Name: Implantação de enxertos vasculares Electrospun com estrutura otimizada em um modelo do rato (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Aprenda a implantar enxertos vasculares de PCL fabricados por electrospinning em aorta abdominal de ratos. Este método avalia a regeneração vascular in vivo com alta taxa de sobrevivência dos animais.

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Este trabalho foi apoiado financeiramente por projetos NSFC (81522023, 81530059, 91639113, 81772000, 81371699 e 81401534).

O uso de animais experimentais foi aprovado pela Animal experiências éticas Comitê de Nankai University e realizado em conformidade com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório.
1. fabricação de enxertos Electrospun PCL
Nota: Neste documento, uma técnica de eletrofiação foi utilizada para fabricar os enxertos vasculares.
<ol><li>Preparar soluções PCL de 25% em peso e 10% em peso, dissolvendo PCL em uma mistura de metanol e clorofórmio, respectivamente, (relação de volume de 1:5), à temperatura ambiente (RT) para 12 h.</li>
	<li>Carrega a solução PCL em uma seringa de vidro de 10 mL.</li>
	<li>Coloque a seringa com uma agulha 21-G.</li>
	<li>Coloca o mandril de aço inoxidável (2 mm de diâmetro, 25 cm de comprimento) sobre o instrumento de coleta.</li>
	<li>Para enxertos de fibra mais grossa, use a solução PCL de 25% em peso, a distância de trabalho de 17 cm da ponta da agulha para colecionador, taxa de fluxo de 8 mL/h e tensão de 11 kV como eletrofiação parâmetros. Para enxertos de diluente-fibra, use a solução PCL de 10% em peso, distância de trabalho de 20 cm da ponta da agulha para colecionador, uma taxa de fluxo de 2ml/h e a tensão de 18 kV como eletrofiação parâmetros.</li>
	<li>Certifique-se que os enxertos obtidos são colocados no vácuo durante a noite para remover o solvente residual. Esterilizar todos os instrumentos antes do procedimento e manter técnica asséptica durante todo.</li>
	<li>Antes da implantação, desinfecte os enxertos por imersão-los em 10 mL de etanol a 75% por 30 min e expô-los à luz UV durante a noite.</li>
	<li>Medições de tamanho da fibra e dos poros: calcular o diâmetro da fibra média usando software ImageJ baseado na digitalização de imagens de microscopia eletrônica de varredura (MEV).</li>
	<li>Teste mecânico de andaimes:<ol>
<li>Corte os andaimes tubulares em seções de 3 mm de comprimento, usando uma lâmina de barbear. Medir a espessura de andaimes usando um micrômetro.</li>
		<li>Coloque os andaimes tubulares em uma máquina de ensaio de tração com capacidade de carga de 100 N.</li>
		<li>Fixe os andaimes com uma distância de 1 mm grampo inter e puxar longitudinalmente a uma taxa de 10 mm/min até ruptura. Medir a resistência à tração e alongamento final na ruptura. Calcular o módulo de Young da região linear inicial (até 5% de tensão) da curva tensão-deformação.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. modelo de implantação do rato Aorta Abdominal
Nota: Todos os materiais e instrumentos utilizados na cirurgia são estéreis. Durante a cirurgia, certifique-se que o operador usa uma máscara de gaze e luvas estéreis para evitar infecções. Assegure que a temperatura é mantida a 27-30 ° C para manter a temperatura do corpo animal. Siga orientações IACUC locais sobre analgesia.
<ol><li>Use ratos Sprague Dawley masculinos pesando 240-270 g como destinatários da prótese vascular. Certifique-se do que rato tem jejuado 24 h antes da cirurgia. O objectivo dos ratos jejum por 24 h é vazio as fezes no trato intestinal suficientemente, assim, ampliam o horizonte do operador.</li>
	<li>Segure o pescoço costas do rato e mantenha sua cabeça para baixo, insira a agulha de springe na cavidade abdominal do abdômen inferior. Induzi o rato para anestesia com hidrato de cloral (330 mg/kg) por uma injeção intraperitoneal.</li>
	<li>Confirme anesthetization adequada, garantindo que o rato tem relaxado os músculos e respiração firme. Coloque o rato sob o microscópio de operação na posição supina.</li>
	<li>Aplica pomada de vaselina oftálmica veterinário sobre os olhos para evitar ressecamento enquanto sob anestesia. Administre a anticoagulação (100 UI/kg) com fisiológico heparinizado (50 UI/mL) por injeção de veia cauda antes da cirurgia.</li>
	<li>Raspar a pele na parede abdominal anterior usando uma lâmina de barbear e limpar a pele usando solução de iodo e de solução de álcool.</li>
	<li>Realizar uma incisão laparotomia com tesoura cirúrgica e certifique-se de que a incisão é cerca de 4-5 cm de comprimento e em seguida expor a cavidade abdominal.</li>
	<li>Retraia e enrole os intestinos com gaze umedecida com soro fisiológico, preferencialmente.</li>
	<li>A aorta abdominal disse cuidadosamente.</li>
	<li>Identificar e ligar todos os pequenos ramos usando suturas de nylon monofilamento 9-0.</li>
	<li>Fixar a seção isolada (até 1 cm de comprimento) da aorta usando duas pinças vasculares. A aorta pode permanecer preso por 20-30 min.</li>
	<li>Transecto a aorta abdominal entre duas pinças usando microtesoura para criar os sites anastomótica.</li>
	<li>Lave as duas extremidades da aorta com solução salina heparinizada (50 UI/mL) para remover o sangue residual.</li>
	<li>Descole a adventícia usando microtesoura.</li>
	<li>Anastomose do enxerto com diâmetro interno de 2 mm e 1 cm de comprimento para a aorta abdominal de ratos com um padrão de sutura em forma de oito usando suturas de nylon monofilamento 9-0.</li>
	<li>Em primeiro lugar, construir quatro anastomoses de acordo com a sequência de 3, 9, 12 e 06:00 posições no lado proximal e, em seguida, se anastomosam as bordas cortadas em 4 pontos entre duas suturas. Depois de terminar a sutura proximal, sutura do lado distal pelo mesmo método. Nota: Cada ponto é necessário para garantir que o lado nativo ligeiramente é incorporado no enxerto.</li>
	<li>Remova a braçadeira distal para permitir que o sangue flua do enxerto e, em seguida, remova a braçadeira proximal.</li>
	<li>Pressione as extremidades de sutura para parar o sangramento usando uma bola de algodão estéril ou uma pequena compressa de gaze. Pressione para cerca de 3 min, a hemostasia.</li>
	<li>Retorne os intestinos na cavidade abdominal.</li>
	<li>Lave a cavidade abdominal com soro fisiológico morno com gentamicina (320 U/mL).</li>
	<li>Cosa a parede abdominal usando uma sutura de Nylon 3-0 na camada de músculo e pele, respectivamente.</li>
	<li>Coloque o rato em uma gaiola limpa e seca e coloque uma almofada de aquecimento sob a gaiola para manter a temperatura do corpo animal; Então espere o rato para se recuperar da anestesia. Cuidar do animal até que ele recuperou a consciência suficiente para manter a prostração esternal.</li>
	<li>Depois de recuperar a consciência, coloque o rato em uma única gaiola com comida e água. Aplica iodo na ferida para prevenir a infecção após a cirurgia. Retorne o rato para a companhia de outros animais até que ele se recupere totalmente.</li>
	<li>Eutanásia em ratos de acordo com as normas institucionais em pontos de tempo predeterminado.</li>
</ol>

<ol><li>Coombs, K. E., Leonard, A. T., Rush, M. N., Santistevan, D. A., Hedberg-Dirk, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolated+effect+of+material+stiffness+on+valvular+interstitial+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Isolated effect of material stiffness on valvular interstitial cell differentiation.</a> J Biomed Mater Res A. 105 (1), 51-61 (2017).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sandwich+tubular+scaffold+derived+from+chitosan+for+blood+vessel+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">A sandwich tubular scaffold derived from chitosan for blood vessel tissue engineering.</a> J Biomed Mater Res A. 77 (2), 277-284 (2006).</li>
<li>Thottappillil, N., Nair, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaffolds+in+vascular+regeneration%3A+current+status%5BTitle%5D)+AND+%22Vasc+Health+Risk+Manag%22%5BJournal%5D)">Scaffolds in vascular regeneration: current status.</a> Vasc Health Risk Manag. 11, 79-91 (2015).</li>
<li>Pektok, E., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19029464">Degradation and healing characteristics of small-diameter poly (e-caprolactone) vascular grafts in the rat systemic arterial circulation.</a> Circulation. 118 (24), 2563-2570 (2008).</li>
<li>Innocente, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paclitaxel-eluting+biodegradable+synthetic+vascular+prostheses%3A+a+step+towards+reduction+of+neointima+formation%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Paclitaxel-eluting biodegradable synthetic vascular prostheses: a step towards reduction of neointima formation?</a> Circulation. 120 (11 Suppl), S37-S45 (2009).</li>
<li>de Valence, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+of+bilayered+vascular+grafts+for+surgical+applicability+and+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Advantages of bilayered vascular grafts for surgical applicability and tissue regeneration.</a> Acta Biomater. 8 (11), 3914-3920 (2012).</li>
<li>Assmann, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acceleration+of+autologous+in+vivo+recellularization+of+decellularized+aortic+conduits+by+fibronectin+surface+coating%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Acceleration of autologous in vivo recellularization of decellularized aortic conduits by fibronectin surface coating.</a> Biomaterials. 34 (25), 6015-6026 (2013).</li>
<li>Hasan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+scaffolds+for+tissue+engineering+of+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Electrospun scaffolds for tissue engineering of vascular grafts.</a> Acta Biomater. 10 (1), 11-25 (2014).</li>
<li>Baker, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+potential+to+improve+cell+infiltration+in+composite+fiber-aligned+electrospun+scaffolds+by+the+selective+removal+of+sacrificial+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The potential to improve cell infiltration in composite fiber-aligned electrospun scaffolds by the selective removal of sacrificial fibers.</a> Biomaterials. 29 (15), 2348-2358 (2008).</li>
<li>Wang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+macropores+in+electrospun+silk+fibroin+scaffolds+using+sacrificial+PEO-microparticles+to+enhance+cellular+infiltration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+A%22%5BJournal%5D)">Creation of macropores in electrospun silk fibroin scaffolds using sacrificial PEO-microparticles to enhance cellular infiltration.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part A. 101 (12), 3474-3481 (2013).</li>
<li>Lee, B. L. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+ablation+enhances+cell+infiltration+into+three-dimensional+electrospun+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser ablation enhances cell infiltration into three-dimensional electrospun scaffolds.</a> Acta Biomaterialia. 8 (7), 2648-2658 (2012).</li>
<li>Rnjak-Kovacina, J., Weiss, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+the+pore+size+of+electrospun+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Increasing the pore size of electrospun scaffolds.</a> Tissue Eng Part B Rev. 17 (5), 365-372 (2011).</li>
<li>Zhong, S., Zhang, Y., Lim, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+large+pores+in+electrospun+nanofibrous+scaffolds+for+cellular+infiltration%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Fabrication of large pores in electrospun nanofibrous scaffolds for cellular infiltration: a review.</a> Tissue Eng Part B Rev. 18 (2), 77-87 (2012).</li>
<li>Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+poly%28epsilon-caprolactone%29+microfiber+and+multilayer+nanofiber%2Fmicrofiber+scaffolds%3A+characterization+of+scaffolds+and+measurement+of+cellular+infiltration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration.</a> Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).</li>
<li>Rnjak-Kovacina, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tailoring+the+porosity+and+pore+size+of+electrospun+synthetic+human+elastin+scaffolds+for+dermal+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Tailoring the porosity and pore size of electrospun synthetic human elastin scaffolds for dermal tissue engineering.</a> Biomaterials. 32 (28), 6729-6736 (2011).</li>
<li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+thick+fibers+and+large+pores+of+electrospun+poly%28epsilon-caprolactone%29+vascular+grafts+on+macrophage+polarization+and+arterial+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(epsilon-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration.</a> Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).</li>
<li>Hutcheson, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genesis+and+growth+of+extracellular-vesicle-derived+microcalcification+in+atherosclerotic+plaques%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Mater%22%5BJournal%5D)">Genesis and growth of extracellular-vesicle-derived microcalcification in atherosclerotic plaques.</a> Nat Mater. 15 (3), 335-343 (2016).</li>
<li>Tara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Well-organized+neointima+of+large-pore+poly%28L-lactic+acid%29+vascular+graft+coated+with+poly%28L-lactic-co-epsilon-caprolactone%29+prevents+calcific+deposition+compared+to+small-pore+electrospun+poly%28L-lactic+acid%29+graft+in+a+mouse+aortic+implantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Well-organized neointima of large-pore poly(L-lactic acid) vascular graft coated with poly(L-lactic-co-epsilon-caprolactone) prevents calcific deposition compared to small-pore electrospun poly(L-lactic acid) graft in a mouse aortic implantation model.</a> Atherosclerosis. 237 (2), 684-691 (2014).</li>
</ol>

Os autores têm sem conflitos de interesses financeiros.

Infiltração de células é fundamental para a regeneração e remodelação do enxerto vascular na vivo16. Infiltração de célula limitada é muitas vezes relacionada com os poros relativamente pequenos do enxerto que dificultam a migração de células na parede da prótese. Para resolver esta dificuldade, desenvolvemos um método modificado para preparar enxertos vasculares de electrospun PCL com estrutura de poros grandes. No detalhe, o tamanho dos poros aumentou com o aumento da espessura da fibra...

Enxertos vasculares feitos de polímeros sintéticos são amplamente utilizados na clínica para o tratamento de doenças cardiovasculares (doenças cardiovasculares). Infelizmente, no caso de enxertos vasculares de pequeno diâmetro (D < 6mm) não há nenhuma produtos de sucesso disponíveis devido a baixa permeabilidade desencadeada pela velocidade do fluxo de sangue reduzido, que muitas vezes leva a trombose, hiperplasia da íntima e outros complicações1.
Engenharia de tecidos fornece uma estratégia alternativa para realizar a patência a longo prazo e homeostase baseado na reconstrução e regeneração vascular andaime-guiada. No detalhe, o enxerto vascular, como um modelo tridimensional, poderia fornecer suporte mecânico e orientação estrutural durante a regeneração do tecido vascular e influência funções celulares, incluindo a adesão celular, migração, proliferação, e secreção de matriz extracelular2. Até agora, vários polímeros sintéticos foram avaliados para aplicações em engenharia de tecido vascular. Entre estes polímeros, poly(ε-caprolactone) (PCL) tem sido intensamente pesquisada devido à célula boa compatibilidade e degradação lenta que variam de vários meses a dois anos3. Em um rato aorta modelo4,5,6, enxertos vasculares PCL, processados por eletrofiação exibiram excelente integridade estrutural e patência, invasão da célula, bem como continuamente aumentado e neovascularização na parede da prótese por até 6 meses. No entanto, remodela o tecido adverso, incluindo regressão de células e capilares e calcificação, também foram observados em momentos mais, acima de 18 meses.
Celularização da prótese vascular é um factor-chave determinando a regeneração do tecido e remodelando o7. Eletrofiação, como uma técnica versátil, tem sido amplamente empregada para a preparação de enxertos vasculares com estrutura fibrosa nano8. Infelizmente, a estrutura relativamente pequenos poros conduz frequentemente a infiltração de células insuficientes no enxerto vascular electrospun, que limita a regeneração do tecido subsequentes. Para resolver este problema, tem sido tentadas várias técnicas para aumentar o tamanho dos poros e porosidade total, incluindo o sal/polímero lixiviação9,10, modificação do aparelho coletor, pós-tratamento por radiação laser11 , etc. Na verdade, a estrutura dos enxertos de electrospun (incluindo o diâmetro da fibra, tamanho dos poros e porosidade) está intimamente relacionada com as condições de processamento de12,13. Durante eletrofiação, o diâmetro da fibra pode ser facilmente controlado alterando os parâmetros, tais como a concentração da solução de polímero, vazão, tensão, etc. 14 , 15, e portanto, o tamanho dos poros e porosidade foram aprimorados em conformidade.
Recentemente, informou um enxerto de electrospun PCL modificado com estrutura se (fibras com diâmetro de 5 a 7 µm e poros de 30-40 µm). Implantação in vivo , substituindo aorta abdominal de ratos mostrou alta taxa de patência, bem como a boa regeneração endotelização e músculo liso no pós-operatório de 3 meses16. Mais importante, não remodela o tecido adverso incluindo regressão calcificação e célula podia ser observada mesmo após um ano de implantação.

<table><tbody><tr><td>Pellets de poli (&epsilon; -caprolactona) (PCL) (M n = 80.000)</td> <td>Sigma</td><td>704067</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Tianjin Chemical Reagent Company</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Álcool</td><td>Tianjin Chemical Reagent Company</td><td>1083</td><td></td></tr><tr><td>Clorofórmio</td><td>Tianjin Chemical Reagent Company</td><td>A1007</td><td></td></tr><tr><td>Sacarose</td><td>Tianjin Fengchuan Empresa</td><td>2296</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16046</td><td></td></tr><tr><td>Ratos Sprague Dawley</td><td>Centro Animal de Laboratório da Academia de Ciências</td><td></td><td></td>Médicas Militares</tr><tr><td>Solução salina normal</td><td>Hebei Tiancheng Empresa</td><td></td><td></td>farmacêutica</tr><tr><td>Hidrato de cloral</td><td>Tianjin Ruijinte empresa química</td><td>2223</td><td></td></tr><tr><td>Injeção de heparina sódica</td> Empresa farmacêutica <td></td><td></td><td>Tianjin Biochem</td></tr><tr><td>Injeção de sulfato de gentamicina</td><td>Jiangsu Lianshui Pharmaceutical company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo primário anti-alfa-SMA de camundongo</td><td>Abcam</td><td>ab7817</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo primário anti-liso MYH de camundongo</td><td>Abcam ab683</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo policlonal de elastina de rato de coelho</td><td>Abcam ab23748</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo primário do fator anti-von Willebrand de coelho</td><td>Abcam</td><td>ab6994</td><td></td></tr><tr><td>IgG anti-camundongo de cabra (Alexa Fluor 488)</td><td>Invitrogen</td><td>ab150117</td><td></td></tr><tr><td>IgG anti-coelho de cabra (Alexa Fluor 488)</td><td>Invitrogen</td><td>ab150077</td><td></td></tr><tr><td>5% soro de cabra normal</td><td>Zhongshan Ponte dourada</td><td>ZLI9022</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxilina e eosina (H & E)</td> <td>Pequim leagene biotecnologia</td><td>DH0006</td><td></td></tr><tr><td>tricrômico de Masson</td><td>Pequim leagene biotecnologia</td><td>DC0032</td><td></td></tr><tr><td>Verhoeff-van Gieson (VVG)</td> <td>Pequim leagene biotecnologia</td><td>DC0059</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa</td><td>Pequim leagene biotecnologia</td><td>DS0003</td><td></td></tr><tr><td>Agulhas de suturas cirúrgicas com fio, 3-0 seda</td><td>Xangai Jinhuan empresa de suprimentos médicos</td><td>G3002b</td><td></td></tr><tr><td>Agulhas de suturas cirúrgicas com fio, 9-0 seda</td><td>Shanghai Jinhuan empresa de suprimentos médicos</td><td>H901</td><td></td></tr></tbody></table>

implantação de enxertos vasculares electrospun com estrutura otimizada em um modelo do rato

Implantation of Electrospun Vascular Grafts with Optimized Structure in a Rat Model

Aqui, apresentamos um protocolo para fabricar se enxerto vascular de PCL e descrever um protocolo de avaliação, usando um modelo do rato de substituição da aorta abdominal. Os enxertos vasculares electrospun muitas vezes possuem relativamente pequenos poros, que limitam a infiltração de células os enxertos e dificultam a regeneração e remodelação das artérias-neo. Neste estudo, enxertos vasculares PCL com fibras mais grossas (5-6 µm) e poros maiores (~ 30 µm) foram fabricados usando uma técnica de processamento modificado. O desempenho a longo prazo do enxerto foi avaliado pela implantação de um modelo de aorta abdominal de ratos. Análise de ultrassom mostrou que os enxertos permaneceram patentes sem aneurisma ou estenose ocorrendo mesmo após 12 meses da implantação. Estrutura se melhorou o crescimento celular e assim promovido o tecido regenerado em 3 meses. Mais importante, não havia nenhum sinal de remodelação adversos, tais como calcificação na parede do enxerto após 12 meses. Portanto, enxertos vasculares de electrospun PCL com modificados se processamento têm potenciais para ser um substituto de artéria para implantação de longo prazo.

Os enxertos PCL foram explantados em 3 meses e 12 meses de pós-operatório e analisaram por técnicas histológicas padronizadas de hematoxilina e eosina (H &amp; E), corante tricromo de Masson, Verhoeff-van Gieson (Wagner), Von Kossa e mancha para α-SMA, MYH, vWF e elastina. As imagens histológicas foram tiradas usando um microscópio na posição vertical, e as imagens de imunofluorescência foram tiradas usando um microscópio ﬂuorescence.
<p class="jove_content" fo:keep-together.within-pa...

Aqui, apresentamos um método eletrofiação modificado para fabricar enxertos vasculares PCL com fibras grossas e poros dilatados e descrever um protocolo para avaliar o desempenho na vivo em um modelo do rato de substituição da aorta abdominal.

Implantação de enxertos vasculares Electrospun com estrutura otimizada em um modelo do rato

Here, we present a protocol to fabricate macroporous PCL vascular graft and describe an evaluation protocol by using a rat model of abdominal aorta ...

O objetivo geral desta intervenção cirúrgica é transplantar um enxerto vascular eletrofiado em uma aorta abdominal de rato e avaliar o desempenho a longo prazo do enxerto. Este método foi estabelecido pelo professor Deling Kong e outros colegas do nosso grupo e pode ajudar a responder a questões-chave no estudo de enxertos vasculares eletrofiados, como o efeito da estrutura e das propriedades da superfície do enxerto na regeneração vascular. A principal vantagem dessa técnica é que ela possui boa repetibilidade e alta taxa de sobrevivência animal.Além disso, o modelo animal é fácil de manejar a baixo custo. Este trabalho será conduzido por nosso colega, Dr. Wang. Para começar, prepare a solução de polímero dissolvendo a policaprolactona em uma mistura de 1 a 5 de metanol e clorofórmio e mexendo em temperatura ambiente por 12 horas.Carregue a solução de polímero em uma seringa de vidro de 10 mililitros e equipe-a com uma agulha cega de calibre 21. Em seguida, coloque um mandril de aço inoxidável no instrumento de coleta e certifique-se de que esteja devidamente aterrado. Ajuste a distância de trabalho da ponta da agulha ao coletor para 17 centímetros para a solução de 25% de policap

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Aqui, descrevemos um procedimento de cirurgia cardíaca para implante de engenharia de tecidos na atrioventricular (AV)-groove de um rato Lewis adulto.

Implantação de engenharia de tecidos no coração de ratos

Para melhorar o nosso conhecimento da formação neotissue celular e molecular, um modelo murino da TEVG foi recentemente desenvolvida. Os enxertos foram implantados como infra-enxertos na veia cava de interposição em camundongos C57BL / 6. Este modelo consegue resultados semelhantes aos obtidos em nossa investigação clínica, mas ao longo de um curso de tempo muito reduzido.

Implantação de Veia Cava Inferior interposição de enxerto no Rato Modelo

Um protocolo de passo-a-passo para a colocação inter-posicional de engenharia de tecidos Vessels (TEVs) na artéria carótida de um carneiro usando anastomose end-to-end e avaliação digital em tempo real, in vivo até o sacrifício animal.

Técnica Cirúrgica para a Implantação de engenharia de tecidos enxertos vasculares e Subsequente<em&gt; In Vivo</em&gt; Monitoring

Aqui, apresentamos um protocolo para gerar engenharia de tecidos enxertos de vasos que são funcionais para enxerto em camundongos por semeadura dupla parcialmente célula-tronco pluripotentes induzidas (PPCPE) - derivados de células musculares lisas e PPCPE - células endoteliais derivadas em um biorreator descelulada navio andaime.

Geração e Alongamento das embarcações da engenharia de tecidos em um modelo de rato

Modelos animais são ferramentas importantes para a avaliação de enxertos de engenharia tecidual. Este trabalho apresenta o protocolo de preparação de um enxerto de polímero biodegradável eletrofiado para uso na engenharia de tecidos do ligamento cruzado anterior, bem como um protocolo cirúrgico para implantação em modelo de rato.

Atímica Rat Modelo de Avaliação da Engineered Ligamento Cruzado Anterior Enxertos

Descrevemos uma abordagem microcirúrgico para a geração de um circuito arteriovenoso (AV) como um modelo para analisar a vascularização in vivo num ambiente isolado e bem caracterizado. Este modelo não só é útil para a investigação de angiogênese, mas também é perfeitamente adaptado para a engenharia axial vascularizado e tecidos transplantáveis.

The Loop arteriovenosa (AV) em um modelo animal pequeno para estudar angiogénese e Engenharia de tecido vascularizado

Este vídeo demonstra um modelo para estudar o desenvolvimento de hiperplasia miointimal após cirurgia de interposição venosa em ratos.

Veia Interposição Modelo: Um modelo adequado para estudar Bypass Graft Perviedade

A reconstrução do esôfago é um procedimento desafiador, e o desenvolvimento de um esôfago projetado por tecido que permite a regeneração da mucosa esofágica e muscular e que pode ser implantado à medida que um enxerto artificial é necessário. Aqui, apresentamos nosso protocolo para gerar um esôfago artificial, incluindo fabricação de andaimes, cultivo de bioreatores e várias técnicas cirúrgicas.

Enxerto projetado por tecido para reconstrução circunferencial do Esôfago em Ratos

Este trabalho apresenta um modelo animal de fibrose induzida pela transição endotelial-mesenquimal, como visto em defeitos cardíacos congênitos, como estenose aórtica crítica ou síndrome do coração esquerdo hipoplásico, que permite a avaliação histológica detalhada do tecido, a identificação de vias de sinalização regulatórias e o teste de opções de tratamento.

Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Neonatal em Rato para Estudo da Transição Endotelial-Mesenquimal

Aqui, é apresentado um protocolo para o implante de um enxerto vascular de engenharia tecidual na artéria carótida de camundongo usando a técnica do manguito, fornecendo um modelo animal adequado para investigar os mecanismos de regeneração do tecido vascular.

Implante de enxerto vascular de engenharia de tecidos na artéria carótida de camundongo via técnica de manguito

Este estudo apresenta um modelo suíno para avaliação de enxertos de pequeno diâmetro em artérias femorais. O modelo imita a dinâmica vascular humana e avalia de forma abrangente a permeabilidade do enxerto, a hemodinâmica e a remodelação vascular. Ele oferece uma plataforma valiosa para testar enxertos vasculares e monitorá-los com ultrassom Doppler e angiografia.

Implante de enxerto vascular femoral em modelo suíno para teste de enxertos vasculares de pequeno diâmetro

Aprenda a implantar enxertos vasculares de PCL fabricados por electrospinning em aorta abdominal de ratos. Este método avalia a regeneração vascular in vivo com alta taxa de sobrevivência dos animais.

Implantação de enxertos vasculares Electrospun com estrutura otimizada em um modelo do rato

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