Name: Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: Aprenda a punção da veia subclávia para coleta de sangue em ratos usando anestesia geral e identificação do fossa esternal superior. Este método alternativo oferece alta taxa de sucesso com mínimas complicações em pesquisas.

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Este estudo foi aprovado pelo Comitê de ética de Universidade de South Central para a pesquisa Animal do segundo Xiangya Hospital (Changsha, China). O manuscrito foi preparado de acordo com a chegada (pesquisa Animal: relatórios no Vivo experimentos) orientações9.
1. material e Animal preparação
<ol><li>Preparar os materiais necessários: fita adesiva, agente de depilação, 75% de etanol, tubo de coleta de sangue, seringa de 2,5 mL, conectado com agulha (24 G, 0,6 x 25 mm), máquina de cabelo, balança eletrônica e calibre (ver Tabela de materiais).</li>
	<li>Use 20 ratos Sprague-Dawley (SD), envelhecidas 8-10 semanas e pesando 153-200 g (ver Tabela de materiais). Manter ratos de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório,10.</li>
	<li>Ratos de casa sob condições normais, com livre acesso à comida e água potável. Mantê-los em gaiolas de2 cm 530 com camas de madeira de barbear (2 ratos por gaiola). Manter os animais em uma temperatura temperatura controlada em torno de 25 ° C.</li>
	<li>Induzir a anestesia geral (pentobarbital de sódio 40 mg/kg) em todos os animais através de injeção intraperitoneal antes da punção da veia subclávia.</li>
	<li>Coloque o rato em uma posição supina. Membros posteriores em uma posição confortável e sujeite o membro superior paralela ao eixo do corpo ao lado do tronco. Nota: Não há ventilação mecânica é necessária para este procedimento (Figura 1).</li>
	<li>Limpe ambos os lados do espaço infraclavicular para remover a pele (com a máquina de barbear cabelo e agente de depilação, consulte Tabela de materiais) e qualquer sujidade visível. Limpe o pescoço e torácica pele com 75% de etanol. Mantenha a área de punção com gaze seca e limpa.</li>
</ol>2. procedimento de coleta de sangue
Nota: Ambos os lados da veia subclávia são adequados para punção, e aqui nós escolhemos o lado direito para punção. A localização e a direção da clavícula direita são identificados pelo polegar esquerdo do operador (Figura 2). O suprasternal fossae é tocadas suavemente com o dedo indicador como o suprasternal fossae é na direção da agulha (Figura 2).
<ol><li>Enxague com uma seringa estéril 2,5 mL com solução de heparina (10 UI/mL).</li>
	<li>Localize o local de punção caudal à região de 1/3 externo da clavícula direita (Figura 3) 0,5 mm. Movimente suavemente a seringa na pele do local da punção. Uma vez que a agulha entra na pele de infraclavicular, aplique pressão negativa com a direita do operador (Figura 4). Nota: O volume de sangue média e máxima são 1,0 mL e 1,4 mL, respectivamente. A direção da agulha é posicionada em direção a fossae suprasternal e deve estar quase paralela à clavícula só posterior a ele. Normalmente, a veia subclávia pode ser alcançada, inserindo a agulha aproximadamente 2mm nesta direção. Uma vez que a agulha entra na veia, o sangue vai entrar a seringa sob pressão negativa.<ol>
<li>Manter a pressão negativa até volume suficiente de sangue é desenhado (Figura 5).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Se a coleta de sangue da veia subclávia não for bem-sucedida, retirar a agulha na área subcutânea e ajustar a direção da agulha ligeiramente interior ao esterno.<ol>
<li>Se três tentativas falharem, evitar a veia subclávia do mesmo lado e use o lado contralateral para amostragem de sangue.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Após a coleta de sangue, retirar a agulha de punção e aplicar pressão ao local de punção para 1-2 minutos parar o sangramento. Nota: A pressão deve ser muito suave para evitar asfixia.</li>
</ol>3. processamento da amostra sangue
<ol><li>Transferi a amostra de sangue para um anticoagulante-revestido de tubo de vácuo (com EDTA) e centrifugar durante 10 minutos a 1600 x g para coleta de plasma.</li>
	<li>Aspire o sobrenadante para um tubo limpo e loja a-80 ° C (Figura 6).</li>
</ol>

<ol><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology%2C+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies%3A+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li>
<li>Feng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheterization+of+the+carotid+artery+and+jugular+vein+to+perform+hemodynamic+measures%2C+infusions+and+blood+sampling+in+a+conscious+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).</li>
<li>Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Repeated+Tail+Clip+and+Saphenous+Vein+Phlebotomy+on+Rats+Used+in+Toxicology+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies.</a> Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).</li>
<li>Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+rat+serum+suitable+for+mammalian+whole+embryo+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture.</a> Journal of Visualized Experiments. (90), e51969(2014).</li>
<li>Cochran, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determining+Glucose+Metabolism+Kinetics+Using+18F-FDG+Micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).</li>
<li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266(2007).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>National Institute of Health. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).</li>
<li>Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axillary+vein+puncture+without+contrast+venography+for+pacemaker+and+defibrillator+leads+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Pacing+and+Clinical+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation.</a> Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).</li>
<li>Luis, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+magnetic+resonance+imaging+of+the+thoracic+venous+system+in+rats+with+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia.</a> Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
</ol>

Este trabalho foi financiado pela subvenção da Fundação de ciência Natural nacional da China n. º 81670269, n. º 81500355 e n. º 81500226.

Aqui, apresentamos um método alternativo para a extração de sangue da veia subclávia e mostramos que esse método é viável, seguro e aplicável para amostragem de sangue em ratos. Este método é derivado a punção da veia subclávia em implante de marcapasso chumbo para pacientes11. Veia subclávia situa-se apenas caudal à clavícula e posterior e é uma continuação da veia axilar. Corre da borda externa da primeira costela à borda medial do músculo escaleno anterior12. A partir da...

Coleta de sangue é essencial em pesquisas com animais. As veias de destino para coleta de sangue incluem o plexo retrô-orbital, a veia jugular, a veia safena, os vasos sanguíneos de cauda e a artéria carótida1,2,3,4. Às vezes, sangue, poderia ser obtido da aorta abdominal, veia cava ou até mesmo o coração5,6,7. Em tais ocasiões, os animais devem ser sacrificados e não podem ser usados para observação posterior; assim, esses métodos são usados menos no trabalho diário experimental. Coleta de sangue da veia da cauda de ratos é popular e menos estressante em comparação com o acima mencionado métodos8.
No entanto, coleta de sangue da veia da cauda é às vezes limitada por uma taxa de sucesso insatisfatório. Ocasionalmente, também é difícil de obter suficiente volume de sangue por esse método. Como a veia subclávia é grande o suficiente e está localizada logo abaixo do osso da clavícula, punção de veia subclávia pode ser um método alternativo para amostragem de sangue se métodos de coleta de sangue de rotina são mal sucedidos. Aqui, apresentamos um método de coleta de sangue por meio de punção da veia subclávia em ratos.

<table><tbody><tr><td>ratos</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, Província de Hunan, China)&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>software estático</td><td>SPSS Statistics 17</td><td></td><td></td></tr><tr><td>agente de depilação</td><td>França Yi Sha Cosmetics Co., Ltd (Guangzhou, província de Guangdong, China)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>seringa de 2,5 mL</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, província de Shandong, China)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>barbeador de cabelo</td><td>Shanghai FLYCO Electric Co., Ltd (Xangai, China)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fita adesiva</td><td>3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Alemanha)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sódico</td><td>Merck</td><td></td><td></td></tr><tr><td>75% etanol</td><td>Departamento de Farmácia,O Segundo Hospital Xiangya da Universidade</td><td></td><td></td>Central do Sul tubo de</tr><tr><td>coleta de sangue</td><td>Hubei Jinxing Technology& Development Co., Ltd (Província de Wuhan Hubei, China) (2ml)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>balança eletrônica</td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co., Ltd (Dongguan, Província de Guangdng, China)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>luvas de lona</td><td>para anestesia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hepain</td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical&nbsp; Co., Limited (Nanjing, Província de Jiangsu, China) (2mL, 12500 UI)</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>solução salina</td> <td>físicaHunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd (Yueyang, província de Hunan, China) (100ml)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Coleta de sangue com o volume de sangue suficiente é essencial em experiências com animais. Coleta de sangue da veia da cauda de ratos é popular e menos estressante, comparado a outros métodos mais agressivos, tais como retro-orbital plexo coleta da amostra. No entanto, este método de coleta de sangue às vezes é limitado por uma taxa de sucesso insatisfatório. Aqui, apresentamos um método para coleta de sangue através de punção da veia subclávia. A veia subclávia está localizada logo abaixo da clavícula e esta veia é grande o suficiente para cumprir os requisitos de volume de coleta de sangue. Nossos resultados mostram que este método é seguro e aplicável para amostragem de coleta de sangue com o volume de sangue necessário. Coleta de sangue através de punção da veia subclávia poderia servir como um método de coleta de sangue alternativos em caso de colheita de sangue de veia de cauda falhou em ratos.

Um total de 20 ratos SD (masculino n = 10, feminino n = 10) foram utilizados aqui. Collectionwas de sangue realizadas por operadores qualificados, que tenham realizado a mais de 20 amostras de sangue da veia subclávia em ratos e dos operadores de iniciante, que tenham não punção da veia subclávia experiência em ratos ou outros animais. Antes de operações, iniciantes assistiram pelo menos 3 procedimentos feitos por operadores qualificados.
<p class="jove_content" fo:keep-together.withi...

Aqui, apresentamos um protocolo para coletar amostras de sangue de rato veia subclávia.

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Punção de veia subclávia como método alternativo de coleta de amostras de sangue em ratos. Após anestesia geral, coloque os ratos em posição supina e esterilize o espaço infraclavicular com 75% de etanol. Identifique a fossa sternal superior antes da punção.Local de perfuração, caudal para a região externa de um terço da clavícula no mesmo lado. A direção da agulha foi posicionada em direção à fossa sternal superior e deve quase paralelo à clavícula, apenas posterior a ela. Após a coleta de sangue, pressione o local da punção por um a dois minutos, para parar de sangrar.Coleta de sangue com volume suficiente é sempre necessária em experimentos em animais. A coleta de sangue da veia da cauda dos ratos é popular e menos estressante do que alguns métodos agressivos, como a coleta de amostras de plexo orbital retrô. No entanto, este método é limitado pela taxa de sucesso.Aqui, introduzimos nosso método de coleta de sangue com o volume sanguíneo desejado da veia subclávia. Nossos resultados mostram que este método é seguro e prático, e pode ser considerado no caso de a amostragem de sangue da veia da cauda falhar. Para começar, prepare fita adesiva, agente de depilação, 75% de etanol, tubo de coleta de sangue, dois ponto cinco mililitros de seringe, barbeador de cabelo, balança eletrônica, heparina e soro fisiológico.Ratos domésticos em condições padrão, com livre acesso a alimentos e água potável, mantidos em gaiolas de 530 centímetros quadrados com roupa de cama de barbear de madeira. Induzir anestesia geral em todos os animais através de injeção intraperitoneal antes da punção. Coloque o rato em posição supina, fixe os membros traseiros em uma posição confortável e fixe os membros superiores paralelos ao corpo, ao lado do tronco.Limpe ambos os lados do espaço infraclavicular para remover a pele e qualquer sujeira visível. Limpe o pescoço e a pele torácica com 75% de etanol, e mantenha a área limpa e seca com gaze. Ambos os lados da veia subclávia são adequados para perfuração, e aqui, escolhemos o lado direito para perfuração.Identifique a localização e a direção da clavícula direita com o polegar esquerdo do operador, e localize a fossa sternal superior suavemente com o dedo indicador. Enxágüe nossa seringa com 10 unidades por mililitro solução de heparina. Local de perfuração, aponte cinco milímetros caudal para a região externa de um terço da clavícula direita.Mova a seringa suavemente para a pele do local da punção. Uma vez que a agulha entre na pele infraclavicular, aplique uma pressão ativa através da mão direita do operador. A direção da agulha está posicionada em direção à fossa sternal superior, e deve quase paralelo à clavícula, apenas posterior a ela.Normalmente, a veia subclávia poderia ser alcançada inserindo a agulha por cerca de dois milímetros nesta direção. Uma vez que a agulha entra na veia, o sangue entrará na seringa sob uma pressão ativa. Em seguida, a pressão ativa deve ser mantida até que o volume adequado de sangue seja extraído.Após a coleta de sangue, remova a agulha de perfuração, e pressione o local da punção por um a dois minutos para parar o sangramento. Preste atenção:a pressão deve ser muito suave para evitar o estrangulamento. Transfira a amostra de sangue para um tubo de vácuo antiagulado com EDTA e centrífuga a 1600G por 10 minutos para coletar plasma.Aspire o supernatent para remasco do tubo e armazene a menos 18 graus Celsius. Para comparar a taxa de sucesso entre os operadores qualificados e os iniciantes, 20 ratos SD foram divididos em dois grupos aleatoriamente. Os resultados mostram que, através da veia subclávia direita, nove ratos do grupo qualificado e oito ratos do grupo iniciante conseguiram, respectivamente.Então a coleta de sangue dos três ratos restantes conseguiu através do lado esquerdo. A taxa de sucesso não teve diferença significativa entre esses dois grupos. O curso de tempo foi ligeiramente diferente nesses dois grupos.Não houve complicações graves, como pneumotórax, hemopneumothorax e hemorragia durante ou após a operação. Todos os animais sobreviveram após a amostragem de sangue. Para demonstrar as dificuldades de aprender o procedimento de punção, comparamos ainda mais o número de saques entre os grupos qualificados e iniciantes.Como mostrado na Tabela Dois, o número médio de saques em grupo qualificado é ligeiramente menor do que os iniciantes, mas não há significância estatística. Em conclusão, nossos resultados mostram que a estratégia de punção venosa subclávia para coleta de sangue é segura e viável em ratos. Este método é valioso, especialmente em ocasiões em que grande quantidade de sangue é necessária.Este método pode ser uma alternativa ideal se a amostragem de sangue convencional falhar.

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Coletas de sangue são necessários em um grande número de estudos, por exemplo, para estudar o perfil farmacocinético de um composto. Aqui, nós demonstrar como tirar sangue de ratos, utilizando duas técnicas: tirar sangue da veia safena ou por punção cardíaca.

Desenho de sangue de ratos através da veia safena e por punção cardíaca

As amostras de sangue são úteis para avaliar biomarcadores de estados fisiológicos ou doenças in vivo. Aqui descrevemos a metodologia para coletar amostras de sangue da veia lateral da cauda no rato. Este método fornece amostras rápidas com o mínimo de dor e invasividade.

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Aqui, descrevemos um método de amostragem de sangue de veia de cauda simples em ratos não anestesiados, usando um sistema de tubo de aspiração. Este método reduz o risco de exposição direta a sangue e simplifica a recolha de amostras múltiplas de uma única punção venosa.

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Aqui, apresentamos um protocolo para tirar amostras de sangue da veia subclávia de camundongos.

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Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Aqui, apresentamos um protocolo para oferecer alternativas rápidas, fáceis e confiáveis de coleta de sangue para o modelo de rato. Descrevemos três diferentes métodos de coleta de sangue de acordo com o contexto: punção da veia caudal sob anestesia ou em um animal consciente e punção da veia peniana dorsal sob anestesia.

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Apresentamos aqui uma combinação de métodos eficazes de restrição em ratos e punção da veia subclávia que permitem a coleta de sangue rápida, segura e repetida em ratos sem anestesia.

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Biomarcadores são indicadores biológicos diretamente-medidos de doença ou de saúde. Na população e as ciências sociais, os biomarcadores precisa ser de fácil obtenção, transporte e analisar. Secas mancha de sangue (DBS) coleção atende a essa necessidade, podem ser coletadas no campo com altas taxas de resposta e analisados ​​para uma variedade de biomarcadores.

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