Name: Isolamento de CD4+ T-células e análise de circulação folicular-T Helper (cTfh) célula subconjuntos de citometria de fluxo de 6 cores usando o sangue periférico (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 39 s
Description: Aprenda a isolar células T CD4+ e analisar subconjuntos de células T helper foliculares circulantes por citometria de fluxo de 6 cores usando sangue periférico humano. Este método rápido permite processamento em lote e avaliação de biomarcadores de progressão de doenças.

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O trabalho foi apoiado por uma bolsa da leucemia UK para ETB e MJA.

Amostras de sangue foram obtidas de indivíduos normais (NS) (n = 12) bem como pacientes com linfoma de zona marginal (MZL) (n = 7) e outros tipos de linfoma de células B não-Hodgkin (BNHL) (FL 6 pacientes, 2 pacientes de linfoma linfoplasmacítico e 1 baixo grau B-pilha Linfoma não-Hodgkin não especificados paciente). Os pacientes foram recrutados as clínicas de Hematologia no Leicester Royal enfermaria depois de ter dado consentimento, escrito, com aprovação ética no lugar em todos os estudos. Aprovação ética foi obtida por Leicestershire, Northamptonshire e Rutland pesquisa ética Comissão 1, 06/Q2501/122 de referência para as amostras dos pacientes e a autoridade de investigação de integridade (HRA) NRES Comité East Midlands-Derby, referência 14/EM/1176 para indivíduos normais.
1. isolamento de CD4+ T-células do sangue periférico inteiro
<ol><li>Tome sangue periférico fresco (2 a 15 mL) em tubos de EDTA K2por venopunção padrão e processo logo que possível para manter a viabilidade máxima. Nota: Usar equipamento de proteção pessoal padrão de laboratório (casaco, luvas, óculos, etc.) e realizar o trabalho em uma classe II gabinete de biossegurança.</li>
	<li>Trazer o sangue e todos os reagentes necessários (CD4+ enriquecimento cocktail, 2% fetal bovino soro/tamponada fosfato solução salina (FBS/PBS), mídia de gradiente de densidade e congelamento médio se cryopreserving células) à temperatura ambiente.</li>
	<li>Misturar o sangue com um cocktail comercialmente disponível de anticorpos para o enriquecimento de CD4 humano+ células T. Use 50 µ l de reagente para cada 1 mL de sangue. Use um tubo de polipropileno cônico de 50 mL para 5 a 15 mL de sangue. Nota: Se usar 2 a 4 mL de sangue, execute esta etapa em um tubo de polipropileno cônico 14 mL.</li>
	<li>Incube a mistura à temperatura ambiente por 20 min.</li>
	<li>Dilua a mistura com um volume igual de 2% FBS/PBS</li>
	<li>
Esta mistura diluída em cima da mídia gradiente de densidade lentamente para evitar perturbar a interface e proceder a centrifugação imediatamente para evitar a difusão do sangue no meio de gradiente de densidade da camada.
	<ol>
<li>Para 2 a 3 mL de sangue, usar 3 mL do meio de gradiente de densidade em um tubo de polipropileno cônico 14 mL, mas para 4 mL de sangue, use 4 mL de meio de gradiente de densidade em um tubo de polipropileno cônico 14 mL e pelo sangue de 5 a 15 mL , use 15 mL do meio de gradiente de densidade em um tubo de polipropileno cônico de 50 mL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Centrifugar a mistura em camadas por 20 min a 1.200 x g com o freio fora a 20 ° C. Nota: Uma temperatura abaixo da temperatura ambiente pode resultar na contaminação com hemácias e granulócitos. Uma velocidade mais baixa fará com que o CD4+ processo de isolamento para falhar. Deixar o intervalo de noivos irá diminuir o rendimento da célula. Use uma centrífuga de bancada superior com rotores que podem ser fechados para evitar aerossóis.</li>
	<li>Remover o CD4 enriquecido+ camada de células através da interface usando uma pipeta Pasteur. Nota: A camada de células enriquecido será semelhante a um padrão "buffy coat" de células brancas de nublado, mas como só CD4+ células estão presentes, naturalmente será menor e mais difícil de ver.</li>
	<li>Adicionar 2% FBS/PBS para o CD4 células até um volume total de 10 mL e então lave duas vezes com 2% de+ FBS/PBS por centrifugação por 10min a 400 x g durante cada lavagem.</li>
	<li>Resuspenda o pellet em 2% FBS/PBS e contagem das células coradas com um corante vital (azul de trypan) para determinar o número de células e a viabilidade.</li>
	<li>Passo opcional: Resuspenda 5 x 105 a 1 x 106 células em congelamento médio (10% Dimetilsulfóxido na FBS) em alíquotas de 1 mL. Nota: Níveis de alguns marcadores de superfície podem ser alterados por crio-preservação e descongelar. É, portanto, muito importante que todas as amostras são processadas de forma consistente. A fim de minimizar as diferenças nas variáveis analíticas, as amostras foram crio-preservados e em lote para análise neste estudo.</li>
</ol>2. fluxo Cytometry
<ol><li>Descongelar o CD4 criopreservado+ rapidamente as células em um banho de água a 37 ° C e lavagem média de previamente aquecido em uma vez (RPMI 1640 + L-glutamina, suplementado com 10% FBS e 1x penicilina-estreptomicina).</li>
	<li>Adicionar as células para 9 mL de meio, centrifugar durante 5 min à 400 x g e remover o sobrenadante.</li>
	<li>Ressuspender as células em 1% albumina de soro bovino (BSA) em PBS (50 µ l) para que cada uma condição a ser testado usa entre 5 x 10,5 e 1 x 106 células.</li>
	<li>Misture as células com coloração Buffer (50 µ l). Nota: Brilhante mancha Buffer impede vários artefactos de coloração que podem interferir com a análise dos dados, quando dois ou mais BV ou compre as manchas são utilizadas simultaneamente devido às propriedades químicas inerentes destes corantes. Em condições simples ou inocente, a 50 µ l de tampão de mancha brilhante pode ser substituído por 50 µ l de 1% BSA/PBS.</li>
	<li>Adicionar os anticorpos às células (de acordo com o "volume usados" coluna na tabela 1) e incubar no gelo no escuro por 30 min.</li>
	<li>Lavar as células duas vezes em 1% BSA/PBS por centrifugação por 3 min a 600 x g durante cada lavagem.</li>
	<li>Resuspenda em 1% BSA/PBS (400 µ l) e transferir para um tubo de aquisição de citometria de fluxo.</li>
	<li>Vórtice as células suavemente antes de adquirir dados sobre um citômetro de fluxo:</li>
</ol>3. set-up e controles de citometria de fluxo
<ol><li>Usando um exemplo imaculado, conjunto fotodiodo tensões para que os linfócitos podem ser separados de detritos óbvio e células mortas (eventos com área de dispersão (SSC) lado de alta e baixa dispersão para a frente (FSC))16. Usando amostras coradas única, defina fotomultiplicador tensões (PMT) para que fluorescência positiva pode ser discernida de fluorescência de fundo enquanto se certificar de que todos os eventos estão dentro da escala detectável. Nota: Uma melhoria seria a trama CV contra tensão de PGTO para cada PMT usando grânulos palidamente fluorescentes para encontrar a tensão mínima para resolução ideal (o "Pico 2" método19).</li>
	<li>Conta para sobreposição espectral, gerando uma matriz de compensação usando manchas única com grânulos de captura. Adicionar contas de compensação comercialmente disponíveis (60 µ l) e grânulos de controlo negativo (60 µ l) a 1% BSA/PBS (100 µ l) e o vórtice. Nota: Os grânulos de captura usados devem coincidir com as espécies de hospedeiros e IgG isotipo do anticorpo sendo usado. A matriz de compensação deve ser re-calculada se o número de lote do qualquer tandem tinge as alterações, como podem exibir considerável variabilidade em seus espectros de emissão entre lotes.</li>
	<li>Adicione um único anticorpo (20 µ l) e o vórtice.</li>
	<li>Incube a temperatura ambiente no escuro por 30 min.</li>
	<li>Centrifugar a 200 x g durante 10 minutos e descartar o sobrenadante.</li>
	<li>Resuspenda em 1%BSA/PBS (500 µ l) e vortex.</li>
	<li>Adquirir a amostra com um citômetro de fluxo, usando o gerador de matriz designado compensação do software de aquisição de acordo com as instruções do fabricante.</li>
	<li>Use controles de FMO para orientar a colocação de portões para fluorescência de marcador positivo contabilizar derramamento de corante, que é a principal fonte de fluorescência de fundo em experimentos usando ≥4 cores16. Siga a coloração geral do pilha-superfície de protocolo conforme descrito na etapa 3, mas para cada condição, omitir um do fluorophores da etapa de coloração (onde CD45RA for omitido, também omitir a mancha ao vivo/morto). Adquira 100.000 linfócitos para cada condição.</li>
	<li>Defina a positividade de portão no ≤ 0.5% das células. Consulte a Figura 2 para obter um exemplo ilustrado de FMO controles.</li>
</ol>4. análise de dados
<ol><li>Emprega o software de aquisição do citômetro de fluxo para definir um limite de 5.000 unidades no parâmetro FSC para excluir muito pequenos detritos.</li>
	<li>Usar um portão parar para adquirir 10.000 células cTfh (CD4+ CD45RA– CXCR5+). Nota: O usuário individual pode recolher mais de 10.000 células. Este número foi um compromisso entre coletando células suficientes para fornecer resultados significativos e ao tempo despendido para a coleção.</li>
	<li>Usando uma área de FSC / SSC-área ponto enredo, desenhar uma elipse ou polígono portão para selecionar a população de linfócitos, excluindo-se os restos e células abertamente morto (eventos com um SSC-área alta e baixa FSC-área).</li>
	<li>Usando uma área de FSC / trama do ponto de FSC-largura, desenhar um polígono portão para selecionar células únicas excluindo parelhas (parelhas tem uma área maior mas largura semelhante de células únicas).</li>
	<li>Usando uma área de FSC / marcador CD45RA e viabilidade ponto enredo, desenhar um portão Retangular para selecionar ao vivo, CD45RA– (células com uma baixa fluorescência para esse marcador).</li>
	<li>Usando uma área de FSC / CD4 ponto enredo, desenhar um portão Retangular para selecionar CD4+ (células com uma alta fluorescência para esse marcador).</li>
	<li>Usando um CD4 / CXCR5 ponto enredo, desenhar um portão Retangular para selecionar CXCR5+ (i.e., cTfh) (células com uma alta fluorescência para esse marcador).</li>
	<li>Usando um CXCR3 / trama do ponto de CCR6, lugar um quad portão de subdividir as células cTfh em cTfh1, 2 e 17 células (que são altos e baixos para cada marcador). Nota: As células com o fenótipo CD4+ CXCR5+ CXCR3+ CCR6+ são mal caracterizada. Chamamos estas células de cTfh1/1718 porque convencional auxiliar as células T (CD4+ CXCR5–) que estão fazendo a transição entre Th17 e Th1 mostrar expressão de CXCR3 e CCR6 e têm sido descritos como cTfh1/1719.</li>
	<li>Usando um histograma de PD-1, use a ferramenta de escala para subdividir as células cTfh (ou se preferirem, o cTfh1 individual, 2, 17 ou 1/17 subconjuntos) em PD-1-/ + ou Oi populações. Nota: A distinção entre PD-1+ e PD-1Oi não é bem definida na literatura. O limite foi definido como a mesma intensidade de PD-1 necessária para detectar Tfh genuíno em suspensões de linfócitos humanos tonsila usando citometria de fluxo com o mesmo painel de anticorpos. Alternativamente, um marcador para ICOS pode ser adicionado ao painel de anticorpos, como apenas PD1Oi células são ICOS+.</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Este protocolo representa uma forma simples e eficiente para analisar as células de cTfh de sangue periférico, permitindo a detecção de todos os subconjuntos relevantes identificados na literatura, até agora. Amostras de sangue podem ser facilmente e eficientemente obtidas como parte do padrão Clínicas ambulatoriais e seriais amostras pode ser coletada em paralelo com os dados clínicos. Por sua vez, isso permite que estudos prospectivos avaliando cTfh subconjuntos como biomarcadores para progressão da doença ou resposta ...

Células T-foliculares de auxiliar (Tfh) são um CD4+ subconjunto de células T que caracterizou-se inicialmente em tecidos linfoides1. Estas células expressam PD-1 e receptores de superfície CXCR5, secretam IL-21 e IL-4 e mostram expressão nuclear do fator de transcrição, BCL-62,3. Como seu nome sugere, eles são encontrados em centros germinativos e são essenciais para anticorpos de afinidade elevada produção1.
Dysregulated Tfh respostas têm sido implicadas na patogênese da doença, mais notavelmente a doença auto-imune, onde eles promovem a expansão de células auto-reativas B4. Eles também desempenham um papel no microambiente do tumor do sólido5,6 e cancros linfoides7. Por outro lado, defeitos genéticos de superfície proteínas essenciais para Tfh função como resultado de costimulator (ICOS) células T inducible em síndromes de imunodeficiência humana8. CD4+ CXCR5+ células no sangue periférico humano são denominadas células helper T-foliculares (cTfh) de circulação e são acreditadas para ser o compartimento de memória das células Tfh em tecidos9. O objetivo do método descrito aqui é a análise de subconjuntos de cTfh seguindo CD4+ isolamento de amostras de sangue periférico de células.
Foram definidos vários subconjuntos de cTfh e a eficiência com que fornecem ajuda células B difere de um subconjunto para mais9,10,11,12. As proporções relativas destes subconjuntos são alteradas em uma série de doenças, mais proeminentemente auto-imune em que lá é quase sempre um aumento relativo no mais funcional PD-1+ / Oi e/ou subconjuntos de cTfh2 ou cTfh17 em comparação com os menos funcional PD-1– e/ou subconjuntos de cTfh112. A extensão dessas mudanças frequentemente associar com parâmetros clínicos, incluindo títulos de atividade e auto-anticorpos doença, indicando um papel potencial de distribuição de subconjunto cTfh como biomarcador prognóstico na doença, que pode refletir a atividade da ESF no tecidos linfoides9,12,13,14. Além disso, recolhendo amostras de sangue dos participantes é rápido, seguro e aceitável e então permite serial de monitoramento para a análise da progressão da doença ou resposta à terapia.
O uso de CD4 isolado+ de células T sobre suspensões de células mononucleares (PBMNC) de sangue periférico tradicional permite maiores experiências de citometria de fluxo da produção, reduzindo o tempo necessário para adquirir um número considerável de células de cTfh para análise. Isto é particularmente útil quando a classificação de células de cTfh rara subconjuntos usando fluxo ativado celular classificação (FACS). Para auxiliar a eficiência, estas suspensões podem ser criopreservadas para habilitar "lotes" de amostras a ser usado no experimento de citometria de fluxo. Em testes, o CD4+ pureza não foi reduzida em criopreservação.
Enquanto laboratórios diferentes usados diferentes marcadores para classificar cTfh células nos estágios iniciais de sua descoberta, o método apresentaram aqui faz uso de um regime unificado de dois grupos de marcadores de superfície celular como proposto por Schmidt et al.12, 15 para permitir a identificação simultânea de cTfh e seus subconjuntos reconhecidos nove em um único fluxo cytometry experimentar.
Como são usados apenas marcadores de superfície celular, as células não necessitam de fixação ou permeabilização e assim podem permanecer vivas para estudos funcionais a jusante. Isto poderia ser facilitado pela célula classificação usando FACS com o mesmo painel de anticorpos. Este painel pode ser expandido para incluir outros marcadores, permitindo as restrições do citômetro de fluxo sendo usado.
A análise das experiências de citometria de fluxo multi cor pode ser um desafio devido à natureza inerentemente subjetiva de gating em lotes do ponto 2-dimensional, especialmente quando populações de células não têm uma distribuição clara bi-modal na fluorescência do marcador, como é o caso para células cTfh e seus subconjuntos. Por esta razão, é imperativo para configurar os controles eficazes para reduzir os artefatos para permitir melhor resolução das populações e para definir a retenção de estratégias com confiança. Como tal, design de painel de anticorpos e a instalação de controles básicos para um fluxo cytometry experimentar, ou seja, usando a compensação e FMO controles estão descritas no passo 3.4.2 e 3.4.3,respectively.
Todas as células cTfh são definidas como CD4+ CXCR5+ CD45RA–. O nível de expressão do marcador característico de ativação Tfh PD-1 então pode ser determinado para identificar os subconjuntos do PD-1-, PD-1+ ou PD-1Oi cTfh células. Em seguida, usando uma combinação dos receptors do chemokine CXCR3 e CCR6, que são diferencialmente expressos pelo tradicional Th1, 2 ou 17 células, cTfh podem ser caracterizado como cTfh1, 2 ou 17-como por um perfil de CXCR3+ CCR6-, CXCR3– CCR6- e CXCR3– CCR6+, respectivamente.
O painel de anticorpos usado por nosso laboratório é exibido na tabela 1. O usuário pode ter para se adaptar a sua seleção de fluoróforo para contabilizar o laser e a configuração do filtro de luz disponível na sua citômetro de fluxo local.
As considerações a seguir influenciam a escolha de fluorophores. Sempre que possível, use fluorophores brilhante. Em particular, use o mais brilhante fluorophores disponível sobre as divisões mais marcadores (menos altamente expressas). Marcadores de redutor incluem PD-1, CXCR3 e CCR6 e em menor medida, CXCR5. Fizemos especificamente empreg o novo BB, BV e BUV fluorophores que proporcionam excelente brilho e assim permitir mais fácil resolução de populações distintas das células.
A seleção de fluoróforo espalharam os espectros de emissão tanto quanto possíveis minimizar a sobreposição espectral e, portanto, o nível de compensação pedida. Uma ferramenta online gratuita que pode ser usada para auxiliar a criação de um painel de citometria de fluxo pode ser encontrada aqui: http://www.bdbioscienes.com/us/s/spectrumviewer. Para economizar espaço no espectro de emissão, utilizamos um "canal de despejo" usando um corante de viabilidade com um comprimento de onda de emissão que se sobrepõe com os da APC-H7 (conjugados para CD45RA) para habilitar a detecção (e exclusão) de ambos mortos e/ou CD45RA+ usando um único detector.
Aqui, um protocolo é apresentado para o isolamento de sangue periférico CD4+ T-células e sua subsequente análise por citometria de fluxo para determinar as proporções dos diferentes e recentemente descrito subconjuntos de circulação.

<table><tbody><tr><td>Coquetel de Enriquecimento de Células T CD4+ Humanas RosetteSep</td><td>STEMCELL TECHNOLOGIES</td><td>15062</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll-Paque PLUS</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>17144003</td><td></td></tr><tr><td>BUV395 Mouse Anti-Human CD183&nbsp; Clone 1C6/CXCR3</td><td>BD Horizon</td><td>565223</td><td></td></tr><tr><td>BV711 Mouse Anti-Human CD196 (CCR6)&nbsp; Clone 11A9</td><td>BD Horizon</td><td>563923</td><td></td></tr><tr><td>BV421 Rato Anti-Humano CXCR5 (CD185)&nbsp; Clone&nbsp; RF8B2</td><td>BD Horizon</td><td>562747</td><td></td></tr><tr><td>BB515 Mouse Anti-Humano CD4&nbsp; Clonar &nbsp; RPA-T4</td><td>BD Horizon</td><td>564419</td><td></td></tr><tr><td>PE Mouse Anti-Human CD279&nbsp; Clone MIH4</td><td>BD Pharmingen</td><td>557946</td><td></td></tr><tr><td>APC-H7 Camundongo Anti-Humano CD45RA Clone&nbsp; HI100</td><td>BD Pharmingen</td><td>560674</td><td></td></tr><tr><td>LIVE/DEAD Fixable Far Red Dead Stain Kit, para excitação de 633 ou 635 nm</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>L34973</td><td></td></tr><tr><td>Brilliant Stain Buffer</td><td>BD Horizon</td><td>563794</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Mouse Ig, &kappa;/Conjunto de Partículas de Compensação de Controle Negativo</td><td>BD CompBead</td><td>552843</td><td></td></tr><tr><td>FACS Aria II Citômetro de Fluxo</td><td>BD Biosciences</td><td>644832</td><td></td></tr><tr><td>FACSDiva 6.1.3</td><td>BD Biosciences</td><td>643629</td><td>Software de aquisição de citômetro de fluxo</td></tr><tr><td>FlowJo 10.2</td><td>Treestar Inc.</td><td></td><td>Software de Análise de Dados de Citometria de Fluxo</td></tr><tr><td>Anti-CXCR3 anticorpo</td><td>BD Horizon&nbsp;</td><td></td><td></td>565223</tr><tr><td>Anticorpo anti-CCR6</td><td>BD Horizon&nbsp;</td><td></td><td></td>563923</tr><tr><td>Anticorpo anti-CXCR5</td><td>BD Horizon&nbsp;</td><td></td><td></td>562747</tr><tr><td>Anticorpo anti-CD4</td><td>BD Horizon&nbsp;</td><td></td><td></td>564419</tr><tr><td>Anticorpo anti-PD-1</td><td>BD Pharmingen&nbsp;</td><td></td><td></td>557946</tr><tr><td>Anti-CD45RA anticorpo</td><td>BD Pharmingen&nbsp;</td><td></td><td></td>560674</tr><tr><td>Marcador de Viabilidade</td><td>ThermoFisher Scientific&nbsp;</td><td>L34973</td><td></td></tr></tbody></table>

isolamento de cd4+ t-células e análise de circulação folicular-t helper (ctfh) célula subconjuntos de citometria de fluxo de 6 cores usando o sangue periférico

Isolation of CD4+ T-cells and Analysis of Circulating T-follicular Helper (cTfh) Cell Subsets from Peripheral Blood Using 6-color Flow Cytometry

Aberrante atividade das células foliculares-T auxiliar (Tfh) é detectável em doenças auto-imunes e sua presença está associada com desfechos clínicos, quando se analisa o microambiente linfonodal em linfoma de células B não-Hodgkin. Subconjuntos de células T-foliculares auxiliar (cTfh), o compartimento de memória circulantes de células Tfh no sangue, que circula também são perturbados na doença e, portanto, representam potenciais novos biomarcadores preditivos. Teste baseado em sangue periférico é vantajoso porque é relativamente não-invasivo e permite monitoramento serial simples. Este artigo descreve um método para isolar CD4 + T-células do sangue humano e posterior análise por citometria de fluxo para enumerar as células cTfh e as proporções de seus vários subconjuntos (cTfhPD-1-/ + / Oi, cTfh1, 2, 17 e cTfh1/17). O nível destes subconjuntos foi então comparado entre indivíduos normais e pacientes com linfoma. Descobrimos que o método era robusto o suficiente para obter resultados fiáveis de material paciente rotineiramente coletada. A técnica que descrevemos para a análise pode ser facilmente adaptada para celular classificação e aplicações a jusante como RT-PCR.

CD4 alta+ pureza foi conseguida usando o CD4+ protocolo de isolamento, que era de confiança em todas as amostras de sangue testadas por nós (quer dizer: 96,6%, SD: 2.38, n = 31) (Figura 3).
Identificação de cTfh (CD4+ CXCR5+ células) em um assunto normal representativo é apresentado(Figura 4). A proporção de c...

Aqui, um protocolo para o isolamento e caracterização de CD4+ células T subconjuntos do sangue periférico humano é descrito. Purificado CD4+ T-células são analisadas por citometria de fluxo para determinar proporções de subconjuntos de célula auxiliar T-folicular.

Isolamento de CD4+ T-células e análise de circulação folicular-T Helper (cTfh) célula subconjuntos de citometria de fluxo de 6 cores usando o sangue periférico

Aberrant T-follicular helper (Tfh) cell activity is detectable in autoimmune conditions and their presence is associated with clinical outcomes when the ...

Este método pode ajudar a demonstrar as diferenças entre subconjuntos de células auxiliares T-foliculares circulantes em estados saudáveis e doentes. As principais vantagens desta técnica são que é rápido, que as amostras podem ser processadas em lote, e que as células permanecem vivas para análise funcional a jusante. Esta técnica facilita a avaliação dos subconjuntos auxiliares T-foliculares circulantes como biomarcadores para a progressão da doença, pois se correlacionam com marcadores de gravidade clínica. Ajudando na demonstração deste procedimento será a Dra.

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Este vídeo demonstra um protocolo para o isolamento baseado em marcação magnética de uma população de baixa concentração de células T CD4+Vδ1+γδ de células mononucleares do sangue periférico humano (PBMCs). Usando uma combinação de anticorpos anti-Vδ1 conjugados com FITC, microesferas magnéticas anti-FITC e esferas superparamagnéticas revestidas com anticorpos anti-CD4, as células T CD4 + Vδ1 + podem ser purificadas com sucesso da população PBMC.

Isolamento seletivo de células T CD4+ Vδ1+ γδ de células mononucleares do sangue periférico humano

Este vídeo demonstra uma técnica baseada em citometria de fluxo usando dois fluorocromos para identificar células T CD4+ e CD8+, células T γδ, células B, células natural killer (NK) e monócitos em células mononucleares do sangue periférico humano (PBMCs). Ao incubar as células com anticorpos conjugados com fluorocromo contra os marcadores de superfície, os subconjuntos de células são identificados usando uma estratégia ideal de controle citométrico de fluxo.

Um ensaio de citometria de fluxo para identificar subconjuntos de células imunes em células mononucleares do sangue periférico

Com funções efectoras distintas das outras subpopulações de células T, células Th17 foram centralmente implicada na autoimunidade inflamatória. Este protocolo in vitro de diferenciação Th17 proporciona um meio para determinar se os linfócitos T CD4 + naive podem diferenciar-se em células Th17, e para examinar ainda mais o seu papel no auto-imunidade e resposta do hospedeiro.

Isolamento e Th17 Diferenciação de Linfócitos T CD4 Naïve

Este protocolo descreve um ensaio de citotoxicidade sensível baseado em células. Ao enumerar a diminuição na frequência de células T CD4+ alvo vivas na presença de um número crescente de células T CD8+ efetoras, este ensaio permite a avaliação direta da atividade citolítica de células T CD8+ específicas do antígeno.

Baseada em células de Citometria de Fluxo Ensaio medir citotóxicos Atividade

Muitos sistemas experimentais foram utilizados para compreender os mecanismos de regulação do desenvolvimento e função de células T numa resposta imunitária. Aqui uma abordagem genética utilizando transdução retroviral é descrito, que é económico, eficiente tempo, e, o mais importante, altamente informativos na identificação de vias reguladoras.

Transdução retroviral de células T helper como uma abordagem genética para estudar mecanismos que controlam a sua diferenciação e função

Este artigo descreve espectral citometria, uma nova abordagem em citometria de fluxo que usa as formas de espectros de emissão de distinguir fluorocromos. Um algoritmo substitui compensações e pode tratar auto-fluorescência como um parâmetro independente. Esta nova abordagem permite a análise adequada de células isoladas de órgãos sólidos.

Análise de suspensões celulares isoladas de tecidos sólidos por citometria de fluxo espectral

Aqui, apresentamos um protocolo de fluxo cytometric para identificar CD4+ e CD8+ T células, as células γδ T, células B, células NK e monócitos no sangue periférico humano usando apenas dois fluorochromes em vez de sete. Com esta abordagem, cinco marcadores adicionais podem ser gravadas na maioria dos citômetros.

Discriminação de sete subconjuntos de células imunes por dois-fluorocromo citometria de fluxo

É apresentado aqui um protocolo para medir proliferating pilhas de T CD4+ em resposta às proteínas antigénicas ou aos peptídeos usando a diluição da tintura. Este ensaio é particular sensível às pilhas de T antígeno-específicas raras e pode ser modificada para facilitar a clonagem de pilhas antígeno-específicas.

Quantificação de células T antígeno-específicas humanas proliferating de CD4+ usando o éster do Succinimidyl do carboxyfluorescein

O presente protocolo descreve um fluxo de trabalho experimental que permite a análise ex vivo da estimulação de células T humanas em um sistema de co-cultura alogênica com células tumorais pré-tratadas.

Análise da atividade de células T humanas em um ambiente de co-cultura alogênica de células tumorais pré-tratadas

Isolamento de linfócitos usando a Miltenyi MACs kit é uma maneira confiável para purificar as células de todo homogeneizados de tecido linfóide. Células purificadas usando o sistema Miltenyi são tipicamente ≥ 96% pura. Aqui, nós demonstrar as medidas tomadas para isolar células CD4 + T, um dos muitos kits oferecidos pela Miltenyi.

Isolamento de células T CD4 + a partir dos nós linfáticos rato Usando Miltenyi Purificação MACS

Aprenda a isolar células T CD4+ e analisar subconjuntos de células T helper foliculares circulantes por citometria de fluxo de 6 cores usando sangue periférico humano. Este método rápido permite processamento em lote e avaliação de biomarcadores de progressão de doenças.

Isolamento de CD4+ T-células e análise de circulação folicular-T Helper (cTfh) célula subconjuntos de citometria de fluxo de 6 cores usando o sangue periférico (Vídeo) | JoVE Journal

Isolamento de CD4⁺ T-células e análise de circulação folicular-T Helper (cTfh) célula subconjuntos de citometria de fluxo de 6 cores usando o sangue periférico

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