Name: Criação de uma anastomose colônica em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Aprenda a criar uma anastomose colônica em ratos para estudar mecanismos de cicatrização e prevenção de vazamentos. Este modelo reprodutível imita taxas clínicas humanas e permite pesquisa em camundongos geneticamente modificados.

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O seguinte protocolo foi aprovado pela Universidade de Oklahoma Ciências centro institucional Animal cuidados de saúde e Comissão usar (IACUC) e está em conformidade com todas as orientações éticas institucionais relativas à utilização de animais de pesquisa. Além disso, todos os experimentos foram realizados em conformidade com os regulamentos institucionais, estaduais e federais sobre pesquisas com animais experimentais.
Nota: Para este protocolo, usamos congenic feminino e masculino na raça camundongos C57BL6/J em 12 a 72 semanas de idade. Todos os mouses utilizados para este procedimento foram mantidos nas nossas instalações não-barreira para pelo menos uma semana antes da operação para adaptar-se ao bioma local. Animais foram autorizados para alimentar ao tempo de operação e usamos preparação intestinal mecânica oral nem lavagem retal antes do procedimento.
1) criação de Anastomoses
<ol><li>Autoclave os instrumentos cirúrgicos, aquecer a solução de irrigação salina e limpe todas as superfícies operativas com etanol a 70%.</li>
	<li>Para induzir anestesia, posicione o mouse em uma caixa de indução que é conectada a um vaporizador. Entrega 2-3% de isoflurano em 1-2 L/min até ratos estão sedados.</li>
	<li>Coloque o animal em um dispositivo de aquecimento, como uma almofada de aquecimento, para evitar a hipotermia.</li>
	<li>Por via subcutânea injetar uma dose de tempo de 0,1 mg/kg de buprenorfina (3 µ g para um rato de 30 g) para analgesia pós-operatória e uma vez a dose de 10 mg/kg de enrofloxacina para profilaxia antibiótica no pré-operatório. Nota: Apesar de pré e pós-operatório de antibióticos não são necessários para esta operação, as orientações institucionais e o animal conta e usam o Comitê em nossa instituição recomendada seu uso em nossas instalações.</li>
	<li>Coloque o cone de nariz anestésico ao redor do focinho do rato. Durante toda a operação, cuidadosamente monitorar a frequência respiratória do animal e ajustar a taxa de fluxo anestésico conforme necessário. Manter uma taxa respiratória em 30-40 respirações por minuto.</li>
	<li>Use um aparador de cabelo, seguido por um agente depilatório para remover o cabelo da superfície inteira de pele do abdômen. Remova completamente o agente depilatório com gaze molhada com água ou 70% de etanol. Seque cuidadosamente o animal.</li>
	<li>Antes de preparar o abdômen, fita os membros do rato para a almofada de aquecimento ou superfície operativa na extremidade de cada perna para impedir que o mouse deslocando durante a cirurgia. Desinfecte o abdômen com clorexidina. Inclua toda a área depilada, bem como o cabelo nas bordas da área raspada. Coloque um pano estéril sobre o mouse (figura 1A).<ol>
<li>Antes de drapejar, cortar a cortina para expor o abdome preparado uma pequena janela retangular ou ovoide. Nota: A janela deve expor o abdome inteiro do mouse mas cobrir a membros, cauda, cabeça e tórax. Cortamos uma janela de2 a 3 x 4 cm para nossas operações (figura 1B).</li>
		<li>Faça um pequeno corte ao longo da linha mediana drape, desde a borda inferior em direção a janela retangular ou ovoide, para permitir o acesso do reto durante o procedimento (Figura 1).</li>
	</ol></li>
	<li>Faça uma incisão de pele. Começar ao longo da linha mediana da parte inferior do abdome e faça uma incisão da pele com uma tesoura na vertical para o xifoide. Incise apenas a pele e evitar cortar a musculatura da parede abdominal (Figura 2A).</li>
	<li>Segure a linha média da parede abdominal com fórceps e levante longe o conteúdo abdominal. Tendo o cuidado para não ferir as estruturas intra-abdominais, entalha o comprimento da fáscia abdominal mediana verticalmente com uma tesoura afiada. Estenda o comprimento da incisão da pele (Figura 2B).</li>
	<li>Quando os intestinos são expostos, localize o ceco e intestino e girar as vísceras lado esquerdo medialmente para expor o descendente e o cólon sigmoide. Cubra a ponta romba com gel lubrificante e Avance cuidadosamente a sonda no recto para auxiliar na identificação do cólon descendente/sigmoide (Figura 3). Nota: Ao contrário dos humanos, o ceco rato é encontrado geralmente no quadrante superior esquerdo do abdômen. Tome cuidado para não perfurar a parede do intestino com a sonda nesta etapa. Se a parede do intestino é perfurada, encerrar o procedimento e eutanásia o mouse.<ol>
<li>Evite agarrar o ceco com pinça dentada ou cortantes. Em vez disso, use Pinças atraumáticas, aplicador com ponta, ou dedo suave manipulação para girar as vísceras de algodão.</li>
		<li>Uso aquecido solução salina estéril para garantir que o intestino exposto é mantido úmido durante todo o procedimento.</li>
		<li>Os dois pontos serão no lado esquerdo da linha mediana e anexado para o retroperitônio através do mesentério. Após a identificação, retire a sonda sem corte parcialmente para facilitar colotomy.</li>
	</ol></li>
	<li>Execute colotomy transversal do cólon sigmoide.<ol>
<li>Segure cuidadosamente o cólon sigmoide superior a entrada pélvica com Pinças atraumáticas (Figura 4A).</li>
		<li>Usando microtesoura afiada, fazer um corte em todo o cólon sigmoide perpendicular à direção de cólon e estendendo-se através de 80-90% da largura do cólon. Isto ajudará a prevenir a retração de uma das extremidades do cólon para fora do campo cirúrgico e facilitar o reparo (Figura 4B).</li>
		<li>Se uma veia mesentérica é ferida durante o curso da rotação visceral ou colotomy, pressione cuidadosamente a pressão para até 2 min com gaze ou um cotonete. Se a hemorragia persistir após este tempo, coloque um figura de oito sutura de monofilamento de 8-0 em torno do ponto de sangramento. Nota: Se o intestino mostra sinais de necrose ou lesão após isto, encerrar o procedimento e eutanásia o mouse usando um método humano aprovado pelo seu Comité de uso institucional de animais.</li>
	</ol></li>
	<li>Repare o colotomy sigmoide.<ol>
<li>Usando um driver de agulha Castroviejo, coloque 5-6 simples interrompida 8-0 inabsorvíveis polipropileno pontos para reparar a colostomia. Coloque as suturas 1mm afastados uns dos outros com mordidas de 0,5 mm.<ol>
<li>Tome cuidado para evitar as bordas do intestino de rolamento para o reparo tomando serosa ligeiramente mais do que a mucosa com cada ponto. Deixe as caudas de 5 mm de comprimento. Tenha cuidado para não acidentalmente captura circundante do intestino para a sutura (Figura 4). Nota: É útil começar a sutura na perto de borda mesentérica de colotomy, salvando o mesenteric-mais parte o colotomy para o final.</li>
			<li>No decorrer do reparo, sonda de dissecação ponta romba de avanço a trans-anal para abranger o reparo antes que as suturas finais. Isto ajudará a impedir um reparo muito estreito e diminuir taxas de estenose anastomótica.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Utilizando uma seringa de 10 mL, preenchida com solução salina aquecida, irriga o abdômen várias vezes. Se a superfície sob o mouse fica encharcada, seque o mouse ou mover o mouse para uma superfície seca, a fim de evitar a hipotermia.<ol>
<li>Use uma gaze estéril colocada sobre a incisão para absorver o excesso irrigação.</li>
		<li>Para a irrigação final, encha o abdômen com soro fisiológico estéril. Cuidadosamente, avançar uma angiocatheter de 18 G lubrificado no reto e inflar com 0,5-1 cm3 de ar. Isso irá demonstrar qualquer vazamento na anastomose do que pode ser reparado com outra sutura de polipropileno interrompida usando a sonda estéril para abranger a anastomose.</li>
		<li>Esvazie o cólon usando o angiocatheter antes da remoção.</li>
	</ol></li>
	<li>Certifique-se de que não há nenhum sangramento ativo. Se houver, exerça uma ligeira pressão diretamente sobre o ponto de sangramento por 1-2 min. sutura hemostática de lugar conforme descrito acima, se o sangramento continua.</li>
	<li>Retorne suavemente as vísceras medializadas à sua posição anatômica normal (Figura 5A).</li>
	<li>Feche a incisão abdominal (Figura 5B).<ol>
<li>Usando o 4-0 reabsorvível trançada, coloque uma sutura correndo ao longo da camada muscular da parede abdominal, começando na parte superior da incisão e acabamento na face inferior da incisão. Instalar uma gravata e cortar a sutura deixando 5mm caudas. Nota: Não incorpore acidentalmente intestino no fechamento da parede abdominal.</li>
		<li>Repita com sutura de monofilamento de 4-0 para fechar a pele (Figura 5).</li>
	</ol></li>
	<li>Certifique-se de que o animal inteiro é quente e seco, para evitar a hipotermia pós-operatória.</li>
	<li>Monitore cuidadosamente o animal enquanto ele se recupera da anestesia. Administre a buprenorfina 0,1 mg/kg cada 72 h para 2-3 dias após o procedimento para controle da dor.  Durante o período de recuperação, os ratos devem ser cuidadosamente examinados diariamente para sinais de abscesso ou sepse peritoneal.  Deve incluir a observação pós-operatória para a dor e o sofrimento: restrição de movimento, incluindo curvar tipo de postura, falta de comer ou beber, aliciamento não adequada, excessiva inflamação ao redor da ferida, a falta de cicatrização normal no local da incisão, ou Não é normal fazer o ninho.  Qualquer animal demonstrando qualquer um destes comportamentos deve ser imediatamente sacrificado por CO2 asfixia por um período mínimo de 10 min, seguido por toracotomia bilateral.</li>
	<li>Misture 0,1 mg/mL de enrofloxacina com água potável do rato durante 7 dias após a cirurgia para prevenir a infecção abdominal ou sepse devido à contaminação fecal, associada com a operação.</li>
</ol>2) colheita anastomótica tecido
<ol><li>Pouco antes da excisão de tecido anastomótica, eutanásia o mouse usando um método humano, aprovado pelo Comité de uso institucional de animais. Nota: Com base na política institucional, nós eutanásia em nossos animais, colocando-os em uma câmara de dióxido de carbono, com 100% infusão de gás de dióxido de carbono em 2 L/min para 5 min antes de executar a toracotomia bilateral.</li>
	<li>Esterilize o abdômen com clorexidina seguida de etanol a 70%.</li>
	<li>Re-entalha a incisão original com uma tesoura afiada. Começar no polo inferior da incisão anterior e estender este corte superiormente ao xifoide (figura 6A).</li>
	<li>Usando a tesoura, corte na camada muscular e depois de entrar no espaço peritoneal, estender o corte a parte superior e inferior da incisão. Tome cuidado para evitar ferir o intestino, ao entrar no abdômen ou interromper a anastomose, como pode haver intestinal aderida à incisão ou anastomótico.</li>
	<li>Cuidadosamente, execute uma rotação visceral medial esquerda expondo o cólon sigmoide reparado (Figura 6B). Provavelmente vai haver aderências do intestino para intestino circundantes a reparação. Suavemente e sem rodeios disse estas aderências longe do local de reparo. Tome muito cuidado para não perturbar a anastomose.<ol>
<li>Identifique o local de reparação, localizando as caudas da sutura de polipropileno usada para a reparação. Usando uma tesoura e começando a 1 cm proximal ao reparo, transecto transversalmente através do cólon descendente. Repita este passo 1cm distal ao local da anastomose.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Remova o segmento sigmoidal agudamente dissecando o cólon do mesentério anexado na borda posterior do cólon com tesoura fina (Figura 7).</li>
	<li>Identificar a borda mesentérica do espécime do cólon e use tesoura fina para cortar ao longo do comprimento da borda mesentérica de forma longitudinal. Isto irá criar uma seção quadrada ou retangular do cólon do provete cilíndrico retirado anteriormente (Figura 8).</li>
	<li>Use uma caneta para demarcar a fronteira antimesentérica do cólon antes da remoção do segmento do cólon. Após a remoção, fazer um corte longitudinal ao longo do comprimento do cólon em frente à marcação. Corrigir, incorporar e cortar o tecido da amostra conforme necessário para histologia e/ou immunostaining.</li>
</ol>

<ol><li>Murrell, Z. A., Stamos, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reoperation+for+anastomotic+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+colon+and+rectal+surgery%22%5BJournal%5D)">Reoperation for anastomotic failure.</a> Clinics in colon and rectal surgery. 19, 213-216 (2006).</li>
<li>Shaban, F., Carney, K., McGarry, K., Holtham, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforated+Diverticulitis%3A+To+Anastomose+or+Not+to+Anastomose%3F+A+Systematic+Review+and+Meta-Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+surgery+%28London%2C+England%29%22%5BJournal%5D)">Perforated Diverticulitis: To Anastomose or Not to Anastomose? A Systematic Review and Meta-Analysis.</a> International journal of surgery (London, England). , (2018).</li>
<li>Chambers, W. M., Mortensen, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+leakage+and+abscess+formation+after+colorectal+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Best+practice%2C+research.+Clinical+gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Postoperative leakage and abscess formation after colorectal surgery.</a> Best practice, research. Clinical gastroenterology. 18, 865-880 (2004).</li>
<li>Ashkanani, F., Krukowski, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgery+-+Oxford+International+Edition%5BTitle%5D)+AND+%22Intestinal+Anastomosis%22%5BJournal%5D)">Surgery - Oxford International Edition.</a> Intestinal Anastomosis. 20, 104-107 (2002).</li>
<li>Raptis, D., Pramateftakis, M. G., Kanellos, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Our+20-year+experience+with+experimental+colonic+anastomotic+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+medicine+and+life%22%5BJournal%5D)">Our 20-year experience with experimental colonic anastomotic healing.</a> Journal of medicine and life. 11, 5-14 (2018).</li>
<li>Pommergaard, H. C., Rosenberg, J., Schumacher-Petersen, C., Achiam, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choosing+the+best+animal+species+to+mimic+clinical+colon+anastomotic+leakage+in+humans%3A+a+qualitative+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22European+surgical+research.+Europaische+chirurgische+Forschung.+Recherches+chirurgicales+europeennes%22%5BJournal%5D)">Choosing the best animal species to mimic clinical colon anastomotic leakage in humans: a qualitative systematic review.</a> European surgical research. Europaische chirurgische Forschung. Recherches chirurgicales europeennes. 47, 173-181 (2011).</li>
<li>Komen, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorectal+anastomotic+leakage%3A+a+new+experimental+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">Colorectal anastomotic leakage: a new experimental model.</a> The Journal of surgical research. 155, 7-12 (2009).</li>
<li>Perry, T., Borowiec, A., Dicken, B., Fedorak, R., Madsen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+ileocolic+bowel+resection+with+primary+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine ileocolic bowel resection with primary anastomosis.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e52106(2014).</li>
<li>Pommergaard, H. C., Achiam, M. P., Rosenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colon+anastomotic+leakage%3A+improving+the+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery+today%22%5BJournal%5D)">Colon anastomotic leakage: improving the mouse model.</a> Surgery today. 44, 933-939 (2014).</li>
<li>Bosmans, J. W. A. M., Jongen, A. C. H. M., Bouvy, N. D., Derikx, J. P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorectal+anastomotic+healing%3A+why+the+biological+processes+that+lead+to+anastomotic+leakage+should+be+revealed+prior+to+conducting+intervention+studies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Colorectal anastomotic healing: why the biological processes that lead to anastomotic leakage should be revealed prior to conducting intervention studies.</a> BMC Gastroenterology. 15, 180(2015).</li>
</ol>

Os autores declaram que eles têm não tem interesses financeiro concorrente.

Existem várias etapas-chave para assegurar o sucesso e minimizar a morbidade/mortalidade associada com este procedimento. Primeiro, certifique-se de tratamento cuidadoso do tecido intestinal e tome cuidado para evitar lesão de tração quando as vísceras para expor os dois pontos de giro. Uma tensão indevida sobre o intestino ou mesentério podem lesão a necrose intestinal intestino ou vasculatura e causa longe do local da anastomose. Além disso, Pinças afiadas ou fórceps com dentes não deve ser usado para lidar com o intes...

Uma altamente temida complicação da anastomose cirúrgica do intestino é anastomótica avaria ou vazamento. Fuga anastomótica, o que provoca o derrame do conteúdo intraluminal na cavidade abdominal, é fatal e pode levar rapidamente a sepse abdominal; taxas de choque variam de 0,3% para 5,5% após a anastomose de intestino e subir para entre 0,5% e 26% para anastomose colônica1,2. Taxas de mortalidade após vazamentos podem ser tão elevadas como 39% devido ao rápido início da sepse e rápida progressão para morte seguindo intraabdominal contaminação3. Estratégias preventivas e as modalidades de tratamento baseiam-se atualmente na fisiopatologia que não é totalmente compreendida.
Atualmente, anastomótica cura é muitas vezes comparada com a cicatrização de feridas cutâneas mais amplamente estudados, que está provando para ser um fac-símile relativamente pobre. Cicatrização ocorre em uma série de fases sobrepostas, começando com a fase de retardo inicial. Durante dias 0-4 após a criação da anastomose intestinal, a fase de retardo é definida por uma resposta inflamatória aguda que limpa a ferida de restos celulares. Em seguida, nos dias 3-4, proliferação fibroblástica e produção de colágeno tipifica a fase fibrophasia. Finalmente, dia 10, depois de um período prolongado de remodelação do colágeno é conhecido como a fase de maturação. É importante notar que força anastomótica é baixa e depende do apoio extrínseco de grampos colocados cirurgicamente ou sutura até que o colágeno é depositado4. Compreender o papel e sincronismo cada camada da parede intestinal desempenha na cicatrização de feridas anastomótica e o envolvimento em tipos de células inflamatória mediada como macrófagos, bem como elucidar marcadores de substituto para prever anastomótica falha ou sucesso poderia reduza significativamente a morbilidade, mortalidade e despesas de saúde do cólon operações5a seguir.
O modelo murino tem demonstrado em estudos anteriores para ser útil em imitando anastomose humana6. Enquanto existem exemplos populares, comprovados e bem estudados o modelo murino Colônico anastomótica, particularmente o método descrito por Komen et al 7, estes modelos favorecem ileocecal ou ascendente colocolonic anastomótica técnicas8. Estudos anteriores de pacientes humanos demonstraram diferença significativa nas taxas de vazamento entre ileocecal, colocolonic e anastomose colorretal, destacando a necessidade de mais modelos experimentais em diferentes localizações anatômicas. Métodos adicionais, popularmente usados visam desenvolver um modelo que intencionalmente cria uma fuga anastomótica, ao invés de elucidar os mecanismos celulares necessários para normal anastomótica ferida cura9. Modelos do rato tem sido tentados no passado, mas têm taxas de deiscência anastomótica e/ou sinais de vazamento (ou seja, formação de abscesso) significativamente mais baixo do que os seres humanos e ratos6,7. Além disso, linhas experimentais mais geneticamente modificadas estão disponíveis em ratos do que ratos. Isto torna o modelo de rato menos útil para um modelo anastomótica. Além disso, suínos e caninos modelos tiveram investigação clínica menos do que o modelo murino6,7.
Propomos um procedimento seguro, tecnicamente simples e rapidamente e facilmente reproduzível para a criação de uma anastomose colônica em um modelo murino que deveria facilitar mais investigação sobre o mecanismo underreported de ferida anastomótica cura10 .

<table><tbody><tr><td>Camundongos C57BL6/J</td><td>Jackson Labs</td><td>#00664&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Absorventes Fisherbrand, 20" x 24"</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Poliforrado Estéril Campo, 18" x 24"</td><td>Busse Hospital Descartáveis</td><td>696</td><td>Corte um buraco retangular&nbsp;</td></tr><tr><td>Isotesia isoflurano</td><td>Henry Schein&nbsp;</td><td>50033</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Almofada de gaze de algodão estéril, 4 "x 4"</td> <td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Pomada oftálmica Puralube petrolato, tubo de 1/8 onças</td><td>Dechra Produtos Veterinários</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Nair creme depilatório</td><td>Igreja e Fornecedor:Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprenorfina&nbsp; 0.3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharma Inc</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr><tr><td>Seringa de insulina de 1 cc, 27&nbsp; G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Shampoo Chloraprep</td><td>Medline</td><td>APL82287</td><td></td></tr><tr><td>Webcol cotonetes de preparação de álcool</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>BioGel PI luvas cirúrgicas</td><td>M&ouml; lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Fórceps com dentes</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura fina - afiada</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Pinça serrilhada reta</td><td>Ferramentas Fine Science</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Chave de agulha Castro-Viejo</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>0,9% Cloreto de sódio Irrigação</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Quente para 37 > C antes de usar seringa</td></tr> de <tr><td>10 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>sutura trançada absorvível Vicryl 4-0, agulha PS-2 de 18</td>", <td>Henry Schein&nbsp;</td><td></td><td></td>6546037</tr><tr><td>Sutura de monofilamento azul 24" Agulha BV-1</td><td>Henry Schein&nbsp;</td><td>8305H</td><td>Geralmente vem com dois braços. Corte a sutura no meio do caminho para gerar duas suturas utilizáveis.</td></tr><tr><td>Microtesoura Cole-Parmer, Grau Padrão, Reta, 4".</td><td>Cole- Parmer</td><td>EW-10818-06</td><td></td></tr><tr><td>Medline Gel lubrificante estéril</td><td>Medline</td><td>MDS032273H</td><td></td></tr></tbody></table>

criação de uma anastomose colônica em ratos

Creation of Colonic Anastomosis in Mice

Anastomose intestinal é comumente realizada em operações eletivas e emergentes. Mesmo assim, anastomótica vazamentos são um altamente temida complicações de cirurgias do cólon e podem ocorrer em até 26% de anastomose cirúrgica, com mortalidade sendo até 39% para pacientes com tal um vazamento. Atualmente, ainda há uma escassez de dados, detalhando os mecanismos celulares de cura anastomótica. Elaboração de estratégias preventivas e modalidades de tratamento para fuga anastomótica poderia ser grandemente potencializado por uma melhor compreensão da cura anastomótica apropriado.
Um modelo murino é ideal como estudos anteriores mostraram que a anastomose murino é o mais clìnica semelhante ao caso humano em comparação com outros modelos animais. Oferecemos um modelo murino facilmente reproduzível de anastomose colônica em ratos que permitirá mais exemplo de cura anastomótica.

7 dias após a cirurgia, a anastomose deve ser bem curada. A anastomose pode ser colhida em pontos de tempo antes e depois de sete dias para melhor ilustrar as fases da cicatrização anastomótica. Na Figura 9, a análise histológica mostra um fibrótico (colágeno visualizado pela coloração tricromo) resposta mediada por músculo liso alfa-actina myofibroblasts positivo. No entanto, achamos que os resultados das análises histológicas variar entre ratos, especificam...

Fuga anastomótica ou avaria após a cirurgia é das principais causas de mortalidade e morbidade pós-operatória. A cirurgia para a criação de uma anastomose colônica é um método confiável e reprodutível para estudar os mecanismos de cicatrização de anastomoses.

Criação de uma anastomose colônica em ratos

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of ...

Este método pode ajudar a responder a perguntas-chave sobre os mecanismos de cura de anastómos colo-colonicos, e pode fornecer um modelo para reduzir as taxas de vazamento anastomóticos e suas consequências potencialmente devastadoras. Nossa técnica oferece um método relativamente simples e reprodutível para a realização de anastomose colo-colonica ou colo-retal em um modelo animal com taxas de vazamento clínico semelhantes aos pacientes humanos. Comece prendendo os membros de um camundongo anestesiado à superfície cirúrgica, e desinfetando o abdômen exposto com clorexidina.Em seguida, coloque uma cortina estéril sobre o animal, e faça uma incisão de pele ao longo da linha média do abdômen inferior para o xifoide. Use fórceps para levantar a linha média da parede abdominal, e tomando cuidado para não ferir as estruturas intra-abdominais incisam o comprimento da fáscia abdominal média. Quando os intestinos estiverem expostos, localize o ceco e o intestino delgado, e gire as vísceras do lado esquerdo medialmente para expor o cólon descendente e sigmoide.Em seguida, cubra as vísceras com gaze úmida e estéril. Cubra uma ponta de sonda sem corte com geleia lubrificante e avance cuidados

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Medicina

Duas técnicas podem ser usadas para estabelecer esse modelo: injeção de uma suspensão de células de câncer na parede cecal ou transplante de um pedaço de tumor subcutâneo para o ceco. Este modelo é útil para estudar a progressão natural do câncer colo-retal e testes de novos agentes terapêuticos contra o câncer colorretal.

Modelo rato ortotópico de câncer colorretal

Este vídeo demonstra a geração de um modelo de alça ileal para estudar a permeabilidade intestinal em um modelo de camundongo. Este método fornece um modelo vivo para entender a função da barreira epitelial e a consequente resposta imune.

Modelo de alça ileal de camundongo: um modelo cirúrgico para estudar a permeabilidade intestinal no camundongo

Neste vídeo, descrevemos um procedimento cirúrgico para gerar alça de cólon proximal de camundongo ou segmento pcLoop seguido de injeção intraluminal de marcadores fluorescentes no segmento para estudar a permeabilidade epitelial intestinal.

Geração do modelo de alça de cólon proximal de camundongo: um procedimento cirúrgico para gerar alça de cólon proximal e medir a permeabilidade intestinal pela detecção de marcadores fluorescentes no soro após injeção intraluminal

Ao longo dos últimos anos, novas endoscópios geração surgiram como importantes auxiliares de pesquisa de diagnóstico para a avaliação de colite murina e tumores colorectais. Apresentamos aqui um protocolo detalhado para a avaliação endoscópica de inflamação e tumores colo-rectal em ratos, bem como um novo sistema de pontuação que utiliza identificadores decimais para documentar a gravidade endoscópico de colite e tumores colorectais.

A colonoscopia flexível em camundongos para avaliar a gravidade da colite e colorretal Tumores Usando um sistema validado endoscópica Scoring

A ressecção ileocólica é comumente realizada em várias doenças humanas; no entanto, pouco se sabe sobre o impacto da ressecção intestinal nas doenças cirúrgicas. Este artigo fornece instruções sobre a execução do procedimento em camundongos com alto sucesso, fornecendo um meio de estudar os efeitos da ressecção ileocólica em modelos de doença.

Murino ileocolic Bowel ressecção com anastomose primária

É apresentado um protocolo para o estabelecimento de um modelo de ratinho geneticamente modificado de câncer colorretal por infecção segmentar adeno-cre e sua vigilância através de colonoscopia de alta resolução.

Um modelo de mouse de engenharia genética de câncer colorretal esporádico

Murino colostomia distal fornece um modelo murino para colite de diversão humana, uma colite linfocítica predominantemente no segmento de cólon excluído do fluxo fecal.

Murino colostomia Distal, um novo modelo de colite de diversão em camundongos C57BL/6

O protocolo apresentado descreve uma remoção cirúrgica facile do apêndice (remendo caecal) em um rato seguido pela indução do cancro colorretal da doença de entranhas inflamatório-associado. Este modelo murino do apendicectomia permite a investigação do papel biológico do apêndice na patogénese da doença gastrintestinal humana.

Modelo de apendicectomia Murina de colite crônica câncer colorretal associado por localização precisa do remendo de Caecal

Função de barreira epitelial intestinal disregulada e respostas imunológicas são marcas de doença inflamatória intestinal que permanecem mal investigadas devido à falta de modelos fisiológicos. Aqui, descrevemos um modelo de alça intestinal de camundongos que emprega um segmento intestinal bem vascularizado e exteriorizado para estudar a permeabilidade mucosa e o recrutamento de leucócitos in vivo.

Avaliação Funcional da Permeabilidade Intestinal e Migração Transepitelial de Neutrófilo em Camundongos usando um Modelo de Laço Intestinal Padronizado

A derivação duodeno-ileal de anastomose única (SADI-S) é um procedimento bariátrico emergente com importantes efeitos metabólicos. Neste artigo, apresentamos um modelo confiável e reprodutível de SADI-S em camundongos.

Modelo de Bypass Duodeno-Ileal de Anastomose Única com Gastrectomia Vertical em Camundongos

Descrevemos um modelo murino de íleo paralítico pós-operatório gerado por manipulação intestinal. A função do trânsito gastrointestinal, as alterações patológicas e a ativação das células imunes foram avaliadas 24 h após a cirurgia.

Modelo Murino de Íleo Pós-Operatório

Aprenda a criar uma anastomose colônica em ratos para estudar mecanismos de cicatrização e prevenção de vazamentos. Este modelo reprodutível imita taxas clínicas humanas e permite pesquisa em camundongos geneticamente modificados.

Criação de uma anastomose colônica em ratos

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