Name: Suínos como um módulo de treinamento para reconstrução Microvascular, cabeça e pescoço (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Aprenda a reconstrução microvascular de cabeça e pescoço utilizando o modelo de retalho de artéria epigástrica superior em suínos. Este protocolo estruturado desenvolve habilidades essenciais em cirurgiões iniciantes.

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Este trabalho foi financiado e apoiado pelo programa de pesquisa de ciência básica através da nacional Research Foundation de Coreia (NRF) financiado pelo Ministério da ciência, TIC e futuro planejamento (2015R1C1A1A01051907). Este trabalho também foi apoiado pelo programa de pesquisa de ciência básica através da nacional Research Foundation de Coreia (NRF) financiado pelo Ministério da ciência, TIC & futuro planejamento (NRF-2016M3A9E9941746).

Este estudo foi encaminhado e aprovado pelo departamento de laboratório Animal recursos, Yonsei Biomedical Research Institute, Yonsei University College of Medicine, credenciado pela Associação de avaliação e acreditação do cuidado de Animal de laboratório Internacional. Este estudo seguiu as orientações para o cuidado e o uso de animais de laboratório do Instituto de laboratório Animal recursos Comissão no Conselho Nacional de pesquisa de Ciências da vida. Todos os suínos foram aclimatados para uma semana antes da operação.
1. preparação
<ol><li>Manter os porcos sem comida para mais de 12 h antes da anestesia geral, com livre acesso à água. Nota: Seis porcos de Yorkshire fêmeas foram utilizados 25 – 30 kg cada.</li>
	<li>Use uma agulha de calibre 16 de 1 cm de comprimento para injetar por via intramuscular azaperona (2 mg/kg), alfaxan (1 mg/kg) e xilazina (2 mg/kg) atrás e abaixo da orelha para iniciar a anestesia.</li>
	<li>Depilar a linha mediana anterior do pescoço e a parede abdominal do porco usando uma máquina de barbear de remoção cirúrgica de cabelo.</li>
	<li>Fixe uma via venosa de (IV) através de veia central ou marginal da orelha no lado posterior da orelha com uma agulha 22-G. Injete Ketorolac (1 mg/kg) via uma linha IV.</li>
	<li>Então injete atropina (0,04 mg/kg) por via intramuscular, conforme descrito no ponto 1.2. Injete a cefazolina (30 mg/kg) por via intramuscular, conforme descrito no ponto 1.2.</li>
	<li>Coloque o porco deitado em posição supina na mesa da sala de cirurgia.</li>
	<li>Permitir que o porco à respiração 2 L de oxigênio com 5% de isoflurano através de anestesia suína máscara espontaneamente.</li>
	<li>Expor as cordas vocais através da boca, usando um laringoscópio e pulverizá-los com duas tragadas de 2% solução tópica de lidocaína para evitar induzida por intubação laringo-espasmo.</li>
	<li>Entubar com um tubo de 6,5 mm, insuflar a braçadeira do tubo com 3-5 mL de ar usando uma seringa sem agulha anexada a ele. Nota: Execute capnometry para garantir que o tubo traqueal, que é uma parte da máquina de anestesia, está na posição correta e há de CO2 para a máquina como uma indicação de oxigenação adequada.</li>
	<li>Manter a anestesia após a intubação com 2% de isoflurano.</li>
	<li>Usar a pomada de veterinário em olhos de porco e fechá-la com um tapa-olho tampa.</li>
</ol>2. procedimento: Recepção Site
<ol><li>Desinfecte o pescoço e a parede abdominal com o esfoliante à base de iodo solução 1%.</li>
	<li>Começa uma incisão vertical no pescoço anterior usando lâmina n º 23 até o esterno.</li>
	<li>Dissecar os músculos da cinta e recolhê-la lateralmente usando a tesoura de tecido de Kelly e Lahey retrator.</li>
	<li>Expor a traqueia do primeiro anel da entrada torácica.</li>
	<li>Em seguida, expor a artéria carótida comum e da veia jugular interna para a anastomose.</li>
	<li>Crie uma janela na segunda ou terceira cartilagem traqueal, ~ 1 cm de largura, usando lâmina n º 11.</li>
	<li>Olhe para o tubo endotraqueal através do defeito traqueal criado e certifique-se a aeração através do tubo é continuou usando o ventilador sem um vazamento.</li>
</ol>3. procedimento: Flap Site
Nota: A colheita de flap de perforator (SEAP) artéria epigástrica superior pode ser realizada, de acordo com o método descrito por Frederic Bodin7.
<ol><li>Desenha uma aba no abdômen superior por uma caneta marcador cirúrgico (figura 1A).</li>
	<li>Crie uma incisão de pele elíptica 4 x 3 cm, usando um bisturi n º 23 para a bainha anterior da parede abdominal no lado medial da aba desenhada (figura 1B).</li>
	<li>Eleve a bainha (casca) do retalho do músculo reto abdominal , procurando as perfuradoras vai a aba de pele, mantendo a fáscia pela allis.</li>
	<li>Faz a dissecação intramuscular e siga as perfuradoras para os navios epigástrico superiores (figura 1B)</li>
	<li>Agora realizar a incisão da pele lateral na aba projetada (figura 1A) usando um bisturi n º 23 (Figura 1)</li>
	<li>Fixar os navios epigástrico superiores e a veia comitantes com a pinça hemostática superiormente e usar Kelly tecido tesouras para cortar abaixo da pinça hemostática e ligate vaso acima a pinça hemostática por sutura 3-0. Então tire a pinça hemostática.</li>
</ol>4. a anastomose e encerramento
<ol><li>Coloque uma lupa cirúrgica.</li>
	<li>Braçadeira da artéria carótida, usando dois hemostatos com 1-2 cm de distância entre eles.</li>
	<li>Uso microtesoura de corte entre a artéria carótida e amarre a parte superior pela dupla sutura segura sem exsudação.</li>
	<li>Use o grampo duplo sem o frame entre a artéria carótida e flap.</li>
	<li>Começa a anastomose usando 10-0 sutura simples toda a sua espessura interpretada.</li>
	<li>Lugar a primeira estadia duas suturas aproximadamente 120 graus de separação na circunferência do navio, em seguida, entre o lugar de 2-3 pontos.</li>
	<li>Solte o grampo. Se houver sangue escorrendo fazer a sutura semelhante no site da exsudação.</li>
	<li>Olhe para o refluxo venoso da veia comitantes.</li>
	<li>Realize a anastomose conforme descrito na etapa 4.1 a 4.7 para a veia jugular interna e a veia comitantes (Figura 1).</li>
	<li>Use um tamanho de agulha de seringa 18 para picar a pele para assegurar a viabilidade de retalho por ver uma gota de sangue.</li>
	<li>Feche a janela traqueal e sutura-o com a fáscia muscular da SEAP aba usando sutura 3-0.</li>
	<li>Exteriorize e suturar uma pá de pele do retalho SEAP para a cervical incisão de pele (Figura 2A).</li>
	<li>Feche a incisão da pele abdominal (Figura 2B).</li>
</ol>5. no pós-operatório cuidados
<ol><li>Volte o porco para a posição prona.</li>
	<li>Parar o isoflurano e desmamar o porco do ventilador.</li>
	<li>Permitir que o porco se recuperar na gaiola animal e monitorá-lo de perto para garantir sua recuperação suave do procedimento.</li>
	<li>Procure a aba no site de reconstrução após a cura (Figura 2).</li>
	<li>Olha o site do doador no animal após a cura (Figura 2D).</li>
	<li>Começar de lactato de Ringer ao ritmo de 150 mL/h até a recuperação completa e administrar 0,3 mg buprenorfina para analgesia.</li>
	<li>Após a extubação, monitore o porco perto até que recuperou a consciência suficiente para manter a posição e a respiração e é capaz de beber espontaneamente.</li>
	<li>Manter os porcos de pós-operatório em lugar separado de nenhum animal operado.</li>
	<li>Comece intramuscular Amoxicilina-Clavulanato (14 mg/kg) por 1 semana.</li>
	<li>Inicie o Meloxicam intramuscular (0,2 mg/kg) por 1 semana.</li>
</ol>6. eutanásia
<ol><li>Iniciar a anestesia para o porco pela injeção de propofol através de i.v. (5-10 mL) e mantê-lo com isoflurano, 5%.</li>
	<li>Entube o porco conforme descrito na etapa (1.1, 1.2, 1.6-1.10).</li>
	<li>Induzi a parada cardíaca por injecção intravenosa de 40 mmol KCl.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Defeitos e Morbidade significativa podem ocorrer na cabeça e pescoço pacientes malignidade durante tratamento cirúrgico. Transferência de tecido livre microvascular tornou-se essencial para a reconstrução na maioria dos casos. A viabilidade do retalho é um problema crítico, que exige estabilidade, precisa de manipulação do pedículo, sensação tátil, capacidade visuo e excelente fluxo operacional do cirurgião8. Para desenvolver essas habilidades, é preciso prática extensiva com um treinamento modelo...

Reconstrução após a cirurgia para as doenças malignas de cabeça e pescoço é um procedimento difícil, associado com morbidade significativa. Reconstrução de aba livre microvascular foi estabelecida bem como a abordagem padrão para a reconstrução de mais de 20 anos,1,2,3. Transferência grátis-flap desempenha um papel significativo na melhoria da gestão de cabeça e pescoço em pacientes com câncer e em lesões pós-traumáticos, assim, empurrando os limites de uma excisão cirúrgica da doença, além de técnicas anteriores, resultando em maior paciente qualidade de vida e sobrevivência mais taxas1,2,3. Os vários retalhos para reconstrução incluem rotacionais, enxerto e livre de retalhos.
Expandiu-se o papel de retalhos livres na reconstrução cabeça e pescoço. É a aba mais difíceis de trabalhar, exigindo manipulação hábil e delicada. Falha de flap é um evento catastrófico, com significativa morbidade4,5. Assim, o tempo de treinamento considerável é necessário para desenvolver a precisão necessária para o sucesso de resultados cirúrgicos3,4,5,6,7,8, 9. A curva de aprendizagem associada com uma cirurgia tão pode influenciar o resultado para os pacientes e afetam o tratamento de gestão3,4,5,6,7, 8,9. Para reduzir o tempo de treinamento e curva de aprendizado para novos cirurgiões, um modelo de formação, é necessário que imita a biologia humana e fornece condições de campo cirúrgico semelhante8.
O objetivo deste estudo é mostrar a visibilidade dos suínos como um módulo de boa formação para a reconstrução cabeça e pescoço microvascular, assemelhando-se o caso humano com habilidades melhoradas na forma ativa.
Este estudo investigou a utilização de um modelo de suínos para novos colegas de treinamento na cabeça e pescoço microvascular reconstrução para transferência grátis-flap proporcionar um baixo custo e menos estressante complementam ao treinamento de campo clínico com confiantemente semelhantes recursos para procedimentos de aba livre. Porcos têm sido utilizados por muitos estudos e como ensino modelos para várias reconstruções cirúrgicas, por exemplo, a reconstrução da mama; 5 no entanto, os porcos nunca foram usados para reconstrução cabeça e pescoço, exceto em nosso estudo de reconstrução traqueal devido a estenose traqueal10.
A ideia foi iniciada após Frederic Bodin7, que descrevem o flap semelhante para reconstrução da mama. A principal vantagem para o estudo sobre o outro módulo de treinamento microvascular é o módulo livening ativo com um resultado real imediato do processo.

<table><tbody><tr><td>Pigs XP Bio, Seul, Coreia</td><td></td><td></td><td></td>do Sul</tr><tr><td>Barbeador de depilação cirúrgica</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 calibre cateter</td><td>Seringa B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>com agulha tamanho 18</td><td>Jung Rim Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alfaxan intramuscular</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml/VAL</td></tr><tr><td>Intramuscularxilazina</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Azaperona intramuscular</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>Atropina intramuscular</td><td>Daewon</td><td></td><td>0,5mg/A</td></tr><tr><td>Cefazolina intramuscular</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1g</td></tr><tr><td>Ketorolac</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30mg</td></tr><tr><td>Máscara de anestesia suína</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>tubo de manguito endotraqueal 6,5 mm</td><td>SMITH médico</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>Máquina de Anestesia</td><td>Drä ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2% lidocaína solução tópica</td><td>Pomada veterinária Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pfizer</td><td></td><td>terramicina <img alt="Misc" src="/files/ftp_upload/58104/58104misc1.jpg"></td><td></td></tr><tr><td>adesivo de cobertura para os olhos</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>solução betadine 1%.</td><td>Coreia Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>gaze 4*4</td><td>Primeiro Médico</td><td></td><td>22*30CM 320S</td></tr><tr><td>lâmina No. 23</td><td>Paragon</td><td></td><td>23</td></tr><tr><td>lahey afastador</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>kelly tesoura de tecido</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>lâmina No. 11</td><td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr> caneta <tr><td>de marcação cirúrgica</td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>Regular #2750</td></tr><tr><td>allis</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>tie suture</td><td>Covidein</td><td></td><td>sem agulha</td></tr><tr><td>3.5× lupa cirúrgica</td><td>zeiss</td><td></td><td>eyemag</td></tr><tr><td>smart double clamp sem moldura</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td>microtesoura</td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>Ringer's lactato</td><td>Daehan</td><td></td><td>500ml/1bag</td></tr><tr><td>amoxicilina– clavulanato</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0,6 g/V</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Samil</td><td></td><td>7,5 mg</td></tr><tr><td>propofol</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120 mg/V</td></tr><tr><td>solução KCl intravenosa</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>mosquito curvo</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>mosquito reto</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>etilona 10-0 sutura</td><td>eticona</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0.</td><td>eticona</td><td></td><td>3 / 0W9890</td></tr><tr><td>buprenorfina</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0,3mg</td></tr></tbody></table>

suínos como um módulo de treinamento para reconstrução microvascular, cabeça e pescoço

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Modelos vivos que se assemelham a condições cirúrgicas dos seres humanos são necessários para treinamento grátis-flap colheita e anastomose. Modelos animais para fins de treinamento estão disponíveis há anos em muitos campos cirúrgicos. Usamos a fêmea (porque eles são fáceis de manusear para o procedimento) Yorkshire porcos para a reconstrução de cabeça e pescoço pela colheita perforator a artéria epigástrica inferior profunda ou a aba de perforator artéria epigástrica superior. O site de anastomose (defeito de pele do pescoço ou defeito da parede traqueal) foi preparado através da dissecação da artéria carótida comum e da veia jugular interna, na qual 3,5 × ampliação lupa foi usada para anastomose como nós usamos em casos humanos na vida real. Este procedimento demonstra um novo método de treinamento usando um modelo de aprendizagem confiável e fornece uma anatomia detalhada em um cenário ao vivo. Enfocamos o tempo de isquemia, colheita, anastomose de vasos e projetar a tampa para caber o local do defeito. Este modelo melhora a manipulação do tecido e com o uso de instrumentos adequados pode ser repetido muitas vezes para que o cirurgião está plenamente confiante antes de iniciar a cirurgia em humanos.

Realizamos o procedimento em seis porcos: reconstrução de defeito de pele cervical em dois porcos, reconstrução traqueal em dois porcos e retalho livre para testar o dispositivo de anastomose vascular em dois porcos. Os porcos foram monitorados por 3 meses e não havia nenhum sinal clínico de déficit neurológico.
O tempo médio para isquemia foi 50 min (gama, 35-80 min); o tempo diminuíram o procedimento foi repetido. A época da c...

Aqui nós apresentamos um protocolo para o uso da aba de perforator porco artéria epigástrica superior como um módulo de aprendizado para reconstrução microvascular, cabeça e pescoço.

Suínos como um módulo de treinamento para reconstrução Microvascular, cabeça e pescoço

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Este método pode ajudar a responder a perguntas-chave sobre como configurar um módulo de treinamento de vida para reconstrução microvascular da cabeça e pescoço. A principal vantagem dessa técnica é que ela facilita um desmeto de habilidades de cirurgia reconstrutiva microvascular para cirurgiões iniciantes. Comece usando um laringoscópio para expor as cordas vocais através da boca de um porco yorkshire fêmea de 25 a 30 gramas e pulverizando as cordas com dois puffs de solução tópica de 2% lidocaína para evitar o laringoespasmo induzido pela intubação.Entubar com um tubo de 6,5 milímetros. E use uma seringa para inflar o manguito do tubo com três a cinco mililitros de ar. Depois de garantir que o tubo traqueal esteja na posição adequada, aplique pomada nos olhos do animal.E proteja os olhos com um adesivo de cobertura. Em seguida, use uma solução de esfoliação à base de iodo de 1% para desinfetar o pescoço e a parede abdominal. E use uma lâmina número 23 para fazer uma incisão vertical do pescoço anterior ao esterno.Disseca os músculos da correia. E use uma tesoura de tecido Kelly e um retrátil Lahey para puxar os músculos lateralmente para expor a traqueia do primeiro anel à entra

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