Name: Time-Lapse imagem em 3D da fagocitose por macrófagos de rato (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 24 s
Description: Aprenda a visualizar fagocitose em macrófagos peritoneais de rato usando microscopia confocal de disco giratório. Esta técnica permite imagens 3D em tempo real para estudar a dinâmica da captura de partículas.

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Este trabalho foi apoiado por subvenções HA 3271/4-1 e HA 3271/4-2 da DFG (Deutsche Forschungsgemeinschaft) e o grant FF-2016-05 de EXC 1003 (Cluster de excelência 1003), células em movimento (CiM), DFG.

Os protocolos sigam as orientações da nossa Comissão de ética de pesquisa humana local, bem como as orientações de cuidados com animais.
1. isolamento de macrófagos peritoneais Mouse residente
<ol><li>Sacrificar o mouse (3 – 4 meses de idade (ambos os sexos); por exemplo C57Bl/6 COE) usando uma overdose do isoflurano anestésico voláteis (> 5% no ar) ou dióxido de carbono13, seguido por deslocamento cervical. Indução da anestesia pode ser facilmente avaliada pela perda de endireitamento reflexo14, bem como pela perda do reflexo de retirada de pata.</li>
	<li>Depois de limpar a barriga do mouse com 80% de etanol na água, fazer uma incisão de pele e expor a parede abdominal subjacente.</li>
	<li>Colocar um cateter plástico 24-G na peritonium e sal solução (HBSS), sem Ca2 + e Mg2 +através de uma seringa de plástico de 5 mL de tampão de lavagem da cavidade com 2 x 4,5 mL gelada do Hank. Enquanto injetando, deixar cerca de 0,5 mL residual HBSS (5 – 4,5 mL (injetado) = 0,5 mL) em seringa no caso tecido é sugado para dentro da ponta do cateter e precisa ser expulso. Transferi a aspirado suspensão em um tubo de fundo redondo 14 mL polipropileno e centrifugar x g por 6,5 min à temperatura ambiente. Nota: A ponta do cateter plástico é blunt, que, em comparação com uma agulha, minimiza o prejuízo para o conteúdo abdominal. Normalmente, a seguir suave massagem abdominal, suspensão de células peritoneais de 8 mL pode ser recuperada da cavidade peritoneal.</li>
	<li>Desprezar o sobrenadante e ressuspender as células peritoneais 1ml livre de bicarbonato RPMI 1640 meio contendo 20 mM Hepes, 10% inactivadas pelo calor fetal bovino soro e antibióticos, como penicilina (100 unidades/mL) e estreptomicina (100 µ g/mL), elaborado pelo diluindo 100 x penicilina/estreptomicina 1: 100. Isso normalmente dá uma concentração de cerca de 6 x 106 células/mL. Nota: Cerca de 30% de células isoladas peritoneais são macrófagos, enquanto as outras células (menores) são linfócitos, predominantemente as células B.</li>
</ol>2. semeadura de células Peritoneal no canal Slides
<ol><li>
Depois de pipetagem a suspensão de células acima e para baixo para reduzir a aglutinação, Pipetar 100 suspensão µ l para o canal pré-carregadas (volume, 100 µ l) de um slide fibronectina revestido canal (um canal de 100 µ l tem as dimensões (comprimento x largura x altura): 50 mm x 5 mm 0,4 mm).
	<ol>
<li>Prefill câmara adicionando 1 mL de meio de RPMI 1640 (Hepes) de soro-completado para um dos dois reservatórios do slide canal, inclinando o slide e depois aspirar o meio do reservatório de jusante (Figura 1).<ol>
<li>Bolhas de ar remover indesejado, ou longas tiras de ar, no canal da mancha, adicionando 1 a 2 mL de meio para um dos dois reservatórios, firmemente aplicando um tampão do reservatório e então bombear para fora o ar através da pressão do polegar rítmica na tampa e, sempre que necessário, inclinando o slide. Após a expulsão de ar, incline o slide com o reservatório sem tampa (e contendo meio) para baixo antes de remover a tampa para evitar o ar sendo sugado para dentro do canal.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Incubar o slide de canal, semeado com células, em uma câmara úmida para 2 h a 37 ° C, na ausência de CO2 (CO2 não é necessário desde o HCO3-/CO2 sistema de tampão Hepes redacção). Os slides de canal podem ser convenientemente colocados em uma cremalheira, que detém oito slides. Normalmente, 6 – 8 slides são preparados a partir de um rato, embora acima de 10 ou mais são possível.</li>
	<li>
Retire o cesto e trocar o meio RPMI 1640 (Hepes) em cada slide para o bicarbonato contendo meio RPMI 1640, suplementado com 10% de soro fetal bovino, bem como a penicilina/estreptomicina.
	<ol>
<li>Incline o slide e aspire o médio primeiro do reservatório inferior e, em seguida, do reservatório superior. Em seguida, adicionar 1 mL do meio de novo para um dos reservatórios, incline o slide e aspirado médio do reservatório a jusante, depois tem fluiu através do canal.</li>
		<li>Após esta etapa de lavagem (câmbio médio), preencha o slide do canal, adicionando 1 mL de meio de um dos reservatórios. Nota: Lavar etapas usando slides de canal é muito simples e eficaz em termos de troca de solução e a remoção de células não-aderentes. Observe que o meio RPMI 1640 (bicarbonato) é normalmente pré-incubado com 5% CO2 durante a noite para garantir o equilíbrio térmico e pH.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Incube as células durante a noite a 37 ° C, numa incubadora umidificado com 5% de CO2. Realizar experiências no dia seguinte.</li>
</ol>3. isolamento de células vermelhas do sangue humano
<ol><li>No dia 2 (segundo dia de experimentos; após incubação overnight de macrófagos peritoneais isolados), coletar sangue venoso periférico de 1 a 2 mL de um doador saudável, em um tubo heparinizado. Transferir 1 mL para um tubo de microcentrifugadora fundo redondo 2,0 mL (polipropileno), centrifugar 300 x g por 5 min à 18 ° C (configuração empírica) e remover o sobrenadante (plasma e buffy coat).</li>
	<li>Delicadamente, Aspire 100 µ l de células vermelhas do sangue sedimentadas e misturar este volume 1:1 com RPMI 1640 (Hepes) meio modificado (descrito abaixo) em um tubo de microcentrifugadora de 2,0 mL de fundo redondo. Rotule o tubo "1:1". Nota: O meio RPMI 1640 (Hepes) usado no dia 2 (para ensaios) depois de isolar as células contém, além de 10% inactivadas pelo calor fetal de soro bovino, penicilina (100 unidades/mL), estreptomicina (100 µ g/mL) e 1 mM N-(2-mercaptopropionyl) glicina (para reduzir fototoxicidade). Doravante, este meio é referido como "modificado" meio RPMI 1640 (Hepes).</li>
	<li>Pipetar 4 µ l de suspensão de células de sangue vermelho diluído 1:1 para 2 mL modificou o meio RPMI 1640 (Hepes), pre-pipetado em um tubo de microcentrifugadora de 2,0 mL (repita essa etapa, ou seja, preparar 2 tubos). Etiquete cada tubo "4:2000". Coloque os tubos "1:1" e "4:2000" no gelo.</li>
</ol>4. rotulagem de membrana plasmática macrófago
<ol><li>Retire os slides canal semeado a incubadora de CO2 e trocar o meio RPMI 1640 (bicarbonato) em cada slide para meio RPMI 1640 (Hepes) modificado. Em seguida, coloca as células em uma câmara úmida a 37 ° C, na ausência de CO2. Nota: Após incubação durante a noite e lavar, a maioria dos linfócitos é removida do canal. A maioria das restantes células aderentes são macrófagos, que podem ser identificados morfologicamente ou pela mancha da imunofluorescência usando anticorpo anti-F4/80. Cerca de 95% de macrófagos peritoneais residente do rato são F4/80 positivo.</li>
	<li>Dilua o verde fluorescente etiquetado anti-rato F4/80 anticorpo (armazenado a 4 ° C) 01:40 em meio RPMI 1640 (Hepes) modificado. Pegue um slide, incliná-lo e pipetar (gota a gota), 100 µ l da mistura de anticorpos para a abertura do canal 100 µ l do slide (ver Figura 1). Meio de aspirado que flui para o reservatório a jusante. Incube as celulas por 20 min a 37 ° C (ambiente umidificado, sem CO2). Durante o período de incubação, rotule as células vermelhas do sangue humanas (ver secção 5). Nota: Como aludido acima, CO2 não é necessário desde o HCO3-/CO2 sistema de tampão Hepes redacção.</li>
	<li>Depois de 20 min tempo de incubação (durante o qual células vermelhas do sangue humanas são manchadas e opsonizadas), lavagem do slide, adicionando 1 mL modificado meio RPMI 1640 (Hepes) a um dos reservatórios e aspirando o meio depois que fluiu através do canal, facilitada pela inclinando o slide. Adicionar 1 mL de meio para armazenamento a curto prazo ou proceder a um experimento (ou seja, pipetagem em partículas (opsonized células vermelhas do sangue) e imaging fagocitose pela microscopia confocal do disco girando lapso de tempo).</li>
</ol>5. rotulagem da membrana plasmática das células vermelhas do sangue humano
<ol><li>Começa a rotulagem das células vermelhas do sangue humanas imediatamente após incubação de um slide de macrófagos com verde fluorescente etiquetadas de anticorpos anti-F4/80 (depois da seção 4.2). Após a mistura suave, tomar 400 µ l de um dos tubos de "4:2000" (ver seção 3.3) e dispense-lo em um tubo de microcentrifugadora de 2,0 mL (fundo redondo). Um prazo para a suspensão aquecer em torno de 37 ° c (Veja o parágrafo abaixo). Adicionar a mancha de vermelho/laranja fluorescente a membrana plasmática de 0,4 µ l (alíquotas armazenadas a-20 ° C), misturar e incubar a 37 ° C por 5 min. Nota: Um bloco de alumínio aquecido, colocado dentro do capô de fluxo laminar, é útil para minimizar a perda de calor durante a preparação de slides. Os tubos podem ser colocados em poços do bloco de aquecimento e um separado, ou placa de alumínio integrado, aquecida pode servir como um espaço de trabalho.</li>
	<li>Após o período de incubação de 5 min, prepare a primeira etapa de lavagem, adicionando 1600 µ l modificado RPMI 1640 (Hepes) médio (para encher o tubo de microcentrifuga 2,0 mL).</li>
	<li>Centrifugar o tubo a 300 x g durante 5 min à 18 ° C (configuração empírica). Um sedimento compacto vermelho deve ser visível na parede (ou seja, fora do centro) na parte inferior do tubo. Girar o tubo, de modo que o sedimento é virada para cima e remova cuidadosamente todo o sobrenadante sucessivamente (em duas etapas) usando uma ponta de pipeta de 1-1,5 mL.</li>
	<li>Depois de aspirar o sobrenadante, adicionar 2.000 µ l modificado RPMI 1640 (Hepes) médio, mistura (para Ressuspender as células) e repita os passos acima de aspiração de centrifugação e o sobrenadante.</li>
	<li>Resuspenda o pellet (da membrana plasmática manchado e 2x lavado de células vermelhas do sangue) com 400 µ l de meio RPMI 1640 (Hepes) modificado. Rotule o tubo PMS (abreviatura de membrana plasmática mancha). Nota: Como alternativa, o succinimidil éster de um derivado de rodamina sensíveis ao pH, o que torna-se mais fortemente fluorescente em pH ácido, pode ser usado para rotular células vermelhas do sangue humanas. Neste caso, a intensidade da fluorescência além disso serve como uma medida da maturação do fagossoma depois de partículas têm sido internalizadas.</li>
</ol>6. opsonização (etiquetagem) de humano glóbulos vermelhos com Mouse imunoglobulina G (IgG)
<ol><li>Adicionar 1 µ l do mouse (IgG2b) anticorpo monoclonal (clone HIR2) anti-humano CD235a anticorpo (1 mg/mL) (armazenado a-20 ° C) ao tubo rotulado PMS (ver secções 5.2 – 5.5), contendo membrana plasmática manchado humanas hemácias suspendidas no meio de 400 µ l. CD235a (também conhecido como glucoforina A) é um sialoglycoprotein de membrana específicas de linhagem eritroide.</li>
	<li>
Incube a 37 ° C por 8 min. nota a opsonização das células vermelhas do sangue humanas com IgG causas aglutinação (aglutinação de células). Apesar de aglutinação pode servir como um indicador visual de opsonização, é indesejável para a imagem do único efeitos fagocíticas. Para contornar a aglutinação, repetidamente misturar a suspensão de eritrócitos (cada 1 min), usando, por exemplo, uma variável pipeta de volume 20-200 µ l definir a 200 µ l.
	<ol>
<li>No final do período de incubação de 8 min, se desejado, lave o slide do macrófago, incubado com verde fluorescente etiquetado anticorpo anti-F4/80, com 1 mL modificado meio RPMI 1640 (Hepes). Certifique-se de que ambos os reservatórios do slide canal são livres de médio após as etapas de lavagem.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. a fagocitose de membrana plasmática de imagem manchada e IgG-revestido de células vermelhas do sangue humano
<ol><li>Após a incubação de 8 min com anticorpo anti-CD235a (seção 6.2), Pipetar 100 suspensão de µ l contendo manchadas de membrana plasmática e IgG-opsonizada humanas células vermelhas do sangue dentro do canal de um slide contendo macrófagos rotulados com verde fluorescente anti-F4 / 80-anticorpo (passo 4). Assim, vermelhos fluorescentes, IgG-opsonizada humanos glóbulos vermelhos são adicionados ao verdes fluorescentes fagócitos (macrófagos).</li>
	<li>Quando células vermelhas do sangue humanas foram adicionadas, montar o slide de canal em um microscópio confocal de disco girando (com a incubadora de estágio definida a 37 ° C) para a imagem latente, por exemplo, através de um 60 X / 1.49 lente objetiva de imersão de óleo. Começa a imagem logo que possível, desde que as partículas começarem a resolver dentro de 1 min. Nota: Usando grânulos fluorescentes com um diâmetro de 100 nm, medimos, através da análise de ponto de espalhar funções, resoluções XY de x = 0,22 µm, y = 0,23 µm (488 nm do laser) e x = 0,27 µm, y = 0,27 µm (561 laser nm). No entanto, para reduzir o fotobranqueamento e fototoxicidade durante o lapso de tempo de imagem 3D de células vivas, comprometemos a resolução espacial usando binning 2x2. Binning aumenta a sensibilidade (melhora a relação sinal-ruído) e a taxa de quadros permissível, mas à custa de resolução espacial.</li>
	<li>Use um foco perfeito (ou similar) sistema para evitar o desvio de foco durante as gravações. Depois de ativar o sistema de foco perfeito, use o controle de deslocamento de foco para saliências de lamellipodial macrófago imediatamente acima a lamela (ver nota abaixo) do slide canal. Este nível de foco corresponde a Z = 0 µm. obter Z-pilhas de µm-1 a + 16 µm, 0,8 µm passos, que se eleva a 22 Z-fatias. Z-pilhas, por exemplo, contactar a uma taxa de 1 pilha (para cada canal) a cada 15 s para um total de 16 min. Nota: Longos períodos de gravação sofrem perdas de qualidade de imagem, principalmente devido ao fotobranqueamento. Z-pilhas são adquiridos por cada um dos dois canais: os macrófagos são fotografados usando um laser de 488 nm (canal verde) e células vermelhas do sangue humanas são fotografadas usando um laser de nm 561 (canal vermelho). Usando essa abordagem, várias visões de macrófagos ingerindo opsonizada-IgG humanas células vermelhas do sangue em momentos diferentes podem ser obtidos (por exemplo, ver Figura 2). Nota: As configurações típicas do sistema (com binning 2x2) são: canal verde (laser de 20,5% (50 mW; 488 nm) de potência, sensibilidade 101 (intervalo, 0-255) e tempo de exposição de 200 ms); canal vermelho (laser de 10,5% (50 mW; 561 nm) de potência, sensibilidade 101 (intervalo, 0-255) e tempo de exposição 98 ms). Nota: A parte inferior do slide canal é um polímero com a mesma espessura que uma lamela de vidro #1.5 e as mesmas propriedades ópticas de vidro, mas, notadamente, o material tem a vantagem de permeabilidade de gás.</li>
</ol>8. a fagocitose de membrana plasmática manchada revestida complemento humano glóbulos vermelhos e de imagem
<ol><li>Membrana de plasma complemento-opsonize manchado e IgG-opsonizada vermelho sangue células da mesma forma para seções 5 e 6, exceto, em vez de pipetagem µ 4 l de suspensão de células de sangue vermelho diluído 1:1 em meio RPMI 1640 (Hepes) de 2 mL modificado, conforme descrito na seção 3.3, Pipetar 4 µ l meio RPMI 1640 (Hepes) de 1 mL modificado e por conseguinte rotular o tubo 4:1, 000. Assim, as células vermelhas do sangue humanas são 2x mais concentrado.</li>
	<li>Prossiga com as etapas nas seções 4 e 5, mas começando com o 4:1,000, ao invés do estoque de 4:2,000 diluído de células vermelhas do sangue humanos (4:1, 000 e 4:2,000 se referem as diluições subsequentes de inicialmente de 1:1 diluídas humanas células vermelhas do sangue descritas nas seções 3.1 e 3.2).</li>
	<li>Sacrificar um C5 nula do mouse (por exemplo, B10. D2 -Hc0 H2d H2-T18c/oSnJ; Laboratório de Jackson) por inalação de isoflurano (> 5% no ar) seguida por decapitação e coletar o sangue. Nós geralmente gotejamento cerca de 0,8 mL de sangue em um tubo de plástico 14 mL de fundo redondo imediatamente após a decapitação e inalação de isoflurano.</li>
	<li>Após 1 h, quando o sangue é totalmente coagulado, transferi o líquido residual em um tubo de microcentrifuga de 2,0 mL e centrifugar 300 x g por 5 min à temperatura ambiente. Posteriormente, cuidadosamente colete o soro amarelado. Normalmente, recuperar pelo menos 200 µ l C5 nulo soro. Coloca o soro nulo C5 no gelo.</li>
	<li>Após incubação de 4 min da membrana plasmática manchadas de células vermelhas do sangue humanas com IgG, adicione outro 1 μl do anticorpo anti-CD235a (dando 2 x concentrada), pegar 50 µ l de suspensão de célula e misturá-lo em um tubo de microcentrifuga separado 2,0 mL contendo nulo de C5 50 µ l soro. Continue a misturar várias vezes (a cada 1 min) pipetando acima e para baixo, como na seção 6.2, por mais 4 minutos. Assim, após esta etapa, as células vermelhas do sangue humanas foram incubadas com anticorpo anti-CD235a para um total de 8 min. Nota: O período de incubação de 4 min com soro nulo C5 é suficiente para ativar a cascata do complemento clássica e opsonize os glóbulos vermelhos humanos com C3b, o qual é clivado pelo Factor eu iC3b.</li>
</ol>9. confirmação de IgG - e C3b-opsonização das células vermelhas do sangue humano
<ol><li>
Confirme a opsonização das células vermelhas do sangue humanas com anticorpo de IgG (IgG2b; ver secção 6.1) anti-CD235a rato incubando-se as células com cabra anti-rato (secundário) anticorpo IgG conjugado com um fluoróforo fluorescente verde ou vermelho.
	<ol>
<li>Adicione o anticorpo de IgG 1 µ l do mouse anti-CD235a e 1 µ l fluorescente etiquetadas anti-rato anticorpo secundário a uma suspensão de 400 µ l de células vermelhas do sangue humanas e incubar a 37 ° C durante 8 min. Posteriormente, lavar duas vezes (como em secções 5.2 – 5.5).</li>
		<li>Ressuspender o centrifugado com 400 µ l modificado RPMI 1640 (Hepes) médio e pipetar 100 µ l de suspensão em um canal de deslize (ver Figura 1) para a imagem latente confocal de fluorescência. Nota: As células serão moita (aglutinação) após a lavagem e ressuspensão, mas de lavagem é necessária reduzir fluorescência de fundo devido ao anticorpo secundário não acoplado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Confirmar a opsonização de glóbulos vermelhos humanos, previamente rotulado com mouse IgG e incubadas com o soro de rato nula de C5, com C3b/iC3b usando, por exemplo, rato anti-rato C3b/iC3b/C3c anticorpo e um anticorpo secundário, por exemplo, anticorpo de IgG anti-rato cabra conjugado para um fluoróforo fluorescente verde.
	<ol>
<li>Repita as etapas na seção 8 usando imaculados humanos glóbulos vermelhos.</li>
		<li>Adicione 0,25 µ l fluorescente etiquetado anticorpos de C3b/iC3b/C3c anti-rato à mistura de 100 µ l (50 µ l rotulado de IgG humana glóbulos vermelhos + 50 µ l de soro rato nula C5) e incubar a 37 ° C durante 8 min.</li>
		<li>Lave duas vezes, resuspenda o pellet em 100 µ l modificado RPMI 1640 (Hepes) médio e pipeta a suspensão em um canal de deslize (ver Figura 1) para a imagem latente confocal de fluorescência.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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Os autores não têm nada para divulgar.

A grande maioria dos ensaios de fagocitose, especialmente o ponto de extremidade e ensaios de alta produtividade, não fornecem visualização de como as partículas são realmente capturadas, envolto e ingeridas. Estudos pioneiros por Munthe-Kaas et al 10 e Kaplan2 na década de 1970 sugeriram que surpreendentemente diferentes reorganizações do citoesqueleto estiveram envolvidas na fagocitose de IgG-opsonizada contra partículas de complemento-opsonizada (ovelha glóbulos vermelhos). Aqui descrevemos fagocitose ensaios utilizando microscopia confocal do disco girando, que permitem imagens de alta resolução, em tempo real de eventos únicos fagocíticas. Fagócito nosso modelo é o macrófago peritoneal residente do mouse, que podem ser isolados com manipulação mínima, e nós usamos recentemente isolados humanos glóbulos vermelhos como partículas. No entanto, os ensaios de fagocitose podem ser aplicados a outros fagócitos, tais como os macrófagos derivados da medula óssea de rato ou neutrófilos, linhas de células de macrófagos de rato, macrófagos derivados de monócitos humanos ou neutrófilos do sangue periférico humano. No caso dos fagócitos humanos ou neutrófilos rato, alternativa fluorescente etiquetado anticorpos seria necessária, tais como anti-CD14 fluorescente etiquetado anticorpos (monócitos/macrófagos humanos)16 ou anti-Gr-1 (Ly - 6G) anticorpos (rato neutrófilos).
Unopsonized humanas células vermelhas do sangue, como tradicionalmente usado ovelha glóbulos vermelhos, são inertes no sentido de que estas células são não (ou, pelo menos, muito raramente) ingeridas por macrófagos peritoneais de rato. Isso garante que, em contraste com esferas de poliestireno, atividade de baixo fundo. Células vermelhas do sangue humanas pode ser convenientemente opsonizadas com imunoglobulinas usando rato IgG ou IgM anticorpos monoclonais contra CD235a (glucoforina A), um marcador específico de humanas hemácias (glóbulos vermelhos) e eritroide precursores17, 18. em ensaios paralelos, fluorescente etiquetadas do anti-mouse IgG ou IgM anticorpos secundários podem ser aplicados para confirmar a opsonização. As classes de anticorpos IgG e IgM são hemagglutinins, substâncias (anticorpos) que causam hemácias aglutinar. Para evitar a aglutinação, intermitentemente misturamos a suspensão de células durante o período de incubação de 8 min com anticorpo anti-CD235a, e então nós adicionamos a suspensão mista diretamente a um macrófago, contendo canal slide (slide fibronectina-revestido) sem uma etapa de lavagem . Lavagem de etapas envolve a sedimentação de células vermelhas do sangue por centrifugação, que promove fortemente a aglutinação. Antes de opsonização células vermelhas do sangue humanas, rotulamos a membrana plasmática com uma sonda fluorescente de vermelho/laranja lipofílica. Esta sonda é brilhantemente fluorescente no início das gravações de lapso de tempo, mas o sinal gradualmente se desvanece, provavelmente em grande parte devido ao fotobranqueamento19. Além disso, os macrófagos e o revestimento de fibronectina do slide podem tornar-se fracamente vermelho/laranja fluorescente durante as gravações. Este problema é presumivelmente devido à lavagem insuficiente das células vermelhas do sangue humanas depois de rotulagem. Em vez de usar um marcador lipofílico fluorescente a membrana plasmática, as células vermelhas do sangue humanas poderiam ser rotuladas com um derivado de rodamina sensíveis ao pH usando seu amina reativos succinimidil éster15,20. Isto tem a vantagem de permitir a visualização de maturação do fagossoma, desde que a intensidade da fluorescência aumenta com a diminuição do pH15,20, mas esta abordagem tem a desvantagem que éster reativo preparativos estão atualmente caro e instável após reconstituição em meio aquoso.
IgG-opsonizada humanos glóbulos vermelhos são ingeridos através de FcγRs, que pode ser confirmado usar macrófagos peritoneais isoladas de NOTAM21 ou Fcer1g- / - ratos (Fcer1g nocaute). Os macrófagos NOTAM vincular opsonizada-IgG humanas células vermelhas do sangue, mas falta o ITAM (immunoreceptor motivo de ativação baseada em tirosina) - mediada por sinalização necessária para induzir a fagocitose, enquanto os macrófagos nocaute de Fcer1g não expressam IgG FcγRs. superfície - ou IgM-opsonizada humanas células vermelhas do sangue pode ser adicionalmente opsonizadas com C3b (que é clivado para iC3b) incubando-se as células com soro fresco isolado de um rato nula do complemento C5 (o selvagem-tipo soro provoca hemólise). As opsoninas IgG e IgM ativam a cascata do complemento clássica, que leva à formação de poros (complexos de ataque de membrana) e lise celular. Em ratos que faltam complemento C5, a cascata do complemento procede para complementar a clivagem de C3, mas carece de C5 convertase o substrato necessário para catalisar a via terminal. Desenvolvemos simples ensaios para medir a cinética da cascata de complemento. Em suma, células vermelhas do sangue humanas pode ser co rotuladas com um vermelho fluorescente, marcador de membrana plasmática e o fluoróforo verde fluorescente, citosólico. Após a formação do complexo membrana ataque, formado por componentes do complemento C5-C9, o fluoróforo citosólico é rapidamente (em segundos) perdeu do citosol. Visualização da função da cascata de complemento de extremidade-effector (citólise) indicado que o tempo de incubação de 4 min é suficiente para C3b/iC3b opsonização das células vermelhas do sangue humanas. Em ensaios paralelos, pode ser facilmente avaliado após a aplicação de uma mistura de anti-rato C3b C3b/iC3b revestimento das células vermelhas do sangue humanos e fluorescente etiquetado anticorpos secundários. Neste caso, uma etapa de lavagem é necessário para remover anticorpos fluorescentes não acoplados. Embora a etapa de lavagem envolve células sedimentaion por centrifugação, que promove a aglutinação, opsonização bem sucedida pode ser prontamente avaliada pela microscopia confocal. Fagocitose mediada por receptores de complemento pode ser fotografado por qualquer aplicação IgG- / iC3b-opsonizada vermelho sangue células NOTAM ou Fcer1g- / - macrófagos ou introduzindo IgM- / iC3b-opsonizada vermelho sangue células de macrófagos do tipo selvagem. IgM-opsonizada glóbulos não são reconhecidos pelo ITAM-contendo FcγRs (FcγRI, FcγRIII e FcγRIV) necessários para a fagocitose de partículas opsonizada IgG22.
Para imagem fagocíticas eventos, a membrana plasmática de macrófagos podem ser rotulados com conjugado anticorpo anti-F4/80 verde fluorescente fluoróforo, que também serve como um marcador específico de macrófagos de rato. Células vermelhas do sangue humanas pode ser processadas vermelho fluorescente de incubação com um marcador vermelho/laranja fluorescente a membrana plasmática, como discutido acima. Este marcador lipofílico membrana plasmática evita potenciais efeitos confundimento de rótulos baseados em anticorpos. Vermelhas fluorescentes humanas células vermelhas do sangue, com ou sem opsonização, pode diretamente ser pipetadas dentro do canal 100 µ l de um slide de canal e 3D Time-Lapse fotografada através de um 60 X / 1,49 imersão em óleo (ou similar) lente objetiva executada usando a 488 nm e 561 linhas de laser nm , respectivamente, de um microscópio de confocal (ou similar) de disco girando. É tentador para otimizar o sistema para geração de imagens de alta resolução, mas a aquisição de repetidas Z-pilhas mais 16 min ou então pode causar fototoxicidade e fotobranqueamento considerável. Nós escolhemos usar 2x2 binning para promover boas relações de sinal-ruído e permitem a redução na intensidade da excitação e/ou tempos de exposição, mas à custa de resolução óptica. Além disso, para reduzir a fototoxicidade, acrescentamos um saqueador de espécies reativas de oxigênio ao meio. Em estudos futuros, os ensaios poderiam ser modificados para a fagocitose de apoptotic hemácias humanas de imagem. Aplicação de um ionóforo2 + Ca, tais como A23187, pode ser usada para induzir a fosfatidilserina exteriorização23, um "coma-me" sinal e a marca de início apoptose24,25.

Vinte anos antes da observação de Metchnikoff de células fagocíticas mesênquima em larvas de estrela do mar, em 1882 e subsequente desenvolvimento de sua teoria da fagocitose1, Ernest Haeckel descreveu, em 1862, a absorção de partículas de corante insolúvel por sangue células de Thetis fimbris (fímbria Tethys), uma espécie de lesma do mar predatória (Ernest Haeckel. Die Radiolarien (Rhizopoda radiaria): Eine Monographie; Druck und Verlag von Georg Reimer, Berlim, 1862). Ele explicitamente descrito saliências de membrana envolvendo as partículas, que foram posteriormente retomadas para o citoplasma e acumuladas ao redor do núcleo da célula. Mais de 100 anos mais tarde, um estudo pioneiro por Kaplan sugeriu que havia pelo menos dois morfologicamente distintos mecanismos de fagocitose2. Kaplan mostrou por meio de microscopia eletrônica esse rato peritoneal macrófagos ingeriram um ovelha IgG-opsonizada glóbulos vermelhos usando extensões de fina membrana que estendeu a mão e firmemente envolto a partícula, inicialmente, dando origem a uma taça, como estrutura. Formação de Copa fagocíticas exigido polimerização de actina desde que foi revogada pela célula permeável toxina fúngica citocalasina B, conhecido por bloquear a actina dinâmica3. Em contraste, ovelhas glóbulos vermelhos opsonizados com complemento apareceu a afundar-se diretamente no macrófago sem a geração de extensões da membrana, embora, em algumas imagens, babados de membrana podem ser vistos na vizinhança imediata das partículas afunda. Ao contrário da formação de Copa fagocíticas, complemento mediada afundando foi insenstive a citocalasina B tratamento2. Nos experimentos descritos por Kaplan, complemento opsonização foi realizada incubando imunoglobulina M (IgM) rotulado ovelhas glóbulos vermelhos com soro de ratos de complemento C5-deficiente, que contorna a hemólise pelo terminal complemento C5-dependente Complemente o complexo.
Os dois modos de fagocitose, formação de Copa fagocíticas e afundando, identificados por Kaplan tornaram-se opinião estabelecida no campo4,5,6,7,8,9 . No entanto, as imagens de altíssima resolução usados no estudo original de Kaplan2, bem como um estudo semelhante por Munthe-Kaas et al 10, somente fornecer fotos dos eventos fagocíticas. Em uma recente revisão, et al . Rougerie 11 salientou que diferenças morfológicas entre FcγR e CR-mediada por fagocitose continuam a ser esclarecida, e, além disso, babados de membrana tem sido observados durante o complemento de captação das partículas mediada por receptores2. Imagem latente da viver-pilha de eventos únicos fagocíticas, abrangendo desde a captura de partículas para internalização, combinada com geneticamente modificado em modelos do rato, pode melhorar significativamente a nossa compreensão de como os fagócitos capturar e ingerem partículas. Uma abordagem poderia ser a utilização de microscopia de força atômica rápido (AFM), que permite imagens topográficas de resolução ultra-alta (10-20 nm) de células vivas. Recentemente, foi desenvolvido um rápido AFM sistema12 , que é apropriada para superfícies de célula de imagens rapidamente com baixo ruído. Esta técnica tem a vantagem de que os parâmetros de alta resolução, topográficas e mecânica de vida células podem ser medidas em intervalos curtos (segundos), ao contrário de microscopia eletrônica, que exige a fixação e secagem de ponto crítico de células. Outra abordagem é o lapso de tempo 3D microscopia confocal, que é amplamente disponível, embora fototoxicidade e branqueamento são fatores limitantes durante as gravações. Esta abordagem é altamente versátil e permite óptica de corte com alta resolução espacial e permite uma flexibilidade extraordinária na rotulagem, com uma impressionante gama de sondas fluorescentes, incluindo proteínas fluorescentes geneticamente codificadas. Aqui descrevemos fagocitose ensaios utilizando microscopia confocal do disco girando lapso de tempo que permitem alta resolução spatiotemporal de eventos fagocíticas mediada por receptores específicos.

<table><tbody><tr>Cateter plástico <td>B Braun Mesungen AG</td> de <td>24 G</td>, Alemanha <td>4254503-01</td><td>Usado para lavagem peritoneal</td></tr><tr><td>Hank' s solução salina tamponada sem Ca2+ e Mg2+</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14170120</td><td>Usado para lavagem peritoneal</td></tr><tr><td>Tubos de fundo redondo de polipropileno de 14 mL BD</td><td>Falcon</td><td>352059</td><td>Usado para coletar células peritoneais</td></tr><tr><td>Meio RPMI 1640 contendo 20 mM Hepes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R7388</td><td>Meio base para ensaios</td></tr><tr><td>Bovino fetal inativado por calor soro</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10082139</td><td>Usado como suplemento para mídia RPMI 1640</td></tr><tr><td>100x penicilina/estreptomicina</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15140122</td><td>Usado como suplemento para mídia RPMI 1640</td></tr><tr><td>Revestido com fibronectina &micro;-Slide&nbsp; I chambers</td><td>Ibidi, Martinsried, Alemanha</td><td>80102</td><td>Corrediças de canal usadas para ensaios</td></tr><tr><td>&micro;-Rack de lâminas (alumínio anodizado)</td><td>Ibidi, Martinsried, Alemanha</td><td>80003</td><td>Rack empilhável autoclavável para corrediças de canal</td></tr><tr><td>RPMI 1640 meio contendo bicarbonato</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R8758</td><td>Meio para cultura noturna</td></tr><tr><td>N-(2-mercaptopropionil)glicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M6635</td><td>Necrófago de espécies reativas de oxigênio</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-conjugado rato (IgG2a) monoclonal (clone BM8) anticorpo F4/80 de camundongo</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>MF48020</td><td>Marcador de macrófagos de camundongo e rótulo de membrana plasmática</td></tr><tr><td>CellMask Laranja</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C10045</td><td>Coloração de membrana plasmática fluorescente vermelha</td></tr><tr><td>Éster succinimidil de pHrodo</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>P36600</td><td>Éster succinimidílico reativo à amina de pHrodo</td></tr><tr><td>Mouse (IgG2b) monoclonal (clone HIR2) anti-CD235a humano&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>MA1-20893</td><td>Usado para opsonizar glóbulos vermelhos humanos com IgG</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594-conjugado&nbsp; anticorpo IgG de cabra (secundário)</td><td>Abcam</td><td>Ab150116</td><td>Usado para confirmar a opsonização de glóbulos vermelhos humanos com anticorpo IgG</td></tr><tr><td>Rat anti-mouse C3b/iC3b/C3c</td><td>Hycult Biotech</td><td>HM1065</td><td>Usado para confirmar a opsonização C3b/iC3b de glóbulos vermelhos humanos</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-conjugado anti-rato de cabra IgG anticorpo</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A-11006</td><td>Usado como anticorpo secundário para confirmar a opsonização C3b/iC3b</td></tr><tr><td>Calcein/AM</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C3100MP</td><td>Usado para carregar glóbulos vermelhos humanos com</td></tr><tr><td>o sistema de imagem de células vivas Calcein UltraVIEW Vox 3D&nbsp;</td><td>Perkin Elmer, Rodgau, Alemanha</td><td></td><td>Sistema de microscópio confocal de disco giratório</td></tr><tr><td>Nikon Eclipse Ti microscópio inverso</td><td>Nikon, Japão</td><td></td><td>Microscópio invertido</td></tr><tr><td>CSU-X1 scanner de disco giratório</td><td>Yokogawa Electric Corporation, Japão</td><td></td><td>Unidade de disco giratório Nipkow</td></tr><tr><td>14 bits Hamamatsu C9100-50 Dispositivo de acoplamento carregado de elétrons (EM-CCD) câmera refrigerada por peltier</td><td>Fotônica de Hamamatsu Inc., Japão</td><td></td><td>Câmera EM-CCD do sistema de microscópio confocal de disco giratório&nbsp;</td></tr><tr><td>Laser de estado sólido de 488 nm, 50 mW</td><td>Perkin Elmer, Rodgau, Alemanha</td><td></td><td>Fonte de laser (488 nm) do sistema de microscópio confocal de disco giratório</td></tr><tr><td>Laser de estado sólido de 561 nm, 50 mW</td><td>Perkin Elmer, Rodgau, Alemanha</td><td></td><td>Fonte de laser (561 nm) do sistema de microscópio confocal de disco giratório</td></tr></tbody></table>

time-lapse imagem em 3d da fagocitose por macrófagos de rato

Time-lapse 3D Imaging of Phagocytosis by Mouse Macrophages

Fagocitose desempenha um papel fundamental na defesa do hospedeiro, bem como na manutenção e desenvolvimento do tecido e envolve rápidos, mediada rearranjos do citoesqueleto de actina para capturar, envolver e engolfar partículas grandes. Embora fagocíticas receptores, vias de sinalização a jusante e efetores, tais como as GTPases Rho, foram identificadas, a remodelação do citoesqueleto dinâmico de eventos fagocíticas mediada por receptores específicos permanecem obscuros. Quatro décadas atrás, dois mecanismos distintos de fagocitose, exemplificado pelo receptor Fcγ (FcγR) - e do receptor do complemento (CR) - mediada por fagocitose, foram identificados utilizando microscopia eletrônica. Vinculação de imunoglobulina G (IgG)-partículas opsonized para FcγRs aciona a protrusão de extensões da membrana fina, que formam inicialmente uma so-called Copa fagocítica ao redor da partícula antes que ele se torna completamente fechado e recolhido dentro da célula. Em contraste, as partículas de complemento opsonizada parecem afundar o fagócito ligação para complementar os receptores a seguir. Estes dois modos de fagocitose, formação de Copa fagocíticas e afundando, tornaram-se bem estabelecida na literatura. No entanto, é tornar-se esbateram as distinções entre os dois modos por relatórios que fagocitose mediada por receptores de complemento pode induzir várias saliências de membrana. Com a disponibilidade de técnicas de imagem de alta resolução, fagocitose ensaios são necessários que permitem visualização 3D (tridimensional) em tempo real de receptores fagocíticas como específicos mediato a absorção de partículas individuais. Mais comumente usadas abordagens para o estudo da fagocitose, tais como ensaios de ponto de extremidade, perder a oportunidade de entender o que está acontecendo na interface de partículas e os fagócitos. Aqui descrevemos fagocíticas ensaios, utilizando microscopia confocal disco girando lapso de tempo, que permitem que a imagem em 3D de eventos únicos fagocíticas. Além disso, descrevemos a ensaios para inequivocamente a imagem Fcγ do receptor - ou complementar fagocitose mediada.

Um diagrama esquemático do slide canal usado para a geração de imagens de fagocitose pela microscopia confocal de fiação de lapso de tempo é mostrado na Figura 1. Glóbulos vermelhos humanos (hRBCs) estão manchados com o marcador fluorescente vermelha a membrana plasmática CellMask Orange, Considerando que peritoneals residentes de rato isolado (Ms) são etiquetados com verde fluorescente Alexa Fluor 488-anti-F4/80 anticorpo conjugado ( Figura 2), que serve como um marcador específico de macrófagos de rato e um rótulo de membrana plasmática. Células vermelhas do sangue humanas pode ser opsonizadas com mouse IgG (mIgG), ou mouse IgM (mIgM), incubando-se as células com IgG (ou IgM) anticorpos anti-CD235a (CD235a, também conhecido como glucoforina A, é uma proteína especificamente expressada em células vermelhas do sangue humanas). Imagem em 3D do tempo-lapso de macrófagos fluorescentes verdes, apresentado com vermelhas fluorescentes humanas células vermelhas do sangue permite a visualização de eventos fagocitária de partícula única (Figura 2). Estreita observação de eventos únicos fagocíticas permite detalhes de captura de partículas e ingestão de ser delineado. Por exemplo, a captura de um mIgG-opsonizada humano glóbulo vermelho por um filopodium do macrófago, uma projeção de fina, dedo-como, pode ser observada (Figura 3A; ver também Horsthemke et al 15). Além disso, o apertar de uma hemácia humana durante a formação de Copa fagocíticas pode ser observada (Figura 3A). Mediante a introdução de soro fresco de rato, mIgG-opsonizada, ou humanas, mIgM-opsonizada hemácias desencadear a cascata de complemento clássica, que culmina na formação de um complexo de ataque de membrana hemolítico. A cinética da hemólise mediada por complemento pode ser medida por células manchadas com CellMask Orange e calceína dual de imagem. Verde fluorescente citosólica calceína rapidamente é liberada das células durante a hemólise (Figura 3B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57566/57566fig1.jpg"> Figura 1: manipulação de slides canal revestido fibronectina. (A), A corrediça de canal consiste de dois reservatórios ligados por um canal com as dimensões 50 mm x 5 mm 0,4 mm. canal slides inicialmente são pré-carregadas, aplicando 1-2 mL de meio de um dos dois reservatórios e inclinando o slide. Caps (B) podem ser colocadas os reservatórios antes da incubação. As tampas podem ser convenientemente usadas para retirar as bolhas de ar indesejadas antes da semeadura do canal com as células. Canal de 100 µ l (C) o ar livre de bolhas pode ser preenchido diretamente pipetando médio na boca de um canal. Esta etapa é usada, por exemplo, aos macrófagos de sementes em um slide ou para adicionar gfluorophore (verde fluorescente)-anticorpo conjugado anti-F4/80, que serve como um rótulo de membrana, bem como um marcador de macrófagos de rato. (D) depois de pipetagem de partículas, tais como opsonized humanas células vermelhas do sangue, em um canal semeado com fluorescente manchado de macrófagos, o slide pode ser colocado no palco de um microscópio invertido e microscopia confocal do disco girando lapso de tempo pode ser executada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57566/57566fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57566/57566fig2.jpg"> Figura 2: imagem em 3D do tempo-lapso de fagocitose. (A) diagrama esquemático mostrando a opsonização de membrana plasmática manchada (vermelho fluorescente) humanas células vermelhas do sangue (hRBCs) com o rato (m) anti-CD235a imunoglobulina G (mIgG) anticorpo e apresentação de hRBCs rotulado de macrófagos de rato (Ms), rotulado (verde fluorescente) com verde anticorpo anti-F4/80 de fluoróforo conjugado fluorescente. (B) Lapso de tempo imagens (vistas XZ), obtidas por microscopia confocal disco, mostrando a formação de Copa fagocíticas e ingestão de hRBCs mIgG-opsonizada de giro. Barra de escala = 10 µm. (C) 3D reconstruções mostrando macrófagos ingerindo mIgG-opsonizada hRBCs. Correspondentes vistas XZ (para 3 dos momentos) são mostradas representam espaçamentos de B. Grid 5.07 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57566/57566fig2large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57566/57566fig3.jpg"> Figura 3: captura de uma partícula por um filopodium. Imagens de lapso de tempo, obtidos por fiação microscopia confocal disco, mostrando um macrófago do mouse captura uma imunoglobulina de rato G (mIgG)-opsonized humana células vermelhas do sangue (hRBC) através de um filopodium (setas no painel superior), uma dedo-como a projeção. Observe que as células vermelhas do sangue perde suas crenations cedo durante a formação de Copa fagocíticas. Além disso, a Copa fagocítica aparece apertar as células vermelhas do sangue envelopada (indicada pelas setas no painel inferior). Barra de escala = 10 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57566/57566fig3large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Aqui descrevemos os métodos usando microscopia confocal de fiação disco de imagem única fagocíticas eventos por macrófagos peritoneais residente do rato. Os protocolos podem ser estendidos a outras células fagocíticas.

Time-Lapse imagem em 3D da fagocitose por macrófagos de rato

Phagocytosis plays a key role in host defense, as well as in tissue development and maintenance, and involves rapid, receptor-mediated rearrangements of ...

O objetivo geral deste ensaio é preparar macrófagos e glóbulos vermelhos opssonizados para a visualização da Faagocytose por microscopia de lapso de tempo tridimensional. Este método pode ajudar a responder a perguntas-chave no campo da imunologia, como como os fagocitos capturam e ingerem partículas. Esta técnica permite a visualização da absorção de partículas em tempo real, ao contrário de ensaios mais tradicionais de ponto final que só permitem a avaliação de se, mas não como, uma partícula foi ingerida.Geralmente, indivíduos novos nesse método podem lutar até se acostumarem com os procedimentos de isolamento celular. Primeiro tivemos a ideia desse método quando percebemos as vantagens de girar esta microscopia confocal para imagens de lapso de tempo 3D de Faagocytose. Para isolar macrófagos peritoneais, coloque um cateter plástico de 24 bitola no peritônio de um rato de três a quatro meses de idade, e use uma seringa de cinco mililitros de plástico para lavar a cavidade duas vezes com 4,5 mililitros de HBSS gelado sem cálcio e magnésio por lava.Transferindo a suspensão aspirada para um tubo inferior redondo de polipropileno de 14 mililitros à medida que é coletado. Quando ambas as amostras foram colhidas, centrifugar o aspirado e resuspensar as células peritoneais em um mililitro de biocarbonato completo livre RPMI 1640 médio para alcançar cerca de seis vezes 10 a sexta células por concentração de mililitro. Em seguida, para pré-encher slides adicione um mililitro de hepes completo complementado médio a um reservatório de um slide de canal revestido de fibronectina, e incline o slide para permitir que o meio seja aspirado do reservatório a jusante.Para remover bolhas de ar indesejadas, adicione um a dois mililitros de meio fresco a um dos dois reservatórios, e aplique firmemente uma tampa de reservatório. Em seguida, aplique pressão rítmica do polegar na tampa para bombear qualquer ar para fora do slide, inclinando o slide conforme necessário. Quando todo o ar for expelido, incline o deslizamento em direção ao reservatório contendo meio sem tampa e remova a tampa para evitar que o ar seja sugado de volta para o canal.Agora pipete a solução celular algumas vezes para reduzir a aglomeração, e adicionar 100 microliters das células em um canal do slide para uma incubação de duas horas em uma câmara úmida a 37 graus celsius na ausência de dióxido de carbono. No final da incubação substitua o HEPES contendo meio em cada slide por meio completo de bicarbonato suplementado como apenas demonstrado. Em seguida, coloque as células em uma incubadora úmida de 37 graus celsius com 5% de dióxido de carbono para sua cultura noturna.Na manhã seguinte, transfira um mililitro de sangue doador saudável recém-obtido em um tubo de microcentrifuge de fundo redondo de dois mililitros. Em seguida, centrifugar a amostra. Remova o plasma e o casaco buffy contendo supernaspeuta.E transfira cuidadosamente 100 microliters dos glóbulos vermelhos sedimentados em um tubo mircocentrifuge de dois mililitros contendo 100 microliters de meio completo suplementado hepes. Rotule o tubo 1:1 e transfira quatro microlitadores dos glóbulos vermelhos diluídos em um novo tubo de microcentrífuga de dois mililitros contendo dois mililitros de meio completo suplementado hepes. Em seguida, rotule este tubo 4:2000 e coloque ambos tubos de amostra de glóbulos vermelhos diluídos no gelo.Para rotular os macrófagos peritoneal substituem o meio bicarbonato em cada lâmina de canal por meios completos complementados com HEPES. Em seguida, incline o slide para permitir que 100 microliters do anticorpo específico do macrófago do rato marcado fluorescentemente sejam adicionados em termos de queda à abertura do canal de 100 microlitres do slide. Aspire o meio que flui para o reservatório a jusante, e incuba as células por 20 minutos em uma câmara úmida a 37 graus celsius na ausência de dióxido de carbono.Enquanto as células peritoneais estão sendo rotuladas suavemente misturam 4:2000 glóbulos vermelhos e transferem 400 microliters das células para um novo tubo de microcentrífuga de dois mililitros, em um bloco de alumínio aquecido dentro de um capô de fluxo laminar por cerca de cinco a oito minutos. Quando as células tiverem aquecido a 37 graus celsius misture 0,4 microliters de uma mancha de membrana de plasma fluorescente vermelha apropriada com as células. Em seguida, coloque as células de volta no bloco de calor.Após cinco minutos lave as células adicionando 1,6 mililitros de HEPES fresco suplementado meio completo e centrífuga. Gire o tubo para identificar a pelota de glóbulos vermelhos. Usando uma ponta de pipeta de um a 1,5 mililitro, remova cuidadosamente o supernascer em dois volumes sem perturbar a pelota e misture 2000 microliters de HEPES fresco suplementado meio completo com as células.Centrifugar e suspender a pelota em 400 microliters de médio. Em seguida, rotule o TPM do tubo para mancha de membrana de plasma. No final da incubação de rotulagem de células peritoneal de 20 minutos, lave o slide com um mililitro de meio hepes completo fresco.Para opsonizar os glóbulos vermelhos adicione um microliter de camundongos IGG2B monoclonal anti humano anticorpo CD235A ao tubo de amostra de TPM. Após oito minutos a 37 graus celsius com a mistura uma vez por minuto, transfira 100 microliters da membrana plasmática manchada IGG operou glóbulos vermelhos humanos para o macrófago peritoneal contendo slide de canal. Assim que os glóbulos vermelhos humanos tiverem sido adicionados, monte o slide em um microscópio confocal de disco giratório.Com a incubadora de estágio situada a 37 graus celsius e imediatamente comece a fotografar as células. A imagem 3D de macrófagos fluorescentes verdes apresentados com glóbulos vermelhos vermelhos fluorescentes vermelhos fluorescentes permite a visualização de eventos fagocíticos de partículas únicas. Por exemplo, a captura de um rato IGG opsonized glóbulo vermelho humano por um filopodium macrófago pode ser observada.Assim como o esprememento de um glóbulo vermelho humano durante a formação de copos fagocíticos. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como isolar macrófagos peritoneal residentes em camundongos, células fluorescentes rotuladas e partículas opssonizadas.

time-lapse-3d-imaging-of-phagocytosis-by-mouse-macrophages

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Source: Lê-Bury, G., et al. Phagosome Migration and Velocity Measured in Live Primary Human Macrophages Infected with HIV-1. J. Vis. Exp. (2016)This video demonstrates live confocal imaging of HIV-1-infected human macrophages to visualize and quantify phagosome migration using GFP fluorescence and bright field tracking, providing insights into how HIV alters intracellular trafficking during Fc receptor–mediated phagocytosis.

Live Imaging of Phagosome Migration in HIV-1-Infected Human Macrophages

Este vídeo demonstra um ensaio para monitorar eventos independentes de fagocitose de glóbulos vermelhos mediados por macrófagos. As hemácias humanas opsonizadas com imunoglobulina G (IgG) de camundongo são incubadas com macrófagos de camundongo e observadas em microscópio confocal. As hemácias são engolfadas por macrófagos por meio de uma formação de copo fagocítico e direcionadas para degradação lisossômica.

Imagem em tempo real da fagocitose de macrófagos de glóbulos vermelhos opsonizados por IgG

Este vídeo demonstra uma técnica de microscopia de fluorescência de reflexão interna total (TIRF) de alta resolução para visualização em tempo real da formação e fechamento de fagossomos durante a fagocitose mediada por macrófagos de glóbulos vermelhos opsonizados (RBCs) opsonizados por IgG presos à superfície de um prato de fundo de vidro. Os macrófagos estendem os pseudópodes ao redor das hemácias e os engolfam dentro dos fagossomos, destacando-os da superfície do vidro.

Visualização baseada em microscopia TIRF da formação e fechamento de fagossomos

Descrevemos métodos para live-célula vídeo de...

Live-célula Microscopia vídeo de Fagocitose patógeno fúngico

Phagocytic cells play a major role in the innate immune system by removing and eliminating invading microorganisms in their phagosomes. Phagosome ...

Estudo da fagolisossomo Biogenesis em macrófagos ao vivo

Aqui apresentamos um protocolo para quantificar a fagocitose de partículas fluorescentes por linhagem celular de macrófagos aderentes usando um método fluorométrico. Este método facilita uma quantificação de alto rendimento da internalização de partículas, bem como a polimerização de actina resultante.

Técnica High Throughput Fluorometric de Avaliação da macrófago fagocitose e actina Polimerização

Descrevemos uma configuração experimental para visualizar com alta resolução sem precedentes a formação e fechamento de fagossomos em três dimensões em macrófagos vivos, usando microscopia de fluorescência de reflexão interna total. Permite o monitoramento da base do copo fagocítico, dos pseudópodes que se estendem, bem como do local preciso da cisão do fagossomo.

&quot;Fagossomo Encerramento Ensaio&quot; para Visualize Formação fagossomo em Três Dimensões Usando Total Internal Reflection Microscopia fluorescente (TIRFM)

A atividade fagocítica do macrófago contra as células cancerosas, especificamente as células carcinomas mamárias do camundongo 4T1, foi imagemda neste estudo. O modelo de cocultura de células vivas foi estabelecido e observado por meio de uma combinação de microscopia de contraste de interferência fluorescente e diferencial. Esta avaliação foi imagemdo usando o software de imagem para desenvolver multiponto de vídeo time-lapse.

Time-Lapse 2D Imaging of Phagocytic Activity in M1 Macrophage-4T1 Mouse Mammary Carcinoma Cells in Co-cultures

Aqui descrevemos métodos usando microscopia de tempo-lapso, contraste de fase para macrófagos peritoneal residentes em camundongos em um gradiente c5a complementar quimático. Os protocolos podem ser estendidos a outras células imunes.

Imagem em lapso de tempo de Quimioterapia de Macrophage mouse

Apresentado aqui é um protocolo para quantificar e produzir imagens dinâmicas de células-tronco mesenquimais (MSC) regulação mediada de fagocitose macrófago (MΦ) de partículas de levedura não opssonizada (zymosan) que são conjugadas a uma molécula fluorescente sensível ao pH.

Regulação de células-tronco mesenquimais da fagocitose macrófago; Quantitação e Imagem

Este protocolo descreve um método de imagem celular viva com lapso de tempo para visualizar a fagocitose de células de câncer de mama triplo negativo marcadas com proteína verde fluorescente por macrófagos derivados de monócitos de sangue periférico, utilizando um microscópio automatizado.

Imagiologia de Time-Lapse da Fagocitose de Células de Cancro da Mama Triplo-Negativo Marcadas com Proteína Fluorescente Verde por Macrófagos Mediada por Anticorpos

Aprenda a visualizar fagocitose em macrófagos peritoneais de rato usando microscopia confocal de disco giratório. Esta técnica permite imagens 3D em tempo real para estudar a dinâmica da captura de partículas.

Time-Lapse imagem em 3D da fagocitose por macrófagos de rato

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