Name: Um isoinokosterone baseado no Receptor Singular Gene interruptor para deliberada expressão do Transgene com robustez, reversibilidade e insignificante Leakiness (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-07T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 21 s
Description: Aprenda a modular a expressão de transgenes usando o interruptor gênico pEUI(+) e tebufenozide em células HEK 293. Este método oferece controle preciso da ativação gênica com robustez e reversibilidade para estudos de biologia molecular.

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Os autores agradecer S-Y Choi (Universidade Nacional de Chonnam) comentários valiosos e leitura minuciosa de nosso manuscrito. Este trabalho foi financiado por um fundo de pesquisa da Universidade Nacional de Chungnam.

1. o Transgene Subcloning
<ol><li>Escolha um local de reconhecimento de enzima de restrição apropriada (ou sites) em MCS de pEUI(+) e subclone o gene de interesse na direção desejada (Figura 1). Nota: O ankyrin epítopo-tag EGFP ou bandeira repete domínio 13A (ANKRD13A) transgene foi subcloned no sítio de EcoRI do vetor pEUI(+) usando T4 DNA polimerase em uma sequência e ligadura-independente de clonagem método19.</li>
	<li>Linearizar o pEUI(+) com EcoRI durante 1 h a 37 ° C. Mix 50 ng / µ l de linearizada pEUI(+) com 40 ng / µ l de PCR amplificados EGFP ou ANKRD13A e reagir com T4 DNA polimerase (1 U) por 1 min à temperatura ambiente (RT) antes de incubação no gelo durante 10 min. adicionar 10 µ l da mistura diretamente a 100 µ l de reação DH10B células competentes para a transformação seguinte experimentam. Nota: Embora vários sites de reconhecimento da enzima de restrição foram adicionados para o MCS do pEUI(+) (figura 1B), recomendamos subcloning gene do alvo para o site da EcoRI, independente da ligadura clonagem tecnologia19,20.</li>
	<li>Verificar a inserção de sequenciação e depois purificar o DNA usando um kit de purificação de DNA que é apropriado para transfeccao.</li>
</ol>2. transientes do Transfection e tratamento Teb
<ol><li>Prepare quatro pratos cultura celular (60 mm de diâmetro) contendo recém passadas HEK293 células em 5 mL de meio da águia modificados de Dulbecco (DMEM) suplementadas com 5-10% de soro fetal bovino (FBS) e antibióticos (100 U/mL penicilina, estreptomicina 100 de µ g/mL). Daqui em diante, "meio de cultura celular" ou simplesmente "meio de cultura" representa o DMEM suplementado com FBS e antibióticos. Manter as células HEK293 a 37 ° C.</li>
	<li>Transfect 1 µ g de DNA purificado dentro das células HEK293 com densidade de 50-60% usando 3 µ l de reagente de transfeccao. Adicionar o reagente de Transfeccao para 200 µ l de diluente (DMEM sem FBS e antibióticos) que contém o DNA. Após a incubação da mistura reacional durante 30 min à RT, adicione a mistura de células HEK-293 sobre o prato de cultura. Usar dois pratos para transfeccao e deixar os outros dois não tratada como controles.</li>
	<li>Após 12-24 h de transfeccao, adicione Teb (concentrações finais, 0.2 - 10 µmol) para uma das amostras transfectadas e um dos controles não-transfectadas. Deixe as outras duas amostras não tratadas como controles experimentais. Nota: A solução estoque Teb (50mm dissolvido em Dimetilsulfóxido) pode ser diluída em meio de cultura celular, DMEM ou fosfato salino (PBS) a uma concentração adequada antes de adicionar a culturas de células de acordo com os parâmetros experimentais. No entanto, devido a baixa solubilidade de Teb em solução aquosa, evite preparar uma mistura de mestre com uma alta concentração de Teb no meio; em vez disso, substitua o meio de cultura de célula completa com meio fresco contendo Teb na concentração desejada.</li>
	<li>Cultivar as células Teb-tratados e não tratadas por 12-48 h a 37 ° C.</li>
	<li>Se usar o EGFP inserir, analise a expressão EGFP sob um microscópio fluorescente ( Figura 2). Caso contrário, colhem as células para um ensaio de immunoblotting.<ol>
<li>Para o ensaio de immunoblotting, enxágue as células duas vezes com PBS gelado e depois raspá-los com uma espátula de célula.</li>
		<li>Para empilhar as células, spin para baixo as colheitas em um tubo cônico de 15 mL a 21.000 x g por 2 min em 18-25 ° C (RT).</li>
		<li>Após descartar a PBS completamente, adicionar 0,5 mL do reagente de extração de proteínas de mamíferos gelada (M-PER), juntamente com o inibidor da protease (5 µ l de 100 x coquetel de inibidor de protease), para a pelota se as células são cultivadas em um prato de 60 mm.</li>
		<li>Ressuspender as células com várias rodadas de pipetagem e então incubar as células suspensas por 15 min a 18-25 ° C (RT).</li>
		<li>Girar a célula lisada a 21.000 x g durante 10 minutos a 4 ° C.</li>
		<li>Transferi o sobrenadante aquoso para um tubo de microcentrifugadora de 1,5 mL.</li>
		<li>Analise o sobrenadante por immunoblotting, seguintes protocolos padrão com anticorpos apropriados.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. geração de linhas de células HEK293 estável com integração Genomic do Gene Switch pEUI(+)
<ol><li>Transfect 5-10 µ g do pEUI(+) purificado com o transgene em células HEK293 confluente de 50-60% em uma placa de cultura de célula de diâmetro 90mm, usando 15-30 µ l de reagente de transfeccao. Adicionar o reagente de Transfeccao para 500 µ l de diluente (DMEM sem FBS e antibióticos) que contém o DNA. Após a incubação da mistura reacional durante 30 min à RT, adicione a mistura de células HEK-293 sobre o prato de cultura.</li>
	<li>Após o transfeccao, permitir que o transfectants a crescer e expressar os produtos de genes de resistência a puromicina em meio de cultura não-seletivo (sem puromicina) por 24-48 h a 37 ° C.</li>
	<li>Dissocia as células desde os pratos de cultura por tripsinização. Após descartar o meio de cultura, enxágue o transfectants com PBS pré-aquecido (37 ° C), adicionar 1 mL de ácido de 0,25% tripsina/ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) e incube por 1 min a 37 ° C. Após têmpera o tripsina/EDTA pela adição de meio de cultura previamente aquecido (10 mL, 37 ° C), colher as células com uma espátula de célula, seguida de centrifugação em um tubo cônico de 15 mL a 21.000 x g por 2 min 18-25 ° c.</li>
	<li>Ressuspender o transfectants em 50 mL de meio de cultura previamente aquecido (37 ° C) e 10 mL de células de transferência em pratos de cultura de células frescas de 90 mm. Cultura de células a 37 ° C até 50-60% confluência antes a puromicina (em geral, isso leva cerca de 24-48 h).</li>
	<li>Cultive a transfectants a 37 ° C em meio de cultura celular suplementado com 3 puromicina µ g/mL, por 3-4 semanas. Durante o período de seleção, altere o meio de cultura celular contendo puromicina (3 µ g/mL) a cada 2-3 dias para manter a pressão de seleção. Quando as células se tornam totalmente confluentes, dividi-los seguindo os procedimentos em etapas 3.3-3.4, com meio de cultura contendo puromicina. Descarte as células restantes do meio de cultura, se não necessária. Nota: As condições de seleção puromicina devem ser estabelecidas experimentalmente para tipos específicos de célula. Usamos 3 µ g/mL de puromicina em meio de cultura celular; Isso foi o suficiente para induzir a morte celular em HEK293 não transfectadas.</li>
	<li>Colher as células das colônias individuais, usando um cilindro de clonagem e siga as instruções do fabricante.<ol>
<li>Descarte o meio de cultura celular. Lave a placa duas vezes com pré-aquecido (37 ° C) PBS para remover células flutuantes.</li>
		<li>Usando uma pinça estéril, conjunto cilindro de clonagem sobre as colónias individuais.</li>
		<li>Adicione 0,2 mL de 0.35% tripsina/EDTA para cada cilindro.</li>
		<li>Incube o prato a 37 ° C por 1 min, até que as células são desanexadas e em seguida, adicione algumas gotas de meio de cultura previamente aquecido (37 ° C) para os cilindros.</li>
		<li>Transferi as células de cada cilindro individual aos poços de uma placa de 6, com 2 mL de meio de cultura e 1 µ g/mL de puromicina em cada poço. Nota: Quando as células se tornam confluentes, ampliar a cultura. Agora clone(s) pode ser estabelecida.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Manter os clones individuais em meio de cultura celular suplementado com 1 µ g/mL de puromicina.</li>
	<li>Valide as colônias individuais testando sua sensibilidade ao tratamento Teb (concentração final, 10 µM) por 24 h. teste a capacidade de resposta dos clones para o Teb, analisando o nível de expressão do transgene com immunoblotting. Selecione um clone desejado (ou clones). Cultive um Teb-tratados e uma amostra não tratada em meio de cultura para 12-48 h a 37 ° C antes de analisar o nível de indução do transgene. O nível de expressão do transgene pode ser medido através de immunoblotting, seguindo os procedimentos em etapas 2.5.1 - 2.5.7.</li>
</ol>4. depleção de Teb
<ol><li>Saciar os estímulos Teb, substituindo Teb contendo meio de cultura celular com meio Teb-livre. Nota: Recomenda-se substituir a mídia de crescimento sem primeiro repropagação as células em um prato de cultura nova. Teb residual aparece aferrar-se ao prato plástico e irá provocar uma expressão forte background do transgene. Antes repropagação as células numa placa de cultura nova, enxágue as células colhidas diversas vezes com meio de cultura ou PBS.<ol>
<li>Dissocia as células desde os pratos de cultura por tripsinização. Após descartar o Teb contendo meio de cultura, enxágue as células Teb-estimulada duas vezes com PBS pré-aquecido (37 ° C), adicionar 1 mL de 0,25% tripsina/EDTA e incubar durante 1 min a 37 ° C. Após têmpera o tripsina/EDTA adicionando pré-aquecido Teb-livre meio de cultura (10 mL, 37 ° C), colher as células com uma espátula de célula, seguida de centrifugação em um tubo cônico de 15 mL a 21.000 x g por 2 min 18-25 ° c.</li>
		<li>Ressuspender as células em 50 mL de meio cultura pré-aquecido Teb-free (37 ° C) e transferir 5ml das células para três pratos de cultura de células frescas de 60mm. Cultura de células a 37 ° C por 24, 48 e 72 h, respectivamente.</li>
		<li>As células em pontos diferentes do tempo da colheita e medir o nível de expressão do transgene usando immunoblotting. Nota: Nestas condições experimentais, a expressão do transgene tornou-se indetectável pós-cultura de aproximadamente 3 dias das células no meio cultural Teb-livre (Figura 3). O nível de expressão do transgene pode ser medido pelo immunoblotting, conforme etapas 2.5.1 - 2.5.7.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Temos sem conflitos de interesse relacionados a este relatório.

A principal desvantagem do uso de um interruptor de expressão do gene binário é a necessidade de entregar simultaneamente dois plasmídeos separados (motorista e efetoras) para a célula de destino. Isso pode levar a uma distribuição desigual de plasmídeos e resultam em uma resposta inconsistente do interruptor para o indutores1,2,3. Outra deficiência do sistema de dois vetores é que um mínimo de duas rodadas de seleção antibiótic...

Vários genes diferentes switches tem sido explorados por sua capacidade de regular precisamente a expressão do transgene em cultura de células e modelos animais, com diferentes graus de sucesso1,2,3. Sistemas de interruptor de gene potencial devem conhecer vários critérios rigorosos, incluindo: precisão direcional expressão do transgene, capacidade de resposta de dosagem e tempo-dependente para indutores, leakiness insignificante do promotor, reversibilidade do transgene ativação através da remoção de indutor e níveis de toxicidade do indutor toleráveis para linhas celulares e animais de laboratório a1,2,3. Indutores de várias pequenas moléculas têm sido explorados, incluindo tetraciclina4,5, rapamicina6,7,8, mifepristone9,10, e isoinokosterone11,12,13,14. Em geral, estes sistemas exigem pelo menos dois plasmídeos contendo duas ou três unidades discretas de expressão, um ou dois dos quais compõem um elemento regulatório (plasmídeo indutor) que vincula um indutor de pequenas moléculas para obter atividade transcricional; e outro plasmídeo (plasmídeo efetoras) contendo o transgene sob o controle de uma região de DNA reguladora que permite o acesso do elemento indutor-limite regulamentar. A principal desvantagem do sistema binário é que ele requer a introdução concomitante dos dois vetores (indutor e efetoras) na célula alvo. Em experimentos de expressão do transgene transitória, o transfection simultâneo de dois plasmídeos inevitavelmente produz uma população de células que isoladamente é transfectadas com o indutor ou o efetor, ou co transfectadas desigualmente. Além disso, o sistema binário requer pelo menos duas rodadas de seleção antibiótica para estabelecer linhas de célula estável, que é demorado e trabalhoso. Assim, combinar todos os componentes necessários para a expressão do transgene e regulamento em um único vetor seria o ideal para garantir a expressão concomitante de todos os elementos necessários em uma única célula e permitir a regulação da expressão do transgene através do tratamento com indutores de pequenas moléculas.
Para superar as deficiências do gene binário switches, recentemente desenvolvemos um interruptor de gene singular, usando uma Drosophila melanogaster gene Col-baseado sistema inducible15. Isoinokosterone Medeia a expressão genética quando se liga ao heterodímero Col/ultraspiracle (USP), que por sua vez induz a vinculação da colectânea de DNA dos elementos reguladores3,11. O receptor de vertebrados retinoide X (RXR), um ortholog de insecto USP, recrutas EcR para formar um ativador transcricional ativo16. Assim, a expressão orientada de um transgene em células de vertebrados ou tecido, o EcR e RXR devem ser co expressa simultaneamente antes de ser estimulado por isoinokosterone ou seus agonistas. Desde que o recurso heterodimérica dSwitch gene Col-baseado pode ser influenciado pela endógena RXR nível, Padidam et al. substituídos os domínios DNA EcR-vinculação e ativação com ligação de GAL4 DNA heteróloga, herpes simplex vírus proteína vmw65 domínios de ativação (VP16) fundiram-se ao domínio de ligação ligante EcR, que depois tornou-se insensível ao RXR endógena e formou um homodímero para ganhar a atividade transcricional17. O interruptor de gene Col-baseado foi melhorado através da construção de uma proteína quimérico composta por domínio de ativação VP16 mínimo combinado com GvEcR, que formou um homodímero e localizadas no citosol na ausência do agonista isoinokosterone, Teb16, 18. Por ligação a Teb, o GvEcR mudou sua localização subcellular do citosol para o núcleo de reconhecer um promotor híbrido composto de zebrafish E1b promotor mínimo combinado com um conjunto de dez repetidas sequências de ativação upstream (UASs) para iniciar o transcrição do gene alvo16.
Para simplificar o gene Col-baseado anteriormente relatado muda16,18, nós combinamos os recursos binários do sistema em um único vetor equipado com todos os elementos necessários para estimular expressão do transgene e então designado o vetor recém-gerado, pEUI(+) (número de adesão GenBank: KP123436, figura 1A)15. O efetor respondendo para o driver de GvEcR (doravante driver) consiste em dez em tandem UAS repete ao lado de um promotor de E1b mínimo seguido de um local de clonagem múltipla (MCS) com EcoRI, PmlI, NheI, BmtI, AfeI e AflII sequências de reconhecimento (figura 1B). Além disso facilitar a seleção de transfectadas cells, uma puromicina orientada por promotor de SV40 N-acetil-gene transferase (PAC) foi colocada entre as regiões de driver e efetoras para manter a linha celular estável (Figura 1).
Descreveremos um protocolo detalhado para a modulação transitória e estável da expressão do transgene usando pEUI(+). Além disso, nós fornecemos instruções detalhadas para o uso bem sucedido de Teb como um agonista isoinokosterone.

<table><tbody><tr><td>pEUI(+)</td><td>TransLab</td><td></td><td>A licença da patente foi transferida para a TransLab Inc.&nbsp;</td></tr><tr><td>Reagente de transfecção de efeito genético</td><td>TransLab</td><td>TLC-001</td><td></td></tr><tr><td>HEK293</td><td>ATCC</td><td>CRL-1573</td><td></td></tr><tr><td>Tebufenozida</td><td>Fluka</td><td>31652</td><td></td></tr><tr><td>Cilindro de clonagem</td><td>Sigma</td><td>CLS31668</td><td></td></tr><tr><td>Puromicina</td><td>Corning</td><td>58-58-2</td><td></td></tr><tr><td>Antibióticos</td><td>Gibco</td><td>15240-062</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina-EDTA</td><td>Welgene</td><td>LS015-01</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Welgene</td><td>LM001-05</td><td></td></tr><tr><td>Soro bovino fetal</td><td>Welgene</td><td>S001-01</td><td></td></tr><tr><td>Placa de cultura de células</td><td>SPL ciências da vida</td><td>11090</td><td></td></tr><tr><td>camundongo FLAG M2</td><td>Sigma</td><td>F3165</td><td></td></tr><tr><td>anticorpo anti-alfa tubulina</td><td>Calbiochem</td><td>CP06</td><td></td></tr><tr><td>Cilindro de clonagem</td><td>Sigma</td><td>CLS31668</td><td></td></tr><tr><td>NucleoBond Xtra Midi</td><td>Macherey-Nagel</td><td>740410.1</td><td></td></tr><tr><td>M-PER Reagente de Extração de Proteína de Mamíferos </td><td>Thermo Fisher</td><td>78505</td><td></td></tr><tr><td>100X Inibidor de Protease Cock. III</td><td>T& I</td><td>BPI-9200</td><td></td></tr></tbody></table>

um isoinokosterone baseado no receptor singular gene interruptor para deliberada expressão do transgene com robustez, reversibilidade e insignificante leakiness

An Ecdysone Receptor-based Singular Gene Switch for Deliberate Expression of Transgene with Robustness, Reversibility, and Negligible Leakiness

Controle preciso da expressão do transgene é desejável em estudos clínicos e biológicos. No entanto, porque o recurso binário de interruptores de gene empregado atualmente requer a transferência de duas unidades de expressão terapêutica simultaneamente em uma única célula, a aplicação prática do sistema de terapia genética é limitada. Para simplificar o sistema de expressão do transgene, geramos um interruptor de gene designado como pEUI(+), englobando um conjunto completo de módulos de expressão do transgene em um único vetor. Compreendendo o domínio GAL4 DNA-ligando e col modificado (GvEcR), um mínimo domínio de ativação VP16 fundido com um domínio de ligação a GAL4 DNA, bem como um receptor de isoinokosterone de Drosophila modificado (EcR), o interruptor do recém-desenvolvido gene singular é altamente responsivos à administração de um indutor químico de maneira tempo e dose-dependente. O vetor de pEUI(+) é uma ferramenta potencialmente poderosa para melhorar o controle da expressão do transgene em pesquisas biológicas e estudos pré-clínicos. Aqui, apresentamos um protocolo detalhado para a modulação de uma expressão do transgene transitória e estável usando vetor de pEUI(+) pelo tratamento de tebufenozide (Teb). Além disso, partilhamos diretrizes importantes para o uso de Teb como um indutor químico.

O interruptor de gene singular GvEcR-baseado é retratado na figura 1A. O vetor pEUI(+) foi otimizado para a expressão do transgene regulamentado pelo tratamento com Teb. A região de efetor de pEUI(+) inclui um 10xUAS e um E1b promotor mínimo seguido por um MCS contendo sites de reconhecimento de enzima de restrição EcoRI, PmlI, NheI, BmtI, AfeI e AflII. Um sinal de poli SV40 foi adicionado para trás os MCS (figura 1B). Um gene do...

Aqui, apresentamos um protocolo para a modulação da expressão do transgene usando pEUI(+) singular gene interruptor por tebufenozide tratamento.

Um isoinokosterone baseado no Receptor Singular Gene interruptor para deliberada expressão do Transgene com robustez, reversibilidade e insignificante Leakiness

Precise control of transgene expression is desirable in biological and clinical studies. However, because the binary feature of currently employed gene ...

O objetivo geral deste experimento é modular a expressão de transgenes pela administração do indutor químico tebufenozida. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da biologia celular e molecular, como quando você precisa estimular a expressão de um gene de interesse em um momento desejado com a força desejada. A principal vantagem desta técnica é que, ao combinar todos os elementos necessários para a expressão do transgene em um único vetor, a expressão do transgene pode ser estimulada pela administração do indutor químico tebufenozida.Após a subclonagem dos transgenes EGFP ou ANKRD13A de acordo com o protocolo de texto, prepare quatro placas de cultura de células contendo células HEK 293 recém-passadas em cinco mililitros de DMEM suplementado com cinco a 10% de FBS e antibióticos, que doravante serão referidos como meio de cultura. Mantenha as células a 37 graus Celsius. Quando as células atingirem 50 a 60% de densidade, adicione três microlitros de reagente de transfecção a 200 microlitros de diluente contendo o DNA.Depois de incubar a reação à temperatura ambiente por 30 minutos, adicione a mistura às células HEK 293. Use dois pratos para transfecção e deixe os outros dois sem tratamento como controles. Incube as células a 37 graus Celsius por 12 a 24 horas.Após a incubação, adicionar Teb a uma das amostras transfectadas e a um dos controlos não transfectados. Deixar as outras duas amostras sem tratamento como controlos experimentais. Incube as placas por 12 a 48 horas.Se estiver usando o inserto EGFP, analise a expressão do EGFP sob um microscópio fluorescente. Caso contrário, para colher as células para immunoblotting, use PBS gelado para enxaguar as células duas vezes. Em seguida, use um raspador de células para removê-los da placa e transfira-os para um tubo cônico de 15 mililitros.Em seguida, gire os tubos a 21.000 vezes g e 18 a 25 graus Celsius por dois minutos. Em seguida, depois de descartar o PBS, adicione 0,5 mililitros de reagente de extração de proteína de mamífero gelado, ou M-PER, e inibidor de protease ao pellet. Ressuspenda as células com várias rodadas de pipetagem.Em seguida, incube a suspensão celular a 18 a 25 graus Celsius e temperatura ambiente por 15 minutos. Gire o lisado celular a 21.000 vezes g e quatro graus Celsius por 10 minutos. Em seguida, transfira o sobrenadante aquoso para um novo tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitro e analise-o por immunoblotting com os anticorpos apropriados.Para extinguir os estímulos de Teb, remova o meio de cultura contendo Teb das células e use PBS pré-aquecido para enxaguar as células duas vezes. Em seguida, adicione um mililitro de 0,25% de tripsina / EDTA e incube as células a 37 graus Celsius por um minuto. Adicione 10 mililitros de meio de cultura pré-aquecido e sem Teb às células e use um raspador de células para colhê-las.Transfira as células para um tubo cônico de 15 mililitros. Em seguida, gire as células a 21.000 vezes g e 18 a 25 graus Celsius por dois minutos. Ressuspenda as células em 50 mililitros de meio de cultura pré-aquecido e sem Teb e transfira cinco mililitros das células para três placas de cultura de células frescas de 60 milímetros.Incube as células a 37 graus Celsius por 24, 48 e 72 horas, respectivamente. Finalmente, colha as células em diferentes pontos de tempo e meça os níveis de expressão do transgene usando immunoblotting. Neste experimento que avaliou a atividade e o vazamento de pEUI-plus-EGFP, os transfectantes de vetor simulado não apresentaram sinal fluorescente, independentemente do tratamento com Teb.No entanto, os transfectantes pEUI-plus-EGFP tornaram-se progressivamente sensibilizados à quantidade crescente de Teb. Mais importante, os transfectantes pEUI-plus-EGFP não tratados com Teb não provocaram nenhum sinal EGFP detectável. O ANKRD13A marcado com FLAG foi usado para validar ainda mais a capacidade de resposta do pEUI-plus ao Teb.Como mostrado neste western blot usando anticorpos anti-FLAG, as células HEK 293 transfectadas exibiram forte expressão de ANKRD13A após um tratamento de 24 horas com Teb. Além disso, a depleção de Teb demonstrou a reversibilidade da troca do gene pEUI-plus, pois ANKRD13A não era mais detectável em células cultivadas sem Teb. Uma vez dominada, essa técnica pode ser feita em uma hora se for executada corretamente.Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de realizar quase todo o experimento em condições livres de germes. Seguindo este procedimento, outros métodos, como o sistema Tet-On ou Tet-Off, podem ser aplicados para expressar diferencialmente dois transgenes distintos. Após seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores no campo da biologia celular explorarem a fisiologia molecular no nível celular.Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como usar o vetor de troca de genes pEUI-plus com o objetivo de induzir a expressão do transgene no momento desejado com a força desejada. Não se esqueça de que trabalhar com tebufenozida pode ser perigoso e precauções, como usar jaleco, devem sempre ser tomadas durante a realização deste procedimento.

an-ecdysone-receptor-based-singular-gene-switch-for-deliberate

Research

JoVE Journal

Genetics

Genética

Variação fenotípica para características podem resultar de mutações em cis-regulatórias elemento (CRE) seqüências que controlam os padrões de expressão gênica. Métodos derivados para uso em Drosophila melanogaster pode comparar quantitativamente os níveis de padrões espaciais e temporais de expressão genética mediada por variantes modificadas ou que ocorre naturalmente CRE.

Comparação quantitativa de Cis-Regulamentação elemento (CRE) Atividades em transgênicos Drosophila melanogaster</em

Fonte: Berens, C. et al. Aplicação de um sistema de expressão induzível para estudar a interferência dos fatores de virulência bacteriana com a sinalização intracelular. J. Vis. Exp. (2015)Este vídeo demonstra o uso de um sistema de expressão induzível para identificar onde a proteína efetora bacteriana CaeB interrompe a cascata apoptótica do hospedeiro. Ele descreve as etapas para transfectar células que expressam CaeB com um sistema responsivo à tetraciclina, a fim de induzir a expressão...

Transfecção de um sistema de expressão gênica induzível em células que expressam uma proteína efetora bacteriana

Este vídeo demonstra o sistema de expressão gênica da tetraciclina, ou Tet-On, em um modelo de camundongo. Na presença de doxiciclina, um derivado da tetraciclina, o sistema Tet-On que consiste na proteína transativadora reversa controlada por tetraciclina é ativado e expressa o gene de interesse.

Expressão gênica baseada em sistema regulável por tet-on induzível in vivo: um sistema de expressão gênica induzido por tetraciclina para ativação da transcrição do gene alvo em modelo de camundongo

Este protocolo descreve o procedimento experimental para a rápida construção de factores de transcrição artificiais (ATFs) com repórteres GFP cognatas e quantificação da capacidade ATFs para estimular a expressão de GFP por meio de citometria de fluxo.

Síntese rápida e Triagem de fatores de transcrição ativada quimicamente com jornalistas baseados em GFP

O método descrito aqui é usado para induzir a cascata de sinalização apoptótica em etapas definidas, a fim de dissecar a atividade de uma proteína efetora bacteriana antiapoptótica. Este método também pode ser usado para expressão induzível de proteínas pró-apoptóticas ou tóxicas, ou para dissecar interferência com outras vias de sinalização.

Aplicando um sistema de expressão induzível para estudar interferência de fatores de virulência bacteriana com Sinalização Intracelular

Estudar canais iônicos através de um sistema heterólogo expressar tornou-se uma técnica nuclear em pesquisa biomédica. Neste texto, apresentamos um método eficiente tempo para conseguir uma expressão de canal iónico com força controlada através da realização de transfecção transiente, sob o controlo de um promotor indutível.

Controlável Expressão Ion Canal através de transfecção transiente Induzível

Aqui, apresentamos um método para gerar sistemas de transcrição binário de tecido-específica em Drosophila , substituindo o primeiro exon codificação de genes com drivers de transcrição. O método baseado em CRISPR/Cas9 coloca uma sequência liberada sob o Regulamento endógena de um gene substituído e, consequentemente, facilita a expressão de transctivator exclusivamente em padrões spatiotemporal gene-específico.

Uma estratégia eficiente para gerar sistemas de transcrição binário de tecido-específica em Drosophila editando genoma

Aqui nós apresentamos um protocolo para desenvolver um sistema inducible negativo dominante, em que qualquer proteína pode ser condicionalmente inativada pela superexpressão reversivelmente uma versão mutante dominante negativo dele.

Inibição de proteína inducible e reversível dominante-negativo (DN)

Este protocolo descreve as etapas necessárias para gerar um modelo de sistema em que a transcrição de um gene endógeno de interesse pode ser condicionalmente controlada em animais vivos ou células usando reforçada ALC repressor e/ou sistemas de ativador de tet .

Na aplicação do sistema de controle remoto para a manipulação da expressão do Gene endógeno de vivo

O controle confiável das células mamíferas responsivas à luz requer a padronização dos métodos optogenéticos. Em direção a esse objetivo, este estudo descreve um pipeline de construção de circuitos genéticos, engenharia celular, operação de equipamentos optogenéticos e ensaios de verificação para padronizar o estudo da expressão genética induzida pela luz usando um circuito genético optogenético de feedback negativo como estudo de caso.

Engenharia confiável e controle de circuitos genéticos estáveis em células mamíferas

Este estudo descreve um método para experimentos de alto rendimento usando uma matriz de LED impressa em 3D para otimizar a expressão gênica induzível por luz em células HEK293T.

Otimização rápida de um sistema induzível por luz para controlar a expressão gênica de mamíferos

Aprenda a modular a expressão de transgenes usando o interruptor gênico pEUI(+) e tebufenozide em células HEK 293. Este método oferece controle preciso da ativação gênica com robustez e reversibilidade para estudos de biologia molecular.

Um isoinokosterone baseado no Receptor Singular Gene interruptor para deliberada expressão do Transgene com robustez, reversibilidade e insignificante Leakiness (Vídeo) | JoVE Journal

Um isoinokosterone baseado no Receptor Singular Gene interruptor para deliberada expressão do Transgene com robustez, reversibilidade e insignificante Leakiness

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