Name: Protocolo experimental pela análise de perfis de resposta comportamental em peixes Larval: aplicação para a Neuro-estimulantes cafeína (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 33 s
Description: Aprenda a analisar atividades locomotoras e respostas fotomotoras em larvas de peixe usando software de rastreamento automatizado. Este método avalia a bioatividade de neuroestimulantes como cafeína em toxicologia aquática.

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Suporte para este estudo foi fornecido pelo US National Science Foundation (projeto #:-1339637) com o apoio adicional da Agência de proteção ambiental dos Estados Unidos. Agradecemos o Dr. Jone Corrales, Dr. Lauren Kristofco, Gavin Saari, Samuel Haddad, Bekah Burket e Bridgett Hill para suporte geral do laboratório.

Estudos neste protocolo geralmente siga delineamento experimental padronizado e recomendado diretrizes de análise estatística de nos Environmental Protection Agency (EPA n º 2000,0) para os peixinhos do cabeção e a organização para a cooperação económica e Desenvolvimento (OCDE n º 236) para zebrafish. Estes desenhos experimentais (por exemplo, aumento da replicação) podem ser modificados dentro do protocolo atual para estudos futuros. Piscicultura condições sigam anteriormente publicados literatura17. Todos os protocolos procedimentos e peixe cultura experimentais seguiram protocolos institucionais Cuidado Animal e Comitê de uso aprovados na Universidade de Baylor.
1. expor o peixe para tratamento químico
<ol><li>Prepare soluções de exposição de cafeína pela dissolução de cafeína em água dura reconstituída. Realizar diluições em série apropriadas diluindo-se tratamentos de cafeína mais elevados com água dura para produzir níveis mais baixos de tratamento de cafeína. Nota: A tabela 1 resume a nível de tratamento utilizados neste experimento.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">Zebrafish</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fathead Minnow</td>
		</tr>
<tr>
<td>Tratamento</td>
			<td>Concentração de cafeína nominal (mg/L)</td>
			<td>Concentração de cafeína medido (mg/L)</td>
			<td>Tratamento</td>
			<td>Concentração de cafeína nominal (mg/L)</td>
			<td>Concentração de cafeína medido (mg/L)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Controle</td>
			<td>0</td>
			<td>&lt; LOD</td>
			<td>Controle</td>
			<td>0</td>
			<td>&lt; LOD</td>
		</tr>
<tr>
<td>75º percentil *</td>
			<td>0.001</td>
			<td>0.001</td>
			<td>75º percentil *</td>
			<td>0.001</td>
			<td>0.001</td>
		</tr>
<tr>
<td>ao percentil 95 *</td>
			<td>0.039</td>
			<td>0,013</td>
			<td>ao percentil 95 *</td>
			<td>0.039</td>
			<td>0,009</td>
		</tr>
<tr>
<td>Percentil 99 *</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.361</td>
			<td>Percentil 99 *</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.310</td>
		</tr>
<tr>
<td>THV</td>
			<td>4.07</td>
			<td>3.81</td>
			<td>THV</td>
			<td>4.07</td>
			<td>4.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% LC50</td>
			<td>48.46</td>
			<td>46,66</td>
			<td>10% LC50</td>
			<td>14.1</td>
			<td>14,7</td>
		</tr>
<tr>
<td>40% LC50</td>
			<td>193.82</td>
			<td>186.67</td>
			<td>40% LC50</td>
			<td>56.38</td>
			<td>53.91</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: tratamentos experimentais de cafeína para experimentos de vairão zebrafish e cabeçudo. Valores nominais e medidos de cafeína para cada tratamento são dadas. * Os tratamentos de cafeína utilizados neste estudo representam o centiles superior de distribuições de exposição, com base em valores ambientais medidos de cafeína16. THV: Valor de risco terapêutico. LOD: Limite de detecção
<ol start="2"><li>Despeje a solução preparada no champanhe de exposição individual. Usar copos de vidro de 100 mL enchidos com 20 mL de solução de exposição para câmaras de exposição zebrafish e provetas de 500 mL com 200 mL de solução de exposição para câmaras de exposição fathead minnow.</li>
	<li>Utilizando uma pipeta de transferência, coloque 10 zebrafish embriões envelhecido h de 4-6 post fertilização (hpf) em cada uma das quatro câmaras de exposição replicar por tratamento.</li>
	<li>Larvas de peixe cabeçudo lugar 10 anos dentro de 24 h de incubação em cada uma das três câmaras de exposição replicar por tratamento. Para acomodar o maior tamanho de larvas de peixe cabeçudo, corte a ponta da pipeta de transferência antes da transferência.</li>
	<li>Manter o zebrafish experimentos em um fotoperíodo de luz: escuro 16:8 h e uma temperatura constante de 28 ± 1 ° C. Use o mesmo regime de fotoperíodo para estudos de peixinho de cabeção, mas a uma temperatura de 25 ± 1 ° C.</li>
	<li>
Após 96 h de exposição a substâncias químicas, peixe individual carga separados poços de 48 (para o zebrafish) e 24 (para peixinho cabeção) placas bem.
	<ol>
<li>Para garantir que cada um contém também um volume igual de solução, transferir as larvas zebrafish para 48 placas bem usando um autopipette de 5.000 µ l para um volume de 1.000 µ l por bem. Use o autopipette para retirar e transferir o zebrafish larvas e exposição solução simultaneamente.</li>
		<li>Devido ao seu tamanho maior, transferência de larvas de peixe cabeçudo usando uma pipeta de transferência com a ponta cortada. Antes de transferir as larvas de peixe de cabeção para poços individuais, encha cada um bem a 2.000 µ l usando um autopipette. Ao transferir as larvas individuais cabeção para poços, colocar a ponta da pipeta de transferência na solução bem e permitir que os peixes a nadar desde a ponta da pipeta dentro do poço.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. calibração dos parâmetros de controle de vídeo
<ol><li>
Antes de medidas comportamentais, definir parâmetros de observação e calibração na faixa de vídeo software (consulte a tabela de materiais).
	<ol>
<li>Coloca uma placa bem na câmara de gravação pelo menos 1 peixe larval em um bem individual. Use a placa e peixes associada como representações para definir parâmetros de calibração.</li>
		<li>No software da faixa de vídeo, clique em "arquivo | Gerar protocolo", que abrirá uma caixa de diálogo"Assistente de criação de protocolo". No campo "contagem de localização", digite o número de indivíduos poços da placa de bem e, em seguida, clique "Okey".</li>
		<li>Na parte superior da tela, clique "View | Tela cheia", que solicitará o sistema para exibir uma visão da câmera aérea da placa bem.</li>
		<li>Clique no ícone "Desenhar áreas", que aparece como três formas multicoloridas. À direita da placa bem área de visualização, selecione o ícone de círculo no campo rotulado "Áreas".</li>
		<li>Utilize o cursor para delinear o vídeo circular rastreamento área na parte superior esquerda do poço da placa de bem. Selecione "Marca Top-Right" e em seguida contorne a área de visualização da parte superior direita bem. Em seguida, selecione "Marca de fundo" para delinear a parte inferior direita bem. Nota: Depois de desenhar o contorno circular, sua posição provavelmente precisará ser ajustado.  Para ajustar a posição da estrutura de tópicos, clique em "selecionar" e em seguida, use o cursor para mover a área delineada. Também, os contornos podem ser replicados clicando em "copiar" e depois "colar".</li>
		<li>Após o canto superior esquerdo, superior direito, e fundo muito bem áreas de rastreamento foram definido, clique em "Build" para solicitar que o software automaticamente delinear as áreas de visualização dos poços restantes.</li>
		<li>Na área rotulada de "Calibração", clique em "Escala de desenhar". Utilize o cursor para desenhar uma linha horizontal através da placa. Uma vez que a linha é desenhada, aparecerá uma caixa de diálogo "Medição de calibração". Insira o comprimento bem placa e clique em "Okey".</li>
		<li>O gerente de desenho de saída clicando no ícone de "Áreas de desenhar".</li>
		<li>Clique no ícone de "Tiles".  Usando o cursor, destaca todas as caixas que aparecem na tela de visualização, para que cada caixa é verde. Nota: O ícone de telhas aparece como um grupo de seis individuais pequenos quadrados</li>
		<li>"Clique em Exibir | Tela cheia".  À direita da placa de área de visualização, clique em "Bkg" na caixa rotulada "Limite de deteção". Use a barra de ajuste de limite para definir o limite de deteção de pixel. Uma vez, o limite de deteção de pixel apropriada é seleccionado, clique em "Aplicar-se ao grupo". Nota: Este protocolo define o limite de deteção 13 no modo preto para observações de zebrafish e 110 no modo transparente para observações de peixinho de cabeção.</li>
		<li>Na caixa rotulada "Limiar de movimento", digite a velocidade de movimento desejado, parâmetros de controle. Uma vez que são definidos parâmetros de velocidade, clique em "Aplicar-se ao grupo". Nota: Este protocolo define pequenas/grandes movimentos em 20 mm/s e inativo/pequenos movimentos em 5 mm/s. Estas seleções program o software para controlar o movimento de larvas de peixes em três níveis diferentes de velocidade: inativo (congelamento) = &lt; 5 mm/s, pequeno (cruzeiro) = 5-20 mm/s e grandes (estouro) = &gt; 20 mm/s.</li>
		<li>Clique em "parâmetros | O protocolo parâmetros"no menu suspenso. Na caixa de diálogo, selecione a guia "Tempo" Enter o tempo de observação e o tempo de integração. Depois são inseridos parâmetros clique "Okey".</li>
		<li>Para definir os tempos de claro/escuro fotoperíodo e intensidade de luz para cada fotoperíodo abrir que as configurações de luz motorista diálogo caixa, selecionando "Condução de luz" de "Parâmetros" do menu suspenso. Nota: Veja vídeo de protocolo para a criação de múltiplos fotoperíodos de claro-escuro.</li>
		<li>Após o vídeo, parâmetros de controle foram estabelecidos, salvar o protocolo de observação. Nota: Este protocolo observa o comportamento dos peixes durante um período de 50 minutos que inclui uma fase de aclimatação de 10 min seguida por 4 alterando fases de claro/escuro, constituído por dois períodos de luz de 10 min e dois períodos escuros de 10 min. O tempo de integração é definido para medir o comportamento para cada minuto do julgamento comportamental 50 min.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. observação de peixes Larval Locomotor e comportamento Photomotor
<ol><li>Coloque a placa bem contendo peixe experimental na câmara de gravação comportamental.</li>
	<li>O vídeo segue o software, abra o protocolo de rastreamento desenvolvido na etapa 3.</li>
	<li>No Visualizador de vídeo monitoramento, verificar para se certificar de que todas as larvas são visíveis na tela do computador, que apenas uma larva individual está presente em cada poço, e que os poços individuais estão alinhados dentro das áreas de observação que foram definidas nas etapas 2.1.5 e 2.1.6.</li>
	<li>Clique no "experimento | Execute". Nota: O sistema solicitará que o usuário forneça um nome e um local para salvar os dados de observação.</li>
	<li>Uma vez o nome e o local de observação de dados foram especificados, clique no ícone "Várias imagens ao vivo" para destacar todas as áreas de visualização predefinidos Nota: Este ícone está localizado na parte superior da tela do computador e aparece como uma caixa dividida em quatro quadrados menores. Ao clicar neste ícone irá destacar todas as áreas de visualização predefinidos.</li>
	<li>Feche o painel da câmara de gravação e clique em "plano de fundo | Start"no monitor do computador.</li>
</ol>4. análise de dados comportamentais
<ol><li>Para recuperar dados de atividade de larvas de peixes, abra a planilha, que é compilada automaticamente pelo software de rastreamento e é na pasta especificada pelo usuário antes de iniciar ensaios comportamentais (passo 3.4).</li>
	<li>Consulte figura 1A e 1B para medições representativas de ingênuo atividade locomotora de zebrafish não exposto e larvas de peixe cabeçudo, respectivamente. Consulte números 1 e 1 D para cálculos de PMR, que efetivamente analisar a magnitude da diferença de movimento entre transições de luz escura ou escuro para a luz.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57938/57938fig1.jpg"> Figura 1: Exemplo de actividade de base de zebrafish não exposto (A e B) e peixinho de cabeção (C e D). A distância média (± SEM) nadou para zebrafish (A) e peixinho cabeção (C) é dada por pontos, cada representando intervalos de um minuto de atividade. Medem-se duas escuro e dois períodos de luz de photomotor respostas. A última (a, c, e e g) e primeiro (b, d, f e h) minutos de cada fotoperíodo são usados para calcular PMRs. Photomotor respostas de zebrafish (B) e peixinho cabeção (D) é medidos como a mudança na média (±SEM) distância percorrida entre o último minuto de um fotoperíodo inicial e o primeiro minuto do período seguinte. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57938/57938fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Ao selecionar os níveis de tratamento químico para estudos de toxicologia comportamental, vários fatores devem ser considerados. Níveis de tratamento de cafeína no presente estudo foram selecionados com base em valores superiores ao percentil para cenários de exposição ambiental prevista de águas residuais efluentes16. Quando possível, selecionamos rotineiramente níveis de tratamento para estudos de Toxicologia aquática utilizando avaliações probabilísticas exposição de observações ambientais19,20,21. Um THV, que é calculável para medicamentos, também foi incluída como um nível de tratamento no presente estudo. THV valores (EQ. 1)22,23 são definidos como as concentrações de água previsto levando a doses terapêuticas humanas (Cmax) de produtos farmacêuticos em peixes23, são inspirados de plasma inicial esforços24de modelagem e são calculado com base na química do sangue: água particionamento coeficientes (EQ. 2)25.
THV = Cmáx / log PBW (EQ. 1)
log PBW = log [(100,73. log Kow · 0.16) + 0,84] (EQ. 2)
Aqui, selecionamos também níveis subletais de tratamento em relação ao zebrafish e fathead minnow LC50 valores. Consideramos esta abordagem um procedimento de avaliação comparativa útil para respostas comportamentais, particularmente quando comparando os limiares de comportamentos específicos, com um modelo de peixe através de vários produtos químicos. Facilita ainda mais os cálculos de aguda para rácios crônicos, que podem ser útil para o diagnóstico em Toxicologia aquática para avaliações e estudos mecanicistas. Foram obtidos valores de CL50 bioensaios de toxicidade preliminar, seguindo as orientações padronizadas dadas no passo 2.1.
Neste protocolo, empregamos comuns projetos experimentais e técnicas estatísticas recomendado pela US EPA e OECD métodos padronizados para estudos de toxicologia com modelos de peixe. Embora nós relatamos p valores (EG., < 0,01, < 0.05, < 0,10), diferenças significativas (α = 0,10) em atividade, níveis são identificados entre os tratamentos, usando a análise de variância (ANOVA) se normalidade e equivalência de suposições de variância forem atendidas. Testes post hoc de Dunnett ou de Tukey HSD são realizados para identificar as diferenças de nível de tratamento. Nós selecionamos este alfa (α = 0,10) valor para reduzir erros de tipo II, particularmente para os primeiros ensaios de camada e quando uma compreensão do tamanho do efeito biologicamente importante é limitada para os pontos de extremidade comportamentais pouco estudados e de organismos modelo26, em vez de empregando os procedimentos mais comuns em ciências biomédicas para comparações múltiplas (por exemplo., correção de Bonferroni para dados de RNA-Seq)27.  Futuros estudos são necessários para compreender a variabilidade dessas respostas comportamentais e potencialmente modificar desenhos experimentais (por exemplo, aumento de replicação) em conformidade.
Uma série de fatores pode influenciar o comportamento dos peixes larvas, além de exposição a substâncias químicas. Por exemplo, hora do dia, idade, tamanho bem, temperatura, condições de iluminação e volume de solução de exposição em cada bem representam importantes considerações11,30. Por estas razões, devem ser tomadas precauções para minimizar os efeitos de fatores externos que podem influenciar o comportamento locomotor do peixe larval durante a experimentação. Observações comportamentais devem ser realizadas em janelas de tempo estreita (3 a 4 h) e em períodos de tempo em tempo dos efeitos de dia deverão ter influência mínima sobre comportamento locomotor larval11. Além disso, peixes larvas devem ser mantidos a uma temperatura consistente (28 ± 1 ° C para zebrafish) e 24 ± 1 ° C para FHM e por um ciclo claro/escuro definido nas incubadoras com temperatura controlada durante todo o período de exposição. Além disso, a temperatura do laboratório onde os comportamentos são registrados deve ser mantida para condições de aproximar as condições experimentais para evitar influências de temperatura em comportamentos. Além disso, poços usados durante observações comportamentais devem ser mantidos em um volume consistente para cada peixe individual.
Embrionário e larvar zebrafish que PMRs foram usados anteriormente em ciências biomédicas para identificar alvos terapêuticos para romance compostos,12,13. Este protocolo expande pesquisa comportamental anterior com zebrafish utilizando 38 pontos de extremidade para investigar a bioatividade química dos contaminantes ambientais. Embora a cafeína é um contaminante comum aquático com um mecanismo compreendido de ação (MoA), muitos compostos no comércio faltam dados importantes mecanicistas. Portanto, este protocolo pode ser empregado para ganhar a introspecção de MoAs para compostos faltando dados de toxicidade, incluindo produtos químicos comerciais39. Além disso, o protocolo fornece métodos para dois dos modelos de peixes mais comumente usados. Conforme observado anteriormente, considerando o zebrafish é um modelo biomédico peixe comum que está se tornando cada vez mais popular em ecotoxicologia, o fathead minnow é comumente usado como um modelo ecológico para aplicações de avaliação ambiental, mas recebeu comparativamente menos atenção em estudos comportamentais com sistemas automatizados, em comparação com o peixe-zebra. Embora não ainda não há nenhum métodos padronizados regulamentares para estudos de toxicologia comportamental de peixes, este protocolo fornece uma abordagem para suportar os esforços futuros.
Cafeína suscitou respostas comportamentais em cada um dos modelos de peixes em níveis que foram detectados no ambiente aquático16. Rodriguez-Gil et al . 2018 desenvolvido distribuições de exposição ambiental global em sistemas aquáticos com base nos valores medidos de cafeína16. Especificamente, 95% das concentrações efluentes de águas residuais previsto cairia abaixo as LOECs para os pontos de extremidade comportamentais mais sensíveis de zebrafish e fathead minnow no presente estudo (tabela 2). Embora vários efeitos comportamentais de cafeína foram observados no zebrafish (particularmente em condições escuras) em níveis ambientalmente relevantes, não está claro se essas modificações comportamentais podem ocorrer nas populações naturais de peixes ou resultar em ecologicamente importantes resultados adversos. Embora útil para fins de seleção sensível, diagnóstico, limiares comportamental de larvas de peixes podem não ser representativa de outras fases da história de vida ou de peixe em populações naturais. Uma pesquisa mais adicional é garantida para determinar se semelhante limiares de resposta comportamental que ocorre na natureza e ser indicativo de resultados adversos nos níveis de organização biológica indivíduo ou população.

Embora modelos de peixe são cada vez mais utilizados para estudos biomédicos, peixe têm sido empregada rotineiramente para estudos de ecologia e fisiologia, para examinar a contaminação das águas de superfície e entender os limiares toxicológicos dos produtos químicos. Tais esforços são importantes porque a contaminação química pode prejudicar os ecossistemas aquáticos e comprometer a qualidade do abastecimento de água de fonte1,2. A maioria dos produtos químicos no comércio, no entanto, falta até mesmo de informação de toxicologia básica3.
Ensaios de modelo animal tradicionalmente utilizados em testes de toxicidade regulamentar são recurso intensivo e não pode fornecer a alta taxa de transferência, triagem de camada início necessária para toxicidade testes no século XXI4. Posteriormente, há um crescente impulso para adotar e utilizar modelos em vitro que podem mais rapidamente e eficientemente tela compostos por atividades biológicas3,5. Embora modelos de célula com base apresentam muitas oportunidades, eles muitas vezes faltam a complexidade biológica e, portanto, não conta para muitos processos importantes de todo organismo, incluindo metabolismo6.
O peixe-zebra é um modelo comum de animal biomédico que está ganhando popularidade como um modelo alternativo em Toxicologia aquática e Ecotoxicologia7,8. Dado seu tamanho pequeno, rápido desenvolvimento e alta fecundidade, modelos de peixes podem ser usados para produtos químicos para a bioatividade e toxicidade na escala todo organismo9de tela rapidamente e eficientemente. Com o auxílio do software de rastreamento automatizado, larval zebrafish comportamentos fornecem utilitário de diagnóstico avançado em triagem de contaminantes para toxicidade10,11. Estudos nas ciências farmacêuticas têm demonstrado que a locomoção pontos de extremidade são informativos dos mecanismos químicos de ação, podem ser usada para comportamentos de fenótipo e então tentativamente podem identificar subcellular alvos para novas moléculas12, 13. Considerando o zebrafish é um modelo popular peixe larval em ciências biomédicas, vairão cabeção é um modelo comum, ecologicamente importante peixe que é utilizado para estudos de Ecotoxicologia e durante em perspectiva (por exemplo, novas avaliações química) e avaliações ambientais de retrospectiva (por exemplo, ambiente água de superfície ou acompanhamento de descarga de efluentes de águas residuais). Infelizmente, respostas comportamentais de peixinhos cabeção larval receberam marcadamente menos atenção do que o peixe-zebra. Nossa pesquisa em andamento com dois modelos comuns de larvas de peixes, o zebrafish e fathead minnow, sugere que larval peixes nadando padrões aparecem exclusivos para modos antecipados ou mecanismos de ação para diversos produtos químicos. Assim, pontos de extremidade comportamentais fornecem o potencial rapidamente e com sensibilidade examinar produtos químicos para a toxicidade e identificar alvos subcellular para industriais químicos e outros contaminantes, particularmente durante avaliações de nível inicial.
Aqui, nós relatamos um protocolo para análise de perfis de resposta comportamental em peixes larvas. Nós demonstramos esses métodos usando a cafeína, um modelo neurostimulant e um contaminante comum aquático que é introduzido aos sistemas aquáticos através de descarga de tratamentos águas residuais após o consumo de alimentos, bebidas, e produtos farmacêuticos formulados com cafeína14. Nós examinamos as respostas comportamentais à cafeína em ambos larval minnow zebrafish e cabeção, incluindo-se a uma mudança súbita na condição de iluminação, que é muitas vezes referida como uma resposta de photomotor (PMR) durante estudos farmacêuticos com embrionário e larvar zebrafish13,15. Identificamo-nos ainda mais os efeitos da cafeína através de vários pontos de extremidade locomotoras para desenvolver perfis químicos de resposta para cada modelo de peixe. Níveis de tratamento de cafeína utilizados neste estudo representam o centiles superior de distribuições de exposição, com base em valores ambientais medidos de cafeína16. Nós também incluímos tratamentos aferidos para larvas de peixes LC50 valores e o valor terapêutico do perigo (THV), uma concentração farmacêutica na água que é antecipada para resultar em níveis plasmáticos em peixe consistente com uma dose terapêutica de plasma humano.

<table><tbody><tr><td>ViewPoint Zebrabox</td><td>ViewPoint</td><td></td><td>ZebraLab e plataforma ZebraLab para observações comportamentais automatizadas</td></tr><tr><td>Cafeína</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C0750-100G</td><td>Incubadora de produtos químicos</td></tr><tr><td></td><td>de estudo VWR</td><td>9110589</td><td>Mantém o ciclo claro/escuro e a temperatura para experiências de peixinho gordo</td></tr><tr><td>Incubadora</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>35824-636</td><td>Mantém o ciclo claro/escuro e a temperatura para experimentos com peixe-zebra</td></tr><tr><td>Copos de vidro de 100 mL</td><td>VWR</td><td>89000-200</td><td>Câmaras de exposição de peixe-zebra&nbsp;</td></tr><tr><td>Copos de vidro de 500 mL&nbsp;</td><td>Pyrex</td><td>EW-34502-03 Câmaras de</td><td>exposição de peixinho Fathead</td></tr><tr><td>5,000 &micro; L pipeta automática</td><td>Eppendorf</td><td>Research 5000</td><td>Usado para encher poços individuais em placas de poço</td></tr><tr><td>Pipetas de transferência</td><td>VWR</td><td>414-004-004</td><td>Usado para transferir organismos de estudo&nbsp;</td></tr><tr><td>Placas de 48 poços</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772-52</td><td>Câmaras de registo comportamental de peixe-zebra larval</td></tr><tr><td>Placas de 24 poços</td><td>VWR</td><td>10062-896</td><td>Câmaras de registo comportamental de peixinho de cabeça de gordura larval</td></tr><tr><td>Sulfato de cálcio di-hidratado</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3771</td><td>Para água dura reconstituída</td></tr><tr><td>Sulfato de magnésio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7506</td><td>Para água dura reconstituída</td></tr><tr><td>Bicarbonato de Sódio&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761</td><td>Para água dura reconstituída</td></tr><tr><td>Cloreto</td><td>de Potássio Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td> Para sistema de recirculação z-mod <td>de água dura reconstituída</td></tr><tr><td></td><td>Sistemas Biotech</td><td></td><td>Marinhos Sistema de recirculação para manter culturas de peixe-zebra</td></tr><tr><td>Software de análise estatística</td><td>Sigma Plot&nbsp;</td><td>Versão 13.0</td><td>Usado para analisar dados de beleza e produzir figuras</td></tr><tr><td>Software de análise estatística</td><td>Graphpad Prism</td><td>Prism 5</td><td>Usado para produzir figuras&nbsp;</td></tr><tr><td>Sistema de bombeamento automático/quaternário</td><td>Agilent Technologies</td><td>Infinity 1260 modelo&nbsp;</td><td>Verificação analítica dos níveis de tratamento com cafeína</td></tr><tr><td>Fonte de ionização eletrospray de gradiente térmico de jato</td><td>Agilent Technologies</td><td></td><td>Verificação analítica dos níveis de tratamento com cafeína</td></tr><tr><td>Analisador de massa triplo quadrupolo&nbsp;</td><td>Agilent Technologies</td><td>Modelo 6420</td><td>Verificação analítica dos níveis de tratamento com cafeína</td></tr><tr><td>10&nbsp; cm&nbsp; &vezes; &nbsp; 2.1&nbsp; mm Coluna Poroshell 120 SB-AQ (120&Aring;, 2.7)&nbsp;</td><td>Cromatografia Caffiene Agilent Technologies</td><td>685775-914T</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Software MassHunter Optimizer&nbsp;</td><td>Agilent Technologies</td><td></td><td>Determine o modo de ionização, transições monitoradas e parâmetros instrumentais para cafeína/cafeína-d9 e paraxantina/paraxantina-d6</td></tr></tbody></table>

protocolo experimental pela análise de perfis de resposta comportamental em peixes larval: aplicação para a neuro-estimulantes cafeína

Experimental Protocol for Examining Behavioral Response Profiles in Larval Fish: Application to the Neuro-stimulant Caffeine

Modelos de peixe e comportamentos são cada vez mais utilizados em ciências biomédicas; no entanto, peixe tem sido objecto de estudos ecológicos, fisiológicos e toxicológicos. Usando automatizado plataformas de controle digital, esforços recentes em Neurofarmacologia estão aproveitando comportamentos locomotor de larvas de peixe para identificar potenciais alvos terapêuticos para pequenas moléculas. Semelhante a esses esforços, pesquisa em ciências ambientais e comparativa farmacologia e toxicologia examinou vários comportamentos dos modelos de peixe como ferramentas de diagnóstico na avaliação hierárquica de contaminantes e monitoramento em tempo real das águas de superfície para ameaças de contaminante. Considerando que o peixe-zebra é um modelo popular peixe larval em ciências biomédicas, vairão cabeção é um modelo comum de larvas de peixes em ecotoxicologia. Infelizmente, as larvas de peixe cabeçudo receberam consideravelmente menos atenção em estudos comportamentais. Aqui, podemos desenvolver e demonstrar um protocolo de perfil comportamental usando cafeína como um modelo neurostimulant. Embora photomotor respostas de peixinhos cabeção ocasionalmente foram afetadas pela cafeína, zebrafish eram marcadamente mais sensível para photomotor e pontos de extremidade locomotoras, que respondeu em níveis ambientalmente relevantes. Futuros estudos são necessários para entender as diferenças de sensibilidade comportamental comparativo entre peixe com idade e tempo de dia e para determinar se semelhantes efeitos comportamentais que ocorrem na natureza e ser indicativo de resultados adversos no indivíduo ou níveis de população da organização biológica.

Níveis de tratamento de cafeína não variou sensivelmente durante os experimentos de 96 h com peixinhos zebrafish e cabeçudo. Por exemplo, a tabela 1 apresenta analiticamente verificadas concentrações de cada nível de tratamento. Este protocolo verificado amostras de água para os níveis de tratamento de cafeína por diluição isotópica cromatografia líquida em tandem espectrometria de massas (LC-MS/MS) geralmente seguindo métodos anteriormente relatados28. A formação de Paraxantina, o metabólito primário de cafeína, também foi quantificada. Uma descrição desses procedimentos analíticos constam as informações analíticas complementares. Por causa das semelhanças entre verificação nominal e analítica dos tratamentos, os níveis de tratamento nominal são apresentados durante o restante deste manuscrito. Cafeína significativamente alterados comportamentos de vairão zebrafish e cabeçudo. No entanto, o zebrafish locomotor respostas foram consistentemente mais sensíveis à cafeína do que os peixinhos de cabeção. Os pontos de extremidade comportamentais mais sensíveis para larvas de peixe zebrafish e cabeção foram afetados pela cafeína com uma concentração de 0,039 mg/L. tabela 2 resume a concentrações de menor efeito observável (LOECs) e concentrações sem efeito observado (NOECs) para cada ponto de extremidade comportamental em ambos os modelos de peixe.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="3">Zebrafish</td>
			<td colspan="3">Peixinho de cabeção</td>
		</tr>
<tr>
<td>Ponto de extremidade</td>
			<td>LOEC (mg/L)</td>
			<td>NOEC (mg/L)</td>
			<td>Ponto de extremidade</td>
			<td>LOEC (mg/L)</td>
			<td>NOEC (mg/L)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Distância total escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Distância total escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Distância total de luz</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Distância total de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Contagem total escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Contagem total escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Contagem total de luz</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Contagem total de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a distância escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>193.82</td>
			<td>Estourando a distância escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a luz de distância</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Estourando a luz de distância</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando conta escuro</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Estourando conta escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a conta de luz</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Estourando a conta de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a duração escuro</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Estourando a duração escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a luz de duração</td>
			<td>−</td>
			<td>193.82</td>
			<td>Estourando a luz de duração</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro distância escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Cruzeiro distância escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro luz de distância</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Cruzeiro luz de distância</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro conta escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Cruzeiro conta escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro de contagens de luz</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Cruzeiro de contagens de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro duração escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Cruzeiro duração escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro de duração de luz</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Cruzeiro de duração de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelando a distância escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Congelando a distância escuro</td>
			<td>0.039</td>
			<td>0.001</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento de distância de luz</td>
			<td>0.039</td>
			<td>0.001</td>
			<td>Congelamento de distância de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento conta escuro</td>
			<td>0.412</td>
			<td>0.039</td>
			<td>Congelamento conta escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento de contagens de luz</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Congelamento de contagens de luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento duração escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>193.82</td>
			<td>Congelamento duração escuro</td>
			<td>56.38</td>
			<td>14.10</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento duração luz</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Congelamento duração luz</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Escuro 1 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Escuro 1 PMR</td>
			<td>0.039</td>
			<td>0.001</td>
		</tr>
<tr>
<td>Luz 1 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Luz 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>PMR 2 escuro</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>PMR 2 escuro</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Leve 2 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Leve 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando o escuro 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>193.82</td>
			<td>Estourando o escuro 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a luz 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>193.82</td>
			<td>Estourando a luz 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando o escuro 2 PMR</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Estourando o escuro 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Estourando a luz 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>193.82</td>
			<td>Estourando a luz 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro escuro 1 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Cruzeiro escuro 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro de luz 1 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Cruzeiro de luz 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro escuro 2 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Cruzeiro escuro 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cruzeiro de luz 2 PMR</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Cruzeiro de luz 2 PMR</td>
			<td>56.38</td>
			<td>14.10</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento escuro 1 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Congelamento escuro 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento de luz 1 PMR</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Congelamento de luz 1 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento escuro 2 PMR</td>
			<td>48.46</td>
			<td>4.07</td>
			<td>Congelamento escuro 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>Congelamento de luz 2 PMR</td>
			<td>193.82</td>
			<td>48.46</td>
			<td>Congelamento de luz 2 PMR</td>
			<td>−</td>
			<td>56.38</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 2: vairão Zebrafish e cabeção NOECs comportamentais e LOECs para cafeína. Sem concentração de efeito observado (CSEO) e valores mais baixos observados efeito concentração (LOEC) (mg/L) para cada luz/escuro nadando atividade endpoints e photomotor respostas para os peixinhos zebrafish e cabeção expostos à cafeína. Traços indicam que não há efeitos foram observados em um determinado ponto de extremidade em todos os níveis de tratamento.
A Figura 2 apresenta atividade locomotora total e PMRs de zebrafish e cabeção peixinho após a exposição de 96 h a cafeína. Larvas de peixe cabeçudo que PMRs foram alterados por cafeína a tratamento níveis inferiores (0,038 mg/L) zebrafish, mas um número consideravelmente maior de photomotor pontos de extremidade foram afetadas no zebrafish. O mais alto nível de tratamento de cafeína (193,82 mg/L) alterado PMR no zebrafish, em que estas respostas foram exatamente o oposto de controles. A este nível elevado de tratamento, no entanto, PMRs diminuíram no escuro e aumentaram em condições de luz.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57938/57938fig2.jpg"> Figura 2: Atividade de natação e photomotor respostas de zebrafish (A e B) e peixinho de cabeção (C e D) após a exposição de 96 h a cafeína. A distância média (± SEM) nadou para zebrafish (A) e peixinho cabeção (C) é dada por pontos, cada representando intervalos de 1 min de atividade. Photomotor respostas de zebrafish (B) e peixinho cabeção (D) são medidas como a mudança na média (± SE) total distância percorrida entre o last minutes de um fotoperíodo inicial e o primeiro minuto do período seguinte. Dois escuro e duas respostas de luz photomotor período foram medidas. Um total de 24 zebrafish (4 repetições cada de 6 larvas) e 12 (3 repetições cada de 4 larvas) peixinhos cabeção foram usados para observação comportamental. p &lt; 0,10; p &lt; 0,05; p &lt; 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57938/57938fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Além de medir o larvas PMRs, clara e escura de atividade locomotora foi analisada através de três limites de velocidade para a distância movida, número de movimentos e duração dos movimentos. Este dados são utilizados para desenvolver perfis de resposta comportamental de cafeína (Figura 3, suplementar , Figura 1). Em ambos os modelos de peixes, atividade de cafeína inibida em tudo significativamente afetados pontos de extremidade do aparelho locomotoras. Ambos os peixes modelos demonstraram aumento da atividade com os limites de velocidade ruptura após a exposição a cafeína, embora não significativamente. Semelhante aos resultados das observações PMR, cafeína efetuado um maior número de pontos de extremidade locomotor zebrafish. Na verdade, a cafeína significativamente alterados várias respostas locomotoras em condições escuras em níveis ambientalmente realistas abaixo a THV. No entanto, atividade locomotora de fathead minnow não foi significativamente afetada sob condições de luz por qualquer nível de tratamento.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57938/57938fig3.jpg"> Figura 3: perfis de resposta de larvas peixinhos zebrafish e cabeção após exposição de 96 h para cafeína. Quer dizer zebrafish escuro (A) e luz (B) natação atividade comparada para significar peixinho cabeção escuro (C) e atividade de luz (D) após a exposição de 96 h a cafeína. Plotados dados representa a atividade mais dois fotoperíodos escuro de 10 min e dois fotoperíodos de luz de 10 min para cada modelo de peixe. Dados são normalizados para o controle, que é representado no eixo 0 em cada figura. Parâmetros comportamentais incluem distância atravessou nadando, número de movimentos (contagem) e a duração de cada movimento 3 níveis de velocidade, estourando (&gt; 20 mm/s), cruzeiro (5-20 mm/s) e congelamento (&lt; 5 mm/s). Para além de padrões de movimento em cada um dos limiares de velocidade, distância total nadou, e o número total de movimentos é representado. ↑ representa um aumento significativo na atividade em comparação com o controle e ↓ indica uma diminuição significativa na atividade em comparação com o controle. Um total de 24 zebrafish (4 repetições cada de 6 larvas) e 12 (3 repetições cada de 4 larvas) peixinho bobo quando utilizados em observações comportamentais para cada grupo. p &lt; 0,10; p &lt; 0,05; p &lt; 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57938/57938fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Suplementar Figura 1: Photomotor respostas de zebrafish (A e B) e peixinho de cabeção (C e D) através de três limites de velocidade. Zebrafish (A, B e C) e fathead minnow larvas (D, E e F) photomotor respostas através de três limites de velocidade (congelamento: 20 mm/s) após a exposição de 96hr a cafeína. Photomotor respostas de zebrafish e fathead minnow são medidas como a mudança na média (±SE) total distância percorrida entre o last minutes de um fotoperíodo inicial e o primeiro minuto do período seguinte. Dois escuro e duas respostas de luz photomotor período foram medidas. Um total de 24 zebrafish (4 repetições cada de 6 larvas) e 12 (3 repetições de 4 larvas) peixinhos cabeção foram usados para observação comportamental. * p &lt; 0,01 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57938/Steele_et_al_JoVE_Supplemental_Figure_1_01302018.pptx">, por favor clique aqui para baixar este arquivo.</a>

Aqui, apresentamos um protocolo para examinar larval zebrafish e cabeção peixinho locomotoras atividades e respostas photomotor (PMR), usando um software de rastreamento automatizado. Quando incorporado em comum os bioensaios de toxicologia, análises destes comportamentos fornecem uma ferramenta de diagnóstico para examinar a bioatividade química. Este protocolo é descrito usando a cafeína, um modelo neurostimulant.

Protocolo experimental pela análise de perfis de resposta comportamental em peixes Larval: aplicação para a Neuro-estimulantes cafeína

Fish models and behaviors are increasingly used in the biomedical sciences; however, fish have long been the subject of ecological, physiological and ...

Os modelos de peixes têm muitas vantagens e, posteriormente, estão sendo cada vez mais utilizados nas ciências biomédicas. Do desenvolvimento à descoberta de medicamentos e estudos toxicológicos. O comportamento dos modelos de peixes também está sendo cada vez mais usado para pesquisas ambientais e biomédicas.Aqui é particularmente importante alavancar décadas de experiência em pesquisa em toxicologia aquática e ecologia comportamental para avançar nas ciências biomédicas ambientais. Nosso método pode ser usado para entender as bioatividades dos produtos químicos e os benefícios e perigos que eles podem apresentar. A principal vantagem deste protocolo é que ele fornece uma abordagem sensível e rápida para entender as atividades químicas diagnósticas de utilidade para as ciências ambientais e biomédicas.As implicações desta técnica destinam-se a apoiar o diagnóstico de bioatividades comerciais e efeitos comportamentais. A maioria desses produtos químicos geralmente carece de informações importantes sobre toxicidade. No entanto, também pode ser aplicado para entender os efeitos de outros produtos químicos, como produtos farmacêuticos e pesticidas.É importante considerar esse aspecto, pois muitas vezes faltam dados comparativos de farmacologia e toxicologia ambiental para compostos industriais. Além de medir a atividade locomotora larval durante a alteração de períodos fotográficos claros e escuros, este protocolo pode ser usado para medir as respostas fotomotoras larvais. Que examinam efetivamente a magnitude da diferença de movimento entre as transições claro para escuro e escuro para claro.Para começar, dissolva a cafeína em água dura reconstituída. Em seguida, execute diluições em série para produzir níveis mais baixos de tratamento com cafeína. Para preparar as câmaras de exposição individuais, despeje 20 mililitros de solução em quatro copos de vidro de 100 mililitros para o peixe-zebra.Despeje 200 mililitros de solução em três copos de vidro de 500 mililitros para os peixinhos gordos. Em seguida, use uma pipeta de transferência para colocar 10 embriões de peixe-zebra com idade de quatro a seis horas após a fertilização em cada um dos béqueres. Usando uma pipeta de transferência modificada, coloque 10 larvas de peixinho envelhecidas dentro de 24 horas após a eclosão em cada uma das câmaras de exposição.Coloque as câmaras de peixe-zebra e peixinho gordo em uma incubadora. Após 96 horas, carregue peixes individuais em poços separados de placas de 48 e 24 poços. Coloque uma placa de poço com pelo menos um peixe larval na câmara de registro.Em seguida, no software de rastreamento de vídeo, clique em arquivo gerar protocolo. No campo de contagem de localização da caixa de diálogo, insira o número de poços individuais da placa de poço. E clique OK.At parte superior da tela, clique em exibir tela inteira.Para exibir uma câmera aérea view da placa do poço. Em seguida, clique no ícone de desenhar áreas. Selecione o ícone de círculo no campo rotulado áreas.Usando o cursor, delineie a área circular de rastreamento de vídeo do poço superior esquerdo da placa. Selecione a marca superior direita e contorne a área de visualização do canto superior direito. Em seguida, selecione a marca inferior para delinear bem o canto inferior direito.Depois de definir as áreas de rastreamento de poços, clique em compilar para solicitar que o software delineie as áreas de visualização dos poços restantes. Na área de calibração, clique em desenhar escala e desenhe uma linha horizontal na placa. Assim que a linha for desenhada, uma caixa de diálogo rotulada como medição de calibração aparecerá.Insira o comprimento da placa do poço nesta caixa e clique em OK. Clique em aplicar ao grupo na área de calibração. Para sair do gerenciador de desenhos, clique no ícone de desenhar áreas. Em seguida, clique no ícone de blocos.Usando o cursor, realce todas as caixas que aparecem na tela de visualização para que cada caixa fique verde. Clique em exibir e tela cheia. Em seguida, na caixa de limite de detecção, clique em bkg e use a barra de ajuste de limite para definir o limite de detecção de pixels.Depois que o limite apropriado for selecionado, clique em aplicar ao grupo. Na caixa rotulada limite de movimento, insira os parâmetros de rastreamento de velocidade de movimento desejados. Depois que os parâmetros de velocidade forem definidos, clique em aplicar ao grupo.Em seguida, clique em parâmetros de protocolo no menu suspenso. Na caixa de diálogo, selecione a guia de tempo e insira os tempos de observação e integração. Clique em ok e abra a caixa de diálogo de configurações do driver de luz selecionando Light driving no menu suspenso de parâmetros.Defina os tempos de período de foto claro e escuro e a intensidade da luz para cada período de foto. Em seguida, clique em ok. Em seguida, salve o protocolo de observação.Primeiro coloque a placa do poço contendo os peixes experimentais na câmara de registro comportamental. Em seguida, abra o protocolo de rastreamento desenvolvido anteriormente. No visualizador de rastreamento de vídeo, certifique-se de que todas as larvas estejam visíveis, que apenas uma larva esteja presente em cada poço e que os poços estejam alinhados com as áreas de observação definidas.Em seguida, clique em experimentar e executar. Especifique o nome e o local de salvamento dos dados. E clique no ícone de várias imagens ao vivo para destacar todas as áreas de visualização predefinidas.Por fim, feche o painel da câmara de gravação e clique em fundo seguido de iniciar no monitor do computador. Após 96 horas de exposição à cafeína, a resposta fotomotora das larvas de peixinho gordo foi alterada pela cafeína em níveis mais baixos do que o peixe-zebra. No entanto, um número marcadamente maior de desfechos fotomotores foi afetado no peixe-zebra.Além disso, a atividade locomotora clara e escura foi analisada em três limiares de velocidade para distância percorrida, número de movimentos e duração dos movimentos. Em ambas as espécies, a cafeína inibiu a atividade em todos os pontos finais locomotores significativamente afetados. Ao realizar este procedimento, é importante lembrar de conectar os ensaios comportamentais com uma janela de tempo específica estreita.Porque a hora do dia pode influenciar o comportamento das larvas dos peixes. Seguindo este procedimento, os métodos podem ser aplicados a diretrizes padronizadas em outros produtos químicos para responder a perguntas adicionais relacionadas ao comportamento dos peixes. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como observar comportamentos e respostas fotomotoras de modelos de larvas de peixes ao realizar bioensaios de toxicidade com diretrizes padronizadas de relevância para as ciências ambientais e biomédicas.Não se esqueça de que trabalhar com certos produtos químicos pode ser perigoso, portanto, certifique-se de usar equipamentos de proteção individual adequados ao realizar este protocolo.

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JoVE Journal

Environment

Ambiente

Este vídeo descreve o ensaio de resposta fotomotora de larvas de peixe-zebra e peixinho gordo usando um software de rastreamento automatizado. O protocolo mede a resposta comportamental das larvas de peixes após uma mudança repentina nas condições de iluminação.

Ensaio de resposta fotomotora: um método para medir a resposta comportamental de larvas de peixe-zebra a uma mudança repentina na condição de iluminação

Este artigo descreve a resposta comportamental do peixe-zebra a compostos tóxicos monitorando a locomoção larval. O protocolo analisa ainda um exemplo da resposta das larvas do peixe-zebra ao poluente ambiental.

Ensaio de locomoção larval: método de alto rendimento para estudar a toxicidade neurocomportamental de um composto em larvas de peixe-zebra

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Analisando a atividade neuronal evocada por presas em uma larva de peixe-zebra transgênica

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Automatizados análises comportamentais de alto rendimento em larvas do peixe

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Abordagens comportamentais para estudar estresse inato em zebrafish

Um protocolo experimental detalhado é apresentado neste artigo para avaliação da toxicidade neurocomportamental de poluentes ambientais utilizando um modelo de larvas de zebrafish, incluindo o processo de exposição e testes para indicadores neurocomportamentais.

Estudando efeitos neurocomportamentais de poluentes ambientais em larvas de zebrafish

Aqui, apresentamos uma bateria de teste comportamental abrangente, incluindo o novo tanque, Shoaling e testes de preferência social, para determinar efetivamente os potenciais efeitos neurotóxicos de produtos químicos (por exemplo, metanfetamina e glifosato) em peixes-zebra adultos usando um único tanque. Este método é relevante para neurotoxicidade e pesquisa ambiental.

Avaliação da Neurotoxicidade em Danio rerio Adulto utilizando uma Bateria de Testes Comportamentais em um Único Tanque

Descrevemos o fluxo de trabalho e a análise de dados de um sistema de triagem para avaliar a toxicidade de compostos químicos com base na resposta de sobressalto de vibração de embriões de peixe-zebra. O sistema registra os movimentos de embriões de peixe-zebra após exposição a um estímulo vibratório e permite uma avaliação integrada da toxicidade/letalidade geral e toxicidade neuromuscular.

Avaliando a toxicidade de produtos químicos usando um sistema de triagem de resposta de sobressalto de vibração de peixe-zebra

Esse protocolo estabelece um paradigma de fenotipagem comportamental em larvas de peixe-zebra tratadas com MPTP para avaliar déficits motores e não motores, semelhantes à doença de Parkinson.

Perfilamento fenotípico de fenótipos comportamentais semelhantes ao parkinsoniano induzidos por MPTP em larvas de peixe-zebra com base em experimento comportamental

Mais da metade das proteínas são pequenas proteínas (massa molecular &lt;200 kDa) que são um desafio tanto para elétron imagem ao microscópio e reconstruções tridimensionais. Coloração negativa otimizado é um protocolo robusto e de alto rendimento para a obtenção de alto contraste e imagens de pequenas proteínas ou complexos assimétricas em diferentes condições fisiológicas relativamente alta resolução (~ 1 nm).

Optimizado coloração negativa: um protocolo de alta capacidade para Examinando pequeno e assimétrico Estrutura de proteínas por microscopia eletrônica

Aprenda a analisar atividades locomotoras e respostas fotomotoras em larvas de peixe usando software de rastreamento automatizado. Este método avalia a bioatividade de neuroestimulantes como cafeína em toxicologia aquática.

Protocolo experimental pela análise de perfis de resposta comportamental em peixes Larval: aplicação para a Neuro-estimulantes cafeína (Vídeo) | JoVE Journal

Protocolo experimental pela análise de perfis de resposta comportamental em peixes Larval: aplicação para a Neuro-estimulantes cafeína

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