Name: Micronização mecânica de Lipoaspirates para terapia regenerativa (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 2 s
Description: Aprenda a extrair fração vascular estromal de lipoaspirados sem colagenase usando emulsificação mecânica e centrifugação. Este método preserva a matriz extracelular nativa para aplicações em medicina regenerativa e engenharia de tecidos.

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Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de ciência natural da China (81471881, 81601702, 81671931), a Fundação de ciências naturais da província de Guangdong de China (2014A030310155) e a Fundação administrador de Hospital Nanfang (2014B009, 2015Z002, 2016Z010, 2016B001).

Esta pesquisa foi aprovada pelo Comitê de revisão ética em Nanfang Hospital, Guangzhou, China. Tecido adiposo foi coletado de saudáveis doadores que deu consentimento informado por escrito para participar no estudo. Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo Comitê de uso e Nanfang Hospital institucional Cuidado Animal e executados de acordo com as diretrizes da saúde nacional e Conselho de pesquisa médica (China).
1. ECM/SVF-gel de preparação
<ol><li>Gordura de colheita.<ol>
<li>Realizar a lipoaspiração em um ser humano com uma cânula de 3 mm multiporta, que contém vários buracos do lado afiado de 1 mm de diâmetro, -0,75 atm de pressão de sucção.</li>
		<li>Recolha 200 mL de lipoaspirates em um saco estéril.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Prepare-se gordura de Coleman.<ol>
<li>Transferir o lipoaspirates para quatro tubos de 50 mL e permitir que a gordura colhida ficar parado por 10 min.</li>
		<li>Coletar a gordura na camada superior em dois tubos de 50 mL, usando uma pipeta de ponta em toda a transferir e descartar a parte líquida na camada inferior.</li>
		<li>Usando tubos de 50 mL, centrifugate a camada de gordura a 1.200 x g , à temperatura ambiente (RT) por 3 min.</li>
		<li>Defina a camada superior (cerca de 80 mL) como gordura de Coleman.</li>
		<li>Transfira o superior 2/3 da gordura Coleman para um tubo de 20 mL, usando uma pipeta de ponta em todo o e definir esta parte como gordura de baixa densidade.</li>
		<li>O 1/3 inferior da Coleman gordura e traslado para outro tubo de 20ml usando uma pipeta de ponta em todo o e definir esta parte como gordura de alta densidade.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Produzir ECM/SVF-gel de baixa densidade de gordura.<ol>
<li>Usando duas seringas de 20 mL, conectadas por um conector de Luer-Lock fêmea-fêmea (com um diâmetro interno de 2,4 mm) para intershift de 20 mL de gordura de baixa densidade.</li>
		<li>Manter a velocidade de deslocamento estável (a 20 mL/s) e repita para 6 x 8 x.</li>
		<li>Centrifugate a mistura a 2.000 x g em RT por 3 min.</li>
		<li>Recolha a porção de óleo na parte superior em um tubo de 10 mL, usando uma pipeta de ponta em todo o no RT para utilização posterior.</li>
		<li>Coletar a substância pegajosa na camada média, o que é ECM/SVF-gel (Figura 1A), usando uma pipeta de ponta larga e descarte o líquido na camada inferior.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Produzir ECM/SVF-gel de alta densidade de gordura.<ol>
<li>Adicione 5 mL de óleo (coletado da etapa 1.3.4) para 15 mL de gordura de alta densidade.</li>
		<li>Intershift a gordura mista entre seringas 6 x 8 x até um flocular é observado dentro da emulsão.</li>
		<li>Centrifugate a mistura a 2.000 x g em RT por 3 min.</li>
		<li>Descarte a porção de óleo na parte superior.</li>
		<li>Coletar a substância pegajosa na camada média (ECM/SVF-gel) usando uma pipeta de ponta em todo o e descarte o líquido na camada inferior.</li>
		<li>Misture o ECM/SVF-gel da escadaria 1.3.5 e 1.4.5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. nu Mouse modelo de enxerto de ECM/SVF-gel
<ol><li>Anestesiar os camundongos (8 semanas velho, do sexo feminino) com isoflurano (1-3%) anestesia por inalação em uma sala de operação de animais.</li>
	<li>Transferi o ECM/SVF-gel para uma seringa de 1 mL.</li>
	<li>Conecte a seringa de 1 mL com uma cânula romba de infiltração.</li>
	<li>Inserir a cânula por via subcutânea em cada flanco do mouse.</li>
	<li>Injete 0,3 mL do ECM/SVF-gel.</li>
</ol>3. tecido colheita na 3, 15 e 90 dias após a injeção de ECM/SVF-gel
<ol><li>Anestesiar os ratos com isoflurano (1-3%) anestesia por inalação.</li>
	<li>Sacrifica os ratos pelo método de deslocamento cervical.</li>
	<li>Fazer uma incisão na linha média da pele dorsal do mouse com uma tesoura cirúrgica.</li>
	<li>Dissecar e colher os enxertos de gordura em ambos os lados do rato. Incorpore os enxertos de gordura no paraformaldeído 4% em RT durante a noite.</li>
	<li>Desidratar o tecido em concentrações crescentes de álcool etílico: etanol a 70%, duas alterações, 1 h cada; 80% de etanol, uma mudança, 1 h; etanol a 95%, uma mudança, 1 h; 100% de etanol, três alterações, 1,5 h cada; xileno, três alterações, 1,5 h cada.</li>
	<li>Infiltre o tecido com cera de parafina (58-60 ° C), duas alterações, 2h cada.</li>
	<li>Incorpore o tecido em blocos de parafina. Seções de corte em uma espessura de cerca de 4 µm e colocá-los em slides.</li>
</ol>4. hematoxilina e eosina coloração
<ol><li>Deparaffinize os slides de bloco de parafina mergulhando-os em xilol I, II e III (10 min cada).</li>
	<li>Hidratar as secções de tecido, passando-os através de diminuir as concentrações (100%, 100%, 95%, 80%, 70%) de banhos de etanol por 3 min cada.</li>
	<li>Enxague as seções de tecido em água destilada (5 min).</li>
	<li>Mancha os cortes histologicos em hematoxilina por 5 min.</li>
	<li>Enxagúe as seções de tecido em água corrente por 20 min. Decolorize em álcool ácido 1% (1% HCl em álcool a 70%) para 5 s. enxaguar em água corrente, até as seções são azuis novamente.</li>
	<li>Adicionar duas a três gotas de corante eosina Y diretamente sobre os slides com uma pipeta e deixe a tinta por 10 min.</li>
	<li>Lave as lâminas em água da torneira por 15 min.</li>
	<li>Desidratar os slides em aumentar as concentrações (70%, 80%, 95%, 100%, 100%) de etanol por 3 min cada.</li>
	<li>Limpe os slides em xilol I e II por 5 min cada.</li>
	<li>Monte as lâminas em meios de montagem.</li>
</ol>5. imunofluorescência coloração
<ol><li>Deparaffinize os cortes histologicos em xilol I, II e III (5 min cada).</li>
	<li>Hidratar as secções de tecido, passando-os através de diferentes concentrações (100%, 100%, 95%, 95%, 70%) de banhos de álcool para 3 min cada.</li>
	<li>Incube as secções em solução 3% H2O2 em metanol em RT por 10 min.</li>
	<li>Lave os slides 2 x com água destilada, 5 min cada.</li>
	<li>Solte os slides em uma cesta de slide. Adicione 300 mL de 10 mM de tampão citrato (pH 6,0) e a incubar em 95-100 ° C por 10 min.</li>
	<li>Legal os slides em RT por 20 min.</li>
	<li>Lave os slides 2 x com tampão fosfato salino (PBS), 5 min cada.</li>
	<li>Adicione 100 µ l de soro bovino fetal de 10% sobre as guias e incubá-los numa câmara umidificada no RT por 1h.</li>
	<li>Incube as secções com solução de anticorpo primário (cobaia anti-rato Perilipin, 1: 400) a 4 ° C durante a noite.</li>
	<li>Enxágue as lâminas com PBS 3 x, 5 min cada.</li>
	<li>Incubar as secções com solução de anticorpo secundário (IgG de cabra anti-Guiné porco-488) por 2 h no RT</li>
	<li>Enxágue as lâminas com PBS 3 x, 5 min cada.</li>
	<li>Limpe a água ao redor da seção com papel de tecido limpo.</li>
	<li>Caem ′ 4, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) e Alexa Fluor 488-conjugado isolectin o círculo para cobrir a seção no slide.</li>
	<li>Montar as lamelas e deixe-os secar no escuro.</li>
	<li>Observe os slides com um microscópio fluorescente.</li>
</ol>

<ol><li>Bateman, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Fat+to+Fight+Disease%3A+A+Systematic+Review+of+Non-Homologous+Adipose-Derived+Stromal%2FStem+Cell+Therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Using Fat to Fight Disease: A Systematic Review of Non-Homologous Adipose-Derived Stromal/Stem Cell Therapies.</a> Stem Cells. 36 (9), 1311-1328 (2018).</li>
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<li>Tonnard, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofat+grafting%3A+basic+research+and+clinical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Nanofat grafting: basic research and clinical applications.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (4), 1017-1026 (2013).</li>
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<li>Yao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+Stromal+Vascular+Fraction+Gel+Grafting%3A+A+New+Method+for+Tissue+Volumization+and+Rejuvenation%5BTitle%5D)+AND+%22Dermatologic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Adipose Stromal Vascular Fraction Gel Grafting: A New Method for Tissue Volumization and Rejuvenation.</a> Dermatologic Surgery. 44 (10), 1278-1286 (2018).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Long-Term+Volume+Retention+of+Stromal+Vascular+Fraction+Gel+Grafting+with+Enhanced+Angiogenesis+and+Adipogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved Long-Term Volume Retention of Stromal Vascular Fraction Gel Grafting with Enhanced Angiogenesis and Adipogenesis.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (5), 676-686 (2018).</li>
<li>Sun, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+stem+cell-derived+exosomes+in+tissue+engineering+and+neurological+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+the+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Applications of stem cell-derived exosomes in tissue engineering and neurological diseases.</a> Reviews in the Neurosciences. 29 (5), 531-546 (2018).</li>
<li>Allen, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Grading+lipoaspirate%3A+is+there+an+optimal+density+for+fat+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Grading lipoaspirate: is there an optimal density for fat grafting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (1), 38-45 (2013).</li>
<li>Qiu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+Centrifuged+Lipoaspirate+Fractions+Suitable+for+Postgrafting+Survival%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Identification of the Centrifuged Lipoaspirate Fractions Suitable for Postgrafting Survival.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 137 (1), 67-76 (2016).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Terapia regenerativa baseada em células-tronco tem mostrado um grande benefício potencial em diferentes doenças. ASCs são excelentes candidatos terapêuticos porque eles são fáceis de obter e ter a capacidade de reparação tecidual e a regeneração de novos tecidos15. No entanto, existem limitações para expandir sua aplicação clínica, pois requer procedimentos complicados para isolar as células e colagenase para processamento6. Assim, é essencial desenvolver uma técnica simple...

Terapias de células-tronco fornecem uma mudança de paradigma para a regeneração e reparação tecidual para que eles possam oferecer um regime terapêutico alternativo para várias doenças1. Células-tronco (por exemplo, as células-tronco pluripotentes induzidas e células-tronco embrionárias) têm um grande potencial terapêutico, mas são limitadas devido ao regulamento de célula e considerações éticas. Adiposo-derivados mesenquimais estromais/células-tronco (ASCs) são fáceis de obter do lipoaspirates e não sujeitos às mesmas restrições; assim, tornou-se um tipo de célula ideal para medicina regenerativa prática2. Além disso, eles são nonimmunogenic e têm recursos abundantes de gordura autóloga3.
Atualmente, ASCs são obtidos principalmente por mediada por colagenase digestão do tecido adiposo. A fração vascular do estroma (SVF) do tecido adiposo contém células progenitoras endoteliais ASCs, pericitos e células do sistema imunológico. Embora a obtenção de uma elevada densidade de SVF/ASCs enzimaticamente foi mostrado para ter efeitos benéficos, a legislação em vários países estritamente regula a aplicação clínica dos produtos à base de célula usando colagenase4. Digerir o tecido adiposo com colagenase por 30 min a 1 h para obter as células SVF aumenta o risco de ambos material exógeno na preparação e contaminação biológica. A cultura aderente e a purificação de ASCs, que leva dias para semanas, exigem equipamentos laboratoriais específicos. Além disso, na maioria dos estudos, células SVF e ASCs são usados em suspensão. Sem a proteção da matriz extracelular (ECM) ou outra transportadora, células livres são vulneráveis, causar uma retenção de pobre célula após a injeção e comprometer o resultado terapêutico de5. Todas estas razões limitam a aplicação adicional de terapia com células tronco.
Para obter o ASCs do tecido adiposo sem digestão mediada por colagenase, vários procedimentos de processamento mecânico, incluindo a centrifugação, mecânica, picar, ralar, reduzir a puré e picagem, têm sido desenvolvidos6,7 , 8 , 9. esses métodos são pensados para condensar o tecido e ASCs por perturbar mecanicamente adipócitos maduros e suas vesículas contendo óleo. Além disso, estas preparações, contendo altas concentrações de ASCs, mostraram considerável potencial terapêutico como medicina regenerativa em animal modelos8,9,10.
Em 2013, et al . Tonnard introduziu o nanofat enxertia técnica, que envolve produzindo emulsionado lipoaspirates por intersyringe11de processamento. A força de corte criada por intersyringe deslocando seletivamente pode quebrar adipócitos maduros. Baseado em seus findings, desenvolvemos um método de processamento puramente mecânico que remove a maioria dos lipídios e fluido no lipoaspirates, deixando apenas as células SVF e ECM fracionada, o que é ECM/SVF-gel12. Aqui, descrevemos os detalhes do processo mecânico de humanos-derivadas de tecido adiposo para produzir o ECM/SVF-gel.

<table><tbody><tr><td>Sondas Moleculares</td> <td>Alexa Fluor 488-conjugadas isolectina GS-IB4</td><td>I21411</td><td></td></tr><tr><td>perilipina anti-rato para porquinhos-da-índia</td><td>Progen</td><td>GP29</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermofisher</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>pipeta de ponta larga</td><td>Celltreat</td><td>229211B</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio confocal&nbsp;</td><td>Leica&nbsp;</td><td>TCS SP2</td><td></td></tr><tr><td>nu bonito&nbsp;</td><td>Southern Mdical University</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>microscópio óptico</td><td>Olympus</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de 50 mL</td><td>Cornig</td><td>430828</td><td></td></tr><tr><td>saco estéril</td><td>Laishi</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>micrótomo</td><td>Leica&nbsp;</td><td>Centrífuga CM1900</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Heraus</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

micronização mecânica de lipoaspirates para terapia regenerativa

Mechanical Micronization of Lipoaspirates for Regenerative Therapy

Fração de vascular do estroma (SVF) tornou-se uma ferramenta regenerativa para várias doenças; no entanto, a legislação estritamente regula a aplicação clínica dos produtos de célula usando a colagenase. Aqui, apresentamos um protocolo para gerar uma mistura injectável de células SVF e nativo da matriz extracelular do tecido adiposo, por um processo puramente mecânico. Lipoaspirates são colocar em uma centrífuga e girou a 1.200 x g durante 3 min. A camada média é coletada e separada em duas camadas (alta densidade de gordura na parte inferior) e baixa densidade de gordura na parte superior. A camada superior é diretamente emulsionada deslocando-se intersyringe, a uma taxa de 20 mL/s para 6 x 8 x. A gordura emulsionada é centrifugada a 2.000 x g durante 3 min, e a substância pegajosa sob a camada de óleo é coletada e definida como a matriz extracelular (ECM) / SVF-gel. O óleo sobre a camada superior é coletado. Cerca de 5 mL de óleo é adicionado à 15 mL de gordura de alta densidade e emulsionado deslocando-se intersyringe, a uma taxa de 20 mL/s para 6 x 8 x. A gordura emulsionada é centrifugada a 2.000 x g durante 3 min, e a substância pegajosa é também ECM/SVF-gel. Após o transplante do ECM/SVF-gel em camundongos, o enxerto é colhido e avaliado através do exame histológico. O resultado mostra que este produto tem o potencial para se regenerar em tecido adiposo normal. Este procedimento é um procedimento de dissociação mecânica simples, eficaz para condensar as células SVF incorporadas em sua natural apoio ECM para fins regenerativos.

Depois de processar a gordura Coleman para ECM/SVF-gel, o volume de óleo descartado ocupa 80% do volume final, e apenas 20% do tecido adiposo, preservado sob a camada de óleo é considerado como ECM/SVF-gel (Figura 1A). ECM/SVF-gel tem uma textura suave do líquido, como que lhe permite passar por uma agulha fina de 27 G; no entanto, Coleman gordura é composta de uma estrutura integral adiposa com grandes fibras e só pode ir através de uma cânu...

Aqui, apresentamos um protocolo para obter a fração vascular do estroma do tecido adiposo através de uma série de processos mecânicos, que incluem emulsificação e múltiplas centrifugações.

Micronização mecânica de Lipoaspirates para terapia regenerativa

Stromal vascular fraction (SVF) has become a regenerative tool for various diseases; however, legislation strictly regulates the clinical application of ...

A obtenção de frações vasculares estromes, ou SVFs, de lipoaspiratas requer digestão com colagemnase, o que aumenta o risco de contaminação biológica. Uma melhor maneira de obter SVF sem colagemnase deve ser desenvolvida. Essas técnicas nos permitem obter o SVF em sua matriz extracelular nativa através de um simples processo mecânico.Demonstrando o procedimento será Xihang Chen, um estudante de pós-graduação do nosso laboratório. Após a obtenção das amostras de gordura, transfira os lipoaspiratas em um tubo de 50 mililitros e permita que a gordura colhida se equilibre por 10 minutos. Em seguida, use uma pipeta de ponta larga para puxar a gordura da camada superior do tubo em um novo tubo de 50 mililitros e girar a gordura por centrifugação.A camada superior do tubo é a fração de gordura Coleman. Transfira o 2/3 superior da gordura Coleman para um novo tubo de 15 mililitros. Esta porção é considerada a gordura de baixa densidade.Transfira o terço inferior da gordura Coleman para um segundo tubo de 15 mililitros. Esta porção é considerada a gordura de alta densidade. Para produzir um gel de fração vascular estromânico de matriz extracelular a partir da gordura de baixa densidade, use duas seringas de 20 mililitros conectadas por uma fêmea para o conector de trava de luer feminino para intershiftar 10 mililitros da gordura de baixa densidade.Este é o passo chave para destruir adipócitos. A velocidade e o tempo que o deslocamento da intersinge é realizado contribui para a qualidade do produto final. Após a última sessão intershift, colete a gordura por centrifugação e transfira a camada superior de óleo para um tubo de 15 mililitros.Em seguida, transfira a pegajosa matriz extracelular de camada de gel de fração vascular estromida em um novo tubo cônico de 15 mililitros. Para produzir um gel de fração vascular estromânica de matriz extracelular a partir da gordura de alta densidade, adicione dois mililitros da fração de óleo de baixa densidade a cinco mililitros da amostra de gordura de alta densidade. Intershifte a gordura mista como demonstrado até que um floculato seja observado dentro da emulsão.Colete o floculado por centrifugação e descarte a camada superior de óleo. Em seguida, colete a camada média pegajosa e misture esta fração com a amostra de gel de fração vascular estrobosômica de matriz extracelular de baixa densidade. Depois de processar a gordura Coleman para gel de fração vascular estromânica de matriz extracelular, o volume de óleo descartado ocupa 80% do volume final, e apenas 20% do tecido adiposo preservado sob a camada de óleo é considerado como gel de fração vascular estromático da matriz extracelular.O gel de fração vascular estromânea da matriz extracelular tem uma textura líquida lisa que permite que ele passe por uma agulha fina de calibre 27. No entanto, a gordura Coleman é composta por uma estrutura adiposa integral com fibras grandes que só podem passar por uma cânula de calibre 18. No terceiro dia após o transplante, aparecem um grande número de pequenos pré-adipócitos com múltiplas gotículas lipídicas intracelulares, tecido conjuntivo bem vascularizado e células inflamatórias infiltradas.A partir do dia 15, o número de células inflamatórias começa a reduzir gradualmente, e os adipócitos começam a amadurecer. Até o dia 90, a maior parte do tecido conjuntivo vascularizado nos enxertos foi substituída por adipócitos maduros. Os enxertos de gel de fração vascular estrobosômica da matriz extracelular também contêm alguns adipócitos positivos perilipin três dias após o transplante, com pequenos pré-adipócitos, com múltiplas gotículas lipídicas intracelulares começando a aparecer no dia 15.Em cada campo do dia 90 seções de enxerto de gel de fração vascular estrobomatos de matriz extracelular exibem numerosos adipócitos positivos perilipin e vasos sanguíneos recém-formados. A citometria de fluxo pode ser realizada para determinar a população celular no produto. E a microscopia eletrônica de varredura pode ser realizada para visualizar a microestrutura do produto.Esta técnica fornece um método simples para cirurgiões e pesquisadores obterem um produto com alta concentração de células SVF com fibras matriciais extracelulares nativas do tecido adiposo.

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Este protocolo descreve o isolamento de derivadas de tecido adiposo a partir de células do estroma lipoaspirado e a criação de um defeito de 4 milímetros de tamanho crítico calvária em avaliar a regeneração óssea.

Reparação de um modelo de defeito crítico porte calvária Usando derivadas de tecido adiposo células do estroma colhidas lipoaspirado

Em 2001, pesquisadores da UCLA descreveu o isolamento de uma população de células-tronco adultas, chamadas células-tronco derivadas de tecido adiposo ou ASC, a partir de tecido adiposo. Este artigo descreve o isolamento de ASC de lipoaspirates usando, um protocolo de digestão enzimática manual utilizando colagenase.

Isolamento manual de células-tronco adiposo-derivadas de Lipoaspirates Humanos

Linfonodos são os tecidos imunológicos que orquestram a resposta imune e são um alvo crítico para as vacinas. Os biomateriais têm sido empregados para melhor direcionar linfonodos e controlar a entrega de antígenos ou adjuvantes. Este artigo descreve uma técnica que combina essas ideias para injetar partículas de polímeros biocompatíveis em linfonodos.

Injeção de linfonodo intra-linfático de partículas de polímeros biodegradáveis

Aqui, apresentamos um protocolo para produzir uma tecido adiposo-derivado do estroma vascular fração e sua aplicação para melhorar as funções de joelho Regenerando o tecido da cartilagem, como em pacientes humanos com osteoartrite.

Protocolo clínico de produzir tecido adiposo-derivado do estroma Vascular fração para a regeneração da cartilagem potenciais

A divulgação precisa de métodos e protocolos é crucial para a absorção em larga escala de terapias com células-tronco. Aqui, apresentamos um protocolo para isolar células regenerativas derivadas de adipose, usadas para uma única injeção intracavernósia como tratamento de disfunção erétil (ED) após prostatectomia radical (RP).

Isolamento de células regenerativas derivadas de adipose para o tratamento da disfunção erétil após a prostatectomia radical

Aqui, nós apresentamos o tecido adiposo humano microfragmentação enzima-livre usando um dispositivo fechado do sistema. Este novo método permite a obtenção de aglomerados de submilímetro de tecido adiposo adequado para transplante in vivo, cultura in vitro e maior isolamento e caracterização celular.

Micro-fragmentação do tecido adiposo humano para a caracterização do Phenotyping e do Secretome da pilha

O presente protocolo descreve uma metodologia aprimorada para o isolamento de ADSC, resultando em um tremendo rendimento celular com ganho de tempo em comparação com a literatura. Este estudo também fornece um método simples para a obtenção de um número relativamente grande de células viáveis após a crioppreservação a longo prazo.

Técnica para obtenção de células-tronco mesenquimais a partir da caracterização do tecido adiposo e da fração vascular estromal em criopreservação a longo prazo

A fração vascular estromal isolada mecanicamente (SVF) em combinação com um hidrogel de fibrina oferece um transportador fácil e eficiente para células estromais derivadas de tecido adiposo viáveis para várias indicações, incluindo engenharia de tecidos e/ou fins de cicatrização de feridas. Aqui, apresentamos a preparação de uma construção mecânica de SVF (mSVF)-hidrogel de fibrina para pesquisa translacional e aplicação clínica.

A combinação de fração vascular estromal isolada mecanicamente e hidrogel de fibrina: um protocolo de processamento

Aqui, apresentamos um protocolo que pode transformar o tecido adiposo autólogo em várias substâncias componentes adiposas com diferentes propriedades e funções físico-químicas.

Fracionamento inovador de tecido adiposo para transformar gordura em componentes especializados

Esse protocolo descreve a fabricação de adesivos de microagulha solúveis que incorporam nanomicelles de α-lactalbumina carregadas com capsaicina. O método oferece uma abordagem reprodutível e minimamente invasiva para a entrega transdérmica direcionada de bioativos hidrofóbicos ao tecido adiposo, facilitando uma redução eficiente de gordura local e potencialmente expandindo aplicações no manejo da obesidade.

Fabricação de Adesivos Microagulhas Soluvíveis Carregados com Nanomicelles α-Lactalbumina para entrega transdérmica de capsaicina e redução de tecido adiposo

Aprenda a extrair fração vascular estromal de lipoaspirados sem colagenase usando emulsificação mecânica e centrifugação. Este método preserva a matriz extracelular nativa para aplicações em medicina regenerativa e engenharia de tecidos.

Micronização mecânica de Lipoaspirates para terapia regenerativa

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