Name: Concepção e utilização de aparelhagem para quantificar a suspensão bivalves alimentação no mar (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-05T15:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 20 s
Description: Aprenda a quantificar a filtração e alimentação de bivalves no ambiente marinho natural usando um dispositivo de fluxo modificado. Este método fornece dados confiáveis para pesquisa em aquicultura e ecologia de moluscos.

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Os autores gostaria de reconhecer a NEFSC e a NOAA Fisheries serviço escritório de aquicultura para financiamento. Os autores agradecem aos seus acadêmicos e parceiros do setor, Scott Lindell, especialista em pesquisa no Instituto Oceanográfico Woods e Phil Cruver, CEO da Catalina mar rancho, que organizou e forneceu acesso a áreas de cultivo mexilhão offshore. O trabalho não teria sido possível sem as seguintes plataformas de trabalho; R/V Capitão Jack Propriedade Catalina Sea Ranch, R/V Gemma detida e gerida pela The laboratório biológico marinho, e o R/V Victor Loosanoff operado pela NOAA Fisheries, centro de ciência de pesca nordeste. Agradecemos também os capitães do barco Jim Cvitanovich e Bill Klim para seus conhecimentos. Werner Schreiner fornecido seus conhecimentos técnicos em projetar e fabricar o quadros, tabela de cardan e tanque de lastro, tanque de cabeça e câmaras experimentais.

1. gimbal tabela e dispositivo de alimentação
<ol><li>Construir e montar a tabela de cardan para consistem em dois quadros, uma tabela de cardan e um tanque de lastro, conforme mostrado na Figura 1a.<ol>
<li>Construa o quadro mais externo 130 cm de comprimento, 92cm largura e 90 cm de altura com estoque de cloreto de polivinila (PVC) de 0,65 cm. Use porcas e parafusos de aço inoxidável para formar o quadro.</li>
		<li>Construa o quadro mais íntimo (125 cm de comprimento e 80 cm de largura) de 4 x 10 cm policloreto de estoque (PVC). Ajuste as seções fortemente reforçadas na parte superior dos lados curtos do quadro para receber o quadro gimbal interno. Permanentemente corrigi os pinos de aço inoxidável para permitir que o frame interno oscilar livremente dentro do quadro exterior.</li>
		<li>Da mesma forma, inclua seções reforçadas nos lados longos do quadro interno para acomodar os pinos de aço inoxidável montados na tabela gimbal, que lhe permite oscilar livremente.</li>
		<li>Cubo de caldo do PVC com um reator removível. Encha o tanque de lastro com 85 kg de água do mar e coloque um peso de 50 kg de zinco para o fundo do tanque lastro; Ele atua como um contrapeso para umedecer, mas não restringir, o balanço da tabela. Nota: O tanque de lastro é anexado à tabela gimbal por porcas e parafusos de aço inoxidável.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig1.jpg"> Figura 1: dispositivos de mesa e alimentação Gimbal desenvolveram para quantificar a suspensão bivalves alimentação usando o método biodeposition a bordo de um barco. (um) este painel mostra uma imagem da tabela giroscópio montado com o dispositivo de alimentação. (b) este painel mostra um diagrama esquemático do dispositivo de alimentação montada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<ol start="2"><li>Construir e montar o dispositivo de alimentação, que consiste em um tanque de cabeça e 2 conjuntos de 10 alimentando câmaras (Figura 1b).<ol>
<li>Construa o tanque cabeça usando 6,5 mm PVC ser de 70 cm de comprimento x 30 cm de largura x 12 cm de altura (Figura 2a). Faça um furo de 25 mm de diâmetro no centro do lado esquerdo de 30 cm a 3 cm do topo.</li>
		<li>10 furos de 13 mm de diâmetro através de cada uma das peças PVC 70 cm do retângulo de modo que o centro de cada furo é de 2,5 cm da base. Faça o furo primeiro 40 milímetros do lado do tanque principal; Então, os centros dos furos consecutivos são 69 milímetros separados um do outro.</li>
		<li>Casa plástica de anteparo de 7 mm de diâmetro interno de rosca em cada buraco para permitir que a água deixar o tanque principal. Encaixa o tubo de silicone de 6,5 mm diâmetro interno para os conectores. No meio de cada tubo, entre o tanque principal e as câmaras de alimentação, conecte válvulas ajustáveis para a tubagem para controlar o fluxo entrando em câmaras de alimentação. Nota: Para assegurar que as partículas permaneçam suspensas na água do tanque principal e uniformemente distribuídos em câmaras de alimentação, adicionar aeração em todo o tanque usando pedras de ar ou tubagem de ar.</li>
		<li>Medidas internas de cada câmara de alimentação são 17,5 cm de comprimento x 6 cm de largura x 6 cm de altura (Figura 2b). Perfure um furo de 13 mm de diâmetro, no centro de um dos lados 6 cm, para que o centro do furo é de 15 mm do fundo. O lado oposto de 6 cm de cada câmara, faça um furo de 13 mm de diâmetro 45 mm do fundo.</li>
		<li>Inclui um defletor dentro de cada câmara de alimentação; o defletor é um pedaço de PVC que é de 3 cm de altura e 6 cm de largura e é para ser colocado a 3,5 cm de lado 6 cm da câmara de alimentação que tem o buraco perfurado 15 mm do fundo. Cola o regulador de fluxo para o fundo da câmara para que a água flui sobre ele.</li>
		<li>Incluir um segundo pedaço de defletor que é móvel, 50mm longo e em forma de T (58 mm de largura na parte inferior do T, a 15 mm da parte superior; ele amplia para uma largura de 72 mm). A forma permite que o regulador de fluxo descansar em cima das paredes de câmara a alimentação e para a água fluir sob o defletor na câmara (Figura 2C). Lugar a movable defletor 1-2 cm na frente do bivalve, que força o fluxo de água diretamente sobre os bivalves na parte inferior da câmara.</li>
		<li>Caber a cabeça de câmara e dispositivo de alimentação em cima da mesa de cardan e mantê-los no lugar com tapetes antiderrapantes. O sistema é projetado dessa maneira modular para facilitar a embalagem, movimentação e armazenamento.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig2.jpg"> Figura 2: medidas do tanque cabeça detalhadas e alimentando câmaras. (um) é um desenho do tanque principal com medições detalhadas. (b) este é um desenho de uma alimentação de câmara com medições detalhadas. A linha listrada indica o local do defletor fixo. (c) é um desenho e as medições do defletor móvel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
2. fluxo de calibração para a alimentação de câmaras
<ol><li>Para calibrar as taxas de fluxo, coloque um copo de 100 mL ou cilindro graduado de plástico na saída de uma câmara de alimentação. Imediatamente começará a gravar o tempo com um cronômetro.</li>
	<li>Após 30 s, retire o cilindro graduado e verificar o volume de água coletada. Idealmente, colete 100 mL de água, o que equivale a um fluxo do tanque de cabeça para as câmaras de alimentação de 12 L h-1. Nota: A vazão de 12 L h-1 foi determinada por experimentos de laboratório anterior para produzir uma distribuição homogénea das partículas entre aquários sem recirculação de água.<ol>
<li>Se o volume de água coletada é não dentro de 5 mL do alvo 100 mL, ajuste o fluxo por fechar ou abrir a válvula localizada entre o tanque principal e a câmara de alimentação. Verifique novamente a nova taxa de fluxo através da recolha de água para 30 s e repita este passo até que a taxa de fluxo desejada é obtida.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita o mesmo procedimento de calibração para cada câmara de alimentação, incluindo as câmaras de controle, antes do início da coleção de dados.</li>
</ol>3. preparação dos filtros para o método Biodeposition
Nota: A determinação de partículas em suspensão total, orgânicos e inorgânicos em água, pseudofeces e fezes é feita usando filtros de fibra de vidro GF/C de 25 mm de diâmetro. Antes da coleta da amostra, certifique-se de que os filtros são lavados, secas, queimados e preweighed. Sempre use pinça plana-dica para lidar com os filtros durante todos os processos. Se um filtro de quebra ou tem um buraco, descartá-lo sem usá-lo.
<ol><li>Para lavar os filtros, em primeiro lugar, adicionar cerca de 10 filtros para um copo com 200 mL de água destilada e agite-os manualmente. Depois de 15 s, note que a água anteriormente clara tem fibras brancas nele; Estas são solta pó, como fibra de vidro lançada pelos filtros. Pare de mexer.</li>
	<li>Decantar a água no copo e adicione 200 mL de água destilada novamente. Lave os filtros 3 x no total. Repita o processo de lavagem até filtros suficientes estão disponíveis para realizar uma alimentação completa experiência, ou seja, cerca de 48 filtros para filtração de água se o experimento dura 2h e água é coletada a cada 15 min e 32 filtros para as fezes e pseudofeces de 16 bivalves .</li>
	<li>Seca os filtros a 60 ° C pelo menos 1 h. queimam os filtros secos em um forno de mufla a 450 ° C, durante 4 h remover qualquer material orgânico contaminante. Retire os filtros da fornalha, transferi-los para um dessecador e permitir que os filtros para a temperatura.</li>
	<li>Pesar os filtros em uma balança analítica e registar os pesos. Dois métodos possíveis para acompanhar os pesos dos filtros são os seguintes.<ol>
<li>Número de cada filtro, na beira, fora da área que receberá a amostra durante a filtração, usando um lápis macio. Pesar o filtro após a numeração, gravar o seu número e o peso em um notebook e armazenar os filtros após a pesagem-los em sua caixa de filtro original.</li>
		<li>Pesar cada filtro individualmente e então envolvê-la em um pedaço de papel alumínio abafado e gravar o peso correspondente na folha. Armazene os filtros embrulhados até usado no campo e anotar o peso em um notebook, depois de uma amostra é coletada.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. tempo de trânsito gut
<ol><li>Lugar de cinco bivalves individualmente em vidro ou copos de plástico cheios de 300 mL de água do mar filtrada, ambiente.</li>
	<li>Adicionar 2 mL de monocultura de Tetraselmis SP. para cada copo e registrar o tempo de cada individual bivalves abre, que é sinalizado por uma abertura da concha. Nota: Tetraselmis SP. é usado para a determinação do tempo de trânsito do intestino porque prontamente ingerido por espécies de bivalves, e as fezes resultantes são verde-escuro na cor, diferenciando-os das fezes marrons produzidos após a digestão de um natural Comunidade de plâncton.</li>
	<li>Verifica cada copo a cada 3-5 min para assegurar que os bivalves permaneçam abertas e produzindo fezes.<ol>
<li>Verifique se as fezes são sequências de caracteres-densamente, apertadas, resultantes do processo digestivo dos bivalves (Figura 3) e mantêm a sua estrutura quando pipetado.</li>
		<li>Certifique-se de que os depósitos recolhidos são fezes e não pseudofeces (Figura 3), que, se produzido, são produzidas imediatamente como resultado de um excesso de Tetraselmis sp; pseudofeces são levemente-embalados, nuvem-como depósitos de partículas não-ingerido que rapidamente Ressuspender quando coletado com uma pipeta.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig3.jpg"> Figura 3: ilustração das diferenças visuais entre fezes bivalves e pseudofeces. O painel esquerdo mostra um mexilhão com nervuras (Geukensia demissa), com setas indicando as fezes produzidas e pseudofeces. O painel direito mostra em detalhe a fezes verdes e pseudofeces produzidos após a filtração de monocultura de Tetraselmis SP. e as fezes marrons e pseudofeces produzidos após a filtração de uma comunidade natural de fitoplâncton. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<ol start="4"><li>Quando aparecem fezes verdes, registrar o tempo para cada individual bivalves. O período de tempo entre a abertura dos bivalves e sua produção de fezes verdes é seu tempo de trânsito do intestino. Média os tempos de trânsito do intestino de todos os bivalves cinco repetições para obter o tempo de trânsito do intestino médio para usar em tempo de deslocamento entre a coleta de amostras de água e amostras fecais. Nota: Use cinco repetições no caso de um ou mais bivalves falharem para abrir ou para produzir fezes. Idealmente, o tempo de trânsito do intestino médio será baseado mais de três repetições.</li>
</ol>5. coleta de amostra
<ol><li>Colete amostras de água transbordando do tanque de cabeça, de água das câmaras de controle, que contêm conchas vazias da mesma espécie bivalves usada nos experimentos (dois de cada lado) e de fezes e pseudofeces produzidos por cada bivalves. Limpe os bivalves de epibionts e outros organismos incrustantes para evitar filtração por outra fauna antes de colocar os bivalves nas câmaras de alimentação. Nota: Bivalves colocados na alimentação câmaras podem se mover, então para facilitar a recolha de fezes e pseudofeces, corrigi-los no lugar, dentro de cada câmara usando prendedores (por exemplo, Velcro).<ol>
<li>Colete 300 mL de água a cada 15 min por 2 h. separadamente filtro água o estouro e a água dos dois conjuntos de câmaras de controle através de filtros preweighed (ou seja, 3 filtros por ponto de tempo). Lave os filtros com ~ 5 mL de formiato de amônio isotônica enquanto os filtros estão ainda no colector de filtração.</li>
		<li>Retardar o aparecimento da coleção biodeposit da coleção de água pelo comprimento do tempo de trânsito do intestino médio determinado conforme descrito na seção 4 do protocolo. Por exemplo, se o tempo de trânsito do intestino médio foi de 1 h, inicie a coleta de água assim que abrir os bivalves nas câmaras de alimentação. Depois de 1 h, limpe as câmaras de todas as fezes e pseudofeces que tenham sido produzidos e, em seguida, começam a coleção de todas as fezes subsequentes e pseudofeces.<ol>
<li>Sombrear os bivalves em câmaras de alimentação e os recipientes de trânsito do intestino para aumentar o número de moluscos bivalves que se abrem para alimentar.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Recolher as fezes e pseudofeces separadamente com uma pipeta de vidro e manter os biodepósitos em um recipiente separado (frasco ou tubo) para cada bivalves durante todo o período de coleta 2-h. Filtrar os biodepósitos em cada recipiente individualmente para um filtro preweighed e lave-as com 5 mL de formiato de amônio isotônico. Nota: No final da coleção 2-h, haverá 16 recipientes com fezes coletadas e 16 recipientes com pseudofeces recolhidos, para um total de 32 contentores para filtrar.</li>
		<li>Armazene os filtros em placas de Petri ou em papel de alumínio abafado para o transporte para o laboratório. Se abafado de folha de alumínio é usado para o transporte, primeiro dobre os filtros ao meio, com o material do filtro no interior da dobra evitar qualquer perda de filtrado material através do contato com a folha. Armazene todos os filtros em um cooler com gelo.</li>
		<li>No laboratório, seca todos os filtros na estufa a 60 ° C durante pelo menos 24 h.</li>
		<li>Pesar de novo cada filtro usando uma balança analítica. Subtrai o peso inicial do peso final para determinar o particulado total.</li>
		<li>Queime todos os filtros no forno de mufla a 450 ° C por 4 h. Retire os filtros da fornalha, transferi-los para um dessecador e permitir que os filtros para a temperatura. Pese os filtros novamente em uma balança analítica. Subtrai o peso do filtro queimado do peso seco de filtro para determinar as partículas inorgânicas. Nota: As partículas orgânicas é a diferença entre o particulado total e as partículas inorgânicas.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Diferentes abordagens têm sido usadas para estudar a filtração e alimentação de bivalves em laboratório e no campo. Medições feitas quando usar Séston natural renderá alimentação taxas mais similares do ambiente natural,24. Dispositivos de alimentação portátil existentes para medição bivalves alimentação25,26 dependem de uma plataforma estável, como a terra ou uma doca fixa; assim, quantificar a filtração de bivalves e alimentação no campo, até agora, foi limitado para águas muito perto da costa. O novo aparelho e método apresentado aqui representam uma ferramenta confiável para quantificar o desempenho alimentação de bivalves em águas offshore onde interações entre bivalves e o ambiente anteriormente foram mal descritas.
Os passos críticos dentro da aplicação offshore do método biodeposition incluem o seguinte: (1) a aeração do tanque principal e a calibração dos caudais através de todas as câmaras de alimentação para garantir uma distribuição de partículas até mesmo para os bivalves; (2) uma determinação precisa do tempo de trânsito do intestino experimental antes da colheita do biodepósitos; (3) a identificação, separação e coleção completa de todas as fezes e pseudofeces produzidos pelos bivalves, incluindo a recolha de suficiente biodepósitos para exceder o limite de detecção para as partículas orgânicas e inorgânicas. Débitos elevados são essenciais para evitar a recirculação de água nas câmaras de alimentação, podendo aumentar o fenômeno da redução de concentração de alimento devido a refiltration18,25,,27,28.
A exata identificação e separação de fezes e pseudofeces podem ser um desafio em ambientes offshore. A coleta de fezes e pseudofeces nas águas de Massachusetts provavelmente foi afetada pelo mar agitado durante a última hora da medição. Medições usando esse método irão ser restringidas pelo estado do mar, afetando a capacidade de catadores limpa separar e distinguir com precisão entre fezes, pseudofeces e outras partículas (isto é, sedimentos ou partículas) depositados em as câmaras de alimentação. Este problema experimental pode ser observado nos dados resultantes, onde o conteúdo orgânico dos pseudofeces tem uma maior variabilidade nos resultados de Massachusetts do que nos outros dois locais (Figura 7).
Locais com partículas muito baixa, tais como Califórnia, apresentará um desafio analítico, porque as partículas coletadas neste experimento foi muito próximo do limite de detecção, apesar de 2 L de água foi filtrada para cada amostra de água. O método de quantificar as contribuições orgânicas e inorgânicas para as partículas em suspensão total é baseado no balanço de massa; assim, pequenos erros analíticos perto do limite de detecção podem resultar em moluscos fisiologicamente impossíveis alimentar resultados, tais como taxas de rejeição ou afastamento negativos. Dados resultantes deste tipo de erro e a correção apropriada, estão ilustrados na Figura 8, que plota o valor médio para a taxa de liberação, a taxa de filtração e a taxa de absorção do experimento de Califórnia. As quantidades de fezes eram tão pequenas neste local que alguns foram confundidos com pseudofeces pelos catadores de biodeposit. As quantidades muito pequenas de "pseudofeces" coletados foram extremamente próximo do limite de detecção por peso, e os dados resultantes renderam marisco negativo de filtração e alimentação de dados para várias réplicas, que é fisiologicamente impossível e, assim, manifestamente incorrecta. Partículas em suspensão perto do limite de detecção também renderam uma alta variabilidade global para esta medida. Estes resultados podem ser causados por um erro na pesagem dos filtros, mas, mais provavelmente, deveu-se a identificação incorreta do pseudofeces. A última possibilidade foi ainda mais apoiada pela observação de que a matéria particulada total de água era demasiado baixa para acionar pseudofeces produção22,23. Os dados foram corrigidos descartando os dados incorretos pseudofeces e só calculando a via de ingestão (Figura 8).
O aparelho para quantificação dos bivalves suspensão usando o método biodeposition a bordo de um barco de alimentação pode ser modificado e adaptado às várias espécies de bivalves. O tamanho das câmaras de alimentação pode variar ligeiramente para acomodar conchas bivalves mais larga ou mais estreitas. É importante notar, no entanto, que modificando as dimensões das câmaras de alimentação daqueles descritos aqui exigem que a distribuição de partículas até mesmo através de câmaras de alimentação é estabelecida antes da realização de quaisquer medições. O volume de água filtrado deve ser ajustado baseado nas condições locais. Baixo-Séston ambientes tais como Califórnia requerem um maior volume de água filtrada para exceder o limite de detecção para a análise baseada em peso. Ao mesmo tempo, se muita água é filtrada, em seguida, entopem os filtros e o tempo de secagem (não temperatura) no forno precisa ser aumentado. Da mesma forma, a coleção de biodeposit pode precisar de ser alongada em ambientes de baixa-Séston para coletar material suficiente para exceder o limite de detecção analítica. Outro indicador de uma coleção de biodeposit problemático é o conteúdo orgânico relativo de água vs o pseudofeces e fezes. Fezes e pseudofeces não pode conter uma percentagem consideravelmente maior de matéria orgânica do que a água; Eles são um produto das partículas da água filtradas e processadas. Sob algumas condições, o conteúdo orgânico dos biodepósitos pode ser ligeiramente maior do que a da água devido o investimento orgânico que bivalves fazem para processar as partículas de alimento; no entanto, este investimento, no máximo, produzirá um pequeno aumento nas fezes matéria orgânica. A porcentagem de matéria orgânica relatada aqui está muito acima do percentual que poderia ser atribuído à perda fecal metabólica. As amostras de pseudofeces de Massachusetts ilustram este problema potencial. O conteúdo orgânico dos pseudofeces foi bastante variável, como mencionado acima, mas alguns das repetições renderam conteúdo orgânico que grandemente excedido das amostras de água correspondente. É possível que durante o mar agitado de última hora da coleção biodeposit, pseudofeces foram combinados com matéria orgânica exógena, que artificialmente elevado conteúdo orgânico e produziu resultados fisiologicamente impossíveis (Figura 7) . Se os Estados de alto mar são uma possibilidade no futuro aplicações deste método, a adição de mais repetições através de câmaras adicionais são recomendadas.
Uma limitação do método é que este aparelho é projetado para quantificar a alimentação de indivíduos adultos. A coleção exacta e completa de fezes e pseudofeces de sementes de bivalves é difícil devido ao pequeno tamanho das fezes (pseudo) e exigiria muito mais experiências para obter material suficiente para exceder o limite de detecção analítica. Se pequenos indivíduos estão sendo usados, vários poderiam ser agrupados em uma câmara para aumentar a taxa de produção de fezes e pseudofeces por câmara. Alternativamente, os dispositivos poderiam ser redesenhados com muito menor experimental chambers. O estado do tempo e do mar também pode ser importantes limitações, como estas afectam a precisão da coleção de amostra de biodeposit. Chuva e temperaturas extremas podem reduzir o número de repetições de bivalves que se alimentam. A profundidade na qual água bombas são implantadas pode variar entre experiências para garantir o Séston usado nas experiências refletem o Séston típico da profundidade em que ocorrerá o cultivo de bivalves. Apesar dessas limitações potenciais, o método oferece a oportunidade única de estudar a filtração e alimentação de bivalves em condições naturais, com Séston natural, em oposição a condições simuladas em laboratório. Os dados gerados são muito mais realistas do que os experimentos de laboratório e mais propensos a refletir o desempenho de moluscos bivalves no local de interesse. O novo método para realizar medidas de bordo grandemente expande o potencial alcance geográfico.
O crescente interesse na aquicultura offshore mexilhão apresenta um grupo de usuário ideal para futuras aplicações deste método. Os intervenientes interessados em otimizar a implantação de novas operações de aquicultura offshore podem usar essa abordagem para examinar o desempenho de bivalves em locais propostos. Um exemplo de um aplicativo que está sendo planejado é testar hipóteses sobre as profundezas ideais para uma cultura de mexilhão azul suspensão nas águas costeiras do Sul da Nova Inglaterra (Mizuta e Wikfors, em revisão).

Pesca de captura selvagem está em declínio em todo o mundo1. Por conseguinte, o futuro crescimento da oferta de frutos do mar deve ser provenientes de uma expansão da aquicultura. A produção de aquicultura de frutos do mar foi crescendo e continuará a crescer rapidamente através de 2025, tornando aquáticos agricultura o mais rapidamente crescente do sistema produção alimentar2. A agricultura de suspensão-alimentação moluscos bivalves (mexilhões, ostras, vieiras e amêijoas) é considerada entre as formas mais ambientalmente benignas da aquicultura, porque estes organismos não exigem nenhuma alimentação suplementar, mas, em vez disso, obter nutrição do fitoplâncton natural, produção e transferência orgânica importam para organismos bênticos3,4. Com efeito, aquicultura marisco está sendo considerada como um instrumento legítimo para melhorar a qualidade da água e a estrutura trófica em estuários eutróficos5,6. Apesar das perspectivas favoráveis para a expansão da aquicultura de marisco em reentrâncias costeiras e estuários, conflitos com outro oceano costeiro interesses tais como pesca comercial e de lazer, actividades recreativas e a estética desejos de limitações societal-proprietários de terras costeiras agregadas sob o termo "capacidade social"-já levou alguns a olhar para o "mar aberto" para a expansão em grande escala de moluscicultura7.
Movendo o cultivo de mariscos no mar, em águas abertas, oferece grande potencial de marisco da aquicultura expansão mas também apresenta desafios sem precedentes para os organismos no ecossistema oceânico8. Primeiras, mais de viveiro, suspensão-alimentação espécies de bivalves são organismos estuarinos que evoluíram em ambientes que diferem em muitas maneiras do oceano aberto ecossistema9. Variações temporais diurnas e sazonais na temperatura, salinidade e química da água e a intensa atividade biológica estimulada pela variável e alta disponibilidade de nutrientes em águas costeiras selecionou para comportamentais e fisiológicos características de mexilhões, ostras, vieiras e amêijoas que podem conferir pouco benefício na relativamente constante, diluir o oceano ambiente10. Moluscos bivalves são conhecidos para responder a essas mudanças ambientais regulando sua filtração para aproveitar os períodos de boa qualidade da água e otimizar sua aquisição de alimentos11,12. Em um ambiente mais constante, tais como águas abertas, não está claro se bivalves irão regular suas taxas de bombeamento e filtragem eficaz para manter um equilíbrio de energia positiva para o crescimento rápido. O segundo desafio de cultivo de mariscos no exterior também está relacionado com a disponibilidade de alimentos relativamente baixo Séston no oceano. Com densidades de fitoplâncton, sendo muito mais baixos no exterior do que em estuários, as espécies de bivalves atualmente cultivado com êxito em estuários encontrar o que comer para manter o metabolismo e o crescimento? Atuais práticas empregando linhas, meias, gaiolas ou outros compartimentos para segurar a frutos do mar em estuários resultam em filtros tridimensionais que podem esgotar o fitoplâncton localmente mesmo em águas costeiras, eutróficos13,14. Projeto, encabeçamento, o espaçamento de linhas, de engrenagem de suposições sobre a cultura e colheita tempo de ciclo pode precisar de ser repensado em mar aberto para gerenciar tanto a capacidade de carga de produção da fazenda e a capacidade de carga ecológica do ecossistema marinho local 15 , 16. marisco intensivo agricultura como praticado nearshore talvez precise ser modificado para ser compatível com o ambiente diluído do oceano.
Para avançar a nossa compreensão do cultivo de marisco como costeiras práticas talvez precise ser modificado para ter sucesso no mar, dados quantitativos sobre como marisco interage com o Séston presente em localizações offshore Sugerido como locais potenciais de fazenda são essenciais. Um número de técnicas para a quantificação da filtragem, afastamento, ingestão, rejeição e absorção de partículas por moluscos bivalves suspensão-alimentação foram desenvolvidos17,18. Alguns desses métodos foram otimizados para detectar variações em escalas de tempo muito curtas, a seleção entre tipos diferentes de partículas, ou respostas fisiológicas a diversas variações ambientais19,20,21 . Recentemente, refinamentos do que é chamado o método biodeposition levaram à aceitação desta abordagem como uma ferramenta legítima de quantificar a maioria de filtragem importante e alimentação variáveis em mexilhões, ostras e amêijoas17,22 .
O método de biodeposition, em geral, usa uma abordagem de balanço de massa, com o componente inorgânico Séston como um tracer, para quantificar o particionamento por marisco individuais dos componentes orgânicos e inorgânicos Séston em proporções capturadas, rejeitado, ingerida, e absorvida sobre uma escala de tempo de horas17. Para esta abordagem ser mais preciso, é extremamente importante que as taxas de fluxo de água entregue ao individual, frutos do mar são precisamente conhecida e constante e que o molusco não sejam perturbado fisicamente para que eles mantêm seu comportamento constante de filtração. Também é necessário sincronizar a coleção de água amostras no momento da ingestão de bivalves com a coleta de amostras de fezes produziram após a digestão (ou seja, egestion). Estes dois processos (ingestão e egestion) são compensados pelo comprimento de tempo que leva para uma matéria particulada para trânsito através do intestino de bivalves. O instinto de trânsito representa de tempo, o tempo decorrido entre a ingestão de alimentos e o lançamento de material não digerido, sob a forma de fezes. Além disso, do ponto de vista prática, a biodepósitos precisam ser coletado quantitativamente pelo pesquisador antes que eles são desagregados pelo movimento da água. Por estas razões, aparelhos e procedimentos para a quantificação dos bivalves filtragem usando o método de biodeposition foram limitados ao nearshore muito locais onde uma terra seca-plataforma estável ou um píer fixo-é perto o suficiente para ser a população de marisco investigada. Para o método biodeposition ser usado no mar, era necessário encontrar uma maneira de satisfazer os requisitos do método para uma plataforma estável a bordo de um barco.
Séculos atrás, os navegantes que pretendem resolver o mesmo problema básico de como isolar a bordo artigos do movimento do navio desenvolveram o cardan. Um giroscópio apresenta pivôs de um ou mais entre a plataforma anexado para o navio e o artigo a ser isolado, permitindo que o artigo isolado responder mais a gravidade do que ao movimento do navio. Talvez os mais simples gimbal projeto pinos pivôs a 90° ângulos-em que o design de um aparelho modificado do relatado por Galimany e cooperadores22foi utilizada. No presente relatório, a efetiva função do aparelho é validada pela medição: 1) o movimento da mesa com câmaras de frutos do mar, em comparação com o movimento do barco, 2) e a consistência dos caudais através de 20 replicar câmaras ao mesmo tempo no mar e 3) a dados da filtragem de mexilhões testaram em três locais no exterior, a bordo de três navios diferentes.

<table><tbody><tr><td>Filtros de microfibra de vidro GF/C</td><td>Whatman</td><td>1822-025</td><td>Círculos de 25 mm de diâmetro</td></tr><tr><td>Bomba submersível</td><td>Utilitária Utilitech</td><td>PPSU33</td><td>1/3 HP</td></tr><tr><td>Coletor de filtração</td><td>Sterlitech</td><td>313400</td><td>Coletor de 3 lugares,</td></tr><tr><td>PVC Pinça de filtro Millipore</td><td></td><td>XX6200006P</td><td></td></tr><tr><td>Funil de filtro</td><td>Ace Glass</td><td>D140942</td><td>300 ml; suporte de fritas de vidro</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>09-753-14</td><td>25mm de diâmetro; suportes de filtro de vácuo de vidro</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>09-753-4</td><td>Para funis de filtro de 25mm e suportes de fritas</td></tr><tr><td>Forno de Secagem</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-103-0503</td><td>Caixa de Convecção por Gravidade</td></tr><tr><td>Forno</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>BF51794C</td><td></td></tr><tr><td>Formato de amônio</td><td>Fisher Scientific</td><td>A666-500</td><td></td></tr><tr><td>Tetraselmis sp.</td><td>Centro Nacional de Algas Marinhas e Microbiota</td><td></td><td>119 cepas de Tetraselmis sp. estão disponíveis para venda pela NCMA, e cepas específicas devem ser selecionadas com base na temperatura dos experimentos planejados. Como tal, não recomendamos um número de catálogo específico aqui.</td></tr><tr><td>Placa de Petri de vidro</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-747A</td><td>60 mm de diâmetro</td></tr></tbody></table>

concepção e utilização de aparelhagem para quantificar a suspensão bivalves alimentação no mar

Design and Use of an Apparatus for Quantifying Bivalve Suspension Feeding at Sea

Como aquicultura marisco move de reentrâncias costeiras e estuários para locais offshore, a necessidade de quantificar as interações do ecossistema de caça de criação de moluscos bivalves (i.e., mexilhões, ostras e amêijoas) apresenta novos desafios. Dados quantitativos sobre o comportamento alimentar de moluscos de suspensão-alimentação são necessários determinar as interações do ecossistema importante de fazendas de mariscos no exterior, incluindo a sua capacidade de carga, a competição com a Comunidade do zooplâncton, a disponibilidade de recursos tróficos em diferentes profundidades e a deposição de Bentos. O método biodeposition é usado para quantificar variáveis alimentação em suspensão-alimentação de bivalves em um cenário natural e representa um proxy mais realista do que experimentos de laboratório. Este método, no entanto, depende de uma plataforma estável para satisfazer os requisitos que taxas de fluxo fornecidas para o molusco de água permanecem constantes e os bivalves são imperturbáveis. Um dispositivo de passagem e processo para usar o biodeposition método para quantificar a alimentação dos moluscos bivalves foram modificadas de um formato baseado em terra para uso de bordo através da construção de uma tabela bidimensional gimbal em torno do dispositivo. Dados do planímetro revelam um passo mínimo e guinada das câmaras contendo o marisco teste apesar do movimento do barco, as taxas de fluxo dentro das câmaras permanecem constantes e os operadores são capazes de coletar os biodepósitos (fezes e pseudofeces) com suficiente consistência para obter medições precisas do afastamento de bivalves, filtragem, seleção, ingestão, rejeição e absorção no marisco offshore aquícolas.

O método biodeposition para quantificar a alimentação de bivalves está bem estabelecido e fornece um mecanismo para obter dados abrangentes sobre a filtragem e desempenho alimentar de moluscos bivalves usando Séston natural em um ambiente de campo. Aplicações anteriores do biodeposition método destina-se apenas em locais em terra porque o método requer uma plataforma estável. O estudo de bivalves filtração e alimentação nas águas offshore requer medições de nave-base, e navios não são estáveis o suficiente, mesmo nas condições mais calmas. Nós temos projetado e testado a adição de uma tabela de cardan para aparelhos de alimentação existentes, para criar a plataforma estável necessária para usar corretamente o método de biodeposition.
Junto com a plataforma estável para os bivalves filtrar, relatamos dados demonstrando uma distribuição de partículas até mesmo através de câmaras individuais dentro do aparato de alimentação (p = 0.997 de uma generalização do teste de Welch para 20% aparadas significa23 ; A Figura 4). Esta distribuição uniforme da matéria suspensa indica que a entrega das partículas do tanque de cabeça para câmaras individuais é consistente; assim, todos os bivalves são expostos à mesma quantidade de alimentos e qualidade e podem ser considerados verdadeiro Replica.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig4.jpg"> Figura 4: média abundância de célula em cada câmara de alimentação durante os testes de distribuição de partículas das câmaras vazias. Este painel mostra o número médio de fitoplâncton células/mL (± DP) na água do mar coletada do tubo de saída de cada câmara de alimentação (rotulada 1-20), durante os ensaios de garantia de qualidade para garantir uma distribuição uniforme de partículas no sistema de escoamento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Quatro testes de bordo foram realizados com três espécies de mexilhão em três locais com diferentes Séston quantidade e composição (Figura 5). As diferentes espécies estudadas podem ser potencialmente, ou estão sendo atualmente, de viveiro offshore; usamos várias espécies para testar a aplicabilidade geral do aparelho. Azuis mexilhões (Mytilus edulis) foram utilizados no primeiro experimento Connecticut (CT) e em Massachusetts (MA). Mexilhões com nervuras (Geukensia demissa) foram usados no segundo experimento CT. Mediterrâneos mexilhões (Mytilus galloprovincialis) foram utilizados no experimento de Califórnia (CA). Dois experimentos foram conduzidos no CT costeira, em Long Island Sound, a 1,5 km de Milford em 12 de junho de 2013 e 19 de junho de 2013. O terceiro experimento foi conduzido em MA costeira, no som de vinhedo, a 1 km fora de Menemsha em 23 de julho de 2013. O quarto experimento foi conduzido em CA offshore, 10 km de Long Beach em 20 de agosto de 2013.
As condições nestes três locais abrangem a gama do que poderia ser esperado em ambientes offshore sob avaliação para aquicultura de frutos do mar. As partículas de total de água foi mais alta no CT, inferior em MA e mais baixa em CA (todos p≤ 0,001 de uma generalização do procedimento de Dunnett T3 para meios aparados e uma presilha -t técnica23). Em contraste, o conteúdo orgânico do Séston foi mais alto no CA, inferior em MA e mais baixa no CT (todos p≤ 0.01 de uma generalização do procedimento de Dunnett T3 para meios aparados e uma presilha -t técnica23; A Figura 5).
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig5.jpg"> Figura 5: composição e quantidade das partículas em suspensão na água, nos três locais experimentais. Este painel mostra matéria orgânica partículas média (POM) (± SD; dados e erro bares em cinza) e a média de partículas inorgânicas (PIM) (± SD; dados em branco e erro bares em preto) da água coletada em 3 diferentes locais experimentais. O completo de bar (cinza + branco) indica o particulado total (TPM). 1 CT = experimento Connecticut 1; 2 CT = experimento Connecticut 2; MA = experiência de Massachusetts; CA = experiência de Califórnia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Comportamento alimentar em moluscos bivalves é dependente da espécie e dependente das condições ambientais. Indivíduos ajustar seu comportamento alimentar de acordo com as diferenças na quantidade e tipo (orgânico e inorgânico) de partículas em suspensão na água. Assim, os resultados das quatro experiências filtradores de três posições refletem a resposta fisiológica de ambos plástica a quantidade de alimentos e qualidade, bem como diferenças de espécie em três dos quatro experimentos. Eficiência de absorção de mexilhão foi significativamente superior no primeiro experimento CT na segunda e mais alto no primeiro experimento CT do que em CA, mas todas as outras comparações pareadas não foram significativas, provavelmente, uma consequência da alta variabilidade observada em ambos os MA e as medições de CA (o significado testada em α = 0,05, ajustado para controle para vários testes; de uma generalização do procedimento de Dunnett T3 para meios aparados e uma presilha - técnica det ; 23Figura 6). A proporção de material filtrado que foi rejeitada foi mais alta no CT, inferior em MA e zero em CA (todos p≤ 0.005 de uma generalização do procedimento de Dunnett T3 para meios aparados e uma presilha -t técnica23).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig6.jpg"> Figura 6: rejeição de particulado total e absorção de matéria orgânica pelos mexilhões nos julgamentos de bordo. Este painel mostra a porcentagem de rejeição e absorção (± DP) por mexilhões em três locais experimentais. 1 CT = experimento Connecticut 1; 2 CT = experimento Connecticut 2; MA = experiência de Massachusetts; CA = experiência de Califórnia. Azuis mexilhões (Mytilus edulis) foram utilizados no CT 1 e em MA. Mexilhões com nervuras (Geukensia demissa) foram utilizados no CT 2. Mediterrâneos mexilhões (Mytilus galloprovincialis) foram usados em CA. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig6large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Os experimentos no MA e CA ilustrado problemas comuns que podem surgir durante a mudança de condições ambientais. O estado de alto mar resultou em uma alta variabilidade relativa no conteúdo orgânico medido de pseudofeces em MA.
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig7v2.jpg"> Figura 7: índice orgânico da água, fezes e pseudofeces nos três locais experimentais. Este painel mostra a percentagem média de matéria orgânica (± DP) na água e fezes e pseudofeces de três espécies de mexilhão em quatro diferentes experiências realizadas em 3 locais. 1 CT = experiência de Connecticut 1 com azuis mexilhões (Mytilus edulis); 2 CT = experimento de Connecticut 2 com mexilhões com nervuras (Geukensia demissa); MA = experiência de Massachusetts com mexilhões azuis; CA = experiência de Califórnia com mediterrâneos mexilhões (Mytilus galloprovincialis). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig7v2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Problemas analíticos comumente associados com áreas de baixa partículas foram ilustrados em resultados do comportamento de alimentação de CA, onde algumas pequenas pseudofeces foram inicialmente confundidos com fezes.
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58213/58213fig8.jpg"> Figura 8: efeitos do erro na identificação do biodepósitos sobre os dados de comportamento alimentar dos mexilhões nos julgamentos de bordo. Este painel mostra os dados de exemplo da Califórnia, mostrando o efeito da interpretação fezes pequenas como pseudofeces num ambiente baixo total partículas (TPM). Neste caso, o TPM era demasiado baixo para acionar uma produção de pseudofeces, mas as fezes eram tão pequenas que alguns foram confundidos com pseudofeces. Os dados foram corrigidos, combinando os pesos de fezes e "pseudofeces" e só calcular o caminho de ingestão. CR = taxa de liberação, a quantidade de água que circula através das guelras dos mexilhões (L/h); FR = taxa de filtração, a quantidade de partículas retidas nas brânquias (mg/h); AR = taxa de absorção, a quantidade de matéria particulada ingerida que é absorvida no sistema digestivo dos mexilhões (mg/h). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58213/58213fig8large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Estudos de caso, mostrados na Figura 7 e Figura 8 são explicados mais detalhadamente na seção de discussão .

Um dispositivo de passagem para usando o biodeposition método para quantificar o comportamento de filtragem e alimentação dos moluscos bivalves foi modificado para uso de bordo. Uma tabela bidimensional gimbal construída em torno do dispositivo isola o aparelho do movimento do barco, permitindo a quantificação precisa das variáveis de filtração bivalves em sites de aquicultura offshore marisco.

Concepção e utilização de aparelhagem para quantificar a suspensão bivalves alimentação no mar

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves ...

Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da ecologia de moluscos, como a quantidade de susten disponível como alimento de alta qualidade em locais de aquicultura em potencial. A principal vantagem dessa técnica é que ela é muito mais confiável do que os experimentos com a água, pois as medições são realizadas dentro do ambiente natural. Este método pode ser aplicado a outros sistemas e espécies, bem como pode ser expandido para entender os serviços ecossistêmicos fornecidos pelos moluscos.Indivíduos novos neste método terão dificuldades porque as condições no mar podem dificultar a amostragem, seja pelo movimento do barco ou pela falta de disponibilidade de alimentos para os moluscos. A demonstração visual desse método é fundamental porque cada etapa, especialmente o sequenciamento, precisa ser feita corretamente para obter uma medição válida. Ainda no cais, monte a mesa do cardan para consistir em 2 quadros.Uma mesa de cardan e um tanque de lastro. Abasteça um cubo de PVC com um lastro removível e encha o tanque de lastro com oitenta e cinco quilos de água do mar. Insira um peso de zinco de cinquenta quilos na parte inferior do lastro para atuar como um contrapeso ao balanço da mesa.E prenda o tanque de lastro à mesa do cardan. Coloque um defletor móvel em forma de T de cinquenta milímetros de comprimento no topo das paredes da câmara de alimentação para que a água flua sob dentro da câmara 1 a 2 centímetros na frente do bivalve. Encaixe a câmara da cabeça e o dispositivo de alimentação em cima da mesa do cardan e segure os materiais no lugar com tapetes antiderrapantes.Em seguida, ligue a bomba para permitir a adição de água do mar ao dispositivo a partir da profundidade experimental apropriada. Para calibrar as vazões, coloque um cilindro graduado de cem milímetros na saída de uma câmara de alimentação e comece imediatamente a registrar a hora com um cronômetro. Após trinta segundos, verifique o volume de água coletado no cilindro, idealmente cem milímetros de água foram coletados.Se o volume coletado não estiver dentro de 5 milímetros do alvo de cem milímetros, feche ou abra a válvula entre o tanque principal e a câmara de alimentação para ajustar o fluxo e verifique a nova vazão novamente conforme demonstrado. Quando o dispositivo estiver pronto, avance para o local do experimento. Ao chegar ao local de campo, limpe os bivalves de epibiontes e outros organismos incrustantes para evitar a filtração por outra fauna.Antes de colocar 5 bivalves em bacias individuais contendo trezentos milímetros de água do mar ambiente não filtrada. Em seguida, adicione 2 mililitros de monocultura de tetraselmis SP a cada béquer e registre o tempo que cada bivalve individual abre conforme sinalizado por uma porta de concha. Verifique cada béquer a cada 3 a 5 minutos para garantir que os bivalves permaneçam abertos e estejam produzindo fezes marrons densamente compactadas que mantêm sua estrutura após a pipetagem.As pseudofezes, que são resultado de um excesso de tetraselmis SP, são depósitos semelhantes a nuvens levemente compactados de partículas não ingeridas que ressuspendem rapidamente quando coletadas por pipeta. Registre o tempo para cada bivalve individual à medida que as fezes verdes aparecem para permitir o cálculo do tempo médio de trânsito intestinal para todas as 5 réplicas de bivalves. Enquanto o tempo de trânsito intestinal está sendo determinado, colete amostras de água com um volume específico do local de água transbordando do tanque principal e das câmaras de controle a cada quinze minutos por pelo menos 2 horas.Em seguida, use fita adesiva para prender um mexilhão vivo a cada uma das dezesseis câmaras de alimentação do aparelho de biodeposição e um conjunto de conchas de mexilhão vazias a cada uma das 4 câmaras de controle. Colete as partículas contidas nas amostras de água da câmara de transbordamento e controle por meio de filtração em 3 filtros individuais de fibra de vidro pré-pesados por ponto de tempo e enxágue os filtros com cerca de 5 milímetros de formato isotônico de imódio enquanto os filtros ainda estão no coletor de filtração. Quando o tempo de trânsito intestinal tiver sido determinado, defina um cronômetro para atrasar o início da coleta de biodepósito da coleta de água pelo comprimento do tempo médio de trânsito intestinal.Em seguida, limpe as câmaras de todas as fezes pseudofezes que foram produzidas e sombreie os bivalves para aumentar o número de bivalves que se abrem para se alimentar. Use uma pipeta de vidro para coletar e filtrar separadamente as fezes e as pseudofezes, puxando continuamente cada tipo de biodepósito para um recipiente por bivalve durante todo o período de coleta, conforme demonstrado para as amostras de água. Quando todas as amostras tiverem sido coletadas, armazene os filtros em um refrigerador com gelo para transporte ao laboratório.O objetivo da coleta de amostras é obter material suficiente nos filtros para que as frações orgânicas e inorgânicas possam ser pesadas com precisão. Portanto, os tempos de coleta de amostras em volumes podem variar entre os locais. Usando este método, observa-se uma distribuição uniforme de partículas nas câmaras individuais dentro do aparelho de alimentação, indicando uma entrega consistente de partículas de alimentos de igual quantidade e qualidade do tanque principal para as câmaras individuais.Neste experimento representativo, 4 testes de bordo de navios foram conduzidos com 3 espécies de mexilhões em 3 locais com qualidades e composições de susten muito diferentes. Os bivalves ajustam seu comportamento alimentar de acordo com as diferenças na quantidade e tipo de material particulado na água, refletindo as respostas fisiológicas dos plásticos à quantidade e qualidade dos alimentos, bem como as diferenças de espécies em 3 dos 4 experimentos. Problemas analíticos comumente associados a áreas de baixo material particulado são ilustrados nesses resultados de comportamento alimentar do conjunto de coleta de dados da Califórnia, onde algumas das pseudofezes foram inicialmente confundidas com fezes.Ao tentar este procedimento, é importante lembrar de registrar com precisão todos os tempos, volumes de água e informações do local. Seguindo este procedimento, outros métodos, como a análise de nitrogênio dos biodepósitos, podem ser usados para quantificar os serviços ecossistêmicos fornecidos pelos moluscos. Após seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores no campo da ecologia de moluscos compararem os benefícios ambientais proporcionados por diferentes espécies de moluscos nas mesmas condições.Não se esqueça de que trabalhar no mar pode ser extremamente desafiador e todas as precauções de segurança devem ser atendidas. Incluindo saber quando o estado do mar impede mais trabalhos.

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Research

JoVE Journal

Environment

Ambiente

Este protocolo fornece instruções sobre como usar um equipamento autônomo de velocimetria subaquática (SCUVA), que é projetado para a quantificação in situ de animais gerados fluxos. Além disso, este protocolo aborda os desafios colocados pelas condições de campo, e inclui o movimento do operador, prevendo posição de animais, e orientação de SCUVA.

Medir quantitativamente In situ Fluxos usando um Aparelho Autônomo de Velocimetria Underwater (SCUVA)

Apresentamos o VacuSIP, um método simples, não intrusivo e confiável para amostragem pontual limpa e precisa de água. O sistema foi desenvolvido e avaliado para a coleta simultânea da água inalada e exalada por alimentadores de suspensão bentônica in situ, para medir de forma limpa a remoção e excreção de compostos particulados e dissolvidos.

VacuSIP, um método melhorado para Inex<em&gt; In Situ</em&gt; Medição de partículas e dissolvidos compostos Processado por alimentadores de suspensão ativa

Nós descrevemos um método novo para contagem de peixes e estimar a abundância relativa (MaxN) e a densidade de peixes usando sistemas de câmera de vídeo estéreo de giro. Também demonstramos como usar distância da câmera (distância Z) para estimar a detectabilidade espécie-específicas.

Desenvolvimento de novos métodos para quantificar a densidade de peixes usando ferramentas de estéreo-vídeo subaquáticas

Noções básicas sobre as respostas comportamentais dos bivalves suspensão-alimentadores de variáveis ambientais, tais como oxigênio dissolvido, pode explicar alguns processos do ecossistema. Nós desenvolvemos um monitor de baixo custo, baseado em laboratório, calibre de tensão (SGM) para medir respostas de abertura da válvula de ostra, Crassostrea virginica, hipóxia diel-ciclismo e pH cíclico.

Um Monitor de Strain Gauge (SGM) para válvula contínua Gape medições em moluscos bivalves em resposta à hipóxia laboratório induzido Diel-ciclismo e pH

Imagem com base em topografia é um método não-invasivo, cada vez mais prático para o ambiente marinho da amostra. Apresentamos o protocolo de uma pesquisa de câmera de gota que estima a abundância e distribuição do Vieira mar Atlântico (Placopecten magellanicus). Discutimos como este protocolo pode ser generalizado para aplicação a outros macroinvertebrados bentônicos.

Métodos para pesquisas com base em imagem de macroinvertebrados bentônicos e seu Habitat, exemplificado pela pesquisa câmera Drop para o Oceano Atlântico Vieira

A conservação do mexilhão de água doce depende do monitoramento de padrões reprodutivos e processos de espécies. Este estudo padroniza um protocolo não letal para amostragem de conteúdo de brânquias, caracterizando o desenvolvimento larval e fornecendo um repositório digital para os dados coletados. Este pacote de protocolo-banco de dados será uma ferramenta importante para pesquisadores de mexilhão na recuperação de espécies imperadas.

Padronizar um método não letal para caracterizar o estado reprodutivo e o desenvolvimento larval de mexilhões de água doce (Bivalvia: Unionida)

Apresentamos aqui um método/instalação econômico e transportável para medir a produtividade primária de tapetes microbianos sob condições reais de temperatura e luz ambiente in situ . A configuração experimental é baseada em materiais amplamente disponíveis e pode ser usada sob várias condições, oferecendo as vantagens dos modelos baseados em laboratório.

Um Método de Baixo Custo para Medir a Produtividade Primária In Situ de Comunidades de Perifítons de Águas Lênticas

Este artigo descreve a concepção, construção e funcionamento de uma instalação de 1.000 m 2 contendo 24 parcelas individuais de 33,6 m 2 de campo equipado para medir o volume total de escoamento com o tempo e coleta de sub-amostras de escoamento em intervalos selecionados para a quantificação dos constituintes químicos na água da enxurrada de relvados domésticos simulado.

Projeto e Construção de um Mecanismo de Pesquisa escoamento urbano

Os ensaios comportamentais fornecem ferramentas poderosas para a compreensão da função neuronal. Aqui apresentamos vários protocolos para quantificar o comportamento alimentar predatório encontrado no nematóide modelo Pristionchus pacificus e seus parentes. Além disso, fornecemos métodos para analisar adaptações alimentares predatórias, incluindo estruturas bucais e dentes.

Ensaiar comportamentos alimentares predadores em<em&gt; Pristionchus</em&gt; E outros nematóides

O protocolo seguinte descreve a metodologia para: amostragem microplásticos à superfície do mar, a separação de identificação microplástico e química das partículas. Este protocolo está em linha com as recomendações para monitorização microplásticos publicados pelo MSFD Subgrupo Técnico sobre lixo marinho.

Protocolo para Microplásticos Amostragem na superfície do mar e análise de amostras

Aprenda a quantificar a filtração e alimentação de bivalves no ambiente marinho natural usando um dispositivo de fluxo modificado. Este método fornece dados confiáveis para pesquisa em aquicultura e ecologia de moluscos.

Concepção e utilização de aparelhagem para quantificar a suspensão bivalves alimentação no mar

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