Name: Desenvolvimento e uso angiográfico do modelo VX2 coelho para câncer de fígado (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Aprenda a desenvolver e usar o modelo VX2 de carcinoma em coelhos para pesquisa de câncer hepático. Este método permite indução confiável de tumores por implantação ortotópica de aloenxerto para estudos em oncologia intervencionista.

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Nós gostaríamos de reconhecer o pessoal veterinário da Universidade de Illinois - laboratório de Chicago de recursos biológicos.

O seguinte protocolo segue todos os requisitos e diretrizes mandatadas pela Universidade de Illinois - Chicago. Ele foi revisado e aprovado pelo local institucional Cuidado Animal e Comissão de utilização antes de sua execução.
1. VX2 membro posterior desenvolvimento do Tumor
<ol><li>Adquirir a linha de células de tumor VX2 da divisão Instituto Nacional câncer de câncer tratamento diagnóstico e tratamento de Tumor/célula linha repositório. Nota: Neste momento, o catálogo de ordem pode ser encontrado no seguinte link: https://dtp.cancer.gov/repositories/.</li>
	<li>Para preparar a suspensão de eritrócitos para injeção, coloque o meio de amostra e metilcelulose VX2 congelado em água morna até que eles tenham derretido.<ol>
<li>Aspire 0.5\u20121 mL de suspensão de células descongeladas e igual volume de meio de metilcelulose descongelado em uma seringa de 5 mL. Nota: Pode ajudar a usar uma agulha 21 ou 22 de aspirar a suspensão de células e uma agulha de calibre maior para aspirar o meio de metilcelulose. Coloque as seringas no gelo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Prepare o doador de tumor do membro posterior coelho para inoculação da suspensão de células, começando com sedação usando acepromazina 1 mg/kg e buprenorfina 0,02 mg/kg, dada por via intramuscular. Raspar o local de inoculação (membro posterior) com tosquiadeiras e limpos é a raspada com um agente ou iodo-à base de álcool. Nota: Meloxicam pode ser dado na dose de 0,2 mg/kg por via subcutânea para analgesia. Pele de coelho é difícil de fazer a barba. É recomendável que o pesquisador realizar várias passagens, focando primeiro limpando um volume do pelo e então pressionando o clippers contra a pele e indo na contramão.</li>
	<li>Anexar uma agulha 16G para a seringa de 5 mL contendo a suspensão de eritrócitos e injectar 1 mL da suspensão a barriga do músculo do membro posterior do coelho de doadores, aproximadamente 1 cm de profundidade. Certifique-se de guardar o nervo ciático executando dentro de um sulco palpável ao longo do fêmur. Nota: VX2 fresco com êxito inocula 88% dos sujeitos enquanto congelado e descongelado VX2 é só sucesso 33% o tempo de19. Atenção: O tumor VX2 crescerá rapidamente. Efeitos secundários que pode-se notar como progride o tumor é: aumento da frequência respiratória, letargia, diminuição da vigilância, e/ou alterações comportamentais (por exemplo, agressividade incomum). Consequentemente, as recomendações são para acompanhar de perto os animais e planejar para colheita de tumor dentro de duas semanas após a inoculação.</li>
</ol>2. VX2 membro posterior crescimento do Tumor e da colheita
Nota: Supondo que a inoculação de sucesso, deve haver um palpável nódulo de tumor (3\u20124 cm) no local da injeção dentro de 2 semanas. Geralmente, este nódulo será palpável cerca de 1 semana; no entanto, é melhor deixar o tumor crescer para permitir a coleta de tecido suficiente. Normalmente, este nódulo será firme, endurecido e elevada acima do nível do músculo. Se
<ol><li>Apalpar a área inoculada com 2 semanas da inoculação. Se não há crescimento do tumor é detectado em 2 semanas, execute a etapa 1 novamente. Veja a Figura 1. Nota: A presença de tumor também pode ser avaliada através de ultra-som. Enquanto não têm havido estudos para avaliar a diferença nos parâmetros de crescimento do tumor quando propagadas de estoque congelado em comparação com o estoque fresco, ele tem sido nossa experiência que o tumor estoque congelado cresce ligeiramente mais lento e será detectável após seu estoque fresco Counter-parte. Independentemente disso, qualquer método deve render um tumor harvestable por 2 semanas.</li>
	<li>Prepare o doador de tumor do membro posterior para colheita de tumor. Anestesia o coelho com 45 mg/kg quetamina e 5 mg/kg de xilazina. Eutanásia com uma dose intravenosa de (IV) de pentobarbital de sódio superior a 390 mg/kg.</li>
	<li>Uma vez que o coelho tem sido sacrificado, começa a colheita o tumor, removendo o tecido cutâneo e subcutâneo sobrejacente o nódulo de tumor usando um bisturi com qualquer tamanho de lâmina o pesquisador aprouver. Consulte a Figura 2.</li>
	<li>Uma vez que o nódulo de tumor foi identificado dentro do músculo do membro posterior, remova o tumor em bloco com margens amplas curvilíneas. Para isso, corte os pontos de fixação tendinosa nas extremidades proximais e distais do do músculo e em seguida trace a lâmina de bisturi ao longo do osso subjacente. Bissetriz do espécime explantado expondo a cápsula do tumor e núcleo necrótico. Veja a Figura 3. Nota: O tumor VX2 tem um núcleo altamente necrótico. Não se esqueça de usar proteção apropriada para os olhos e outros equipamentos de proteção individual ao colher o tumor, uma vez que qualquer dano à cápsula do tumor pode resultar em expulsão de alta pressão de detritos necróticos.</li>
	<li>Raspe suavemente o núcleo necrótico com um objeto pontiagudo (por exemplo, fórceps, hemostatos) para limpar o tumor. Isto deve permitir para melhor visualização da cápsula do tumor e o ponto de transição entre a cápsula e muscular circundante. Consulte a Figura 4.</li>
	<li>Esta amostra, colher vários pedaços de tumor aproximadamente 1\u20122 mm3 e imediatamente armazená-los em um copo contendo solução salina estéril da temperatura ambiente. Nota: Estas amostras de tumor serão usadas para posterior implantação colestase.</li>
	<li>Coloque o restante do tumor em uma placa de Petri estéril e banhá-lo com o médio modificado águia de Dulbecco (DMEM). Se este espécime é mantido frio no gelo, que pode ser preservado para manipulação até 2\u20123 h mais tarde.</li>
</ol>3. fígado Tumor implantação através de laparotomia
<ol><li>Prepare o coelho destinatário para laparotomia. Anestesiar o coelho destinatário usando 45 mg/kg de ketamina e xilazina 5 mg/kg para indução seguida de intubação e manutenção com 1%... 3% de isoflurano como necessário. Quando o coelho é anestesiado, raspe o local cirúrgico usando a máquina de cortar cabelo. Limpar a área de incisão usando lavagem de três vias com betadine esfoliante, solução de etanol 70% e solução de betadine e armar o abdômen de forma cirúrgica estéril.</li>
	<li>Usando uma lâmina #15, inicie a laparotomia por fazer uma pequena incisão vertical para baixo através da pele do coelho, a partir do processo xifoide. Isto deve ser palpado facilmente e tende a ser mais ou menos do tamanho de uma moeda americana. Consulte a Figura 5.</li>
	<li>Refletir a pele e identificar o linea alba. Isto deve ser uma faixa reflexiva branca de tecido viajando inferiormente na linha média. Usar a dissecção romba para atravessar o linea alba e expor o peritônio. Veja a Figura 6. Nota: O peritônio é facilmente identificado desde que irá ser sobrejacente diretamente o intestino, que pode ser visto em movimento com a respiração. Atenção: O peritônio tende a ser aderente ao intestino subjacente devido à tensão superficial. Usando o trauma contuso de dissecar o linea alba ajuda a dissipar-se o risco de perfurar o intestino subjacente.</li>
	<li>Uma vez que o peritônio é exposto, disse cuidadosamente através dele para entrar na cavidade peritoneal. O fígado pode agora ser identificado. Para melhor navegar o espaço abdominal, estenda a linha média incisão 1\u20122 cm inferiormente através da pele, músculo e peritônio. Nota: Estender a incisão pode ser facilmente e com segurança feito inserindo cuidadosamente uma pinça hemostática curva o espaço peritoneal com a ponta curva virada superficialmente para o peritônio. Em seguida, abra a pinça hemostática ligeiramente e usar uma lâmina que gira o tecido entre os dois ramos da pinça hemostática.</li>
	<li>Identifica o lobo esquerdo do fígado a fim de selecionar um site para implantação de tumor. O lobo esquerdo é infero-lateral para o lóbulo que senta-se na linha média.</li>
	<li>Antes de tentar desenhar o fígado fora do espaço peritoneal, coloque um pedaço seco de gaze na face inferior da incisão. Nota: A gaze irá fornecer uma superfície aderente para colocar o fígado para evitar que ele se retrai para o abdômen.</li>
	<li>Usando Pinças atraumáticas ou um pedaço de gaze molhada sobre os dedos, cuidadosamente desenhar o lobo esquerdo do fígado fora do abdômen através da incisão e colocá-la na gaze seca colocado anteriormente. Veja a Figura 7. Atenção: A cápsula do fígado é sensível e pode facilmente ruptura. É fundamental para o cuidado ao manusear este órgão para evitar hemorragia capsular, hematomas hepática e/ou eventual hemoperitônio. Nota: Normalmente, o fígado irá declarar se visualmente ao entrar no espaço peritoneal; no entanto, se o estômago do coelho é distendido, o fígado pode ser empurrado cranialmente fora de vista. Se este for o caso, levante suavemente a parede abdominal, utilizando uma sonda sem corte. Nesse cenário, o fígado tende a aderir à face ventral do diafragma devido à tensão de superfície tão cuidadosamente separada do fígado usando uma sonda sem corte e isso deve desanexar. Em seguida, use Pinças atraumáticas para tirar o fígado.</li>
	<li>Neste momento, a preparar o tecido do tumor para implantação e coloque um pedaço de gaze molhada sobre o fígado para protegê-lo.</li>
	<li>Selecione uma 1\u20122 peça de3 mm de tecido do tumor que foi gerado durante a etapa de 2.6 para implantação no fígado. Consulte a Figura 8.</li>
	<li>Usando uma #11-lâmina, perfure o tecido do fígado em um ângulo de 45°, fazendo um bolso profundo de 0,5 cm, tomando cuidado para não penetrar o aspecto dorsal da cápsula do fígado. Deixe a lâmina no lugar depois de fazer a punção. Consulte a Figura 9.</li>
	<li>Levante suavemente a lâmina no sentido ventral para criar uma pequena bolsa no fígado. Pegue o pedaço de tumor usando fórceps, coloque o pedaço de tumor neste bolso e remover a lâmina. Nota: A lâmina pode ser removida antes de inserir o pedaço do tumor, no entanto, o fígado vai sangrar e isto pode obscurecer o local de punção, tornando difícil de identificar. Atenção: Certifique-se minimizar o contato do tumor com qualquer outras estruturas para evitar a propagação do tumor não intencional. Isto também pode ser evitado por deixando de lado todas as ferramentas utilizadas para auxiliar com implantação depois.</li>
	<li>Neste ponto, coloque um pedaço de agente hemostático, tais como gel de espuma, sobre o bolso do tumor para promover hemostasia e prevenir a ejeção da peça tumor.</li>
	<li>Retorne o fígado no abdômen, uma vez confirmada a hemostase.</li>
	<li>Perto da parede abdominal com 3-0 polydioxanone sutura numa agulha cónica usando um simples contínuo suturar e fechar a pele com 4-0 Poliglactina 910 fios de sutura em uma agulha de corte usando ponto subcuticular contínua. Cuidado: Quando o fechamento da parede abdominal, tomar cuidado para não danificar o omento ou outras estruturas do intestino em um lance de sutura. Nota: Enquanto este tumor vai levar pelo menos 2 semanas para ser definitivamente radiograficamente identificáveis, atinge um tamanho de 1.5\u20122 cm de diâmetro com 3 semanas de crescimento. Tenha cuidado para não permitir que o tumor hepático que superar 3.5\u20124 semanas desde que o tumor irá formar uma exofíticas massa e agressivamente espalhar localmente.</li>
</ol>4. VX2 Tumor suspensão preparação
<ol><li>Coloque um filtro de 40 µm para a boca de um tubo de propileno Erlenmeyer de 50 mL. Usando o tumor da etapa 2.7, use uma #15-lâmina para raspar a superfície do tumor para coletar tumor viável e coloque estes raspagens no filtro.</li>
	<li>Lave as raspas de tumor viável através de um filtro usando DMEM e centrifugar o tubo de propileno a 1600 rpm por 8 min.</li>
	<li>Após a centrifugação estiver concluída, retire o sobrenadante e descartá-lo. Em seguida, adicione metilcelulose para o bloco de celas restantes na proporção volumétrica de 1:1.</li>
	<li>Injete esta suspensão em um coelho de doador do membro posterior seguindo passos 1.3\u20121.4. Coloque a restante suspensão em alíquotas de 1 mL em tubos criogênicos e congelá-los em nitrogênio líquido para uso posterior.</li>
</ol>5. angiográfica utilização do VX2 Tumor no fígado
<ol><li>Prepare o coelho como descrito no passo 3.1.</li>
	<li>Palpe o sulco femoral na virilha. Quando o sulco foi identificado, fazer uma incisão linear cm de 2\u20123 ao longo do sulco. Veja a Figura 10.</li>
	<li>Com dissecção romba, localizar e isolar o fêmur bundle que contém o nervo, artéria e veia femoral. Veja a Figura 11.</li>
	<li>Novamente, use a dissecção romba para separar a artéria femoral do resto das estruturas no pacote e isolar a artéria no topo de uma alça para bisturi. Veja a Figura 12.</li>
	<li>Com um kit de 3-francês introdutor, utilizam a técnica de Seldinger para aceder com uma agulha. Introduza um fio-guia e remova a agulha para avançar a bainha 3-francês no vaso. Consulte a Figura 13. Atenção: Evite usar força excessiva no avanço da bainha 3-francês, pois isso pode resultar em transecção da artéria femoral.</li>
	<li>Sob orientação fluoroscópica e usando um cateter, fio guia e agente de contraste de iohexol, selecionar para o tronco celíaco — normalmente localizado no nível T12 — e, em seguida, avance o cateter na artéria hepática esquerda via comum hepática e adequada hepática.</li>
	<li>Neste ponto, administre o agente de escolha através do cateter. Uma vez que o agente é administrado, remova o cateter.</li>
	<li>Usando sutura de seda 3-0, ligate a artéria femoral proximal e distal ao ponto de inserção da bainha. Não se esqueça de apertar o nó proximal da bainha, enquanto sua retirada para evitar sangramento.</li>
	<li>Feche a incisão na virilha com 4-0 Poliglactina 910 fios de sutura em uma agulha de corte usando um ponto subcuticular.</li>
	<li>Manter o padrão pós-operatória cuidados e monitor recuperação animal. Realizar eutanásia e necrópsia conforme necessário usando as técnicas padrão.</li>
</ol>

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</ol>

O trabalho descrito neste relatório foi apoiado por uma bolsa de investigação de Guerbet LLC.

O primeiro passo crítico na metodologia de tumor VX2 é propagação bem sucedida de um tumor no membro hind de um coelho de doador. Referem-se ao primeiro parágrafo na seção "Representante resultados" para obter mais informações sobre esta etapa.
O próximo passo crítico é assegurar que a cápsula do tumor viável é devidamente identificada. Não somente isto será necessário para a preparação de suspensão de tumor, mas também é importante para a seleção e gerando pedaços de tumor para implantação he...

O modelo de tumor VX2 coelho tem desempenhado um papel em Oncologia experimental desde seu desenvolvimento em 19351,2. Este tumor é um vírus-induzida anaplásico carcinoma espinocelular caracterizada por hypervascularity, crescimento rápido e fácil propagação no músculo esquelético3,4. Enquanto o modelo de tumor coelho VX2 tem sido usado para investigar uma infinidade de cancros5,6,7,8; o foco deste artigo é de câncer de fígado9.
O objetivo do método descrito é apresentar um modelo para câncer de fígado primário, ou carcinoma hepatocelular (HCC), que pode ser usado por radiologistas intervencionistas para investigação de translação. Ele pode ser usado para estudos farmacocinéticos, investigações terapêuticas e ablativo método testando10,11,12,13,14,15.
O método detalhado neste documento produz várias vantagens sobre outros modelos dentro da mesma esfera tais como modelos de roedores como ratos, ratos e marmotas ou modelos maiores como primatas16. Um dos principais benefícios é o crescimento do tumor rápida e confiável que permite que os investigadores estabelecer uma linha de tumor ativo dentro de um mês do primeiro membro posterior propagação17. Além disso, este tumor tem visibilidade sonográfico simples e uma periferia de injetados que permite tanto transarterial locorregional de tratamentos e terapias ablativas. Finalmente e mais importante, o tamanho da vasculatura coelho permite utilização viável e tecnicamente fácil de instrumentação vascular18.

<table><tbody><tr><td>MethoCult (Metilicelulose)</td><td>Stemcell Technologies</td><td>M3134</td><td></td></tr><tr><td>VX2 Linha Celular</td><td>NCI</td><td>VX-2</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de 5 mL</td><td>BD</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>16 G Agulha</td><td>BD</td><td>305197</td><td></td></tr><tr><td>22 G Agulha</td><td>BD</td><td>305155</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de Cortar Cabelo</td><td>Wahl</td><td>41870-0438</td><td></td></tr><tr><td>Espuma Caixa Isolada</td><td>Mr. Box Online</td><td>10 x 10 x 4</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazina</td><td>Henry Schein</td><td>003845</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Par</td><td>42023-179-05</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Henry Schein</td><td>049755</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de Álcool</td><td>Covidien</td><td>5033</td><td></td></tr><tr><td>Cetamina</td><td>Henry Schein</td><td>056344</td><td></td></tr><tr><td>Xilazina</td><td>Akorn</td><td>59399-110-20</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital (Fatal-Plus)</td><td>Vortech</td><td>9373</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri Estéril</td><td>Thermo Fisher</td><td>172931</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Solução Salina</td><td>Baxter</td><td>2F7124</td><td></td></tr><tr><td>15-Lâminas</td><td>Steris</td><td>02-050-015</td><td></td></tr><tr><td>Cabo de Bisturi x 2</td><td>Steris</td><td>22-2381 Hemostat</td><td></td></tr><tr><td>Curvo</td><td>WPI</td><td>501288</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Atraumática</td><td>Sklar</td><td>52-5077</td><td></td></tr><tr><td>Gaze</td><td>Medline</td><td>NON21430LF</td><td></td></tr><tr><td>11-Blade</td><td>Steris</td><td>02-050-011</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel</td><td>Ethicon</td><td>1951</td><td></td></tr><tr><td>3-0 PDS / Taper</td><td>Ethicon</td><td>Z305H</td><td></td></tr><tr><td>4 - 0 Vicryl / Corte</td><td>Ethicon</td><td>J392H</td><td></td></tr><tr><td>40 &mu; m filtro</td><td>BD</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>tubo cônico de 50 mL</td><td>Thermo Fisher</td><td>339652</td><td></td></tr><tr><td>pipeta de plástico</td><td>Thomas Scientific</td><td>HS206371B</td><td></td></tr><tr><td>Centrífuga</td><td>Sorvall</td><td>75004240</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de 1,40 mL (Rosca Interna)</td><td>Micronic</td><td>MP32131-Z20</td><td></td></tr><tr><td>3-F VSI Micro-HV Kit Introdutor</td><td>Soluções</td> <td>VascularesPedido Personalizado (P15180391)</td><td></td></tr><tr><td>.018 45&deg; ângulo glidewire</td><td>Terumo</td><td>RG*GA1818SA</td><td></td></tr><tr><td>Direxion microcateter em forma de berna</td><td>Boston Scientific</td><td>M001195230</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque</td><td>GE</td><td>Y510</td><td></td></tr></tbody></table>

desenvolvimento e uso angiográfico do modelo vx2 coelho para câncer de fígado

Development and Angiographic Use of the Rabbit VX2 Model for Liver Cancer

O tumor de VX2 coelho é um modelo animal, comumente utilizado para a investigação de translação sobre carcinoma hepatocelular (HCC) no campo da radiologia intervencionista. Este modelo emprega um anaplásico carcinoma de células escamosas facilidade e confiabilidade propagada no músculo esquelético de coelhos de doador para eventual implantação colheita e aloenxerto em fígado de destinatários de ingênuo. Este enxerto tumor cresce rapidamente dentro do fígado de coelhos destinatários em um tumor angiographically identificável caracterizado por um núcleo necrótico cercado por uma cápsula de injetados viável. O tamanho físico da anatomia coelho é suficiente para facilitar a instrumentação vascular, permitindo a aplicação e teste de várias técnicas de intervenção. Apesar desses benefícios, existe uma escassez de recursos técnicos para atuar como uma referência concreta para pesquisadores que trabalham com o modelo. Neste documento, apresentamos um contorno visual abrangente para os aspectos técnicos do desenvolvimento, crescimento, propagação e utilização angiográfica do coelho VX2 tumor modelo para ser usado por novatos e experientes pesquisadores.

Quando olhar para a Figura 1, é claro que o joelho do coelho é ampliado. Além disso, vários pequenos nódulos discretos, correlacionando-se com o crescimento do tumor através da fáscia, normalmente são visíveis. Após palpação, no membro injetado deve aparecer do que o membro não injectada. Se um pesquisador exige garantia mais definitiva da presença do tumor, a ultra-sonografia pode ser usada para identificar o tumor incorporado no músculo. Se não for detectad...

O objetivo deste artigo é fornecer uma cartilha para o desenvolvimento e a utilização do modelo VX2 carcinoma coelho para câncer de fígado.

Desenvolvimento e uso angiográfico do modelo VX2 coelho para câncer de fígado

The rabbit VX2 tumor is an animal model commonly utilized for translational research regarding hepatocellular carcinoma (HCC) in the field of ...

Este modelo de tumor hepático pré-clínico pode ajudar a responder a perguntas-chave sobre a terapia regional local nos campos da radiologia intervencionista e oncologia intervencionista. A principal vantagem dessa técnica é que resulta em uma indução de tumor confiável pela implantação de andoenxerto ortotópico. Para a implementação do tumor, primeiro confirme a falta de resposta ao reflexo do pedal.Uma vez confirmado, o animal é colocado sob anestesia. Um nível apropriado de anestesia é confirmado, e o abdômen é estérilmente preparado e drapeado. Após a anestesia, use uma lâmina número 15 para fazer uma incisão vertical de pele vertical de três a quatro centímetros a partir do processo xiphoide.Retraia a pele para identificar a linha alba, uma faixa branca reflexiva de tecido que viaja inferiormente ao longo da linha média. E use dissecção contundente e afiada para atravessar a linha alba, expondo o peritônio, tomando cuidado para não perfurar o tecido intestinal subjacente. Dissecar cuidadosamente através do tecido da cavidade abdominal, para localizar o fígado, usando um haemostat para estender a incisão média de um a dois centímetros inferiormente através da pele, músculo e peritônio, conforme necessário.Identifique o lobo esquerdo, que é inferolateral ao lobo medial que fica no meio da linha. E coloque um pedaço seco de gaze no aspecto inferior da incisão para evitar que o fígado se retraia de volta para o abdômen. Coloque um novo pedaço de gaze molhada sobre o fígado extraído.Selecione uma peça de tecido tumoral de um a dois milímetros cúbicos, com fórceps. E use uma lâmina número 11 para perfurar o tecido hepático em um ângulo de 45 graus para um bolso de 0,5 centímetros de profundidade, tomando cuidado para não penetrar o aspecto dorsal da cápsula hepática. Levante suavemente a lâmina ventrally para criar um pequeno bolso na cama do fígado, e coloque o tumor no bolso.Coloque um pedaço de agente hemáltico sobre o bolso do tumor para promover a hemásia, e para evitar a ejeção da peça tumoral. E, depois de confirmar a haemostasis, devolva o fígado à cavidade abdominal. Em seguida, use uma sutura de três zero de polidioxina em uma agulha mais fina, em um simples ponto contínuo para fechar a parede abdominal.E quatro suturas de poliglactina zero 910 em uma agulha de corte em um ponto contínuo sub-cuticular para fechar a pele. Para confirmar uma colocação tumoral bem sucedida, palpa o sulco femoral na virilha, e faça uma incisão linear de dois a três centímetros ao longo da ranhura. Utilizando dissecção contundente, localize e isole o feixe femoral contendo a veia femoral, artéria e nervo, e use dissecção contundente para separar a artéria femoral do resto das estruturas do feixe.Isole a artéria em cima de uma alça de bisturi, e use a técnica Seldinger, e um kit de três introdutores franceses para introduzir uma agulha no vaso. Insira um fio-guia na artéria. E remova a agulha, para avançar cuidadosamente as três baanha francesas para dentro do vaso.Remova o dilador e guie o fio da baia para completar o acesso vascular. Sob orientação fluoroscópica, insira o cateter no tronco celíaco no nível T 12, e avance o cateter para a artéria hepática esquerda, através das artérias hepáticas comuns e adequadas. Quando o cateter atingir a artéria hepática esquerda, injete agente de contraste para confirmar a presença de um tumor hipervascular, que pode então ser tratado com uma terapia intra-arterial de escolha.E remova o cateter. Utilizando três sutura de seda zero, ligar a artéria femoral proximalmente e distally ao ponto de inserção da baia, tendo o cuidado de apertar o nó proximal à baia, pois é retirado para evitar sangramento. Em seguida, use quatro suturas de poliglactina zero 910, em uma agulha de corte em um ponto subcuticular para fechar a incisão da virilha.Três a quatro semanas após a implantação, o tumor pode ser visualizado macroscopicamente no quadríceps esquerdo do coelho. O uso de angiografia e a injeção de um agente de contraste como demonstrado, pode ser usado para confirmar uma propagação tumoral bem sucedida após a colocação. Após a necropsia, um tumor implantado com sucesso deve ser facilmente visível.Desde o seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores das áreas de radiologia intervencionista e oncologia intervencionista explorarem a terapia regional local do tumor hepático em um pequeno modelo animal.

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

Pesquisa sobre o Câncer

Este vídeo demonstra a geração de um modelo de câncer de endométrio em coelho injetando uma suspensão de células VX2 altamente metastática nos cornos uterinos suturados do coelho. Isso leva à geração de câncer de endométrio primário com metástases linfonodais retroperitoneais.

Modelo de modelagem de câncer de endométrio metastático: uma técnica para gerar câncer de endométrio com metástase linfonodal em modelos de coelhos

Neste vídeo, demonstramos a implantação cirúrgica de tecido tumoral em um fígado de coelho para induzir carcinoma hepatocelular. O procedimento ajuda a estabelecer um modelo animal confiável para estudar o comportamento do tumor e o desenvolvimento de tratamentos locorregionais direcionados ao câncer de fígado.

Modelo Gerador de Carcinoma Hepático de Coelho: Um Procedimento Cirúrgico para Implantar Tecido Tumoral no Lobo Esquerdo do Fígado para Indução de Carcinoma Hepatocelular

Neste vídeo, demonstramos um procedimento passo a passo para realizar a angiografia hepática usando um fluoroscópio que permite a visualização em tempo real dos vasos sanguíneos associados a um tumor hepático em um modelo de coelho.

Angiografia hepática: um procedimento para visualizar vasos tumorais hepáticos em um modelo de coelho

Este vídeo descreve a técnica para realizar angiografia injetando um agente de contraste na aorta descendente para visualizar a perfusão dos vasos sanguíneos em um modelo de coelho. Essa técnica ajuda a entender a perfusão nos vasos sanguíneos com bloqueios e após o tratamento durante a recuperação.

Avaliação da perfusão de vasos por angiografia: uma técnica para introduzir agente de contraste na aorta descendente para visualizar a perfusão de vasos sanguíneos em modelo de coelho

As viroterapias oncolíticas estão em desenvolvimento como novas terapêuticas para o tratamento do carcinoma hepatocelular (CHC).  Aqui descrevemos um método para terapia locorregional do CHC via administração arterial hepática do vírus oncolítico.

Transarterial Administração de Oncolíticos Vírus para loco-regional Terapia de Ortotópico HCC em Ratos

Este protocolo apresenta um método estandardizado para crescer VX2 pilhas na cultura e para criar um modelo VX2 transplantação orthotopic do do cancro endometrial com metástases de nó de linfa retroperitoneal nos coelhos. Os modelos do cancro endometrial de orthotopic são importantes para o estudo pré-clínico de modalidades novas da imagem latente para o diagnóstico de metástases de nó de linfa.

Um modelo de câncer endometrial ortotópico com linfadenopatia retroperitoneal feita a partir de in vivo propagadas e cultivadas VX2 células

Nós apresentamos um protocolo para avaliar eficientemente a perfusão do aneurysm e a permeabilidade da embarcação do aneurysm do Sidewall nos ratos e nos coelhos, usando a angiografia Video Fluorescein-baseada da fluorescência (FVA). Com um valor preditivo positivo de 92,6%, é um método simples, mas muito eficaz e econômico, sem necessidade de equipamentos especiais.

Angiografia por fluorescência para avaliação da perfusão de aneurisma e patência da artéria parental em modelos de aneurisma de ratos e coelhos

A injeção de veia portal de organoides de câncer colorretal (CRC) gera metástase hepática rica em estroma. Este modelo de camundongos de metástase hepática crc representa uma ferramenta útil para estudar interações tumorais-estroma e desenvolver novas terapêuticas dirigidas a estroma, como terapias genéticas mediadas por vírus associados ao adeno.

Portal Injeção de Veia de Organoides de Câncer Colorretal para Estudar o Estroma metástase hepática

Neste protocolo, discutimos a implementação de um modelo de transplante ortotópico de fígado (THO) bem-sucedido em camundongos. Além disso, são discutidos também os adjuvantes para analisar melhor a patência do aloenxerto após o sucesso do TOL em camundongos, especificamente utilizando exames de microtomografia computadorizada (microTC).

Transplante Ortotópico de Fígado em Camundongos Utilizando Angiotomografia Microcomputadorizada

Este protocolo apresenta um procedimento para infusão guiada por imagem no sistema da árvore ductal da glândula mamária de coelho. Demonstramos a infusão controlada de uma solução ablativa à base de etanol contendo agente de contraste de raios-X em todas as aberturas dos tetos por fluoroscopia em tempo real.

Visualização de raios-X de infusão ablativa intraductal à base de etanol para prevenção do câncer de mama em modelos de coelhos

Aprenda a desenvolver e usar o modelo VX2 de carcinoma em coelhos para pesquisa de câncer hepático. Este método permite indução confiável de tumores por implantação ortotópica de aloenxerto para estudos em oncologia intervencionista.

Desenvolvimento e uso angiográfico do modelo VX2 coelho para câncer de fígado

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