Name: A Perinatal asfixiado cordeiro modelo: Um modelo para a reanimação neonatal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-15T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Aprenda a reanimação neonatal em cordeiros asfixiados perinatais usando instrumentação invasiva para medir mudanças fisiológicas na transição fetal-neonatal. Este modelo auxilia no estudo da asfixia ao nascimento.

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Todos os protocolos foram aprovados pela institucional Cuidado Animal e Comissão de utilização (IACUC) pelo Búfalo State University of New York. Uma ilustração da metodologia retratando invasiva e não invasiva de monitorização é mostrada na Figura 1.
1. os animais
<ol><li>Uso de tempo-datado, febre Q soronegativa, grávidas as ovelhas (raça misturada-raça, Suffolk-Dorset-Katahdin) com cordeiros fetais em gestação 127-143 dias. Nota: A gestação de termo de ovelhas é 145 dias e 127 gestação cordeiros se comportam como prematuros extremos.</li>
</ol>2. pré-cirúrgica preparação
<ol><li>Reter comida o Ewe 12 h antes da cirurgia.</li>
	<li>Sedar a ovelha com diazepam de (IV) por via venosa (0,25-1,5 mg/kg) e cetamina (4 mg/kg).</li>
	<li>Guia da ovelha em prostração lateral para um carro de elevador.</li>
	<li>Mova a ovelha para prostração dorsal em uma mesa cirúrgica V-top.</li>
</ol>3. anestesia
Nota: Antes da cesariana, a ovelha é sedada com diazepam e cetamina e intubada seguido por inalação contínua de isoflurano (1 – 4%). Adequação da anestesia é monitorada pela avaliação dos reflexos de Tom e olho músculo juntamente com o monitoramento contínuo do nível de oxigênio do sangue com um oxímetro de pulso e o ritmo cardíaco. Durante a instrumentação, cordeiros estarão sob a influência da anestesia materna e também receberá anestesia local para sites de instrumentação.
<ol><li>
Entube a ovelha com um tubo endotraqueal de 10,0 mm algemado (ETT). Avance o ETT o vocal através de cabos de 1 a 2 cm além da braçadeira. Insuflar a braçadeira ETT e amarrar o ETT em torno da mandíbula a ovelha para fixá-lo no lugar.
	<ol>
<li>Quando a resposta palpebral está ausente, ajustar o isoflurano (2-3% é geralmente suficiente).</li>
		<li>Fornece respirações artificiais por ventilação mecânica convencional (CMV) com uma fração inspirada de oxigênio (FIO2) de 0,21. Conjunto do ventilador para fornecer o volume tidal de 10 a 15 mL/kg.</li>
		<li>Monitore a saturação da oxihemoglobina continuamente por um oxímetro colocado na língua de ovelha.</li>
		<li>Medir o end-tidal de dióxido de carbono (EtCO2) com um capnógrafo.</li>
		<li>Ajuste o FIO2 e CMV para manter a saturação da oxihemoglobina entre 90-97% e expirado CO2 entre 35-45 mm Hg, respectivamente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fixe os membros a ovelha para a mesa cirúrgica com cordas cirúrgicas.
	<ol>
<li>Ajuste a mesa de cirurgia para reverter a posição de Trendelenburg para aliviar a pressão sobre o feto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloca um tubo orogástrico para descomprimir e esvazie o conteúdo gástrico.</li>
	<li>Suplemento de soro (solução salina normal ou solução de lactato de Ringers) 10 mL/kg/h.</li>
	<li>Coloca uma sonda de temperatura retal para obter a temperatura do núcleo contínuo.</li>
</ol>4. cirurgia
Nota: A cesariana e fetais procedimentos são considerados cirurgias agudas em que os animais são sacrificados através da administração de sódio pentobarbital 100 mg/kg IV. As ovelhas são sacrificadas após a entrega dos cordeiros e os cordeiros são sacrificados após a conclusão dos experimentos. Eutanásia é confirmada por assistolia. Um método secundário de toracotomia bilateral ou perda de sangue também é empregado. Neste caso, a técnica asséptica não é praticada durante a cirurgia. O pessoal ainda precisa usar vestuário de protecção durante contato animal.
<ol><li>Raspe a lã do abdômen ventral.</li>
	<li>
Usar o cautério tornar-se uma incisão superficial abdominal de 15 – 18 cm sobre o linea alba para expor a fáscia.
	<ol>
<li>Crie uma pequena abertura para o abdômen, usando a pressão com um hemostat com ponta rombudo.</li>
		<li>Manter esta abertura enquanto desliza uma tesoura de ponta romba na parede abdominal.</li>
		<li>Use a tesoura para completar a incisão do linea alba.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Localize e exteriorize a cabeça do feto dentro do útero no abdômen.
	<ol>
<li>Segure a cabeça do feto com uma mão e use o cautério tornar-se uma incisão de 10 cm da parede uterina (sobre a fronte do cordeiro). Certifique-se para evitar qualquer cotilédones.</li>
		<li>Use pinça Babcock para fixar as camadas do útero e da placenta juntos nos quatro cantos opostos.</li>
		<li>Expor a cabeça do cordeiro através do útero e fora do abdômen a ovelha.</li>
		<li>Deixe a pinça Babcock deitado fora do abdome durante a cirurgia fetal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. fetal das vias respiratórias
<ol><li>
Entubar o parcialmente exposto fetal cordeiro com um 3.5-4.5 mm algemado ETT. Avança o ETT através das cordas vocais 1cm além da braçadeira.
	<ol>
<li>Insuflar a braçadeira e fixe o ETT, amarrando uma fita umbilical em volta do tubo e, em seguida, em torno da cabeça.</li>
		<li>Deixe o óleo excesso pulmonar fetal no ETT para drenar passivamente inclinando a cabeça para o lado. Isso simula a saída de líquido do pulmão durante o parto.</li>
		<li>Ocluir o ETT para evitar a troca de gás durante ofegante no período.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. pescoço navio instrumentação
<ol><li>
Raspar a lã e infiltrar-se 1 a 2 mL de cloridrato de bupivacaína subcutânea (0,25%) em todos os locais de incisão.
	<ol>
<li>Fazer duas incisões na pele de 3 cm em cada lado do pescoço (aproximadamente 6cm distal na cabeça) adjacente à traqueia. As incisões devem transversal do pescoço.</li>
		<li>Realize a incisão usando o cautério enquanto acampar a pele, para evitar lacerar o tecido profundo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Separe a fáscia usando pinça Kelly ou mosquito curvada.</li>
	<li>
Isole a veia jugular interna direita e artéria carótida comum direita.
	<ol>
<li>Lugar duas de 20 cm, 0 suturas de seda sob ambas as naves.</li>
		<li>Permita um espaço (proximal para distal) de 1 cm entre as suturas de seda.</li>
		<li>Levante suavemente cada sutura que é em torno do navio, superficialmente, para restringir o fluxo de sangue e fazer um corte transversal de 1-2 mm para o recipiente com uma tesoura cirúrgica de Iris.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Para a artéria carótida, inserir um cateter previamente corada (15-17 G) na artéria carótida direita caudalmente para o arco aórtico para monitorização da pressão de sangue e de amostra de sangue.
	<ol>
<li>Use a gravata proximal para ligate a artéria completamente.</li>
		<li>Repita as etapas 6.3.2 - 6.3.3.</li>
		<li>Introduza o cateter arterial carótido previamente corado e usar a sutura de seda distal para amarrar ao redor da artéria e o cateter com 3 nodos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Uso uma técnica semelhante, para inserir um cateter previamente corada (14 – 16 G) na veia jugular, repita os passos 6.3.2–6.3.3, avançar 7 – 10 cm caudalmente para descansar dentro da entrada torácica (no sentido do átrio direito). Isto é usado para administração de fluidos e medicamentos, bem como medições de pressão venosa.<ol>
<li>Verifique o cateter para desobstrução com soro fisiológico heparinizado e conclua o laço de sutura ao redor do navio e o cateter (com a sutura proximal só) usando 2 – 3 knots.</li>
		<li>Introduza o cateter segundo (14 – 16 G) aproximadamente 5 cm rostral para coletar sangue da circulação cerebral. Use o mesmo corte para a colocação de cateteres de ambos.</li>
		<li>Repita a etapa 6.5.1 no que tange à sutura distal e cateter e em seguida, amarre as suturas de seda em torno das linhas opostas do cateter para fixá-los no lugar para evitar a torção.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Estenda a incisão feita anteriormente em uma T-forma (1 a 2 cm) no lado esquerdo.
	<ol>
<li>Eleve a carótida esquerda usando hemostatos curvados abertos.</li>
		<li>Coloque uma 2mm perivascular fluxo-sonda ao redor do navio para medir o fluxo de sangue.</li>
		<li>Cobrir a fluxo-sonda com uma manga de polímero flexível de 1 cm para estabilizar a sonda em posição.</li>
		<li>Coloque a linha de cabo de fluxo-sonda para a incisão em forma de T, permitindo que o cabo executar em paralelo com o navio.</li>
		<li>Feche a incisão da pele. Amarre o cabo e em torno de um laço do cabo, para evitar restringir o fluxo se puxado.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. grande embarcação instrumentação
<ol><li>Extrair o feto cordeiro para expor o peito e cobrir a pele exposta com envoltório de polietileno para evitar a perda de calor.</li>
	<li>Coloque o cordeiro em prostração lateral direita.</li>
	<li>Posição do membro anterior esquerdo ao redor do pescoço para expor o local cirúrgico.</li>
	<li>
Infiltrar-se 3 mL de cloridrato de bupivacaína (0,25%) ao longo do espaço intercostal doth 4 e faça uma incisão de pele 6 cm usando o cautério.
	<ol>
<li>Cuidadosamente, perfuram o músculo intercostal com pinça curva romba, círculo sob a costela 3rd e sai entre o próximo espaço intercostal. Certifique-se para não machucar o pulmão ou coração.</li>
		<li>Abrir a pinça para um pre-pedaço de seda 0 e trazê-lo de cercar a costela.</li>
		<li>Repita os passos 7.4.1–7.4.2 para fixar a sutura sob 4th costela.</li>
		<li>Fixe os laços em torno de cada costela. Suavemente, puxe e inserir um cotonete no peito sob 4th espaço intercostal.</li>
		<li>Use o bastão aplicador para proteger o conteúdo do peito enquanto usar o cautério para abrir o espaço intercostal em 1 cm para uma abertura final de 6-8 cm. Certifique-se de que o pulmão não está preso os laços de costela.</li>
		<li>Coloque um propagador da costela no peito-abertura. Abrir o peito irá revelar os lóbulos superiores esquerdos do pulmão, a principal artéria pulmonar (PA) e a persistência do canal arterial.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Use 2 x 2 polegadas gazes para envolver o pulmão e empurre suavemente qualquer tecido exposto longe da área cirúrgica.
	<ol>
<li>Use um afastador pequeno manual para melhorar o campo de visão (se necessário).</li>
		<li>Lugar uma fita umbilical (1/4 de polegada de largura, 6 polegadas de comprimento) previamente embebido em âmnio ao redor dos grandes vasos. Imersão a fita umbilical diminui o atrito (e prejuízo) sobre as paredes dos vasos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usando fórceps, levantar o pericárdio e corte ao longo da artéria pulmonar principal, tomando cuidado para não cortar o nervo vagal. Use uma ansa para manter o átrio direito de interferir com um corte lateral do pericárdio ao longo do nervo vagal.</li>
	<li>
Usando a pinça Gemini, devagar a pinça do notch ductal/PA ao redor e por trás o PA esquerdo para "cercar" e emergir do outro lado de PA esquerdo. Muitos tecidos delicados executar no âmbito deste sector e proceder somente se não houver nenhuma resistência.
	<ol>
<li>Quando a ponta da pinça é observada, abra apenas longe o suficiente para agarrar uma extremidade da fita umbilical pré-umedecidos. Prenda com apenas 1 posição clicada no lugar. É possível que tecido circundante pode ser pego na pinça também, e se firmemente fixada que o tecido pode ser pego com a fita umbilical resultando em lesões no vaso.</li>
		<li>Suavemente de volta a pinça para puxar a fita para a posição. Isto serve para abrir um espaço para a sonda de fluxo e ajuda a direcionar a inserção das sondas fluxo (Figura 2). O cuidado de proteger o entalhe parte de qualquer embarcação é imperativo, pois esta é a parte mais frágil do tecido.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Coloque uma 4-6 mm perivascular fluxo-sonda suavemente levantando a fita umbilical e orientando a parte de metal (suporte em L) da sonda ao redor do navio ao longo da abertura estabelecida.
	<ol>
<li>Direto a fita para trás da sonda para ajudar o recipiente no lugar do assento e visualizar o fim do L-suporte, permitindo o fechamento deslizante para ser protegido.</li>
		<li>Certifique-se que o navio é > 75% do tamanho da ponta de prova para garantir um fluxo firme ajuste e precisão de medições.</li>
		<li>Cuidadosamente, corte a extremidade da fita umbilical perto da sonda e puxe delicadamente a outra extremidade para remover a fita da nave. A fita vai interferir com as medições se não forem removidos.</li>
		<li>Aplicar o gel de ultra-som e ajuste a posição da sonda e o cabo para melhorar a qualidade e a intensidade do sinal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita as etapas de 7,6 – 7.7.4 no que se refere à colocação de uma fluxo de perivascular-sonda ao redor do duto arterioso 6-8 mm.</li>
	<li>Remova qualquer gaze protetora de 2 x 2 no peito e permitir que o pulmão para re-posicionar.</li>
	<li>Coloque uma 2x2 Gaze nova ao redor de cada suporte de metal da sonda fluxo para proteger o pulmão.</li>
	<li>Feche o peito em camadas usando uma agulha cónica e sutura de monofilamento sintético 2.0. Prenda os cabos das sondas-fluxo para o exterior da pele com um loop usando uma agulha de corte e sutura seda 2.0.</li>
</ol>8. não-invasivo medição
<ol><li>Prenda de EKG na axila direita, axila esquerda e área inguinal direita (ECG de três). Saturação da oxihemoglobina arterial pré e pós ductal (SpO2) é monitorada com um oxímetro de pulso, colocado sobre o membro anterior direito e qualquer membro posterior, respectivamente. Fixe um monitor espectroscópio infravermelho próximo (NIR) sobre a testa com um molho opaco e suturas.</li>
</ol>9. coleta de dados
<ol><li>Coletar e registrar dados utilizando um software de aquisição de dados. A Figura 1 ilustra os parâmetros não-invasiva e invasivos, incluindo: pressão de sangue venoso central e arterial, fluxo de carótida, esquerdo sangue arterial pulmonar e ductal esquerdo comum, ECG, SpO2, NIRS, ETCO2. Nota: A configuração de software e equipamento para coleta de dados pode variar e está além do escopo deste artigo.</li>
</ol>10. protocolo experimental
<ol><li>Occlude e cortar o cordão umbilical e mover o cordeiro do abdome materno para um aquecedor radiante.</li>
	<li>Durante o período no, inserir um cateter umbilical venoso para administração de epinefrina (0,01-0,03 mg/kg IV, por recomendações de NRP).</li>
	<li>Inserir um cateter arterial umbilical para coletar pós ductal gasometria arterial.</li>
	<li>Monitore o cordeiro para assistolia iminente, que pode ser definida como a ausência de fluxo da carótida detectado e pressão.</li>
	<li>Certifique-se de que o pessoal adequado está disponível e escreve cada pessoa as seguintes tarefas: (1) gerenciar a ventilação e a via aérea (2) realizar compressões torácicas, (3) administrar a medicação, (4) tirar amostras de sangue, (5) o código sem chumbo.</li>
	<li>Começa ressuscitação, fornecendo a ventilação de pressão positiva (PPV) com uma peça em T resuscitator sob pressões de 35/5 cm H2o O. iniciar o temporizador de 20 min para protocolo de ressuscitação experimental.</li>
	<li>
Após 30 s de ventilação, iniciar as compressões torácicas, colocando o polegar e os dedos de uma mão em lados opostos do peito.
	<ol>
<li>Fornece as compressões torácicas apertando os dedos e o polegar juntos a uma profundidade de aproximadamente 1/3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Administre epinefrina em intervalos de 3 min.</li>
	<li>Prosseguir os esforços de ressuscitação até o retorno da circulação espontânea ou até 20 min.</li>
	<li>No retorno de circulação espontânea, contínuos fluidos IV (5 cc/kg/hr) e fentanil (0,5-2,0 mcg/kg/hr; tituladas para o efeito), são dadas através do cateter venoso jugular estabelecido anteriormente. Após o período de reanimação de 20 min, o animal é sacrificado. Se os cordeiros não alcançar ROSC por 20 min, proceda com a eutanásia.</li>
</ol>

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</ol>

Os autores têm sem conflitos de interesse, para declarar

O modelo de cordeiro é comparável em tamanho ao recém-nascidos humanos e permite fácil instrumentação medir as variáveis hemodinâmicas invasivas. O modelo de cordeiro do feto/recém-nascido tem sido uma ferramenta de pesquisa inestimável que ricamente contribuiu para a compreensão da circulação de transição, bem como a fisiologia de cardiovascular e pulmonar do recém-nascido. Vários modelos experimentais de cordeiro se estabeleceram ao longo dos anos para estudar estratégias de ventilação ideal em prematuros cordeiros<sup...

Asfixia perinatal ocorre em aproximadamente 4 por 1.000 nascidos de termo nos Estados Unidos e é responsável por aproximadamente 25% dos 4 milhões de mortes neonatais no mundo1,2. Durante todo o desenvolvimento natural do feto, várias adaptações devem ocorrer durante o parto e no nascimento para permitir uma transição suave para o ambiente extra-uterina do intraquando os pulmões assumem o papel da placenta como órgão de trocas gasosas. Qualquer falha do recém-nascido a transição adequada ao nascimento mais compromete os esforços de ressuscitação. Instâncias quando afastamento pulmonar fetal é incompleto ou atrasado3,4e as circunstâncias que resultam em um impacto de5 persistente alta resistência vascular pulmonar (PVR) a eficácia da ventilação, que continua a ser o mais importante intervenção na reanimação do recém-nascido asfixiado6. Além disso, a imediata fixação do cordão umbilical e remoção da placenta baixa resistência pode levar a mudanças abruptas no débito cardíaco que podem causar disfunção miocárdica7,8.
Devido à necessidade frequente para ressuscitação agressiva (necessidade de compressões torácicas e/ou administração de epinefrina)1,9, há uma falta de evidência forte de grandes ensaios clínicos randomizados para suportar a corrente diretrizes do programa (NRP) de reanimação neonatal. Muitos estudos de pesquisa translacional em reanimação neonatal são realizados utilizando modelos animais pós-natal (particularmente leitões) que deixam de retratar adequadamente a transição circulação fetal e pulmões cheios de líquido inerentes ao recém-nascido na entrega quarto. Tendo em conta os desafios relacionados a transição da circulação fetal para a circulação neonatal, o modelo de cordeiro fetal perinatal asfixiado cardíaca é ideal para estudar a fisiologia de ressuscitação neonatal.
Os estudos por Joseph Barcroft sobre fetal cordeiros, já desde a década de 1930, lançou as bases para a fisiologia fetal e neonatal10. Na segunda metade doséculo 20 , modelos de cordeiro de experiências inovadoras e meticulosas de Geoffrey Dawes na fetal, e mais tarde aqueles por Abraham Rudolph tremendamente contribuíram para o conhecimento da fisiologia cardiovascular e pulmonar no feto 11 , 12. nos últimos anos, estudos sobre modelos de cordeiro fetal/neonatal proporcionaram uma melhor compreensão do impacto da ventilação na hemodinâmica13,14, os efeitos de oxigenação no PVR15,16, bem como as alterações circulatórias que ocorrem durante o cordão de aperto7,17. Finalmente, no ano passado, o cordeiro recém-nascido tem servido como um novo modelo para estudar os efeitos hemodinâmicos durante a reanimação18,19,20. Uma narrativa passo a passo do que está envolvida na condução de um experimento de cordeiro, bem como uma descrição detalhada da instrumentações cirúrgicas e será apresentada a metodologia experimental.

<table><tbody><tr><td>Pinça Babcock</td><td>Miltex</td><td>16-44</td><td></td></tr><tr><td>Transdutor de pressão arterial</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Usado com cúpulas de diafragma cheias de solução salina</td></tr><tr><td>Tesoura de ponta romba</td><td>Miltex</td><td>98SCS50-56</td><td></td></tr><tr><td>Capnógrafo</td><td>Philips</td><td>7900</td><td>Usado com sensores de fluxo neonatal</td></tr><tr><td>Lápis de cauterização</td><td>Valley Lab</td><td>287879</td><td></td></tr><tr><td>Unidade de cauterização</td><td>Valley Lab</td><td>SSE2K</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps curvo</td><td>Everost</td><td>711714</td><td></td></tr><tr><td>Software de aquisição de dados</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td></td><td></td>ACK100W</tr><tr><td>EKG</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td></td><td></td>ECG100C</tr><tr><td>Tubo endotraqueal - modulador</td><td>de fluxo Rusch</td><td>111780035</td><td></td>com punho</tr><tr><td></td><td>Transonic Systems Inc.&nbsp;</td><td>Sonda de fluxo T403</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Transonic Systems Inc.&nbsp;</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td></td></tr><tr><td>Tubo gástrico</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0106LE</td><td>Para descomprimir e drenar o estômago de ovelha</td></tr><tr><td>Máquina de cortar cabelo</td><td>Andis Company</td><td>65340</td><td>&nbsp;# 40 Lâmina de aparador</td></tr><tr><td>Aquecedor radiante infantil</td><td>GE healthcare</td><td>7810</td><td></td></tr><tr><td>Cateteres intravenosos</td><td>Becton Dickinson</td><td>381234</td><td></td></tr><tr><td>Iris tesoura cirúrgica</td><td>Patterson</td><td>510585</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Foreceps</td><td>Patterson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>510535 Pinça de Mosquito</td><td>RICA Surgical Products INC</td><td>1-74</td><td></td></tr><tr><td>Espectroscopia de infravermelho próximo</td><td>Nonin Medical Inc.&nbsp;</td><td>X-100M</td><td>Sensmart Equanox & Sensor PureSAT</td></tr><tr><td>RSO2 Nonin</td><td>Medical Inc.&nbsp;</td><td>8004CB-NA</td><td>Neonatal&nbsp;</td></tr><tr><td>Cabo e lâmina de bisturi</td><td>Everost</td><td>707203</td><td></td></tr><tr><td>Suturas -seda 2-0</td><td>Covidien</td><td>SS-695</td><td>Usado para amarrar cateteres a vasos</td></tr><tr><td>Suturas -vicryl&nbsp; 2-0</td><td>Ethicon</td><td>J269H</td><td>Usado para fechar toracotomia&nbsp;</td></tr><tr><td>Ressuscitador em T</td><td>Neo-Tee</td><td>MCM1050812</td><td></td></tr><tr><td>Laços umbilicais</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td></td><td></td>J0025UA</tr><tr><td>Retrator Weitlander</td><td>Miltex</td><td>11-625</td><td></td></tr></tbody></table>

a perinatal asfixiado cordeiro modelo: um modelo para a reanimação neonatal

The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Asfixia do nascimento responde por quase 1 milhão de mortes no mundo anualmente e é uma das principais causas de mortalidade e morbidade neonatal precoce. Muitos aspectos das atuais orientações reanimação neonatal permanecem controversos, dadas as dificuldades na realização de ensaios clínicos randomizados devido a frequentes e muitas vezes imprevisível precisa de ressuscitação extensa. A maioria dos estudos sobre reanimação neonatal derivam de modelos de manequim que não reflectem verdadeiramente alterações fisiológicas ou modelos Leitão que tiver desmarcado seu fluido do pulmão e que tenham concluído a transição do feto para a circulação neonatal. O presente protocolo fornece uma descrição detalhada passo a passo sobre como criar um modelo de cordeiro fetal asfixiado perinatal. O modelo proposto tem uma circulação de transição e os pulmões cheios de líquido, que imita a recém-nascidos humanos após o parto e é, portanto, um excelente modelo animal para estudar a fisiologia do recém-nascido. Uma limitação importante para experimentos de cordeiro é o maior custo associado.

Após instrumentação dos cordeiros fetais, variáveis hemodinâmicas podem ser gravada (Figura 3 e Figura 4), em seguida, analisaram e interpretados (Figura 5). Podem ser colhidas amostras de sangue frequentes, e a Figura 6 mostra o pH e PaCO2 dados de um dos experimentos. Ocasionalmente, cateteres ou sondas de fluxo podem avariar ou ter desalojadas e dados, port...

Instrumentação invasiva do cordeiro fetal fornece medições precisas de fisiológicas da circulação transição em um modelo que imita pròxima o bebê recém nascido.

A Perinatal asfixiado cordeiro modelo: Um modelo para a reanimação neonatal

Birth asphyxia accounts for nearly one million deaths worldwide each year, and is one of the primary causes of early neonatal morbidity and mortality. ...

Este modelo pode ajudar a responder a questões-chave no campo da ressuscitação neonatal e asfixia no nascimento. A principal vantagem deste modelo é que podemos estudar com precisão as mudanças fisiológicas durante a transição fetal para neonatal com nossa instrumentação conhecida. As implicações dessa técnica se estendem à terapia da asfixia ao nascer, bem como à encefalopatia hipóxico-isquêmica.Pesquisadores novos neste método podem ter dificuldades porque há muitas etapas projetadas especificamente para esta espécie e nosso objetivo instrumentacional pretendido. A demonstração visual desse método é fundamental, pois é necessário cuidado especial para a colocação das sondas de fluxo pulmonar e ductal durante o procedimento de tórax aberto. Para realizar a cesariana, use cauterização para fazer uma incisão na pele abdominal de 15 a 18 centímetros sobre a linha alba de uma ovelha grávida anestesiada para expor a fáscia e use uma tesoura de ponta romba para criar e estender a incisão.Depois de localizar e exteriorizar a cabeça fetal, segure a cabeça com uma mão e use o cautério para fazer uma incisão de 10 centímetros através da parede uterina sobre a testa do animal. Use um tubo endotraqueal com balonete de 3 1/2 a 4 1/2 milímetros para intubar o animal parcialmente exposto e inflar o manguito, depois incline a cabeça para o lado para permitir que o excesso de fluido pulmonar fetal seja drenado passivamente e oclua o tubo endotraqueal para limitar a respiração espontânea. Para instrumentação do vaso cervical, cubra a pele e administre analgesia subcutânea em cada lado do pescoço do animal fetal aproximadamente seis centímetros distal à cabeça adjacente à traqueia e faça uma única incisão cutânea de três centímetros em cada lado do pescoço por cauterização.Isole a veia jugular externa direita e a artéria carótida comum direita por dissecção romba da fáscia e coloque duas suturas de seda zero de 20 centímetros separadas por um centímetro sob os dois vasos. Levante suavemente cada sutura para restringir o fluxo sanguíneo e use uma tesoura cirúrgica Iris para fazer um corte transversal parcial de um a dois milímetros no vaso entre as suturas. Insira um cateter de calibre 15 ou 17 na artéria carótida direita caudalmente em direção ao arco aórtico para monitoramento da pressão arterial e coleta de sangue.Insira um cateter pré-lavado de calibre 14 ou 16 sete a 10 centímetros caudalmente dentro da veia jugular em direção ao átrio direito para administração de fluidos e medicamentos. Em seguida, insira um segundo cateter de aproximadamente cinco centímetros rostralmente para coletar sangue da circulação cerebral. Em seguida, estenda a incisão esquerda de um a dois centímetros em forma de T.Isole a artéria carótida e coloque uma sonda de fluxo perivascular de dois milímetros ao redor do vaso para medir o fluxo sanguíneo. Estabilize a sonda com uma luva de polímero flexível de um centímetro e coloque a linha do cabo da sonda de fluxo na incisão em forma de T para que o cabo corra paralelo ao recipiente. Em seguida, feche a incisão na pele, amarrando o cabo com um laço para garantir a posição adequada e o risco mínimo de deslocamento.Para uma ótima instrumentação do vaso, estenda o membro anterior esquerdo atrás do pescoço para extrair o cordeiro fetal, expondo totalmente o lado esquerdo do tórax e cubra o animal com envoltório de polietileno para evitar a perda de calor. Infiltrar subcutaneamente três mililitros de analgesia ao longo do quarto espaço intercostal e usar cauterização para fazer uma incisão cutânea de seis centímetros na mesma região. Use uma pinça curva e romba para perfurar cuidadosamente o músculo intercostal, circulando as pontas sob a terceira costela e saindo entre o próximo espaço intercostal.Abra a pinça para segurar um pedaço de seda zero e puxe a sutura de volta pela incisão para circundar a costela, depois prenda os laços ao redor da costela. Em seguida, puxe suavemente os dois laços de seda e insira um aplicador com ponta de algodão no tórax sob o quarto espaço intercostal para proteger o conteúdo do tórax enquanto usa cauterização e dissecção romba para estender o espaço intercostal para seis a oito centímetros. Coloque um espalhador de costelas na abertura do tórax para revelar os lobos superiores esquerdos do pulmão e do coração cobertos pelo pericárdio.Envolva o pulmão com uma gaze de duas por duas polegadas e empurre suavemente qualquer tecido exposto para longe da área cirúrgica. Usando uma pinça, levante o pericárdio e corte ao longo da artéria pulmonar principal, tomando cuidado para não cortar o nervo vago. Use um aplicador para evitar que o átrio direito interfira no corte lateral do pericárdio ao longo do nervo vago.Agora que o pericárdio está aberto, ele revela a artéria pulmonar principal, que se divide em canal arterial e os ramos esquerdo e direito da artéria pulmonar. A transição efetiva no nascimento é avaliada pelo estudo da mudança no fluxo à medida que o sangue passa para o pulmão, em vez de continuar a circulação fetal através do ducto. Localize a incisura da artéria pulmonar ductal e mova a pinça Gemini cuidadosamente ao redor e atrás da artéria pulmonar esquerda para circundar a artéria com cuidado, evitando a incisura da artéria pulmonar direita e avançando a pinça somente quando não houver resistência.Quando a ponta da pinça for observada do outro lado do vaso, abra as pontas apenas o suficiente para agarrar uma extremidade de um pedaço de fita umbilical pré-umedecido e retraia suavemente a pinça para puxar a fita para a posição. Os laços são colocados ao redor dos vasos em preparação para uma inserção de sonda de fluxo. Levante suavemente a fita umbilical para permitir que o suporte em L de uma sonda de fluxo perivascular de quatro a oito milímetros seja guiado ao redor de cada vaso ao longo da abertura estabelecida pela fita e redirecione a fita para a parte de trás da sonda para ajudar a mover a sonda de fluxo para o lugar.Quando a extremidade do suporte em L estiver visível, prenda o fecho deslizante e corte cuidadosamente uma extremidade da fita umbilical perto da sonda, puxando suavemente a outra extremidade da fita para removê-la do recipiente. Com a instrumentação completa, a medição desses fluxos após o nascimento fornece informações sobre a função pulmonar e a transição efetiva para a respiração aérea. Use uma agulha cônica e uma sutura de monofilamento sintético 2-0 para fechar o tórax em camadas e uma agulha cortante e uma sutura de seda 2-0 para prender os cabos das sondas de fluxo à pele externa com um laço.Para iniciar o protocolo experimental, verifique se o tubo endotraqueal está ocluído e amarre e corte o cordão umbilical. Mova o cordeiro para um aquecedor radiante e insira cateteres venosos e arteriais umbilicais. Após a parada por asfixia, inicie as diretrizes do programa de reanimação neonatal com 30 segundos de ventilação, seguidos de compressões torácicas de três para um e administração de epinefrina a cada três minutos.Após a instrumentação, as variáveis hemodinâmicas podem ser registradas, analisadas e interpretadas. Amostras de sangue frequentes podem ser coletadas para permitir, por exemplo, a avaliação do pH e da pressão parcial de oxigênio das amostras em diferentes momentos ao longo do procedimento de ressuscitação. Ocasionalmente, os cateteres ou sondas de fluxo podem funcionar mal ou se deslocar, impedindo a coleta e análise de dados.Uma vez dominada, a instrumentação pode ser concluída em duas horas. Também é importante trabalhar com uma equipe treinada com funções atribuídas para garantir que todas as tarefas sejam concluídas de forma consistente. O animal neste modelo tem uma circulação em transição e pulmões cheios de líquido simulando recém-nascidos humanos após o parto e, portanto, é um excelente modelo para estudar a fisiologia do recém-nascido.Este modelo de cordeiro perinatal se assemelha a um bebê recém-nascido deprimido na sala de parto. Estudos sobre este modelo otimizarão a ressuscitação de neonatos asfixiados em todo o mundo.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

O modelo de ratos pós-natal para hipóxico-isquêmica lesão cerebral é um modelo bem estabelecido de humanos encefalopatia hipóxico isquêmica neonatal (HIE). Neste artigo, descrevemos o modelo de HIE em filhotes de ratos pós-natal.

O Modelo de encefalopatia hipóxico isquêmica Perinatal da Isquemia

Modelos animais de grande porte têm bons valores de translação no exame de fisiologia e farmacologia da asfixia neonatal. Usando leitões recém-nascidos, desenvolvemos um protocolo experimental para simular a asfixia neonatal, que tem as vantagens de estudar a hemodinâmica sistêmica e regional, o transporte de oxigênio com vias bioquímicas e patológicas e correlações.

Um Modelo de Suínos de asfixia neonatal

A encefalopatia hipóxico-isquêmica após asfixia perinatal pode ser estudada usando modelos animais. Demonstramos os procedimentos necessários para estabelecer um modelo de leitão de encefalopatia hipóxico-isquêmica neonatal.

Um Modelo de Leitão Neonatal encefalopatia hipóxico-isquêmica

A encefalopatia da prematuridade engloba as anormalidades do sistema nervoso central associadas à lesão do parto prematuro. Este relatório descreve um modelo de rato clinicamente relevante de hipóxia-isquemia sistêmica transitória in utero e administração intra-amniótica de lipopolissacarídeo (LPS) que imita a corioamnionite e o impacto relacionado de estímulos infecciosos e subperfusão placentária no desenvolvimento do SNC.

Modelagem Encefalopatia da Prematuridade Usando pré-natal hipóxia-isquemia com Lipopolysaccharide intra-amniótica em Ratos

Este protocolo é projetado para descrever um método para colocar e estabelecer uma via aérea supraglótica (alternativa) durante a reanimação neonatal. Ele pode ser usado em situações em que os profissionais da linha de frente não podem ventilar ou intubar endotraquealmente neonatos que requerem ressuscitação.

Colocação de máscara laríngea (ML) em simulador de paciente neonatal utilizando via aérea supraglótica (ASG) não inflável

Esse modelo de leitão envolve instrumentação cirúrgica, asfixia até a parada cardíaca, ressuscitação e observação pós-ressuscitação. O modelo permite múltiplas amostragens por animal e, por meio da monitorização contínua invasiva da pressão arterial, ECG e débito cardíaco não invasivo, fornece conhecimento sobre hemodinâmica e fisiopatologia cardíaca na asfixia perinatal e na ressuscitação cardiopulmonar neonatal.

Modelo de Asfixia Perinatal de Leitões para Estudo da Lesão Cardíaca e Hemodinâmica após Parada Cardíaca, Ressuscitação e Retorno à Circulação Espontânea

Este protocolo descreve o desenvolvimento de um modelo de leitões neonatais de lesão pulmonar aguda que modela eventos patogênicos precoces que ocorrem no pulmão prematuro, incluindo quantidade de surfactante subadequada, hiperóxia, ventilação de alta pressão e inflamação, para facilitar a compreensão dos gatilhos moleculares da displasia broncopulmonar e melhorar a tradução terapêutica.

Desenvolvimento de um modelo de lesão pulmonar aguda em leitões neonatais recriando o ambiente inicial de pulmões de bebês prematuros

Um modelo poderoso para perioperatório e crítica lesão renal aguda relacionada com o cuidado é apresentado. Usando hipoperfusão corpo inteiro induzida por parada cardíaca é possível a quase replicar as alterações histológicas e funcionais do AKI clínico.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Este artigo descreve um modelo de rato de fibrilação ventricular induzida eletricamente e ressuscitação por compressão torácica, ventilação e aplicação de choques elétricos que simula um episódio de parada cardíaca súbita e ressuscitação cardiopulmonar convencional. O modelo permite reunir insights sobre a fisiopatologia da parada cardíaca e explorar novas estratégias de ressuscitação.

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Este protocolo descreve como estabelecer um sistema de cultura de enteroid de rato neonatal ou intestino humano prematuro, bem como um método eficiente para coletar leite de ratos.

O leite materno aumenta o crescimento de Enteroids: um modelo Ex Vivo da proliferação celular

Aprenda a reanimação neonatal em cordeiros asfixiados perinatais usando instrumentação invasiva para medir mudanças fisiológicas na transição fetal-neonatal. Este modelo auxilia no estudo da asfixia ao nascimento.

A Perinatal asfixiado cordeiro modelo: Um modelo para a reanimação neonatal

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