte superior. O papel das vias de orientação do AXON é avaliado pela adição de inibidores aos meios de cultura.

Cultura ex vivo oculomotor Slice de camundongos que expressam GFP embrionário para a imagem de lapso temporal do crescimento do nervo oculomotor

VisualEyes2020 (VE2020) é uma linguagem de script personalizada que apresenta, registra e sincroniza estímulos de movimento visual dos olhos. O VE2020 fornece estímulos para movimentos oculares conjugados (sacadas e perseguição suave), movimentos oculares desconjugados (vergência), acomodação e combinações de cada um. Dois programas de análise unificam o processamento de dados dos sistemas de rastreamento ocular e registro de acomodação.

Quantificação das respostas oculomotoras e acomodação através de instrumentação e caixas de ferramentas de análise

Descrevemos um protocolo padrão para quantificação do reflexo optocinético. Combina estimulação virtual de tambor e vídeo-oculografia, permitindo assim uma avaliação precisa da seletividade característica do comportamento e sua plasticidade adaptativa.

Quantificação da Seletividade Visual do Reflexo Optocinético em Camundongos

Descrevemos aqui o PyOKR, um método de análise quantitativa semiautomatizado que mede diretamente os movimentos oculares resultantes de respostas visuais ao movimento bidimensional da imagem. Uma interface de usuário baseada em Python e um algoritmo de análise permitem maior rendimento e medições quantitativas mais precisas dos parâmetros de rastreamento ocular do que os métodos anteriores.

PyOKR: um método semiautomatizado para quantificar a capacidade de rastreamento do reflexo optocinético

A metodologia explorou as contribuições visuais e vestibulares para a estabilização do olhar durante as rotações optocinéticas e de corpo inteiro. As estimulações foram realizadas por meio de ensaios visuais, vestibulares e visuovestibulares. O ganho de movimento torcional dos olhos e as frequências do nistagmo serviram como indicadores para a retransmissão subcortical de informações de movimento sensoriais específicas em direção à resposta reflexiva do tronco encefálico para cada tentativa.

Usando o rastreamento ocular para avaliar a importância relativa da entrada visual e vestibular para o processamento de movimento subcortical no plano de rolagem

Aprenda a medir a cinemática dos movimentos oculares em tartarugas usando preparação in vitro de cabeça isolada. Este método eletrofisiológico permite estimular nervos cranianos e quantificar rotações oculares sem necessidade de treinamento animal.

Cinemática ocular medida na Vitro estimulação dos nervos cranianos na tartaruga

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